Artykuł metodologiczny

Obrazowanie molekularne organoidów ludzkiego mózgu z wykorzystaniem spektrometrii mas

1.7K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/66997

⸱

27 września 2024

 ,  ,  , 
1Department of Pediatrics -Neurology, Baylor College of Medicine, 2Jan and Dan Duncan Neurological Research Institute, Texas Children's Hospital, 3Department of Pathology & Immunology, Baylor College of Medicine, 4Center for Drug Discovery, Baylor College of Medicine, 5Department of Neuroscience, Baylor College of Medicine

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

Opracowano zaawansowaną metodę obrazowania organoidów mózgowych za pomocą spektrometrii mas (MSI), która pozwala na mapowanie rozkładów metabolitów w tych modelach. Technologia ta oferuje wgląd w szlaki metaboliczne mózgu i sygnatury metabolitów we wczesnym okresie rozwoju i choroby, obiecując głębsze zrozumienie funkcji ludzkiego mózgu.

Streszczenie

Modele organoidów mózgu służą jako potężne narzędzie do badania rozwoju i funkcji ludzkiego mózgu. Obrazowanie metodą spektrometrii mas (MSI), najnowocześniejsza technologia, pozwala nam mapować przestrzenny rozkład różnych cząsteczek, takich jak lipidy, cukry, aminokwasy, leki i ich metabolity w tych organoidach, a wszystko to bez potrzeby stosowania specjalnych sond molekularnych. Wysokiej jakości dane MSI zależą od skrupulatnego przygotowania próbki. Utrwalacze odgrywają kluczową rolę, ale konwencjonalne opcje, takie jak aldehyd glutarowy, paraformaldehyd i kriokonserwacja, takie jak sacharoza, mogą nieumyślnie wpływać na metabolity tkankowe. Optymalne utrwalenie pociąga za sobą błyskawiczne zamrażanie w ciekłym azocie. Jednak w przypadku małych organoidów bardziej odpowiednim podejściem jest przeniesienie organoidów bezpośrednio z inkubatora do ogrzanego roztworu do zatapiania, a następnie zamrożenie w etanolu chłodzonym suchym lodem. Kolejnym krytycznym krokiem jest osadzanie przed kriosekcją, która również wymaga materiałów kompatybilnych z MSI, ponieważ tradycyjne opcje mogą zakłócać osadzanie i jonizację matrycy. W tym miejscu przedstawiono zoptymalizowany protokół dla organoidów ludzkiego mózgu o wysokiej rozdzielczości MALDI-MSI, obejmujący przygotowanie próbki, sekcję i obrazowanie przy użyciu spektrometrii mas. Metoda ta pokazuje rozkład molekularny małych metabolitów, takich jak aminokwasy, z dużą dokładnością masy i czułością. W związku z tym, w połączeniu z uzupełniającymi badaniami organoidów mózgowych, może pomóc w wyjaśnieniu złożonych procesów rządzących wczesnym rozwojem mózgu, trajektoriami losu komórek metabolicznych i charakterystycznymi sygnaturami metabolitów. Co więcej, zapewnia wgląd w dokładne lokalizacje cząsteczek w organoidzie, wzbogacając naszą wiedzę na temat organizacji przestrzennej trójwymiarowych modeli organoidów mózgu. Wraz z postępem w tej dziedzinie przewiduje się rosnącą liczbę badań wykorzystujących MSI do zagłębiania się w organoidy mózgowe i złożone systemy biologiczne, pogłębiając w ten sposób zrozumienie metabolicznych aspektów funkcjonowania i rozwoju ludzkiego mózgu.

Wprowadzenie

Modele organoidowe, pochodzące z pierwotnych komórek macierzystych tkanki, embrionalnych komórek macierzystych lub indukowanych pluripotencjalnych komórek macierzystych (iPSC)1,2,3 prowadzą zaawansowane badania w dziedzinie biologii człowieka, oferując trójwymiarowe modele, które ściśle naśladują funkcje specyficzne dla narządów, pomagając w badaniu rozwoju człowieka, mechanizmów chorobowych i odkrywania leków4,5. W tym kontekście, odkrycie zawiłości organoidów mózgowych jest kluczowe dla zrozumienia zarówno fizjologicznego, jak i patologicznego rozwoju mózgu6,7, wymagające technologii, takich jak obrazowanie metodą spektrometrii mas (MSI)8,9. MSI, w odróżnieniu od tradycyjnej spektrometrii mas, umożliwia bezpośrednie, bezznacznikowe mapowanie setek do tysięcy biomolekuł w jednym przekroju tkanki, zapewniając szczegółowy wgląd w przestrzenny rozkład cząsteczek - takich jak lipidy, peptydy, aminokwasy, leki i ich metabolity - bez potrzeby stosowania specjalnych sond molekularnych10,11. Co więcej, obrazy molekularne MSI mogą być rejestrowane na odcinkach histologicznych i barwionych immunologicznie, zapewniając kompleksowy wgląd w morfologię tkanki, specyficzność komórek i zawartość molekularną.

MSI jest bardzo obiecujące dla badań nad organoidami, oferując wgląd w molekularne podstawy chorób, zależności genetyczno-fenotypowe i reakcje na bodźce środowiskowe12,13,14,15. W przemyśle farmaceutycznym MSI ułatwia analizy wchłaniania, dystrybucji, metabolizmu i eliminacji leków w modelach przedklinicznych11,16. Ponadto pomaga w rozwiązywaniu ich biotransformowanych metabolitów, które mogą być farmakologicznie aktywne17.

Wśród metod MSI przeważają desorpcja/jonizacja laserowa wspomagana matrycą (MALDI), jonizacja elektrorozpylaniem desorpcji (DESI) oraz spektrometria mas jonów wtórnych (SIMS)9,18,19,20,21. Spośród nich MALDI-MSI wyróżnia się wszechstronnością, szerokim zakresem masy, możliwościami bezpośredniej analizy i kompatybilnością z różnymi związkami chemicznymi specyficznymi dla tkanki22. Jednak pomimo swojego potencjału, zastosowanie MALDI-MSI w badaniach nad organoidami mózgowymi pozostaje niedostatecznie zbadane. Aby wypełnić tę lukę, wprowadzono dostosowany protokół do analizy organoidów mózgowych w wysokiej rozdzielczości MALDI-MSI (HR-MALDI-MSI) w celu optymalizacji zachowania tkanek, selekcji matryc i warunków obrazowania, zapewniając niezawodne pozyskiwanie danych wysokiej jakości15. Ten szczegółowy protokół prezentuje możliwości HR-MALDI-MSI w zakresie zapewnienia naukowcom dodatkowego arsenału do wykorzystania mocy tej technologii do badania metabolicznego krajobrazu organoidów w niespotykanych dotąd szczegółach.

Protokół

Ogólne przepełnienie protokołu jest przedstawione w Rysunek 1. Szczegółowe informacje na temat odczynników i sprzętu użytego w badaniu są wymienione w Tabeli Materiałów.

1. Przygotowanie sekcji organoidów mózgowych

  1. Przygotuj organoidy mózgowe (o wielkości 2-3 mm, gdy osiągną 30-60 dni w hodowli) z indukowanych pluripotencjalnych komórek macierzystych (iPSC) zgodnie z wcześniej opublikowanymi raportami23,24 i zbierz je w wybranym czasie, używając końcówek o szerokim otworze.
    1. Przygotowane organoidy przemyć trzykrotnie 1x solą fizjologiczną buforowaną fosforanami (DPBS) firmy Dulbecco bez CaCl2 i MgCl2 w temperaturze pokojowej w celu przepłukania pożywki, a następnie bardzo szybko wodą destylowaną o temperaturze pokojowej w celu wypłukania wszelkich soli z DPBS.
  2. Przygotować 10% roztwór żelatyny z zimnej skóry ryby, mieszając i podgrzewając żelatynę (10 mg w 100 ml DPBS) w temperaturze 70-80 °C przez 2 godziny, następnie przenieść roztwór do inkubatora o temperaturze 37 °C na 30 minut w celu usunięcia pęcherzyków i wyrównać do temperatury inkubatora, w którym hodowano organoidy.
    UWAGA: Zaleca się przygotowanie żelatyny na świeżo do każdego eksperymentu, ale w razie potrzeby można ją stosować do 1 tygodnia (przechowywać w temperaturze 4 °C). Żelatyna zestala się w temperaturze pokojowej i musi zostać podgrzana przed użyciem jako roztwór do zatapiania, aby stała się płynna.
  3. Przygwoźdź organoid w środku plastikowej formy (25 mm x 20 mm x 5 mm) za pomocą małej końcówki pipety i delikatnie wlej 10% roztwór do zatapiania żelatyny do formy, aż organoid zostanie całkowicie zanurzony (pleśń powinna być wypełniona w przybliżeniu do połowy).
    1. Umieść formę na szalce Petriego na suchym lodzie zawierającym zimny 100% etanol, aby szybko ją zamrozić (1-2 min). Po całkowitym zamrożeniu, o czym świadczy zmiana koloru na jednolicie biały, wyjmij blok organoidowo-żelatynowy z szalki Petriego, zawiń go w folię aluminiową lub umieść w blaszanym kubku, szczelnie zamkniętym, aby zapobiec zagęszczeniu wody, i przechowuj w temperaturze -80°C do momentu przygotowania do kriosekcji.
  4. W celu kriosekcji należy umieścić plastikowe bloki zawierające organoidy w komorze kriogenicznej w temperaturze od -20 °C do -25 °C na 10-15 minut, aby zrównoważyć się z temperaturą komory. Pokrój organoidy na sekcje o wielkości 14 μm za pomocą kriotomu i rozmrażaj na szkiełkach szklanych pokrytych tlenkiem indu i cyny (ITO) dla MSI.
  5. Albo natychmiast zeskanuj strukturalnie jednorodne skrawki w spektrometrze mas, albo zamknij je w pojemniku i przechowuj w temperaturze -80°C do późniejszych badań.

2. Przygotowanie i zastosowanie matrycy dla MALDI-MSI

  1. W przypadku MALDI-MSI spryskaj szkiełka i pokryj skrawki tkanki matrycą, związkiem organicznym, który pomaga jonizować różne metabolity25. Do obrazowania różnych gatunków cząsteczek stosuje się różne matryce; Dlatego najpierw należy wybrać najbardziej odpowiednią matrycę do badania.
    UWAGA: Badanie to koncentrowało się na lokalizacji i dystrybucji małych metabolitów i aminokwasów związanych z mitochondrialnymi szlakami metabolicznymi, a matryca została odpowiednio dobrana (w celu mapowania lipidów patrz Cappuccio i wsp.)15.
  2. Po pierwsze, po wyjęciu szkiełek ITO z temperatury -80 °C, należy natychmiast umieścić szkiełko w eksykatorze na 20 minut, aby zminimalizować kondensację wody atmosferycznej na powierzchniach.
  3. Przygotować dichlorowodorek N-(1-naftylo)etylenodiaminy (NEDC), który jest odpowiednią matrycą dla małych metabolitów, ponieważ daje silny sygnał interesującego analitu bez zakłócania sygnałów tła poniżej m/z 500 Da26. Rozpylić 10 mg/ml roztworu NEDC w 70% metanolu na skrawki organoidów po wysuszeniu szkiełka za pomocą podgrzewanego opryskiwacza pneumatycznego.
  4. Ustaw parametry opryskiwacza matrycowego w następujący sposób: temperatura dyszy = 75 °C, prędkość dyszy = 1 250 mm/min, natężenie przepływu pompy = 100 μL/min, liczba przejść = 8, rozstaw ścieżek = 2,5 mm, natężenie przepływu gazu 3 l/min, czas suszenia = 10 s i ciśnienie azotu 10 psi.

3. Oprzyrządowanie MALDI-MSI

  1. Aby uzyskać platformę MALDI-MSI o wysokiej rozdzielczości do wizualizacji metabolitów organoidów mózgowych, należy zamontować źródło jonów MALDI z dwujonowym interfejsem lejkowym do spektrometru masowego.
  2. Użyj podłączonego lasera Nd z przełączaniem Q i potrojonej częstotliwości o długości fali 349 nm, częstotliwości powtarzania 1 kHz i energii impulsu około 1,3-1,4 μJ.
  3. Aby uniknąć nadmiernego próbkowania, należy skupić laser na plamce o średnicy ~15 μm.
  4. Podłączyć próbkę do stolika wtryskiwacza MALDI. Eksploatuj i utrzymuj lejek jonów wysokociśnieniowych na poziomie 7.4-7.5 Torr i utrzymuj lejek jonów niskociśnieniowych na poziomie 1.6-1.8 Torr.
  5. Przyłóż napięcia o częstotliwości radiowej 604 kHz, 80 V0 - szczyt i 780 kHz, 191 V0 - szczyt odpowiednio do lejków jonowych wysokiego i niskiego ciśnienia.
  6. Aby poprawić czułość dla małych metabolitów w zakresie niskiej masy, należy zmniejszyć amplitudy RF w lejku niskiego i wysokiego ciśnienia źródła MALDI-MSI odpowiednio do około 20% i 15%.
  7. Ustaw rozdzielczość masową na 70 000. Wybierz obszar i rozmiar piksela (25 μm/piksel) do pomiaru w oprogramowaniu wtryskiwacza MALDI.

4. Akwizycja i analiza danych MALDI-MSI

  1. Pozyskiwanie danych w zakresie m/z 80-900 zarówno w trybie jonów ujemnych, jak i dodatnich. Skanuj próbki z rozdzielczością poprzeczną 25 μm na piksel dla przekrojów organoidów 14 μm.
  2. Ustaw czas wtrysku jonów na spektrometrze mas na 250 ms i uzyskaj widma masowe z transformacją Fouriera (FTMS) w trybie profilu, gdy automatyczna kontrola wzmocnienia (AGC) jest wyłączona26.
  3. Piki matrycy NEDC można wykorzystać jako wewnętrzną kalibrację masy w trybie online, co pozwala uzyskać dokładność masy lepszą niż ±5 ppm.
  4. Do przetwarzania danych należy używać kompatybilnego oprogramowania. Zaimportuj dane spektralne MSI bezpośrednio do oprogramowania, a następnie wykonaj korekcję linii bazowej za pomocą algorytmu konwolucji i znormalizuj dane za pomocą całkowitej liczby jonów (TIC).
  5. Wygeneruj listę cech obrazów jonowych z surowych plików danych, używając szerokości przedziału Δm/z = 0,01 lub ±5 ppm, aby rozróżnić obrazy m/z na podstawie defektu masy i pokrycia pikseli.
  6. Generuj obrazy w sztucznych kolorach (Jet) lub RGB (czerwono-zielone i niebieskie) z poszczególnych rodzajów jonów metabolitów. Prześlij listę m/z plików danych surowych uzyskanych z MALDI-MSI do bazy danych ludzkiego metabolizmu (HMDB) (tolerancja masy <5 ppm w stosunku do teoretycznej m/z) w celu identyfikacji metabolitów.
    UWAGA: Dokładna masa oraz przewidywany wzór i struktura metabolitu uzyskane z danych LC-MS/MS są również wykorzystywane do przeszukiwania baz danych metabolomicznych (np. HMDB, Metlin) w celu porównania i identyfikacji metabolitów.

Wyniki

Poniżej przedstawiono protokół optymalizujący obrazowanie molekularne (metaboliczne) z wykorzystaniem MSI (Rysunek 1, patrz również Cappuccio et al.)15. Najbardziej wiarygodne dane oraz najlepsze zachowanie morfologii tkanek uzyskano przy zastosowaniu 10% żelatyny z zimnej skóry ryb, co potwierdzono barwieniem histologicznym seryjnych skrawków. Wykorzystując zatopienie 60-dniowych ludzkich organoidów mózgu w żelatynie rybie, zmapowano metabolity związane z cyklem Krebsa za pomocą MSI, wykazując ich rozkład przestrzenny (Rysunek 2).

Ogólnie zoptymalizowany protokół konsekwentnie dostarczał wiarygodnych wyników, przy czym 10% żelatyna z zimnych skór ryb okazała się preferowanym materiałem do zatapiania, a ustawienia natrysku matrycy NEDC zostały precyzyjnie dostrojone w celu poprawy rozdzielczości obrazu. Wykryte małe metabolity w organoidach mózgu dostarczają cennych informacji na temat złożoności molekularnej tej tkanki.

Równowaga statyczna w organoidach mózgu pochodzących z iPSC; schemat obrazowania masowego LC-MS.
Rysunek 1: Ogólny schemat badania metabolomu ludzkich organoidów mózgu. Organoidy pochodzące z fibroblastów pacjenta via indukowane pluripotencjalne komórki macierzyste są wykorzystywane w LC-MS i MSI w celu wykazania przestrzennego rozkładu metabolitów. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

Schemat cyklu Krebsa z szlakami NADH, NAD⁺, obrazy mikroskopowe struktur komórkowych.
Rysunek 2: Mapowanie metabolitów związanych z cyklem Krebsa. Identyfikacja i rozmieszczenie metabolitów związanych z cyklem Krebsa w 60-dniowych organoidach pochodzących od zdrowych kontroli z wykorzystaniem MSI. Przedstawiono barwienie hematoksyliną i eozyną. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

Dyskusja

Udoskonalony protokół MALDI-MSI o wysokiej rozdzielczości organoidów ludzkiego mózgu skrupulatnie uwzględnia kluczowe kroki w celu zapewnienia wiarygodności wyników. Konserwacja próbki staje się najważniejsza, a aby uniknąć pękania i uszkodzenia tkanek, proponuje się alternatywną metodę zamrażania, obejmującą podgrzany roztwór do zatapiania i etanol chłodzony suchym lodem. Protokół ten działa najlepiej w przypadku tkanek o niewielkich rozmiarach, takich jak organoidy ludzkiego mózgu15. Materiały do zatapiania, takie jak związek o optymalnej temperaturze cięcia (OCT) i zatapianie parafiny utrwalanej w formalinie (FFPE), są ostrzegane ze względu na ich zakłócenia w osadzaniu i jonizacji matrycy. Zamiast tego, 10% żelatyna z zimnej skóry ryb jest podkreślana jako optymalne rozwiązanie do zatapiania, pokazując jej skuteczność w zachowaniu integralności tkanek podczas kriosekcji15. Ponadto wybór matrycy i technik jej osadzania, takich jak natryskiwanie na sucho, jest niezbędny, aby zminimalizować delokalizację małych metabolitów o niskiej m/z i zwiększyć rozdzielczość obrazu.

Solidność i niezawodność protokołu potwierdza udane wykrycie i wizualizacja szerokiego spektrum cząsteczek w organoidach ludzkiego mózgu15, co dostarczyło bezcennych informacji na temat ich rozmieszczenia przestrzennego i potencjalnego znaczenia biologicznego. Odkrycia te znacznie poszerzają wiedzę na temat skomplikowanego krajobrazu molekularnego w organoidach mózgowych, wyjaśniając kluczowe szlaki sygnałowe i procesy metaboliczne leżące u podstaw rozwoju i funkcjonowania mózgu.

Podczas gdy obecne dane dostarczają nowych informacji na temat lokalizacji różnych gatunków, źródło obrazowania Spectroglyph MALDI użyte w tym badaniu nie osiągnęło jeszcze rozdzielczości na poziomie pojedynczej komórki (obecnie na poziomie ~10-20 μm). Inne platformy, takie jak timsTOF firmy Bruker i MRT firmy Water, mogą zapewnić rozdzielczość pojedynczej komórki na poziomie 5 μm, dlatego ważne jest, aby pamiętać o instrumencie, który ma być używany do eksperymentów.

Pomimo tych ograniczeń, HR-MALDI-MSI organoidów mózgowych o wysokiej rozdzielczości jest bardzo obiecujący. Możliwość mapowania rozkładu metabolitów i lipidów w organoidach stanowi unikalny punkt na temat trajektorii losu komórek metabolicznych, szlaków i odrębnych sygnatur kluczowych dla rozwoju i dojrzewania organoidów. Metodologia ta służy jako pomost między konwencjonalną histologią a analizą molekularną, ułatwiając głębsze zrozumienie wzajemnych powiązań między genomem, fenomem i reakcjami środowiskowymi.

Podsumowując, zoptymalizowany protokół HR-MALDI-MSI organoidów ludzkiego mózgu stanowi cenny atut dla naukowców badających modele organoidów. Metoda ta kładzie podwaliny pod dalsze wyjaśnienie zawiłości molekularnych leżących u podstaw rozwoju i funkcjonowania mózgu poprzez skrupulatne zajmowanie się krytycznymi krokami, rozwiązywanie problemów i uznawanie ograniczeń. Wraz z ewolucją i coraz większą dostępnością technologii MSI, jest ona gotowa do pogłębienia naszej wiedzy na temat wczesnego rozwoju człowieka, modelowania chorób i odkrywania leków.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Dziękujemy członkom laboratorium Maletic-Savatic, szczególnie Danielle Mendonca, doktorantce, za pomocne dyskusje i komentarze na temat tej pracy, a także Baylor College of Medicine Advanced Technology Core wsparcie NMR i Drug Metabolism Core. Prace te były częściowo wspierane przez granty z Narodowego Instytutu Zdrowia Psychicznego (1R01MH130356 dla M.M.S.), Eunice Kennedy Shriver National Institute of Child Health and Human Development (R61/R33HD099995 dla F. L.), Eunice Kennedy Shriver National Institute of Child Health & Human Development of the National Institutes of Health (P50HD103555) na korzystanie z obiektu Microscopy Core. placówka Pathology Core oraz placówka Human Disease Cellular Models Core. Ponadto praca ta została częściowo sfinansowana z funduszy federalnych z Instytutu Badań Translacyjnych ds. Zdrowia Kosmicznego za pośrednictwem NASA Cooperative Agreement NNX16AO69A, grantu RAD01013 (M.M.S), NASA w ramach kontraktu 80ARC023CA004 zatytułowanego "MORPH: Multi-Organ Repair Post Hypoxia" (M.M.S.) oraz Autism Speaks (G.C.), Nagroda Pilotażowa Fundacji Simonsa (M.M.S.)oraz Cynthia i Antony Petrello
Uposażenie (M.M.S.).

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
(1S, 2S)-1,2-di-1-naftylo-etylenodiamina dichlorowodorekSigma-Aldrich (St. Louis, MIA)1052707-27-3Substancja matrycowa do MALDI-MS, ≥ 99,0% (HPLC)
1 i razy; Dulbecco' s sól fizjologiczna buforowana fosforanami (DPBS)Life Technologies, USA14190-144Bez CaCl2 i MgCl2
ART Końcówki do pipet z filtrem o szerokim otworzeThermo Fisher Scientific, Massachusetts, USA2069GZmniejsz potencjalne zanieczyszczenie
CryomoldsTissue-Tek25608-916Standardowa forma o płaskiej powierzchni 
EntellanFisher ScientificM1079610500Szkiełka nakrywkowe
Eosin YFisher Scientific (Waltham, MA, USA)E511-25Certyfikowana biologiczna plama
żelatynaSigma-Aldrich (St. Louis, MIA)G7041Postać proszku ze skóry ryb zimnowodnych
HematoxylinFisher Scientific (Waltham, MA, USA)517-28-2Certyfikowana plama biologiczna Podwyższone ciśnienie źródło obrazowania z
opryskiwaczem HTX M5+HTX Technologies LLC, Carrboro, Stany ZjednoczoneOpryskiwacz matrycowy
Cyna induHudson Surface Technology,PL-IF-000010-P25Zapewnij powierzchnię przewodzącą do obrazowania MALDI
Źródło jonów MALDISpectroglyph LLC, USAinterfejs podwójnego lejka jonowego
MetanolFisher Scientific (Waltham, MA, USA)67-56-1HPLC klasa
przewodząca tlenek (ITO)– Prowadnice powlekane   Nowy Jork, Stany Zjednoczone
ŻelatynaSigma-Aldrich (St. Louis, MIA)G1890Postać proszku ze skóry świni
Spektrometr masowy Q-ExactiveThermo Fisher Scientific, Massachusetts, USASpektrometria mas o wysokiej rozdzielczości
Oprogramowanie SCiLS Lab  wersja 2024a Pro do przetwarzania danych 
WaterFisher Scientific (Waltham, MA, USA)Klasa
(Waltham, MA, USA)
rybna wieprzowa HPLC W6500

Bibliografia

  1. Sasai, Y. Next-generation regenerative medicine: Organogenesis from stem cells in 3D culture. Cell Stem Cell. 12 (5), 520-530 (2013).
  2. Clevers, H. Modeling development and disease with organoids. Cell. 165 (7), 1586-1597 (2016).
  3. Takebe, T., Wells, J. M. Organoids by design. Science. 364 (6444), 956-959 (2019).
  4. Sandoval, S. O., et al. Rigor and reproducibility in human brain organoid research: Where we are and where we need to go. Stem Cell Rep. 19 (6), 796-816 (2024).
  5. Dei-Ampeh, A. K., Shah, M., Cappuccio, G., Young, D. W., Maletic-Savatic, M. Human models as new tools for drug development and precision medicine. Phenotyping of Human iPSC-derived Neurons. , 155-171 (2023).
  6. Choi, W. T., et al. Metabolomics of mammalian brain reveals regional differences. BMC Sys Bio. 12 (S8), 127(2018).
  7. Kandel, P., et al. Oleic acid is an endogenous ligand of TLX/NR2E1 that triggers hippocampal neurogenesis. PNAS. 119 (13), e2023784119(2022).
  8. Tang, C., et al. Analytical platforms and techniques to study stem cell metabolism. Methods Mol Biol. 1842, 265-281 (2018).
  9. Chen, K., Baluya, D., Tosun, M., Li, F., Maletic-Savatic, M. Imaging mass spectrometry: A new tool to assess molecular underpinnings of neurodegeneration. Metabolites. 9 (7), 135(2019).
  10. Zhang, H., et al. Mass spectrometry imaging for spatially resolved multi-omics molecular mapping. NPJ Imaging. 2 (1), (2024).
  11. Spruill, M. L., Maletic-Savatic, M., Martin, H., Li, F., Liu, X. Spatial analysis of drug absorption, distribution, metabolism, and toxicology using mass spectrometry imaging. Biochem Pharmacol. 201, 115080(2022).
  12. Sekera, E. R., Akkaya-Colak, K. B., Lopez, A., Mihaylova, M. M., Hummon, A. B. Mass spectrometry imaging and histology for the analysis of budding intestinal organoids. Anal Chem. 96 (10), 4251-4258 (2024).
  13. Wang, Y., Hummon, A. B. MS imaging of multicellular tumor spheroids and organoids as an emerging tool for personalized medicine and drug discovery. J Biol Chem. 297 (4), 101139(2021).
  14. Bakker, B., et al. Preparing ductal epithelial organoids for high-spatial-resolution molecular profiling using mass spectrometry imaging. Nat Protoc. 17 (4), 962-979 (2022).
  15. Cappuccio, G., Khalil, S. M., Osenberg, S., Li, F., Maletic-Savatic, M. Mass spectrometry imaging as an emerging tool for studying metabolism in human brain organoids. Front Molecular Biosci. 10, 1181965(2023).
  16. Khalil, S. M., et al. MALDI Imaging mass spectrometry visualizes the distribution of antidepressant duloxetine and its major metabolites in mouse brain, liver, kidney, and spleen tissues. Drug Metab Dispos. 52 (7), 673(2024).
  17. Swales, J. G., Hamm, G., Clench, M. R., Goodwin, R. J. A. Mass spectrometry imaging and its application in pharmaceutical research and development: A concise review. Int J Mass Spectrom. 437, 99-112 (2019).
  18. Müller, W. H., Verdin, A., De Pauw, E., Malherbe, C., Eppe, G. Surface-assisted laser desorption/ionization mass spectrometry imaging: A review. Mass Spectrom Rev. 41 (3), 373-420 (2022).
  19. Langridge, J. I., Claude, E. Matrix-assisted laser desorption and desorption electrospray ionization mass spectrometry coupled to ion mobility. Methods Mol Biol. 2084, 245-265 (2020).
  20. Khalil, S. M., Römpp, A., Pretzel, J., Becker, K., Spengler, B. Phospholipid topography of whole-body sections of the Anopheles stephensi mosquito, characterized by high-resolution atmospheric-pressure scanning microprobe matrix-assisted laser desorption/ionization mass spectrometry imaging. Anal Chem. 87 (22), 11309-11316 (2015).
  21. Khalil, S. M., Sprenger, R. R., Hermansson, M., Ejsing, C. S. DDA-imaging with structural identification of lipid molecules on an Orbitrap Velos Pro mass spectrometer. J Mass Spectrom. 57 (9), e4882(2022).
  22. Bender, K. J., et al. Sample preparation method for MALDI mass spectrometry imaging of fresh-frozen spines. Anal Chem. 95 (47), 17337-17346 (2023).
  23. Paşca, A. M., et al. Functional cortical neurons and astrocytes from human pluripotent stem cells in 3D culture. Nat Methods. 12 (7), 671-678 (2015).
  24. Qian, X., Song, H., Ming, G. Brain organoids: Advances, applications and challenges. Development. 146 (8), dev166074(2019).
  25. Ferguson, C. N., Fowler, J. W. M., Waxer, J. F., Gatti, R. A., Loo, J. A. Mass spectrometry-based tissue imaging of small molecules. Adv Mass Spectrom Biomed Res. 806, 283-299 (2014).
  26. Wang, J., et al. MALDI-TOF MS imaging of metabolites with a N -(1-Naphthyl) Ethylenediamine Dihydrochloride matrix and its application to colorectal cancer liver metastasis. Anal Chem. 87 (1), 422-430 (2015).

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Obrazowanie spektrometrią masmapowanie metabolitówMALDI MSIprzygotowanie próbekkriosekcjonowanieprzestrzenna metabolomikarozwój ludzkiego mózguprofilowanie metaboliczne
Obrazowanie molekularne organoidów ludzkiego mózgu z wykorzystaniem spektrometrii mas
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.