Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Ręcznie wykonany filament pokryty silikonem do modeli okluzji tętnic środkowych mózgu u myszy

1.1K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/67002

⸱

9 sierpnia 2024

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Neurology, Fifth Hospital of Shanxi Medical University, Shanxi Provincial People's Hospital, 2Department of Neurology, Taiyuan Central Hospital, Shan Xi Medical University, 3Experimental Animal Center, Shanxi Medical University, 4Collaborative Innovation Center for Molecular Imaging of Precision Medicine, Shan Xi Medical University

W tym artykule

Podsumowanie

Ten protokół opisuje prostą metodę tworzenia powlekanych włókien do modelu okluzji tętnicy środkowej mózgu (MCAO) u myszy za pomocą silikonu, nylonowych szwów i igieł strzykawkowych. Metoda ta pozwala na produkcję filamentów o stałej średnicy i różnych długościach owijania silikonem dostosowanych do potrzeb eksperymentalnych.

Streszczenie

Wraz ze starzeniem się globalnej populacji, udar niedokrwienny stał się drugą najczęstszą przyczyną niepełnosprawności i śmiertelności na świecie, stanowiąc ogromne obciążenie zarówno dla społeczeństwa, jak i rodzin. Chociaż leczenie, takie jak tromboliza dożylna i interwencje wewnątrznaczyniowe, może znacznie poprawić wyniki leczenia pacjentów z ostrym udarem niedokrwiennym, tylko niewielki odsetek osób odnosi korzyści z tych terapii. Aby pogłębić naszą wiedzę na temat choroby i odkryć skuteczniejsze metody leczenia, naukowcy nieustannie rozwijają i udoskonalają modele zwierzęce. Wśród nich model niedrożności tętnicy środkowej mózgu (MCAO) wyróżnia się jako najczęściej stosowany model w badaniach nad chorobami naczyń mózgowych. Filament zastosowany w tym modelu jest kluczowy dla jego rozwoju. Protokół ten przedstawia metodę tworzenia włókien o stałych średnicach i różnych długościach powłoki silikonowej. Model MCAO opracowany przy użyciu tej metody na myszach C57 wykazał się dużym sukcesem i spójnością, oferując cenne narzędzie do dostosowanych do potrzeb badań nad chorobami niedokrwiennymi naczyń mózgowych.

Wprowadzenie

Udar mózgu jest jedną z najczęstszych przyczyn śmiertelności i niepełnosprawności na całym świecie. Udary niedokrwienne i krwotoczne są podstawowymi typami zdarzeń naczyniowo-mózgowych, przy czym udary niedokrwienne stanowią około 87% przypadków1,2,3. Obecnie istnieją dwie metody leczenia pacjentów z udarem niedokrwiennym: terapia farmakologiczna rekombinowanym tkankowym aktywatorem plazminogenu (rtPA) i trombektomia mechaniczna. Jednak wąskie okno terapeutyczne i obszerne kryteria wykluczenia ograniczają stosowanie tych metod leczenia, z których korzystają jedynie mniejszość pacjentów. Podkreśla to potrzebę ciągłych wysiłków na rzecz poprawy terapii udaru niedokrwiennego4,5. Modele in vitro są nieodpowiednie do odtworzenia złożonych reakcji patofizjologicznych po udarze, co sprawia, że modele zwierzęce są nieodzownym elementem przedklinicznych badań nad udarem. Ogniskowe niedokrwienie mózgu u człowieka jest najczęściej spowodowane zakrzepowym lub zatorowym zamknięciem środkowej tętnicy mózgowej (MCA), co sprawia, że modele gryzoni zaprojektowane do symulacji okluzji MCA (MCAO) są bardzo istotne6.

Model MCAO indukowany włóknem, najczęściej stosowany w badaniach nad udarem, ułatwia okluzję na początku tętnicy środkowej mózgu (MCA) i późniejszą reperfuzję, prowadząc do rozległych zawałów w podkorowych i korowych obszarach mózgu. Zaletą tego modelu jest jego zdolność do przywrócenia przepływu krwi po wywołaniu ogniskowego niedokrwienia, a tym samym równoległość do procesów patofizjologicznych obserwowanych w ludzkim udarze mózgu7. Dodatkowo model symuluje uraz reperfuzyjny, który jest krytycznym czynnikiem wpływającym na zakres uszkodzeń8. Model MCAO ma jednak ograniczenia, w tym zmienność objętości zawału, przy czym odchylenie standardowe może sięgać nawet 64% średniej wartości w niektórych badaniach9. Pomimo ponad trzech dekad użytkowania, wysiłki mające na celu zwiększenie wiarygodności modelu są w toku, jednak znaczące różnice w objętości zmian niedokrwiennych utrzymują się w badaniach i laboratoriach10,11,12.

Ten artykuł przedstawia samodzielnie wyprodukowany filament do indukowania modeli oceniających wyniki deficytów neurologicznych i obszary zawału mózgu. Bada korelację między długościami filamentów pokrytych silikonem a sukcesem i stabilnością modelu MCAO. Ta technika produkcji daje filamenty o godnej pochwały konsystencji, przyczyniając się do opracowania stosunkowo stabilnego modelu MCAO.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Wszystkie procedury na zwierzętach przestrzegały procedur eksperymentalnych i standardów zatwierdzonych przez Prowincjonalny Szpital Ludowy w Shanxi Instytucjonalny Komitet ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt (numer zatwierdzenia: 2024 Prowincjonalna Komisja Etyki Medycznej nr 64). Myszy użyte w tym eksperymencie były samcami myszy C57BL/6 w wieku 8-10 tygodni, o wadze 24-26 g. Szczegółowe informacje na temat stosowanych odczynników i sprzętu są wymienione w Tabeli materiałów.

1. Przygotowanie filamentu

  1. Oznaczanie oryginalnego filamentu: Owiń nylonowy szew 6-0 równomiernie wokół plastikowej płytki linijki. Wykonaj oznaczenia w odległości 5 mm i 10 mm od główki filamentu (w tym punkt znacznika powłoki i punkt znacznika głębokości wsunięcia).
  2. Przytnij pionowo w dół za pomocą ostrza, aby upewnić się, że oba końce są idealnie okrągłe, co daje początkowy filament o długości 2 cm (Rysunek 1).
  3. Wykonanie urządzenia do powlekania: Użyj kleszczy hemostatycznych, aby oderwać główkę igły strzykawki 26 G, a następnie wypoleruj otwór igły w idealnym okręgu papierem ściernym. Za pomocą strzykawki o pojemności 10 mK pobrać 2 ml szczeliwa silikonowego K-704, a na koniec przymocować główkę igły do strzykawki.
  4. Powlekanie filamentu: Włóż początkowy filament do przygotowanego otworu na igłę do oznaczonej pozycji 5 mm lub 10 mm. Powoli i równomiernie popychaj strzykawkę, aż filament zostanie całkowicie pokryty mikroskopem stereoskopowym (Rysunek 2).
  5. Ustawienie powlekanego filamentu: Przymocuj powlekany filament pionowo za pomocą taśmy klejącej i odczekaj około 20 minut, aż silikon całkowicie stwardnieje.
  6. Sterylizacja i pakowanie: Przygotowane filamenty namoczyć w 75% alkoholu, wytrzeć do sucha bawełnianym wacikiem, a następnie zapakować w probówki wirówkowe o pojemności 5 ml.

2. Model MCAO

UWAGA: Narzędzia chirurgiczne były sterylizowane w autoklawie (121 °C przy 15 psi przez 60 min). Stół operacyjny i pozostały sprzęt zostały zdezynfekowane przy użyciu 75% etanolu. Myszy były na czczo przez 8 godzin przed operacją, ale miały swobodny dostęp do wody.

  1. Podawać 5 mg/kg meloksykamu podskórnie w celu znieczulenia na 60 minut przed zabiegiem. Podłącz koc grzewczy, aby utrzymać temperaturę ciała myszy na poziomie 37 °C podczas znieczulenia.
  2. Indukować znieczulenie 4% izofluranem do momentu ustąpienia spontanicznych ruchów i drgań wąsów, a następnie utrzymywać znieczulenie na poziomie 1,5% (zgodnie z instytucjonalnie zatwierdzonymi protokołami). Nałóż maść na oczy na oba oczy.
  3. Umieść mysz w pozycji leżącej, zabezpiecz jej głowę i kończyny, ogol włosy na szyi i górnej części klatki piersiowej i zdezynfekuj skórę 75% etanolem od wewnątrz na zewnątrz.
  4. Wykonaj nacięcie skóry o długości 2,5 cm wzdłuż linii środkowej szyi, od dolnej szczęki do mostka.
  5. Tępo wypreparuj prawe mięśnie szyi, aby odsłonić pochewkę szyjną. Użyj kleszczyków okulistycznych, aby otworzyć osłonkę i oddzielić tętnicę szyjną wspólną (CCA), tętnicę szyjną zewnętrzną (ECA) i tętnicę szyjną wewnętrzną (ICA), uważając, aby nie naruszyć nerwu błędnego.
  6. Tymczasowo podwiązać CCA węzłem ślizgowym przed rozwidleniem i zacisnąć ICA za pomocą mikrochirurgicznego zacisku tętniczego.
  7. Kauteryzować górną tętnicę tarczycy z ECA za pomocą dwubiegunowego pióra do krzepnięcia.
  8. Pozostaw dwie nitki na ECA do podwiązania: jedną na dystalnym końcu do trwałego podwiązania, a drugą na bliższym końcu z luźnym węzłem do wykorzystania w przyszłości. Wykonaj około 0,5 mm nacięcie między dwiema ligaturami na ECA za pomocą nożyczek okulistycznych, aby wprowadzić filament.
  9. Włóż filament pokryty silikonem o średnicy 5 mm lub 10 mm do CCA przez nacięcie, a następnie zabezpiecz go, zaciskając luźny węzeł.
  10. Po odcięciu dystalnego końca ECA i wyjęciu zacisku z ICA, cofnij żarnik do bifurkacji CCA. Następnie odwróć i wsuń filament do głębokiego ICA, aż poczujesz opór. Lekko wyciągnij filament i zabezpiecz go, zaciskając węzeł.
  11. Zszyj skórę zwierzęcia szwem 3-0 i zdezynfekuj ranę jodem. Umieść mysz w komorze odzyskiwania na 1 godzinę.
  12. Ponownie znieczulij mysz, delikatnie wyjmij żarnik, zawiąż nić podwiązania ECA zabezpieczającą włókno i zwolnij węzeł CCA, aby przywrócić przepływ krwi i ponownie sfuzjować środkową tętnicę mózgową.
  13. Przytnij nadmiar nici, zszyj skórę szyi i ponownie zdezynfekuj obszar.

3. Działanie pozorowane

  1. W przypadku operacji pozorowanych należy włożyć 7 mm filament pokryty silikonem, aby zamknąć prawą tętnicę środkową mózgu, a następnie natychmiast go wycofać, aby umożliwić natychmiastową reperfuzję.
    UWAGA: Kolejna procedura jest identyczna z tą wykonywaną u zwierząt poddawanych niedokrwieniu mózgu.

4. Neuroscore

  1. Umieść zwierzęta doświadczalne z każdej grupy na otwartym polu i przeprowadź behawioralną ocenę pooperacyjną 4 godziny po reperfuzji niedokrwienia mózgu.
  2. Aby modelowanie zakończyło się sukcesem, należy wziąć pod uwagę wyniki od 1 do 3. Kryteria oceny opierają się na metodzie punktacji Longa10, zgodnie z tabelą 1.
  3. Oceń deficyty neurologiczne zgodnie ze zmodyfikowanymi ocenami nasilenia neurologicznego (mNSS)13, z ocenami przeprowadzonymi po 24 i 72 godzinach po reperfuzji (patrz Tabela 2).

5. Perfuzja przezsercowa

  1. Znieczulij mysz 1,5% pentobarbitalem sodu (zgodnie z instytucjonalnie zatwierdzonymi protokołami). Umieść mysz z powrotem w klatce i odczekaj 10 minut. Następnie uszczypnij palce u nóg myszy, aby sprawdzić brak odruchów i zapewnić głębokie znieczulenie.
  2. Ustaw mysz w pozycji leżącej na piankowym stojaku i zabezpiecz jej kończyny.
  3. Odetnij końcówkę igły 25 G, aby ją stępić, zapobiegając przebiciu ściany aorty. Podłączyć igłę do strzykawki wypełnionej 20 ml soli fizjologicznej.
  4. Podnieś sierść klatki piersiowej i użyj nożyczek, aby odciąć skórę, aby odsłonić wyrostek mieczykowaty. Chwyć wyrostek mieczykowaty i przetnij poziomo poniżej niego, aby odsłonić przeponę, otwierając warstwę mięśni. Ostrożnie przetnij membranę nożyczkami, unikając uszkodzenia serca.
  5. Przeciąć wzdłuż zewnętrznej strony mostka, aby otworzyć klatkę piersiową po obu stronach, odwróć przednią ścianę klatki piersiowej i zabezpiecz ją hemostatykami.
  6. Użyj bawełnianego wacika, aby usunąć tłuszcz u podstawy serca, odsłaniając korzeń aorty.
  7. Zabezpiecz serce kleszczami, włóż igłę na wierzchołek serca i przesuwaj się ukośnie w górę, aż igła będzie widoczna przez ścianę aorty. Zacisnąć igłę na miejscu.
  8. Wykonaj małe nacięcie w prawym przedsionku, aby obserwować przepływ krwi. Równomiernie przetapiaj sól fizjologiczną za pomocą strzykawki, obserwując, czy krew wydostaje się z prawego przedsionka. Gdy ścieki są czyste, zatrzymaj perfuzję14.
  9. Po perfuzji odetnij głowę myszy, aby zebrać brain15 i umieść ją w zamrażarce o temperaturze -20 °C w celu dalszej obróbki.

6. Ocena objętości zawału za pomocą barwienia TTC

  1. Pobrane tkanki mózgowe należy szybko zamrozić w zamrażarce w temperaturze -20 °C na 20 minut, a następnie umieścić je na wstępnie schłodzonej formie do krojenia mózgu i pokroić w plastry o grubości 1 mm.
  2. Otrzymane skrawki mózgu zanurzyć w 2% roztworze TTC i inkubować w temperaturze 37 °C przez 20 minut.
  3. Zanurz plastry mózgu w 4% paraformaldehydzie na noc i zrób zdjęcia następnego dnia.
  4. Zmierz obszar zawału dla każdego wycinka i całkowitą powierzchnię mózgu za pomocą ImageJ. Oblicz stosunek objętości zawału za pomocą wzoru: Objętość zawału % = (Suma obszarów zawału / Suma całkowitych obszarów mózgu) × 100%.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Podczas tworzenia modelu MCAO, podstawowe narzędzia używane do produkcji filamentów i gotowych filamentów są pokazane w Rysunek 3. Po wyprodukowaniu filamentu, model MCAO jest ustalany poprzez wprowadzenie filamentu przez tętnicę szyjną zewnętrzną, z zarejestrowanym czasem trwania operacji. Udane modelowanie jest definiowane przez wynik Longa wynoszący 1-3 4 godziny po wyjęciu filamentu. Masa ciała jest monitorowana codziennie po operacji. Deficyty neurologiczne ocenia się za pomocą zmodyfik...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Badanie to demonstruje prostą i opłacalną metodę wytwarzania filamentu, potwierdzając jej wykonalność w tworzeniu modelu MCAO. Długość silikonowej powłoki filamentu można dostosować do potrzeb eksperymentalnych, co zapewnia dodatkową elastyczność. Przygotowanie zatora z filamentu o średnicy 5 mm osiągnęło 100% skuteczność bez wystąpienia krwotoku podpajęczynówkowego (SAH) u myszy. W grupie używającej zatory z włókna o średnicy 10 mm wystąpiły przypadki SAH, podczas gdy reszta myszy wykazywała wyraźny zawał w regionie MCA...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają do zadeklarowania konfliktu interesów.

Podziękowania

Ta praca była wspierana przez Fundację Medyczną Wu Jieping (320.6750.161290).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Strzykawka 10 mlHaidike Medical Products Co., Ltd.Przyrząd do wytwarzania włókien
Chlorek 2,3,5-trifenylotetrazolu (TTC)Sigma-AldrichG3005Barwnik do barwienia TTC
24-dołkowa płytka hodowlanaCorning CLS3527Naczynie do barwienia TTC
Igła strzykawkowa 26 GHaidike Medical Products Co., Ltd.Przyrząd do wytwarzania włókien
4% paraformaldehyduServicebioG1101Mocowanie tkanek
6-0 nylonowy szewHaidike Medical Products Co., Ltd.Materiały do produkcji filamentów
System anestezjologiczny dla izofluranuRwd Life Science Co., Ltd.Czynnik chłodniczy R610 Znieczulone zwierzę
Bipolarny generator elektrokoagulacjiYirun Medical Instrument Co., Ltd.ZG300Sprzęt do chirurgii
Łaźnia wodna o stałej temperaturzeWiosna  Instrument Co., Sp. z o.o.HH-M6TTC barwienie
Maść do oczuGuangzhou PharmaceuticalH44023098Materiał do operacji
Koc termicznyZH Biomedical Instrument Co., Ltd.Utrzymuj temperaturę ciała 
IsofluraneRwd Life Science Co., Ltd.R510-22-10Znieczulony zwierzęcy
MeloxicamBoehringer-IngelheimJ20160020Analgezja dla zwierząt
Zacisk tętnicy mikrochirurgicznejShanghai Jinzhong Surgical Instruments Co., Ltd. W40130Instrument do chirurgii
Mikrochirurgiczne kleszcze hemostatyczneShanghai Jinzhong Surgical Instruments Co., Ltd. M-W-0022Instrument do chirurgii
Zestaw narzędzi mikrochirurgicznychRwd Life Science Co., Ltd.SP0009-RSprzęt do operacji
Termometr dla myszyHubei Dasjiaer BiotechnologyFT3400Śródoperacyjne monitorowanie temperatury
Pentobarbital soduSigma-AldrichP3761Golarka dla zwierząt poddanych eutanazji
Joyu Urządzenia elektrycznePHC-920Sprzęt do operacji
Uszczelniacz silikonowyKafuterK-704Materiały do produkcji filamentów
StereomikroskopRwd Life Science Co., Ltd.77001SSprzęt do chirurgii
Nić do szwów z igłą (3-0)Shanghai Pudong Jinhuan Medical Products Co., Ltd. F404SUS302Sprzęt do zabiegów chirurgicznych

Bibliografia

  1. Collaborators GBDS. Global, regional, and national burden of stroke and its risk factors, 1990-2019: A systematic analysis for the global burden of disease study 2019. Lancet Neurol. 20 (10), 795-820 (2021).
  2. Kleindorfer, D. O., et al. Guideline for the prevention of stroke in patients with stroke and transient ischemic attack: A guideline from the American Heart Association/American Stroke Association. Stroke. 52 (7), e364-e467 (2021).
  3. Saini, V., Guada, L., Yavagal, D. R. Global epidemiology of stroke and access to acute ischemic stroke interventions. Neurology. 97 (20 Suppl 2), S6-S16 (2021).
  4. Hill, M. D., Coutts, S. B. Alteplase in acute ischaemic stroke: The need for speed. Lancet. 384 (9958), 1904-1906 (2014).
  5. Asif, K. S., et al. Mechanical thrombectomy global access for stroke (mt-glass): A mission thrombectomy (mt-2020 plus) study. Circulation. 147 (16), 1208-1220 (2023).
  6. Fluri, F., Schuhmann, M. K., Kleinschnitz, C. Animal models of ischemic stroke and their application in clinical research. Drug Des Devel Ther. 9, 3445-3454 (2015).
  7. Ringelstein, E. B., et al. Type and extent of hemispheric brain infarctions and clinical outcome in early and delayed middle cerebral artery recanalization. Neurology. 42 (2), 289-298 (1992).
  8. Shaik, N. F., Regan, R. F., Naik, U. P. Platelets as drivers of ischemia/reperfusion injury after stroke. Blood Adv. 5 (5), 1576-1584 (2021).
  9. Zhang, S. R., et al. Large-scale multivariate analysis to interrogate an animal model of stroke: Novel insights into poststroke pathology. Stroke. 52 (11), 3661-3669 (2021).
  10. Longa, E. Z., Weinstein, P. R., Carlson, S., Cummins, R. Reversible middle cerebral artery occlusion without craniectomy in rats. Stroke. 20 (1), 84-91 (1989).
  11. Chen, Y., Ito, A., Takai, K., Saito, N. Blocking pterygopalatine arterial blood flow decreases infarct volume variability in a mouse model of intraluminal suture middle cerebral artery occlusion. J Neurosci Methods. 174 (1), 18-24 (2008).
  12. Yuan, F., et al. Optimizing suture middle cerebral artery occlusion model in c57bl/6 mice circumvents posterior communicating artery dysplasia. J Neurotrauma. 29 (7), 1499-1505 (2012).
  13. Bieber, M., et al. Validity and reliability of neurological scores in mice exposed to middle cerebral artery occlusion. Stroke. 50 (10), 2875-2882 (2019).
  14. Gage, G. J., Kipke, D. R., Shain, W. Whole animal perfusion fixation for rodents. J Vis Exp. (65), e3564(2012).
  15. Barone, F. C., Knudsen, D. J., Nelson, A. H., Feuerstein, G. Z., Willette, R. N. Mouse strain differences in susceptibility to cerebral ischemia are related to cerebral vascular anatomy. J Cereb Blood Flow Metab. 13 (4), 683-692 (1993).
  16. Kitagawa, K., et al. Cerebral ischemia after bilateral carotid artery occlusion and intraluminal suture occlusion in mice: Evaluation of the patency of the posterior communicating artery. J Cereb Blood Flow Metab. 18 (5), 570-579 (1998).
  17. Mccoll, B. W., Carswell, H. V., Mcculloch, J., Horsburgh, K. Extension of cerebral hypoperfusion and ischaemic pathology beyond mca territory after intraluminal filament occlusion in c57bl/6j mice. Brain Res. 997 (1), 15-23 (2004).
  18. Liu, Z., et al. Optimisation of a mouse model of cerebral ischemia-reperfusion to address issues of survival and model reproducibility and consistency. Comput Intell Neurosci. 2022, 7594969(2022).
  19. Ward, R., Collins, R. L., Tanguay, G., Miceli, D. A quantitative study of cerebrovascular variation in inbred mice. J Anat. 173, 87-95 (1990).
  20. Hanna, K. L., Hepworth, L. R., Rowe, F. Screening methods for post-stroke visual impairment: A systematic review. Disabil Rehabil. 39 (25), 2531-2543 (2017).
  21. Rowe, F. J. Stroke survivors' views and experiences on impact of visual impairment. Brain Behav. 7 (9), e00778(2017).
  22. Scoles, D., Mcgeehan, B., Vanderbeek, B. L. The association of stroke with central and branch retinal arterial occlusion. Eye (Lond). 36 (4), 835-843 (2022).
  23. Kim, Y. D., et al. Cerebral magnetic resonance imaging of coincidental infarction and small vessel disease in retinal artery occlusion. Sci Rep. 11 (1), 864(2021).
  24. Emiroglu, M. Y., et al. Effects of obstructive carotid artery disease on ocular circulation and the safety of carotid artery stenting. Heart Lung Circ. 26 (10), 1069-1078 (2017).
  25. Cotofana, S., Lachman, N. Arteries of the face and their relevance for minimally invasive facial procedures: An anatomical review. Plast Reconstr Surg. 143 (2), 416-426 (2019).
  26. Xu, X., et al. Dibazol-induced relaxation of ophthalmic artery in C57bl/6J mice is correlated with the potency to inhibit voltage-gated ca(2+) channels. Exp Eye Res. 231, 109468(2023).
  27. Justic, H., et al. Redefining the Koizumi model of mouse cerebral ischemia: A comparative longitudinal study of cerebral and retinal ischemia in the Koizumi and Longa middle cerebral artery occlusion models. J Cereb Blood Flow Metab. 42 (11), 2080-2094 (2022).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Model MCAOudar niedokrwiennyzwierzęcy model udarumyszy C57choroba naczyniowa mózguprzygotowanie filamentubadania nad udaremeksperymentalny model udaru

Ten artykuł został opublikowany

Film wkrótce dostępny

Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.