Artykuł metodologiczny

Fluorescencyjny test immunologiczny przepływu bocznego oparty na nanokulkach kropek kwantowych

DOI:

10.3791/67000

⸱

28 czerwca 2024

 ,  ,  ,  , 
1Department of Central Laboratory, Shanghai Skin Disease Hospital, School of Medicine, Tongji University, 2Department of Dermatology, Shanghai Skin Disease Hospital, Institute of Dermatology, School of Medicine, Tongji University, 3Department of Pharmacy, Changzheng Hospital, Naval Medical University

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Tutaj opisujemy protokół przygotowania nanokulek kropek kwantowych (QDNB) i wykrywania biomarkerów choroby za pomocą pasków do testów immunologicznych opartych na przepływie bocznym opartych na QDNB. Wyniki testu można ocenić jakościowo przy oświetleniu światłem UV i zmierzyć ilościowo za pomocą fluorescencyjnego czytnika pasków w ciągu 15 minut.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Kropki kwantowe, znane również jako nanokryształy półprzewodnikowe, są nowatorskimi etykietami fluorescencyjnymi do obrazowania i wykrywania biologicznego. Jednak koniugaty kropka kwantowa-przeciwciało o małych wymiarach (~10 nm), przygotowane za pomocą pracochłonnych procedur oczyszczania, wykazują ograniczoną czułość w wykrywaniu niektórych śladowych markerów choroby za pomocą pasków do testów immunologicznych z przepływem bocznym. W niniejszej pracy przedstawiono metodę otrzymywania nanokulek z kropek kwantowych (QDNB) metodą jednoetapowego odparowywania emulsji. Korzystając z tak przygotowanego QDNB, stworzono fluorescencyjny test immunologiczny z przepływem bocznym w celu wykrycia biomarkerów choroby na przykładzie białka C-reaktywnego (CRP). W przeciwieństwie do nanocząstek z pojedynczą kropką kwantową, koniugaty nanokulek i przeciwciał w kropkach kwantowych są bardziej czułe jako znaczniki testów immunologicznych ze względu na wzmocnienie sygnału poprzez zamknięcie setek kropek kwantowych w jednym nanokulkach z kompozytu polimerowego. Co więcej, większy rozmiar QDNB ułatwia separację wirowania podczas koniugacji QDNB z przeciwciałami. Wyprodukowano fluorescencyjny test immunologiczny przepływu bocznego oparty na QDNBs, a stężenie CRP w próbce zmierzono w ciągu 15 minut. Wyniki testu można ocenić jakościowo przy oświetleniu światłem UV i zmierzyć ilościowo za pomocą czytnika fluorescencyjnego w ciągu 15 minut.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Paski do testów immunologicznych z przepływem bocznym (LFIA) służą jako kluczowe narzędzia do szybkiego wykrywania w miejscu opieki nad pacjentem1,2, szczególnie w badaniach przesiewowych chorób podczas epidemii. Jednak tradycyjne paski testowe LFIA na bazie złota koloidalnego wykazują niską czułość wykrywania i dostarczają tylko wyników jakościowych3. Aby zwiększyć czułość wykrywania LFIA, pojawiły się różne nowe nanocząstki, w tym kolorowe lateks4,5, nanocząstki fluorescencyjne 6, czasowo rozdzielcze mikrosfery fluorescencyjne7,8 oraz quantum dots9,10,11. Kropki kwantowe (QDs)12,13, znane również jako nanokryształy półprzewodnikowe, oferują regulowane długości fal emisji, szeroki zakres wzbudzenia i wysoką wydajność luminescencji, co czyni je idealnymi etykietami do obrazowania biologicznego.

Jednak sygnał fluorescencyjny emitowany przez poszczególne kropki kwantowe pozostaje słaby, co skutkuje stosunkowo niską czułością wykrywania w testach immunologicznych. Enkapsulacja wielu kropek kwantowych w mikrosferach może wzmacniać sygnały i poprawiać czułość testów immunologicznych opartych na kropkach kwantowych. Różne metody, takie jak samodzielny montaż warstwa po warstwie14,15,16,17,18, metoda pęcznienia19,20 oraz mikrosfera krzemionkowa21,22,23,24 enkapsulacji, zostały wykorzystane do hermetyzacji kropek kwantowych wewnątrz mikrosfer. Na przykład, funkcjonalizowane kropkami kwantowymi etykiety nanosfery krzemionki można osiągnąć poprzez zwiększenie obciążenia QD na immunoreakcję kanapkową25. Suszarka rozpyłowa wyposażona w rozpylacz ultradźwiękowy została również wykorzystana do przygotowania nanosfer QD-BSA w skali nanosup26. Jednak wyżej wymienione metody cierpią ze względu na złożoną wieloetapowość, wygaszanie fluorescencji i niską wydajność.

W naszej poprzedniej pracy27, opisano metodę odparowywania emulsji i rozpuszczalnika do hermetyzacji kropek kwantowych wewnątrz nanokulek polimerowych. Ta technika przygotowania jest prosta, utrzymuje wydajność fluorescencyjną QD, zapewnia wysoką wydajność enkapsulacji i pozwala na łatwą skalowalną produkcję. Kilka grup badawczych z powodzeniem opracowało paski LFIA przy użyciu QDNB przygotowanych tą metodą do zastosowań, w tym wykrywania toksyn pokarmowych28,29,30, wykrywanie biomarkerów chorób zakaźnych31,32 oraz monitorowanie środowiska33.

Ten protokół przedstawia konkretne kroki przygotowawcze dla nanokulek z kropkami kwantowymi (QDNB), QDNB i koniugacji przeciwciał, przygotowania LFIA na bazie QDNB oraz pomiaru białka C-reaktywnego (CRP) w próbkach ludzkiego osocza.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Badanie zostało zatwierdzone przez Institutional Review Board of Shanghai Skin Disease Hospital (nr 2020-15). Wszystkie procedury eksperymentalne z udziałem próbek krwi ludzkiej przeprowadzono w laboratorium o II poziomie bezpieczeństwa biologicznego. Szczegółowe informacje na temat odczynników i sprzętu użytego w tym badaniu są wymienione w Tabeli Materiałów.

1. Przygotowanie nanokulek QDs

UWAGA: Do syntezy nanokulek QD, do syntezy nanokulek QD użyto techniki odparowywania emulsji i rozpuszczalnika, o stosunku fazy olejowej do fazy wodnej wynoszącym 1:5. Mini emulsja jest generowana za pomocą ultradźwięków, a nanokulki są zestalane przez odparowanie rozpuszczalnika (chloroformu). Wodorotlenek sodu wykorzystano do katalizowania hydrolizy grup bezwodnika na powierzchni nanokulek, przekształcając je w grupy karboksylowe.

  1. Przygotowanie roztworów fazy olejowej i fazy wodnej
    1. Przygotować 1 ml fazy olejowej: 0,4 ml roztworu poli(bezwodnika styrenowo-kumarowego) (PSMA) (50 mg/ml), 0,1 ml roztworu QDs (100 mg/ml), napełnić dowolną objętość mniejszą niż 1 ml chloroformem.
    2. Przygotować 5 ml fazy wodnej: roztwór wodny SDS (0,5 % wag.).
  2. Przygotowanie emulsji i krzepnięcie
    1. Dodać 1 ml fazy olejowej i 5 ml fazy wodnej do fiolki (15 ml) i umieścić fiolkę na mieszadle magnetycznym. Włącz zasilanie mieszadła magnetycznego.
    2. Po całkowitym wymieszaniu fazy olejowej i wodnej należy natychmiast przenieść kolbę do zaprogramowanego (60 s, impuls 3 s, po którym następuje 3 s pauza, 50% amplituda) ultradźwięków i włączyć zasilanie.
    3. Obserwuj roztwór po ultradźwiękach. Początkowo szkarłatny roztwór przeszedł w fazę opalizującą, która nadal zachowuje czerwonawy odcień.
    4. Umieścić fiolkę z powrotem na mieszadle magnetycznym w temperaturze pokojowej, ciągle mieszając przez noc. Chloroform był stopniowo odparowywany, a emulsja zastygała w kompozytowe nanokulki.
  3. Modyfikacja powierzchni nanokulek
    1. Dodać 0,1 ml 0,1 mM wodorotlenku sodu do zawiesiny nanokulek na 1 godzinę. Grupy bezwodnikowe na powierzchni nanokulek ulegają hydrolizie do grup karboksylowych.
  4. Oczyszczanie nanogranulek
    1. Wyłącz mieszadło magnetyczne i przenieś zestalone nanokulki do probówki wirówkowej. Odwirować probówkę o stężeniu 13523 x g przez 10 minut w temperaturze pokojowej i wyrzucić supernatant.
    2. Dodaj początkową objętość wody dejonizowanej do osadu, przykryj rurkę pokrywką, zanurz ją w ultradźwiękowej łaźni wodnej i utrzymuj zanurzenie, aż osad zostanie całkowicie zdyspergowany.
    3. Powtórz kroki 1.4.1-1.4.2 dwukrotnie, a na koniec przenieś nanogranulki do szklanej butelki. Przechowywać w temperaturze 4 °C do czasu użycia.
  5. Charakterystyka nanokulek
    1. Scharakteryzuj rozmiar i morfologię nanokulek QDs za pomocą obrazowania z transmisyjnej mikroskopii elektronicznej (TEM)22.
      UWAGA: Różne rozmiary nanokulek można uzyskać, zmieniając proporcje roztworu QDs i roztworu PSMA. Rozmiar nanokulek QDs można również określić za pomocą dynamicznego rozpraszania światła (DLS)27.

2. Przygotowanie koniugatów QDNB-przeciwciało

  1. Aktywacja grup karboksylowych
    1. Dodać 100 μl przygotowanego QDNB (10 mg/ml) do 200 μl buforu fosforanowego (PB, 20 mM, pH 6,0), a następnie dodać 6 μl EDC (20 mg/ml).
    2. Inkubować mieszaninę przez 30 minut w temperaturze pokojowej na mieszalniku obrotowym.
    3. Po inkubacji odwirować mieszaninę o stężeniu 13523 x g przez 10 minut w temperaturze pokojowej i odrzucić supernatant.
    4. Dodać 100 μl PB (20 mM, pH 6,0) do wytrącenia, przykryć probówkę pokrywką i zanurzyć probówkę w działającej ultradźwiękowej łaźni wodnej, aż osad zostanie całkowicie rozproszony
      5. .
  2. Koniugacja przeciwciał i nanokulek
    1. Rozproszyć 100 μg przeciwciała w 200 μl PB (20 mM, pH 6,0) i dodać aktywowaną zawiesinę QDNB otrzymaną z kroku 2.1 do roztworu przeciwciała.
    2. Inkubować mieszaninę w temperaturze pokojowej przez 30 minut z ciągłą rotacją. Usunąć nadmiar przeciwciał przez odwirowanie przy 6010 x g przez 5 minut (w temperaturze pokojowej), a następnie ostrożnie wyrzucić supernatant.
  3. Blokowanie nanogranulek
    1. Dodać 200 μl 1% roztworu kazeiny (w 20 mM buforze PB, pH 7,4) do pozostałości (otrzymanej w kroku 2.2.2), przykryć probówkę pokrywką i zanurzyć ją w działającej ultradźwiękowej łaźni wodnej do momentu całkowitego rozproszenia pozostałości.
    2. Mieszaninę inkubować w temperaturze pokojowej przez 2 godziny z ciągłą rotacją.
      UWAGA: Celem tego kroku jest zablokowanie wszelkich nieprzereagowanych miejsc na powierzchni QDNB.
  4. Przechowywanie koniugatów
    1. Dodać 100 μl roztworu konserwującego (20 mM buforu PB, pH 7,4, 1% BSA, 5% trehalozy, 6% sacharozy, 0,1% S9, pH 7,4) do mieszaniny i przechowywać w temperaturze 4 °C do następnego użycia.

3. Przygotowanie pasków do testów immunologicznych z przepływem bocznym

UWAGA: Pasek immunochromatograficzny składa się z membrany nitrocelulozowej (NC), podkładki na próbkę, podkładki sprzężonej, wkładki chłonnej i płyty z polichlorku winylu (PVC) (Rysunek 1). Wszystkie roztwory należy natychmiast przygotować i zużyć. Zaleca się, aby paski do testów immunologicznych z przepływem bocznym były przygotowywane w czystym pomieszczeniu o kontrolowanej wilgotności.

  1. Przygotowanie membrany NC
    1. Przygotować roztwór powlekający linii testowej (linia T) i linii kontrolnej (linia C): rozcieńczyć przeciwciało wychwytujące CRP i kozie przeciwciało anty-królicze IgG PB do końcowego stężenia 1 mg/ml.
    2. Umieść prawidłowo płytę PCV i usuń papier ochronny znajdujący się 25 mm od krawędzi płyty PCV. Wyrównaj i przyklej membranę NC wzdłuż dolnej krawędzi pozostałego papieru ochronnego do płyty PCV.
    3. Dozować roztwory powłokowe T-line i C-line na membranę NC z szybkością natryskiwania 1 μl/cm, upewniając się, że jest ona umieszczona w odległości 20 mm od górnej krawędzi, tworząc linię testową (o szerokości 1 mm).
    4. Umieść membranę NC w warunkach o wilgotności mniejszej niż 30% i zakresie temperatur 18-26 °C do suszenia. Czas schnięcia powinien wynosić co najmniej 24 h.
      UWAGA: Upewnij się, że górna i dolna krawędź membrany NC są zlicowane z odpowiednimi krawędziami sąsiednich obszarów. Membran NC nie należy dotykać rękami. Wilgotność na tym etapie powinna być kontrolowana w zakresie od 45% do 65%. Przed kontynuowaniem roztwór powłoki T-line, roztwór do powlekania C-line i membranę NC należy wyrównać do tej samej temperatury.
  2. Przygotowanie padu sprzężonego
    1. Zanurzyć podkładkę sprzężoną w roztworze do obróbki podkładki sprzężonej (bufor 20 mM PB, pH 7,4, 1% BSA).
    2. Umieść namoczoną podkładkę sprzężoną w piecu do suszenia w celu wysuszenia (temperatura pokojowa) przez noc.
    3. Delikatnie przyklej zmodyfikowaną podkładkę sprzężoną do płyty PCV.
    4. Przygotowany roztwór sprzężony z przeciwciałem QDNB rozcieńczyć roztworem konserwującym (20 mM bufor PB, pH 7,4, 1% BSA, 5% trehalozy, 6% sacharozy, 0,1% S9, pH 7,4).
    5. Dozować roztwór koniugatu przeciwciała QDNB na podkładkę koniugatu z szybkością natryskiwania 1 μl/cm i wysuszyć podkładkę sprzężoną przez 24 godziny
      UWAGA: Określony współczynnik rozcieńczenia należy dostosować do celu wykrywania.
  3. Przygotowanie podkładki na próbki
    1. Zanurzyć podkładkę na próbkę w roztworze do traktowania podkładki pod próbkę (20 mM buforu PB, pH 7,4, 1% BSA, 5% trehalozy, 6% sacharozy, 0,1% S9, pH 7,4).
    2. Umieścić namoczoną podkładkę na próbkę w suszarce (45 °C) i suszyć przez 24 godziny.
  4. Składanie karty i cięcie jej na paski
    1. Jak pokazano na Rysunek 1, kolejno umieść papier chłonny (podkładkę chłonną), podkładkę sprzężoną i podkładkę próbki na płytce PCV z membraną NC.
    2. Pokrój kartę na paski o szerokości 3,8 mm.
  5. Pakowanie pasków
    1. Zamknij paski testowe w plastikowej kasecie i zamknij torebkę z folii aluminiowej zawierającą środek osuszający.

4. Operacja testowa i ocena jakościowa

UWAGA: Zaleca się, aby operacje z wykorzystaniem próbek krwi ludzkiej były przeprowadzane w laboratorium o II poziomie bezpieczeństwa biologicznego. Próbki ludzkiego osocza uzyskano z laboratorium klinicznego (od osób pozbawionych tożsamości ludzkiej). Zazwyczaj ludzką krew pobierano za pomocą lampy próżniowej EDTA, a osocze izolowano zgodnie ze standardowym protokołem34. Wirować przy 3 000 × g przez 10 minut w temperaturze pokojowej w celu separacji plazmy. Zebrać górną warstwę żółtego osocza za pomocą pipety i przechowywać osocze w probówce o pojemności 1,5 ml w temperaturze -80 °C do momentu użycia.

  1. Odpipetować 10 μl próbki osocza lub roztworu kalibratora do 1 ml buforu PBS zawierającego 0,1% Tween 20. Następnie przenieść 100 μl przygotowanej rozcieńczonej próbki na podkładkę na próbkę paska testowego.
  2. Po 15-minutowym biegu obserwuj sygnały fluorescencyjne linii T i linii C pod wpływem światła ultrafioletowego, aby uzyskać wyniki jakościowe.
  3. Włóż kartę paskową do czytnika fluorescencyjnego testu przepływu bocznego, aby uzyskać intensywność fluorescencji do analizy ilościowej.
    UWAGA: W tym przykładzie zastosowano metodę testu immunologicznego typu sandwich35,36; Jedna czerwona linia (linia kontrolna) oznacza wynik negatywny, podczas gdy dwie czerwone linie (linia testowa i kontrolna) wskazują wynik pozytywny. Brak przewodu kontrolnego wskazuje, że przeprowadzony test jest nieważny.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Procedury przygotowania QDNB są schematycznie zilustrowane w Rysunek 1A. Fazę olejową zawierającą QD i polimer w chloroformie zmieszano z fazą wodną, a przez sonikację otrzymano mini-emulsję. Emulsję zestalono przez stopniowe odparowywanie chloroformu. Transmisyjny mikrograf elektronowy (TEM) QDNB jest przedstawiony w Rysunek 2A. QDNB mają sferyczną morfologię, ze średnimi średnicami 96 nm, mierzonymi na ponad 50 QDNB na obrazach TEM. Nanocząstki QD są wyraźnie widoczne wewnątrz nanokulek, co wskazuje na udaną enkapsulację. Rysunek 2B i Rysunek 2D pokazuje odpowiednio widma fluorescencji i absorpcji QDNB.

QDNB i przeciwciało zostały sprzężone przy użyciu chemii karbodimidowej, jak pokazano w Rysunek 1B. Koniugat QDNB-przeciwciało wykorzystano do przygotowania LFIA na bazie QDNB. Struktura LFIA jest zilustrowana na Rysunek 1C. Jeśli antygen CRP jest obecny w próbce, koniugaty QDNB-anty-CRP gromadzą się na linii testowej.

Jak pokazano w Rysunek 3, pomiar przeprowadza się poprzez dodanie 100 μL rozcieńczonej próbki do otworu na próbkę. Po czasie reakcji wynoszącym 15 minut wyniki testu można jakościowo odczytać w świetle UV. Wyniki ilościowe można uzyskać za pomocą fluorescencyjnego czytnika pasków, a stężenie próbki można obliczyć za pomocą równania kalibracyjnego wbudowanego w oprogramowanie czytnika pasków37,38.

figure-results-1
Rysunek 1: Ilustracja fluorescencyjnego testu immunologicznego przepływu bocznego opartego na nanokulkach kropek kwantowych. (A) Procedury przygotowania QDNB. (B) Zasada działania koniugatów QDNB z przeciwciałami. (C) Zasada działania LFIA opartego na QDNB w celu wykrywania CRP. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

figure-results-2
Rysunek 2: Charakterystyka QDNB. (A) Obraz TEM QDNB. Skala: 100 nm. (B) Widma emisji fluorescencyjnej QDNB. (C) Widma absorpcyjne QDNB. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

figure-results-3
Rysunek 3: Procedury testu immunologicznego przepływu bocznego dla CRP. (A) Ilustracja wykrywania. (B) Fotografie pasków LFIA na bazie QDNB wykrywających próbki CRP w zakresie 0-30 mg/L w świetle UV. (C) Czytnik fluorescencyjny do ilościowego oznaczania wyników. (D) Fotografia wyników ilościowych. (E) Wykrywanie białka C-reaktywnego (CRP) za pomocą transformacji logistycznej, po której następuje regresja liniowa. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

W tym miejscu opisujemy protokół przygotowania nanokulek kropek kwantowych (QDNB)27 oraz zastosowania QDNB do przygotowania fluorescencyjnych testów immunologicznych z przepływem bocznym (LFIA). Przedstawiono jakościowy i ilościowy pomiar CRP w próbkach. Ten LFIA oparty na QDNB może być również stosowany do innych biomarkerów chorób 25,32, toksyn pokarmowych29,30, wirusów16,27 i innych.

Krytycznymi etapami tego protokołu jest przygotowanie koniugatów QDNB i QDNB-przeciwciało. Wielkość cząstek QDNB i zawartość QD w nanokulkach powinny być zoptymalizowane w celu uzyskania wysoce fluorescencyjnego QDNB z niskimi sygnałami tła w LFIA. Wychwytywanie i wykrywanie par przeciwciał ma kluczowe znaczenie dla testu immunologicznego i powinno być badane pod kątem najlepszych dopasowań od różnych dostawców. Koniugacja przeciwciała z QDNB powinna być zoptymalizowana, w tym stosunek przeciwciał do QDNB, pH buforu i odczynniki blokujące. W szczególności należy unikać agregacji QDNB i przeciwciał poprzez optymalizację pH buforu, stężenia soli i czasu reakcji w procedurach koniugacji.

W porównaniu z innymi metodami przygotowania nanokulek z kropek kwantowych, protokół ten ma zalety prostoty, łatwej obsługi i wysokiej wydajności. Co więcej, nanokulki z kompozytu polimerowego są biokompatybilne, w przeciwieństwie do nanokulek krzemionkowych, które zwykle wymagają dodatkowej modyfikacji powierzchni za pomocą polimerów. Jednak QDNB przygotowane przy użyciu tego protokołu nie są tak monodyspersyjne, jak te przygotowane przy użyciu nanokulek matrycowych polimeru19 lub krzemionki21 . Wielkość cząstek QDNB zwykle waha się od 70 nm do 200 nm.

Paski do testów immunologicznych z przepływem bocznym (LFIA) oparte na QDNB są przygotowywane podobnie jak inne fluorescencyjne LFIA. Ze względu na wysoką wydajność kwantową QDNB i wzmocnienie sygnału QDNB, LFIA oparta na QDNB wykorzystująca ten protokół jest bardziej czuła niż inne LFIA oparte na mikrosferach fluorescencyjnych, takie jak mikrosfery fluorescencyjne o rozdzielczości czasowej i mikrosfery fluoresceinowe. Ponadto stabilność QDNB jest lepsza niż w przypadku tradycyjnej fluoresceiny, dzięki czemu LFIA na bazie QDNB mają dłuższy czas przechowywania.

Jednak kadm na powierzchni kropek kwantowych jest podatny na chelatację grupami sulfhydrylowymi w białkach, zwłaszcza w środowisku wodnym. Unikanie stosowania wysokich stężeń białka ma kluczowe znaczenie dla stabilności LFIA opartych na QDNB. Kadm jest toksyczny, a jego zastosowanie jest w niektórych sytuacjach ograniczone, co wymaga przygotowania bezkadmowych kropek kwantowych o wysokiej wydajności kwantowej i stabilności.

Podsumowując, zapewniona jest wszechstronna metoda przygotowania nanokulek z kropek kwantowych w jednym kroku, która jest skalowalna do produkcji przemysłowej. Korzystając z przygotowanych QDNB, stworzono fluorescencyjne paski do testów immunologicznych z przepływem bocznym do jakościowego i ilościowego wykrywania biomarkerów choroby. Idealnym QDNB dla LFIA jest mały nanokulek otoczony licznymi QD bez wygaszania fluorescencji.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Pengfei Zhang jest założycielem Shanghai Kundao Biotech i ma potencjalne interesy finansowe w tej firmie.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ta praca była wspierana przez Projekt Komitetu Nauki i Technologii w Szanghaju (STCSM) (22S31902000) oraz Program Inkubacji Badań Klinicznych Szpitala Chorób Skóry w Szanghaju (NO. lcfy2021-10).

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Chlorowodorek (dimetyloamino)propylo)-N'-etylokarbodimiduSigma-Aldrich03450
Papier absorpcyjny Kinbio BiotechCH37K
Albumina surowicy bydlęcejSigma-AldrichB2064
KazeinaSigma-AldrichC8654
CdSe/ZnS kropka kwantowaSuzhou Mesolight Inc.CdSe/ZnS-625
CholoroformSino Pharm10006818
Przeciwciało CRPHytest Biotech4C28
Fluorescencyjny czytnik testów przepływu bocznegoSuzhou Helmence Precision InstrumentFIC-H1
Podkładka z włókna szklanegoKinbio BiotechSB06
Koza anty-królik IgGSangon Biotech D111018
Membrana nitrocelulozowa SatoriousCN140
Kopolimer poli(bezwodnika styrenowo-maleinowego) Sigma-AldrichS458066
IgG RabbitSangon Biotech D110502
Dodecylosiarczan soduSino Pharm30166428
Wodorotleneksodu Sino Pharm10019718

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. de Puig, H., Bosch, I., Gehrke, L., Hamad-Schifferli, K. Challenges of the nano-bio interface in lateral flow and dipstick immunoassays. Trends Biotechnol. 35 (12), 1169-1180 (2017).
  2. Miller, B. S., et al. Spin-enhanced nanodiamond biosensing for ultrasensitive diagnostics. Nature. 587 (7835), 588-593 (2020).
  3. Gao, Z., et al. Platinum-decorated gold nanoparticles with dual functionalities for ultrasensitive colorimetric in vitro diagnostics. Nano Lett. 17 (9), 5572-5579 (2017).
  4. Fan, L., et al. Deeply-dyed nanobead system for rapid lateral flow assay testing of drugs at point-of-care. Sensors Actuators B Chem. 362, 131829(2022).
  5. Garcia, V. S., Guerrero, S. A., Gugliotta, L. M., Gonzalez, V. D. G. A lateral flow immunoassay based on colored latex particles for detection of canine visceral leishmaniasis. Acta Trop. 212, 105643(2020).
  6. You, M., et al. Household fluorescent lateral flow strip platform for sensitive and quantitative prognosis of heart failure using dual-color upconversion nanoparticles. ACS Nano. 11 (6), 6261-6270 (2017).
  7. Ye, Z., Tan, M., Wang, G., Yuan, J. Novel fluorescent europium chelate-doped silica nanoparticles: preparation, characterization and time-resolved fluorometric application. J Mater Chem. 14 (5), 851(2004).
  8. Xu, Y., Li, Q. Multiple fluorescent labeling of silica nanoparticles with lanthanide chelates for highly sensitive time-resolved immunofluorometric assays. Clin Chem. 53 (8), 1503-1510 (2007).
  9. Zhang, B., et al. Improving detection sensitivity by oriented bioconjugation of antibodies to quantum dots with a flexible spacer arm for immunoassay. RSC Adv. 6 (55), 50119-50127 (2016).
  10. Li, Z., et al. Rapid and sensitive detection of protein biomarker using a portable fluorescence biosensor based on quantum dots and a lateral flow test strip. Anal Chem. 82 (16), 7008-7014 (2010).
  11. Wang, L., et al. Fluorescent strip sensor for rapid determination of toxins. Chem Commun. 47 (5), 1574-1576 (2011).
  12. Medintz, I. L., Uyeda, H. T., Goldman, E. R., Mattoussi, H. Quantum dot bioconjugates for imaging, labeling and sensing. Nat Mater. 4 (6), 435-446 (2005).
  13. Smith, A. M., Nie, S. Compact quantum dots for single-molecule imaging. J Vis Exp. (68), e4236(2012).
  14. Wang, C., et al. Layer-by-layer assembly of magnetic-core dual quantum dot-shell nanocomposites for fluorescence lateral flow detection of bacteria. Nanoscale. 12 (2), 795-807 (2020).
  15. Hu, J., Tang, F., Jiang, Y. Z., Liu, C. Rapid screening and quantitative detection of Salmonella using a quantum dot nanobead-based biosensor. Analyst. 145 (6), 2184-2190 (2020).
  16. Wang, W., et al. Introduction of graphene oxide-supported multilayer-quantum dots nanofilm into multiplex lateral flow immunoassay: A rapid and ultrasensitive point-of-care testing technique for multiple respiratory viruses. Nano Res. 16 (2), 3063-3073 (2023).
  17. Wang, C., et al. Colorimetric-fluorescent dual-signal enhancement immunochromatographic assay based on molybdenum disulfide-supported quantum dot nanosheets for the point-of-care testing of monkeypox virus. Chem Eng J. 472, 144889(2023).
  18. Zheng, S., et al. Dual-color MoS2@QD nanosheets mediated dual-mode lateral flow immunoassay for flexible and ultrasensitive detection of multiple drug residues. Sensors Actuators B Chem. 403, 135142(2024).
  19. Wang, G., et al. Efficient incorporation of quantum dots into porous microspheres through a solvent-evaporation approach. Langmuir. 28 (14), 6141-6150 (2012).
  20. Li, H., et al. Fluorescent lateral flow immunoassay for highly sensitive detection of eight anticoagulant rodenticides based on cadmium-free quantum dot-encapsulated nanospheres. Sensors Actuators B Chem. 324, 128771(2020).
  21. Gao, F., et al. Rational design of dendritic mesoporous silica nanoparticles' surface chemistry for quantum dot enrichment and an ultrasensitive lateral flow immunoassay. ACS Appl Mater Interfaces. 13 (18), 21507-21515 (2021).
  22. Xu, L. D., Zhu, J., Ding, S. N. Immunoassay of SARS-CoV-2 nucleocapsid proteins using novel red emission-enhanced carbon dot-based silica spheres. Analyst. 146 (16), 5055-5060 (2021).
  23. Tao, S., et al. SARS-Cov-2 Spike-S1 antigen test strip with high sensitivity endowed by high-affinity antibodies and brightly fluorescent QDs/silica nanospheres. ACS Appl Mater Interfaces. 15 (23), 27612-27623 (2023).
  24. Wang, C., et al. Development of an ultrasensitive fluorescent immunochromatographic assay based on multilayer quantum dot nanobead for simultaneous detection of SARS-CoV-2 antigen and influenza A virus. Sensors Actuators B Chem. 345, 130372(2021).
  25. Chen, L., Chen, C., Li, R., Li, Y., Liu, S. CdTe quantum dot functionalized silica nanosphere labels for ultrasensitive detection of biomarker. Chem Commun. 19, 2670-2672 (2009).
  26. Chu, M., et al. A novel method for preparing quantum dot nanospheres with narrow size distribution. Nanoscale. 2 (4), 542-547 (2010).
  27. Zhang, P., Lu, H., Chen, J., Han, H., Ma, W. Simple and sensitive detection of HBsAg by using a quantum dots nanobeads based dot-blot immunoassay. Theranostics. 4 (3), 307-315 (2014).
  28. Ouyang, S., et al. An on-site, ultra-sensitive, quantitative sensing method for the determination of total aflatoxin in peanut and rice based on quantum dot nanobeads strip. Toxins. 9 (4), 137(2017).
  29. Liu, J., et al. Quantitative ciprofloxacin on-site rapid detections using quantum dot microsphere based immunochromatographic test strips. Food Chem. 335, 127596(2021).
  30. Chen, Y., Fu, Q., Xie, J., Wang, H., Tang, Y. Development of a high sensitivity quantum dot-based fluorescent quenching lateral flow assay for the detection of zearalenone. Anal Bioanal Chem. 411 (10), 2169-2175 (2019).
  31. Zhang, Q., et al. SARS-CoV-2 detection using quantum dot fluorescence immunochromatography combined with isothermal amplification and CRISPR/Cas13a. Biosens Bioelectron. 202, 113978(2022).
  32. Zhong, X., et al. CRISPR-based quantum dot nanobead lateral flow assay for facile detection of varicella-zoster virus. Appl Microbiol Biotechnol. 107 (10), 3319-3328 (2023).
  33. Liu, Y., Xiao, M., Xu, N., Yang, M., Yi, C. Point-of-need quantitation of 2,4-dichlorophenoxyacetic acid using a ratiometric fluorescent nanoprobe and a smartphone-based sensing system. Sensors Actuators B Chem. 367, 132083(2022).
  34. McCafferty, C., et al. Blood collection processing and handling for plasma and serum proteomics BT - Serum/plasma proteomics. Methods Mol Biol. 2628, 33-40 (2023).
  35. Zhang, P., et al. Rapid and quantitative detection of C-reactive protein based on quantum dots and immunofiltration assay. Int J Nanomedicine. 10, 6161-6173 (2015).
  36. Hu, J., et al. Sensitive and quantitative detection of C-reaction protein based on immunofluorescent nanospheres coupled with lateral flow test strip. Anal Chem. 88 (12), 6577-6584 (2016).
  37. Fan, L., et al. One-component dual-readout aggregation-induced emission nanobeads for qualitative and quantitative detection of c-reactive protein at the point of care. Anal Chem. 96 (1), 401-408 (2024).
  38. Gui, Y., et al. Colorimetric and reverse fluorescence dual-signal readout immunochromatographic assay for the sensitive determination of sibutramine. ACS Omega. 9 (6), 7075-7084 (2024).

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Nanykule z kropek kwantowychfluorescencyjny test immunoanalizydiagnostyka w punkcie opiekiwykrywanie biomarker w chor bmetoda odparowania emulsjibia ko C reaktywnekoniugacja przeciwciawzmacnianie sygna uczytnik fluorescencyjny

Powiązane artykuły