Artykuł metodologiczny

Opracowanie nieskomplikowanego modelu łagodnego urazowego uszkodzenia mózgu zmodyfikowanego metodą Weight-Drop i potwierdzonego rezonansem magnetycznym

DOI:

10.3791/67011

⸱

11 kwietnia 2025

 ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Biomedical Imaging and Radiological Sciences, National Yang Ming Chiao Tung University, 2Department of Medical Imaging and Radiological Sciences, College of Medicine, Chang Gung University, 3Department of Medical Imaging and Intervention, Chang Gung Memorial Hospital at Linkou

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

W tym miejscu przedstawiamy protokół mający na celu ustanowienie modelu zwierzęcego z zamkniętym urazem głowy, replikującego wynik neuroobrazu niepowikłanego, łagodnego urazowego uszkodzenia mózgu z zachowaną strukturą mózgu w ostrej fazie i długotrwałym zanikiem mózgu. Podłużne obrazowanie metodą rezonansu magnetycznego jest podstawową metodą stosowaną do celów dowodowych.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Łagodne urazowe uszkodzenie mózgu (mTBI), znane jako wstrząs mózgu, stanowi ponad 85% urazów mózgu na całym świecie. W szczególności niepowikłane mTBI wykazujące ujemne wyniki w rutynowym obrazowaniu klinicznym w ostrej fazie utrudnia wczesną i odpowiednią opiekę u tych pacjentów. Uznano, że różne parametry oddziaływania mogą wpływać na postęp kolejnych objawów neuropsychologicznych po mTBI, a nawet je przyspieszać. Jednak związek parametrów uderzenia podczas wstrząsu mózgu z wynikiem nie został dokładnie zbadany. W niniejszym badaniu opisano i szczegółowo zademonstrowano model zwierzęcy z zamkniętym urazem głowy (CHI) zmodyfikowanym z paradygmatu urazu spowodowanego spadkiem masy ciała. Dorosłe samce szczurów Sprague-Dawley (n = 20) zostały losowo przydzielone do grup CHI o różnych parametrach wpływu (n = 4 na grupę). Podłużne badania obrazowania MR, w tym obrazowanie T2-zależne i obrazowanie tensora dyfuzji oraz sekwencyjne oceny behawioralne, takie jak zmodyfikowana ocena nasilenia neurologicznego (mNSS) i test chodu wiązki, przeprowadzono w ciągu 50-dniowego okresu badania. Barwienie immunohistochemiczne w kierunku astroglejozy wykonano w 50 dniu po urazie. Gorsze wyniki behawioralne zaobserwowano u zwierząt po powtarzającym się CHI w porównaniu z grupą z pojedynczym urazem i grupą pozorowaną. Dzięki zastosowaniu podłużnego rezonansu magnetycznego (MRI) nie zaobserwowano istotnego stłuczenia mózgu po 24 godzinach od urazu. Niemniej jednak atrofia kory mózgowej i zmiana korowej anizotropii frakcyjnej (FA) wykazano w 50 dniu po urazie, co sugeruje pomyślną replikację klinicznej niepowikłanego mTBI. Co najważniejsze, zmiany w wynikach neurobehawioralnych i cechach obrazu obserwowanych po mTBI zależały od liczby uderzeń, odstępów między urazami i wybranego miejsca uderzenia u zwierząt. Ten model mTBI in vivo w połączeniu z przedklinicznym rezonansem magnetycznym zapewnia środki do badania uszkodzeń mózgu w skali całego mózgu. Umożliwia również badanie obrazowania biomarkerów wrażliwych na mTBI w różnych parametrach oddziaływania i poziomach nasilenia.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Łagodne urazowe uszkodzenie mózgu (mTBI) obserwuje się przede wszystkim u sportowców uprawiających sporty kontaktowe, weteranów wojskowych i osób uczestniczących w wypadkach drogowych1. Stanowi on ponad 85% wszystkich zgłoszonych urazów głowy2. Rozległa etiologia mTBI i jego rosnąca globalna częstość występowania podkreślają włączenie mTBI jako wstępnego środowiskowego czynnika ryzyka choroby neurodegeneracyjnej o późnym początku3. Niepowikłana łagodna TBI charakteryzuje się wynikiem Glasgow Coma Score (GCS) wynoszącym 13-15, bez nieprawidłowości strukturalnych obserwowanych w tomografii komputerowej (CT) lub rezonansie magnetycznym (MRI). Typowe objawy doświadczane przez pacjentów z niepowikłanym mTBI to bóle głowy, zawroty głowy, nudności lub wymioty oraz zmęczenie. Jednak podłużna ocena wyników po niepowikłanym mTBI stanowi poważne wyzwanie ze względu na wysoki odsetek osób rezygnujących z leczeniau pacjentów 4.

Obawy związane z powtarzającym się mTBI wzrosły, szczególnie w społeczności profesjonalnych sportowców National Football League (NFL), co w konsekwencji podniosło świadomość wśród sportowców niezawodowych5. Przypuszcza się, że podatność mózgu wzrasta po początkowym mTBI, a kolejne urazy mogą potencjalnie pogorszyć skutki urazów. Niedawne odkrycia z największej kohorty dawców mózgu piłkarzy nie tylko sugerują wcześniejszy udział w piłce nożnej w nasileniu przewlekłej encefalopatii pourazowej (CTE), ale także sugerują korelację między różnymi czynnikami związanymi z piłką nożną a ryzykiem i ciężkością CTE6. W związku z tym rosną obawy o wpływ liczby wstrząśnień mózgu i powtarzającego się reżimu na wyniki urazów. W badaniach przedklinicznych analizowano zmiany neuropatologiczne, kaskadę neurozapalną i upośledzenie neuropsychologiczne po powtarzającym się mTBI przy użyciu różnych modeli zamkniętych urazów głowy (CHI) 7,8,9,10,11,12,13,14 . Jednak badanie parametrów wpływu na nieskomplikowany model mTBI, który może ściśle naśladować powtarzające się wstrząsy głowy związane ze sportem, powodujące upośledzenie funkcjonalne w ostrej fazie i atrofię mózgu w fazie przewlekłej, nie zostało dobrze zbadane.

Obrazowanie tensora dyfuzji (DTI), technika oceny dyfuzji cząsteczek wody, jest powszechnie stosowana w badaniach nad wpływem mTBI. Anizotropia frakcyjna (FA), kluczowa metryka pochodząca z DTI, określa ilościowo stopień koherencji dyfuzyjności wody i dostarcza informacji dotyczących organizacji strukturalnej aksonów i wiązek włókien nerwowych. Zaproponowano zaburzenia wartości FA w istocie białej (WM) po mTBI w różnych modelach 8,10,11,15,16,17. Ponadto dyfuzyjność osiowa (AD) i dyfuzyjność promieniowa (RD), wskazujące na integralność aksonalną i mielinową, zmieniły się po mTBI w badaniach przedklinicznych 10,15,16,18,19,20. Jednak rozbieżności w wynikach DTI między poprzednimi badaniami są prawdopodobnie spowodowane różnicami w nasileniu mTBI, różnicami w parametrach wpływu, różnymi modelami mTBI i niespójnymi punktami czasowymi obserwacji po urazie9.

Niniejszy dokument protokolarny ma zatem na celu ustanowienie zwierzęcego modelu mTBI, zaprojektowanego do oceny skumulowanych skutków pojedynczego i powtarzalnego mTBI. Włączyliśmy kompleksowe i podłużne oceny, w tym oceny dobrostanu zwierząt, wyników behawioralnych, parametrów DTI i objętości kory mózgowej, aby uchwycić dynamiczne zmiany po urazie i zbadać wpływ różnych parametrów wpływu. Wykazując zarówno ostre upośledzenie funkcjonalne, jak i długotrwałe zmiany mikrostrukturalne, model ten skutecznie replikuje kluczowe cechy nieskomplikowanego mTBI, które nie zostały w pełni uwzględnione w poprzednich badaniach na zwierzętach. W tym miejscu przedstawiliśmy szczegółowy protokół opracowania nieskomplikowanego modelu mTBI przy użyciu zmodyfikowanej metody spadku masy ciałaz zamkniętą głowicą 8,11 i przeprowadzenia oceny podłużnej po mTBI.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Badanie zostało przeprowadzone zgodnie z zaleceniami National Institutes of Health Guidelines for Animal Research (Guide for the Care and Use of Laboratory Animals) oraz Animal Research: Reporting In Vivo Experiments guidelines. Wszystkie eksperymenty na zwierzętach zostały zatwierdzone przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki nad Zwierzętami i Ich Wykorzystania (IACUC) Narodowego Uniwersytetu Yang Ming Chiao Tung. Dwadzieścia zwierząt zostało losowo przydzielonych do 5 grup (n = 4 na grupę): (i) pojedyncze uderzenie w korę czuciowo-ruchową (SMCx/pojedyncze), (ii) podwójne uderzenie w SMCx w odstępie 1 godziny (SMCx/2 uderzenia/1 h), (iii) podwójne uderzenia w SMCx w odstępie 10 minut (SMCx/2 uderzenia/10 min), (iv) podwójne uderzenia w centralną część mózgu w odstępie 1 godziny (Centralne/2 uderzenia/1 h), oraz (v) grupa pozorowana z samą operacją, ale bez bezpośredniego wpływu na głowę, w celu oceny wyniku podłużnego (ryc. 1). Warto zauważyć, że interwały między urazami wybrane do tego badania (1 godzina vs. 10 minut) zostały zaprojektowane tak, aby naśladować powtarzające się uderzenia podwstrząsowe 8,10,11,13,21, które mogą być nawet tysiąc razy w ciągu jednego sezonu, doświadczane przez sportowców uprawiających sporty kontaktowe 22,23.

1. Indukcja urazu zamkniętej głowy (CHI)

UWAGA: Dorosłe samce szczurów Sprague-Dawley w wieku od 10 do 12 tygodni i ważące ponad 250 g są trzymane w 12/12-godzinnym cyklu światło/ciemność z dostępem ad libitum do pożywienia i wody.

  1. Umieść szczura w małej komorze indukcyjnej i znieczul go mieszaniną izofluranu (5%) i powietrza medycznego (2,5-3 l/min). Wyjmij szczura z komory, gdy nie reaguje na szczypanie łapy lub ogona.
  2. Umieść szczura na poduszce grzewczej.
    UWAGA: Włącz poduszkę grzewczą podczas zabiegu, aby utrzymać temperaturę ciała szczurów.
  3. Przynieś szczura na ramę stereotaktyczną i zabezpiecz ją listwą do zębów. Izofluran należy podawać w dawce 2% za pomocą połączonego stożka nosowego z powietrzem medycznym o natężeniu przepływu 1,5-2 l/min w celu konserwacji podczas operacji.
  4. Ustaw nauszniki. Upewnij się, że szczur jest wyśrodkowany i symetryczny na ramie stereotaktycznej.
    UWAGA: Wszystkie zabiegi chirurgiczne powinny być wykonywane w warunkach aseptycznych. Narzędzia zostały wysterylizowane przed zabiegiem za pomocą autoklawu parowego. Aby zapobiec zakażeniu, na zwierzę umieszczono serwetę chirurgiczną. Chirurg nosił czepek zakrywający włosy, maskę zakrywającą twarz, a podczas zabiegu był wyposażony w fartuch laboratoryjny i rękawice chirurgiczne24.
  5. Umieść czujnik pulsoksymetru na tylnej łapie zwierzęcia, aby monitorować częstość oddechów, tętno, poziom tlenu we krwi i temperaturę ciała zwierzęcia.
  6. Wstrzyknąć 1 ml/kg masy ciała lidokainy (20 mg/ml) podskórnie w skórę głowy szczura jako środek znieczulający miejscowo.
  7. Nałóż krem do depilacji na głowę zwierzęcia i odczekaj 3 minuty. Wytrzyj krem wacikami nasączonymi 70% alkoholem izopropylowym.
  8. Kilkakrotnie wyczyść ogolony obszar za pomocą sterylnego wacika nasączonego jodem. Usuń pozostałości jodu za pomocą bawełnianego wacika nasączonego 70% etanolem.
  9. Wykonaj nacięcie w linii środkowej o długości około 2-2,5 cm w ogolonej skórze za pomocą sterylnego ostrza chirurgicznego, aby uzyskać dostęp do powierzchni czaszki.
  10. Usuń tkankę z kości za pomocą wacika, aby odsłonić czaszkę. Oczyść powierzchnię czaszki za pomocą bawełnianego wacika nasączonego 0,9% solą fizjologiczną, a następnie wyczyść ją suchym wacikiem.
    UWAGA: Szwy czaszki oraz zarówno bregma, jak i lambda mogą być teraz łatwo zidentyfikowane.
  11. Zidentyfikuj bregmę jako punkt odniesienia, aby dokładniej określić obszar oddziaływania na podstawie współrzędnych.
    UWAGA: W tym protokole do indukcji CHI wykorzystywane są dwa zestawy współrzędnych: (-2,5,-2,0) (2,5 mm bocznie 2,0 mm za bregmą) na szczycie kory sensomotorycznej (SMCx), a także (0,-3,0) na szczycie centralnej części mózgu (centralnej).
  12. Zidentyfikuj wybrane współrzędne na powierzchni czaszki i przymocuj okrągły hełm ze stali nierdzewnej (o średnicy 10 mm i grubości 1 mm) na wyznaczonym obszarze za pomocą cementu dentystycznego. Wyjmij poduszkę grzewczą i pulsoksymetr.
  13. Przesuń urządzenie stereotaktyczne i szczura na stole podnośnika (14 cm długości, 8 cm szerokości i 6.15 cm głębokości) pod impaktorem CHI.
  14. Podnieś ciało szczura za pomocą gąbki piankowej (19 cm długości, 10 cm szerokości i 4 cm głębokości, o gęstości 18 kg/m3).
  15. Usuń szczura z nauszników ramy stereotaktycznej. Trzymaj szczura nieruchomo na pasku zębowym połączonym ze stożkiem nosowym, dostarczając 2% izofluranu. Upewnij się, że głowa i ciało są ustawione poziomo w kierunku rostralno-ogonowym.
  16. Wyreguluj stół podnośny, aby upewnić się, że między udarem CHI a kaskiem nie ma miejsca. Wyłącz izofluran bezpośrednio przed uderzeniem.
    UWAGA: Aby określić odruch prostowania spowodowany uszkodzeniem mózgu, przeprowadzono czasowe zaprzestanie stosowania izofluranu25.
  17. Upuść 600 g mosiądzu z wysokości 1 m przez rurkę ze stali nierdzewnej (1 m wysokości i średnicy wewnętrznej 20 mm do oczyszczenia kolumny z odważnikami z mosiądzu nierdzewnego) do zabezpieczonego impaktora z okrągłą końcówką skierowaną w stronę metalowego hełmu.
    UWAGA: Zwierzęta w grupie pozorowanej nie doświadczyły uderzenia, ponieważ mosiężna kropla została uwolniona bez kontaktu z hełmem na głowie szczura.
  18. Opuść stół podnośnika. Wyjmij szczura z ramy stereotaktycznej i umieść go w pozycji leżącej na poduszce grzewczej.
  19. Zapisz czas odruchu prostowania, czyli czas, w którym zwierzę próbuje zmienić pozycję z pozycji leżącejna plecach do pozycji leżącej 26,27.
    UWAGA: Zwierzęta poddane powtarzającemu się CHI zostały ponownie znieczulone 3 minuty przeddrugim uderzeniem . Dla zwierząt w grupie SMCx/podwójne/10 min, które nie odwróciły się w czasie z powrotem do pozycji leżącej, odpowiedni czas odruchu prostowania zarejestrowano jako 420 s.
  20. Po zarejestrowaniu odruchu prostowania ponownie znieczulić szczura izofluranem, wykonując krok 1.1.
  21. Unieruchom szczura za pomocą ramy stereotaktycznej, wykonując krok 1.3.
    UWAGA: Po potwierdzeniu stabilności kasku na szczycie czaszki powtórz ponownie kroki 1.13-1.17, aby wykonać 2. uderzenie .
  22. Zdejmij kask. Usuń całą tkankę łączną i cement na wierzchu czaszki.
  23. Przykryj czaszkę cementem dentystycznym i pozostaw do wyschnięcia. Sprawdź, czy cement dentystyczny jest sztywny i twardy, używając tylnej części pęsety.
    UWAGA: Cement dentystyczny został nałożony na czaszkę w celu wyeliminowania artefaktów podatności spowodowanych przez interfejsy czaszka-powietrze lub czaszka-krew między czaszką a skórą głowy po operacji.
  24. Zamknij nacięcie za pomocą nylonowych szwów chirurgicznych 4-0 z 4-5 niezależnymi węzłami.
    UWAGA: Rana ma około 2-2,5 cm długości. Upewnij się, że szwy chirurgiczne nie mają działania kapilarnego i są wykonane z materiału jedwabnego lub nylonowego. Nie zszywać nacięcia za pomocą jednego węzła, aby zapobiec otwarciu rany przez drapanie zwierzęcia.
  25. Zastosuj miejscowo krem z lidokainą i prylokainą, aby zapobiec nadmiernemu drapaniu nacięcia chirurgicznego przez szczura.
  26. Wstrzyknąć 1 ml/kg masy ciała karprofenu (50 mg/ml) podskórnie w szyję jako pooperacyjne leki przeciwbólowe.
  27. Umieść szczura w czystej klatce na poduszce grzewczej, aż odzyska przytomność. Gdy szczur usiądzie prosto, odłóż go z powrotem do klatki domowej.
  28. Doustnie podawać zwierzęciu 5 ml paracetamolu (24 mg/ml) zmieszanego z 200 ml wody dziennie jako środek przeciwbólowy przez 3 kolejne dni po zabiegu.

2. Rezonans magnetyczny (MRI)

UWAGA: Obrazowanie T2-zależne i obrazowanie tensora dyfuzji wykonuje się przy użyciu sekwencyjnego systemu PET/MR 7T przed CHI, a także po 1 i 50 dniach od urazu (ryc. 1). Wyjściowy rezonans magnetyczny wykonano w ciągu 1 tygodnia przed zabiegiem CHI. W przypadku ocen w 1 i 50 dniu po CHI, oceny behawioralne przeprowadzono rano, a następnie skany MRI po południu tego samego dnia.

  1. Znieczulić szczura w małej komorze indukcyjnej wypełnionej mieszaniną izofluranu (5%) i powietrza medycznego (2,5-3 l/min).
  2. Gdy szczur nie reaguje na uszczypnięcie łapy lub ogona, tymczasowo wstrzymaj znieczulenie podczas przenoszenia do kołyski dla zwierząt w pozycji leżącej głową do przodu.
  3. Umieść szczura w uchwycie na głowę połączonym ze stożkiem nosowym, dostarczając 2% izofluranu z powietrzem medycznym o natężeniu przepływu 1,5-2 l/min w celu konserwacji podczas akwizycji obrazu.
  4. Przymocuj głowę małym kawałkiem taśmy, aby uniknąć ruchu podczas skanowania.
    UWAGA: Nałóż trochę pasty do zębów na głowę szczura pierwszego dnia po CHI, aby zapobiec artefaktom podatności magnetycznej spowodowanym usunięciem skóry głowy28,29.
  5. Umieść podkładkę uciskową pod klatką piersiową szczura, aby monitorować oddychanie. Włóż elektrody igłowe do kończyn, aby monitorować tętno.
  6. Włóż sondę doodbytniczą, aby zmierzyć temperaturę w odbycie. Przykryj szczura kocem grzewczym z krążącą ciepłą wodą i okładem z tkanek podczas eksperymentu, aby utrzymać temperaturę ciała.
    UWAGA: Przez cały czas trwania eksperymentu monitoruj warunki fizjologiczne, w tym tętno, częstość oddechów i temperaturę w odbycie. Przed skanowaniem sprawdź wszystkie sygnały fizjologiczne szczura, aby upewnić się, że monitor parametrów życiowych jest wysokiej jakości.
  7. Użyj laserowego systemu pozycjonowania skanera PET/MR, aby oznaczyć środek głowy w celu precyzyjnego wyrównania.
  8. Przenieś zwierzę do otworu MRI automatycznie za pomocą zmotoryzowanego systemu transportu zwierząt, aż środek głowy zrówna się z izocentrum skanera.
    UWAGA: Zmotoryzowany system transportu zwierząt zintegrowany z systemem PET/MR zapewnia dokładne pozycjonowanie zwierząt i usprawnia przepływ pracy podczas przechodzenia między metodami obrazowania.
  9. Uzyskaj sekwencję MRI.
    1. Wykonaj wstępną lokalizację i ogólną regulację.
    2. Użyj środkowego plastra strzałkowego i wyrównaj 8. plasterek od przodu do dekuzji spoidła przedniego.
      UWAGA: Wycinki koronalne są ustawione prostopadle do płaszczyzny poziomej wyznaczonej przez linię łączącą spoidło przednie i podstawę móżdżku, co odpowiada kątowi około 15° w stosunku do osi długiej ciała modzelowatego. Kluczowe parametry skanowania T2-RARE dla środkowego wycinka strzałkowego są następujące: czas powtarzania (TR) = 2500 ms, czas echa (TE) = 44 ms, pole widzenia (FOV) = 3,5 cm, rozmiar matrycy = 256 256, grubość warstwy = 1 mm, liczba plasterków = 1, współczynnik RARE = 8, szerokość pasma = 75 kHz, liczba średnich = 1, czas akwizycji = 1 min 20 s.
    3. Użyj szybkiej akwizycji ze wzmocnieniem relaksacji (RARE) z supresją tłuszczu i pasmem nasycenia pod mózgiem, aby uzyskać obrazy T2-zależne dla odniesienia anatomicznego (ryc. 2).
      UWAGA: Kluczowe parametry skanowania T2-RARE są następujące: czas powtarzania (TR) = 3600 ms, czas echa (TE) = 40 ms, pole widzenia (FOV) = 2 cm, rozmiar matrycy = 256 256, grubość warstwy = 1 mm, liczba plasterków = 16, współczynnik RARE = 8, szerokość pasma = 75 kHz, liczba średnich = 8, czas akwizycji = 7 min 40 s.
    4. Użyj 4-strzałowego EPI z echem spinowym, aby uzyskać obrazy tensora dyfuzji (rysunek 2).
      UWAGA: Kluczowe parametry skanu DTI są następujące: TR = 3000 ms, TE = 28 ms, pole widzenia (FOV) = 2 cm, rozmiar matrycy = 96 96, grubość = 1 mm, liczba warstw = 16, czas trwania impulsu (δ) = 5 ms, czas między dwoma impulsami (Δ) = 15 ms, liczba B0 = 5, liczba kierunków = 30, wartość b = 1000 s/mm3, szerokość pasma = 150 kHz, liczba średnia = 4, czas akwizycji = 14 min.
    5. Zakończ protokół skanowania. Wysuń kołyskę dla zwierząt z magnesu. Wyjmij zwierzę z kołyski.
    6. Przenieś szczura do czystej klatki z poduszką grzewczą pod spodem, aby utrzymać temperaturę ciała. Przywróć szczura do jego domowej klatki, gdy odzyska przytomność.
  10. Wstępne przetwarzanie obrazu
    UWAGA: Użyj MRtrix3, oprogramowania do statystycznego mapowania parametrycznego (SPM) i niestandardowych skryptów MATLAB do przetwarzania i analizy danych.
    1. Odszumianie obrazów DTI za pomocą polecenia MRtrix3 (dwidenoise)30.
    2. Usuń artefakty dzwonienia Gibba z obrazów DTI za pomocą polecenia MRtrix (mrdegibbs)30.
    3. Rejestruj obrazy DTI z obrazami T2-ważonymi pojedynczego obiektu w skanach podłużnych przy użyciu funkcji SPM (spm_coreg,m i spm_powell,m).
    4. Wykonaj usuwanie czaszki na obrazach T2-ważonych, ręcznie konturując obszar mózgu kawałek po wycinku, a następnie usuwając piksele o intensywności poniżej obliczonego progu określonego metodąOtsu 31 (niestandardowy skrypt MATLAB thr_otsu2.m).
    5. Przeprowadź korejestrację między osobnikami wśród zwierząt w tej samej grupie eksperymentalnej przy użyciu funkcji SPM (spm_coreg.m i spm_powell.m). Zastosuj maskę mózgu do odpowiednich obrazów DTI.
      UWAGA: Zdejmowanie czaszki jest wykonywane w celu skrócenia czasu przetwarzania komputerowego.
    6. Obliczanie map tensorowych na podstawie DTI (niestandardowy skrypt MATLAB, tensormap.m).
    7. Obliczanie map FA (niestandardowy skrypt MATLAB, calFA.m)
      UWAGA: Wszystkie niestandardowe skrypty MATLAB są dostępne za pośrednictwem następującej bazy danych (https://doi.org/10.57770/9ZESXD).
  11. Analiza obrazu-FA
    1. Narysuj obszary zainteresowania (ROI) w korze i ciele modzelowatym (CC) dla trzech kolejnych wycinków obrazu poniżej współrzędnych CHI.
      UWAGA: Wszystkie ROI zostały ręcznie narysowane i wizualnie sprawdzone pod kątem rażących błędów przez 2 doświadczonych badaczy ślepych na grupy eksperymentalne.
    2. Wyodrębnij i uśrednij wartość FA z ROI.
      UWAGA: W przypadku ciała modzelowatego pod korą piksele o wartościach FA < 0,35 zostały wykluczone z wybranego ROI, aby wyeliminować częściowe efekty głośności. W przypadku kory mózgowej do analizy zrekrutowano wszystkie piksele o wartościach FA < 0,35 w ROI.
  12. Analiza obrazu-Objętość
    1. Ręcznie narysuj ROI obejmujące obszary kory mózgowej dla 11 kolejnych wycinków obrazu w Bregma od -7 do +3 mm.
      UWAGA: Wszystkie ROI zostały ręcznie narysowane przez 2 doświadczonych badaczy ślepych na grupy eksperymentalne.
    2. Zsumuj łączną liczbę pikseli ROI w plasterkach i przekształć je w objętość, mnożąc grubość plastra (1 mm).
    3. Normalizuj objętość kory mózgowej po CHI odpowiednią objętością przed CHI każdego zwierzęcia.
      UWAGA: Znormalizuj dane, aby wyeliminować indywidualne różnice w objętości mózgu u zwierząt przed prezentacją.

3. Ocena zachowania

UWAGA: Eksperymenty behawioralne są przeprowadzane przy użyciu testu równowagi chodu wiązki i mNSS przed CHI, a także 1 i 50 dni po CHI (Rysunek 1). Cała ocena została przeprowadzona przez co najmniej dwóch obserwatorów w celu zapewnienia dokładności, spójności i obiektywności zebranych danych.

  1. Test równowagi chodu na belce
    1. Włącz kamerę wideo i uruchom minutnik.
    2. Umieść szczury na jednym końcu równoważni (3 cm głębokości, 3 cm szerokości, 80 cm długości i 60 cm nad podłogą).
    3. Zatrzymaj stoper, gdy szczur zakończy jedną podróż w obie strony, przewróci się lub zamarznie w ciągu 3 minut.
      1. Podczas doświadczenia obserwuj stan zwierząt do oceny za pomocą mNSS 11,32,33,34. Postępuj zgodnie z poniższymi standardami oceny:
      2. Jeśli szczur utrzymuje równowagę przy stabilnej postawie na belce, przypisz mu wynik 0.
      3. Jeśli szczur chwyci bok belki, przypisz wynik 1.
      4. Jeśli szczur upadnie z jedną kończyną poza belkę, przypisz mu wynik 2.
      5. Jeśli szczur upadnie z oderwanymi dwiema kończynami lub obróci się na belce (>60 s), przypisz mu wynik 3.
      6. Jeśli szczur próbuje utrzymać równowagę na belce, ale spada (>40 s), przypisz mu wynik 4.
      7. Jeśli szczur próbuje utrzymać równowagę na belce, ale spada (>20 s), przypisz mu wynik 5.
      8. Jeśli szczur nie próbuje utrzymać równowagi lub zawisnąć na belce i spadnie w ciągu 20 sekund, przyznaj mu 6 punktów.
      9. Jeśli szczur nie wykona zadania, uznaj, że zajęło mu to maksymalnie 3 minuty i przypisz mu wynik 6.
    4. Zaplanuj dni testowe w określonych punktach czasowych.
      UWAGA: Szczury, które nie ukończyły spaceru po belce w obie strony w dwóch próbach przed CHI, należy wykluczyć z późniejszej operacji i dalszej oceny behawioralnej.
  2. Zmodyfikowana ocena ciężkości neurologicznej (mNSS)
    UWAGA: ocena mNSS obejmuje testy motoryczne, testy sensoryczne, brak odruchu, nieprawidłowe ruchy, balans belki oraz chodzenie po podłodze32,33, które szybko wykonywano na co dzień.
    1. Wykonaj testy silnika.
      1. Podnieś szczura za podstawę ogona i obserwuj odruchy jego kończyn przez około 15 sekund, aby ocenić prawidłowe zgięcie i wyprost.
      2. Jeśli obserwuje się normalne zgięcie kończyny przedniej, przypisz wynik 0. Jeśli nie zaobserwuje się zgięcia, przypisz wynik 1.
      3. Jeśli obserwuje się normalne zgięcie w kończynie tylnej, przypisz wynik 0. Jeśli nie zaobserwuje się zgięcia, przypisz wynik 1.
      4. Jeśli głowa przesunie się o >10° do osi pionowej w ciągu 30 s po podniesieniu szczura za ogon, przypisz mu wynik 0. Jeśli nie, przypisz wynik 1.
        UWAGA: W tej sesji testu zostaną przyznane maksymalnie 3 punkty.
    2. Wykonaj testy ułożenia kończyn.
      UWAGA: Test umieszczania jest wykonywany w celu oceny koordynacji między funkcjami sensorycznymi (wzrokowymi, dotykowymi i propriocepcją) a funkcjami motorycznymi.
      1. Powoli opuść szczura w kierunku powierzchni stołu. Obserwuj, czy łapy szczurów sięgają i rozciągają się w kierunku powierzchni.
      2. Jeśli szczury dotarły na powierzchnię z obiema kończynami wyciągniętymi i do przodu, przypisz wynik 0. Jeśli nastąpi opóźnienie lub brak odpowiedzi, przypisz wynik 1.
      3. Połóż szczura na powierzchni i pociągnij łapę do krawędzi stołu. Obserwuj, czy jego łapa wraca do normalnej pozycji na powierzchni stołu.
      4. Jeśli zaobserwuje się natychmiastowe i normalne reakcje na umieszczenie, przypisz wynik 0. Jeśli zaobserwuje się opóźnione umieszczanie odpowiedzi, przypisz wynik 1. Jeśli nie ma odpowiedzi, przypisz wynik 2.
        UWAGA: W tej sesji testu zostaną przyznane maksymalnie 3 punkty.
    3. Obserwuj nieobecność i nienormalne ruchy.
      1. Obserwuj, czy nie ma potrząsania głową, aby ocenić odruch małżowiny usznej podczas dotykania przewodu słuchowego bawełnianym końcem wacika.
      2. Jeśli zaobserwuje się normalny odruch, przypisz wynik 0. Jeśli nie zaobserwuje się żadnego odruchu, przypisz wynik 1.
      3. Oceń obecność odruchu rogówkowego, dotykając rogówki bawełnianym końcem wacika.
      4. Jeśli zostanie wywołana normalna odpowiedź, przypisz wynik 0. Jeśli nie zostanie wywołana żadna reakcja mrugnięcia oczami, przypisz wynik 1.
      5. Zrób krótkie i mocne klaskanie w dłonie. Obserwuj obecność odruchu zaskoczenia.
      6. Jeśli zaobserwuje się odruch, przypisz wynik 0. Jeśli nie zaobserwuje się żadnego odruchu, przypisz wynik 1.
      7. Obserwuj, czy szczur ma drgawki, mioklonie lub miodystonię.
      8. Jeśli wystąpi którykolwiek z nich, przypisz mu wynik równy 1.
        UWAGA: W tej sesji testu zostaną przyznane maksymalnie 4 punkty.
    4. Wykonaj test wyważenia belki, jak opisano wcześniej (krok 3.1).
      UWAGA: W tej sesji testu zostanie przyznanych maksymalnie 6 punktów.
    5. Wykonaj test chodzenia po podłodze.
      1. Przygotuj arenę na otwartym polu (75 cm długości, 50 cm szerokości i 40 cm głębokości). Upewnij się, że jest czysty i wolny od wszelkich wcześniejszych sygnałów zapachowych.
      2. Umieść szczura na środku areny na otwartym polu i obserwuj, jak szczur chodzi po arenie.
      3. Jeśli szczur wykonuje regularny spacer, przypisz mu wynik 0.
      4. Jeśli szczur nie może chodzić prosto, przypisz mu wynik 1.
      5. Jeśli szczur upadnie na stronę niedowładną po umieszczeniu go na podłodze, przypisz mu wynik 3.
        UWAGA: W tej sesji testu zostaną przyznane maksymalnie 3 punkty.
    6. Zsumuj wszystkie wyniki; Maksymalny możliwy wynik to 18.
      UWAGA: Wyższy wynik oznacza gorszy wynik.

4. Immunohistologia

  1. Wykonaj perfuzję przezsercową35.
    UWAGA: Perfuzję przezsercową wykonuje się po skanowaniu MRI 50 dni po CHI (ryc. 1).
    1. Umieść szczura w małej komorze indukcyjnej i znieczul go izofluranem (5%), aż przestanie reagować na szczypanie łapy lub ogona.
    2. Podawać 50 mg/kg masy ciała zoletilu (50 mg/ml) i 10 mg/kg masy ciała ksylazyny (Roumpun, 23,32 mg/ml) we wstrzyknięciu dootrzewnowym w celu głębokiego znieczulenia.
    3. Ułóż szczura w pozycji leżącej.
    4. Wykonaj poprzeczne nacięcie o długości około 4-5 cm pod klatką piersiową za pomocą nożyczek.
    5. Zlokalizuj membranę i przetnij ją, aby odsłonić serce.
    6. Za pomocą kleszczy hemostatycznych zaciśnij tętnicę płucną, a następnie wykonaj nacięcie o długości około 0,5-1 cm w prawym przedsionku.
    7. Podłączyć igłę do rurociągu podłączonego do pompy infuzyjnej.
    8. Wbić igłę do lewej komory.
    9. Przepłukać zwierzę przez perfuzję przezsercową (40 ml/min) 500 ml 0,9% soli fizjologicznej, aż krew zostanie oczyszczona.
    10. Przeprowadzić perfuzję zwierzęcia przez perfuzję przezsercową (40 ml / min) z 500 ml 4% paraformaldehydu (PFA) w celu utrwalenia.
    11. Usuń głowę szczura i ostrożnie oderwij tkankę mózgową od czaszki.
    12. Przechowuj mózg w około 20 ml 4% PFA w butelce przez 48 godzin w celu utrwalenia.
  2. Wykonaj przetwarzanie tkanek i barwienie IHC36,37.
    UWAGA: Wykonaj barwienie immunohistochemiczne na utrwalonych w formalinie, zatopionych w parafinie skrawkach tkanek za pomocą zestawu systemu wtórnego wykrywania immunoperoksydazy.
    1. Używaj skrawków tkanek utrwalonych w formalinie i zatopionych w parafinie.
    2. Przeprowadzić deparafinowanie i potraktować szkiełka 3%H2O2w celu zablokowania endogennej aktywności peroksydazy. Przeprowadzić pobieranie antygenu przy użyciu buforu cytrynianowego w temperaturze 90 °C.
    3. Wykonaj barwienie immunohistochemiczne przy użyciu zestawu systemu wtórnego wykrywania immunoperoksydazy.
      UWAGA: Procedury barwienia przeprowadza się zgodnie z zaleceniami producenta.
    4. Użyj hematoksyliny, aby przeciwdziałać barwieniu próbek.
    5. Zamontuj próbki za pomocą odczynnika zapobiegającego blaknięciu.
    6. Stosować przeciwciała przeciwko kwaśnemu białku fibrylarnemu gleju (GFAP) do barwienia immunohistochemicznego.
    7. Uzyskaj obrazy ROI za pomocą skanera do slajdów pod mikroskopem świetlnym (ryc. 6).

5. Analiza statystyczna zachowań i wyników wizerunkowych

UWAGA: W niniejszym badaniu analizę statystyczną przeprowadzono w SPSS; Analizę statystyczną można jednak przeprowadzić w innych zestawach narzędzi statystycznych.

  1. Załaduj dane w szerokim formacie do pliku SPSS *.sav.
  2. Przeprowadź analizę wariancji powtarzanych pomiarów (ANOVA), aby porównać wyniki behawioralne (znormalizowana waga, mNSS i czas marszu wiązki) oraz obrazowe (wartości FA w korze mózgowej i CC) w czasie między grupami.
    1. Kliknij opcję Analizuj > ogólny model liniowy > Powtarzane miary.
    2. Przypisz nazwę w polu Nazwa czynnika wewnątrzprzedmiotowego (np. czas) i wpisz "3" w polu Liczba poziomów (trzy poziomy z różnymi punktami czasowymi kontynuacji). Przypisz nazwę w polu Nazwa miary (np. mNSS) w oknie dialogowym Powtarzane miary definiują współczynniki.
    3. Załaduj zmienne wewnątrzobiektowe (dane uzyskane przed badaniem, D1 i D50 po CHI), które muszą zostać przetestowane, i określ czynnik międzyobiektowy (np. grupy zwierząt o różnych parametrach wpływu) w oknie dialogowym Powtarzane pomiary .
    4. Wybierz Bonferroniego jako test post hoc dla czynników (np. grup zwierząt) w oknie dialogowym wielokrotnych porównań post hoc dla obserwowanych średnich .
      UWAGA: Aby skorygować wielokrotne porównania, błąd typu I został skorygowany za pomocą poprawek Bonferroniego (0,05/3) dla porównań w czasie. Istotność statystyczną zdefiniowano jako p < 0,05 (skorygowane SPSS).
  3. Przeprowadź jednoczynnikową analizę ANOVA, aby porównać odruch prostowania i zmianę objętości kory mózgowej między grupami.
    1. Kliknij opcję Analizuj > Porównaj oznacza > jednokierunkową usługę ANOVA.
    2. Załaduj zmienne (odruch prostowania i zmiana objętości kory mózgowej) z listy zależnej i grupy jako czynnik w oknie dialogowym Jednokierunkowa ANOVA.
    3. Wybierz Bonferroni jako test post hoc w oknie dialogowym Jednokierunkowa analiza ANOVA: wielokrotne porównania post hoc .
      UWAGA: Aby skorygować wielokrotne porównania, błąd typu I został skorygowany za pomocą poprawek Bonferroniego (0,05/5) dla porównań między grupami. Istotność statystyczną zdefiniowano jako p < 0,05 (skorygowane SPSS).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Rycina 2 przedstawia podłużny rezonans magnetyczny od reprezentatywnego zwierzęcia z pozorowanym i powtarzającym się CHI w SMCx. Nie stwierdzono znaczącego złamania czaszki ani stłuczenia mózgu w obrazach T2-zależnych od 1 i 50 dni po CHI. Nie stwierdzono znaczącego obrzęku ani deformacji WM na mapach FA w okresie 1 i 50 dni po CHI. Wszystkie zwierzęta poddane CHI w tym badaniu przeżyły cały czas trwania eksperymentu wynoszący 50 dni, wykazując niską śmiertelność (0-5%)7

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Badanie to miało na celu stworzenie zwierzęcego modelu niepowikłanego łagodnego urazowego uszkodzenia mózgu (mTBI) w celu oceny skumulowanych skutków pojedynczych i powtarzających się urazów, a także wyników oddziaływań na różne obszary mózgu. Model zamkniętego urazu głowy (CHI), zaadaptowany z paradygmatu urazu z zamkniętą głową i spadkiem, został zaprojektowany w celu naśladowania wstrząsów mózgu powszechnie doświadczanych przez sportowców i osoby z ochroną kasku. Model ten minimalizuje ogniskowe uszkodzenia mózgu, umo...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają do ujawnienia potencjalnych konfliktów interesów.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Prace te były wspierane przez grant badawczy z Narodowej Rady Nauki i Technologii (NSTC) z Tajwanu (NSTC 113-2314-B-A49-047). Dziękujemy Centralnemu Ośrodku Obrazowania Małych Zwierząt w Centrum Badań nad Mózgiem na Narodowym Uniwersytecie Yang Ming Chiao Tung oraz Tajwańskim Konsorcjum Zwierząt za wsparcie techniczne w Bruker 7T PET/MR.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
ParacetamolCentrum Laboratoriów IncN02BE01
Antybiotyki (Dermanest krem)Commwell Pharmaceutial Co., Sp. z o.o.49391
Bufor antygenu Retrival (100x bufor cytrynianu)Księga AbcamAB93678
Przeciwciało przeciwko kwaśnemu białku fibrylarnemu gleju (GFAP)Bioworld Technology, IncZobacz materiał BS6460
Belka równoważniaWykonane na zamówienieWykonane na zamówienie3 cm głębokość, 3 cm szerokość, 80 cm długości i 60 cm nad podłogą
Aparat behawioralny
Okrągły hełmWykonane na zamówienieWykonane na zamówienieStal nierdzewna, średnica 10 mm, grubość 1 mm
Uraz zamkniętej głowy
Zamknięty impaktor urazu głowyWykonane na zamówienieWykonane na zamówienieRurka ze stali nierdzewnej (wysokość 1 m i średnica wewnętrzna 20 mm), zabezpieczony impaktor z okrągłą końcówką (stal nierdzewna, średnica końcówki 10 mm) na dnie rurki, obciążnik (stal nierdzewna, 600 g). 
FormalinaBioworld Technology, IncZobacz materiał C72
Przyrząd do znieczulenia gazem (parownik)RWD Life Science Co.R580S Waporyzatory do znieczulenia zwierząt i akcesoria
HematoksylinąBioman Scientific Co., Sp. z o.o.17372-87-1
Immunohistologia
Zestaw systemu wtórnego wykrywania immunoperoksydazyBio-Check Laboratories Sp. z o.o.Zobacz materiał K5007
Izofluran Panion & BF Biotech Inc.8547
LidokainyStep Technology Co., Sp. z o.o.N01BB02
skaner preparatów mikroskopu świetlnegoOlympusZobacz materiał BX63
System monitorowania i bramkowania małych zwierząt kompatybilny z MRInstrumenty SAWzór 1025 Zestaw monitorujący z poduszką oddechową, elektrodami EKG i sondą doodbytniczą 
MRI
Rada Operacyjna MRIBrukerSpecyfikacja biologicznaOprogramowanie Paravision 360.
System rezonansu magnetycznegoBrukerSpecyfikacja biologicznaSkaner PET/MR (PET inline), 7 T, 105 cm  Wewnętrzna średnica otworu z zestawem gradientowym. 
Arena z otwartym polemWykonane na zamówienieWykonane na zamówienie75 cm długości, 50 cm szerokości i 40 cm głębokości
PulsoksymetrSTARR Dział Nauk Przyrodniczych Corp. MouseOx PlusMysz & Pulsoksymetr szczura
Adaptery szczurówRWD Life Science Co.68021
Statystyki SPSS 29IBMWersja 29.0
Ramka stereotaktycznaRWD Life Science Co.G1124901-001
Cewka objętościowaBrukerSpecyfikacja biologicznaŚrednica wewnętrzna 40 mm, nadajnik-odbiornik do wzbudzania i odbioru sygnału o częstotliwości radiowej.
KsylazynaBayer Taiwan Company Ltd
Zoletil powiedział:Wirus VirbacBN8M3YA

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Roozenbeek, B., Maas, A. I., Menon, D. K. Changing patterns in the epidemiology of traumatic brain injury. Nat Rev Neurol. 9 (4), 231-236 (2013).
  2. Sosin, D. M., Sniezek, J. E., Thurman, D. J. Incidence of mild and moderate brain injury in the United States, 1991. Brain Inj. 10 (1), 47-54 (1996).
  3. Hayes, J. P., et al. Mild traumatic brain injury is associated with reduced cortical thickness in those at risk for Alzheimer's disease. Brain. 140 (3), 813-825 (2017).
  4. Richter, S., et al. Handling of missing outcome data in traumatic brain injury research: A systematic review. J Neurotrauma. 36 (19), 2743-2752 (2019).
  5. Aungst, S. L., Kabadi, S. V., Thompson, S. M., Stoica, B. A., Faden, A. I. Repeated mild traumatic brain injury causes chronic neuroinflammation, changes in hippocampal synaptic plasticity, and associated cognitive deficits. J Cereb Blood Flow Metab. 34 (7), 1223-1232 (2014).
  6. Mez, J., et al. Clinicopathological evaluation of chronic traumatic encephalopathy in players of American football. JAMA. 318 (4), 360-370 (2017).
  7. Bodnar, C. N., Roberts, K. N., Higgins, E. K., Bachstetter, A. D. A systematic review of closed head injury models of mild traumatic brain injury in mice and rats. J Neurotrauma. 36 (11), 1683-1706 (2019).
  8. Cheng, C., Lu, C. F., Hsieh, B. Y., Huang, S. H., Kao, Y. J. Anisotropy component of DTI reveals long-term neuroinflammation following repetitive mild traumatic brain injury in rats. Eur Radiol Exp. 8 (1), 82(2024).
  9. Hoogenboom, W. S., Branch, C. A., Lipton, M. L. Animal models of closed-skull, repetitive mild traumatic brain injury. Pharmacol Ther. 198, 109-122 (2019).
  10. Hoogenboom, W. S., et al. Evolving brain and behaviour changes in rats following repetitive subconcussive head impacts. Brain Commun. 5 (6), fcad316(2023).
  11. Kao, Y. J., et al. Behavioral and structural effects of single and repeat closed-head injury. AJNR Am J Neuroradiol. 40 (4), 601-608 (2019).
  12. Yu, F., et al. Repetitive model of mild traumatic brain injury produces cortical abnormalities detectable by magnetic resonance diffusion imaging, histopathology, and behavior. J Neurotrauma. 34 (7), 1364-1381 (2017).
  13. Mountney, A., et al. Functional and molecular correlates after single and repeated rat closed-head concussion: Indices of vulnerability after brain injury. J Neurotrauma. 34 (19), 2768-2789 (2017).
  14. Prins, M. L., Alexander, D., Giza, C. C., Hovda, D. A. Repeated mild traumatic brain injury: mechanisms of cerebral vulnerability. J Neurotrauma. 30 (1), 30-38 (2013).
  15. Obenaus, A., et al. Progressive lifespan modifications in the corpus callosum following a single juvenile concussion in male mice monitored by diffusion MRI. bioRxiv. , (2023).
  16. Obenaus, A., et al. A single mild juvenile TBI in male mice leads to regional brain tissue abnormalities at 12 months of age that correlate with cognitive impairment at the middle age. Acta Neuropathol Commun. 11 (1), 32(2023).
  17. Soni, N., Mohamed, A. Z., Kurniawan, N. D., Borges, K., Nasrallah, F. Diffusion magnetic resonance imaging unveils the spatiotemporal microstructural gray matter changes following injury in the rodent brain. J Neurotrauma. 36 (8), 1306-1317 (2019).
  18. Clement, T., et al. Juvenile mild traumatic brain injury elicits distinct spatiotemporal astrocyte responses. Glia. 68 (3), 528-542 (2020).
  19. Tu, T. W., et al. Radiological-pathological correlation of diffusion tensor and magnetization transfer imaging in a closed head traumatic brain injury model. Ann Neurol. 79 (6), 907-920 (2016).
  20. Zamani, A., et al. White matter changes following experimental pediatric traumatic brain injury: an advanced diffusion-weighted imaging investigation. Brain Imaging Behav. 15 (6), 2766-2774 (2021).
  21. Lavender, A. P., et al. Repeated long-term sub-concussion impacts induce motor dysfunction in rats: A potential rodent model. Front Neurol. 11, 491(2020).
  22. Bailes, J. E., Petraglia, A. L., Omalu, B. I., Nauman, E., Talavage, T. Role of subconcussion in repetitive mild traumatic brain injury. J Neurosurg. 119 (5), 1235-1245 (2013).
  23. Nowak, M. K., et al. Neuro-ophthalmologic response to repetitive subconcussive head impacts: A randomized clinical trial. JAMA Ophthalmol. 138 (4), 350-357 (2020).
  24. Pritchett-Corning, K. R., Luo, Y., Mulder, G. B., White, W. J. Principles of rodent surgery for the new surgeon. J Vis Exp. 47, e2586(2011).
  25. Dewitt, D. S., Perez-Polo, R., Hulsebosch, C. E., Dash, P. K., Robertson, C. S. Challenges in the development of rodent models of mild traumatic brain injury. J Neurotrauma. 30 (9), 688-701 (2013).
  26. Masse, I. O., et al. A novel and translational rat model of concussion combining force and rotation with in vivo cerebral microdialysis. J Vis Exp. (149), e59585(2019).
  27. Mychasiuk, R., et al. A novel model of mild traumatic brain injury for juvenile rats. J Vis Exp. (94), e51820(2014).
  28. Li, R., et al. Restoring susceptibility induced MRI signal loss in rat brain at 9.4 T: A step towards whole brain functional connectivity imaging. PLoS One. 10 (4), e0119450(2015).
  29. Mandeville, J. B., et al. Dynamic functional imaging of relative cerebral blood volume during rat forepaw stimulation. Magn Reson Med. 39 (4), 615-624 (1998).
  30. Braeckman, K., Descamps, B., Vanhove, C. Advanced diffusion imaging in the hippocampus of rats with mild traumatic brain injury. J Vis Exp. 150, e60012(2019).
  31. Otsu, N. A threshold selection method from gray-level histograms. Automatica. 11 (285-296), 23-27 (1975).
  32. Chen, J., et al. Therapeutic benefit of intravenous administration of bone marrow stromal cells after cerebral ischemia in rats. Stroke. 32 (4), 1005-1011 (2001).
  33. Li, Z., et al. Progesterone increases circulating endothelial progenitor cells and induces neural regeneration after traumatic brain injury in aged rats. J Neurotrauma. 29 (2), 343-353 (2012).
  34. Moreira, N., et al. Ivermectin reduces motor coordination, serum testosterone, and central neurotransmitter levels but does not affect sexual motivation in male rats. Reprod Toxicol. 74, 195-203 (2017).
  35. Gage, G. J., Kipke, D. R., Shain, W. Whole animal perfusion fixation for rodents. J Vis Exp. 65, e3564(2012).
  36. Kalman, M., Hajos, F. Distribution of glial fibrillary acidic protein (GFAP)-immunoreactive astrocytes in the rat brain. I. Forebrain. Exp Brain Res. 78 (1), 147-163 (1989).
  37. Takamiya, Y., Kohsaka, S., Toya, S., Otani, M., Tsukada, Y. Immunohistochemical studies on the proliferation of reactive astrocytes and the expression of cytoskeletal proteins following brain injury in rats. Brain Res. 466 (2), 201-210 (1988).
  38. Chary, K., et al. Microstructural tissue changes in a rat model of mild traumatic brain injury. Front Neurosci. 15, 746214(2021).
  39. Neale, K. J., et al. Repeated mild traumatic brain injury causes sex-specific increases in cell proliferation and inflammation in juvenile rats. J Neuroinflammation. 20 (1), 250(2023).
  40. Bolton-Hall, A. N., Hubbard, W. B., Saatman, K. E. Experimental designs for repeated mild traumatic brain injury: Challenges and considerations. J Neurotrauma. 36 (8), 1203-1221 (2019).
  41. Marmarou, A., et al. A new model of diffuse brain injury in rats. Part I: Pathophysiology and biomechanics. J Neurosurg. 80 (2), 291-300 (1994).
  42. Berman, R., et al. Loss of consciousness and righting reflex following traumatic brain injury: Predictors of post-injury symptom development (a narrative review). Brain Sci. 13 (5), 750(2023).
  43. LaPlaca, M. C., et al. Preclinical common data elements for traumatic brain injury research: progress and use cases. J Neurotrauma. 38 (10), 1399-1410 (2021).
  44. Shultz, S. R., et al. Clinical relevance of behavior testing in animal models of traumatic brain injury. J Neurotrauma. 37 (22), 2381-2400 (2020).
  45. Mandino, F., et al. Animal functional magnetic resonance imaging: Trends and path toward standardization. Front Neuroinform. 13, 78(2019).
  46. Kahriman, A., Bouley, J., Bosco, D. A., Shazeeb, M. S., Henninger, N. Differential association of baseline body weight and body-weight loss with neurological deficits, histology, and death after repetitive closed head traumatic brain injury. Neurosci Lett. 771, 136430(2022).
  47. Choi, S., et al. DTI at 7 and 3 T: systematic comparison of SNR and its influence on quantitative metrics. Magn Reson Imaging. 29 (6), 739-751 (2011).
  48. Yao, X., et al. Effect of increasing diffusion gradient direction number on diffusion tensor imaging fiber tracking in the human brain. Korean J Radiol. 16 (2), 410-418 (2015).
  49. Bielanin, J. P., Metwally, S. A. H., Paruchuri, S. S., Sun, D. An overview of mild traumatic brain injuries and emerging therapeutic targets. Neurochem Int. 172, 105655(2024).
  50. Kim, E., Yoo, R. E., Seong, M. Y., Oh, B. M. A systematic review and data synthesis of longitudinal changes in white matter integrity after mild traumatic brain injury assessed by diffusion tensor imaging in adults. Eur J Radiol. 147, 110117(2022).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Model upadku ci arkauraz zamkni ty g owyobrazowanie tensora dyfuzjizanik kory m zgowejocena behawioralnauraz m zgu u zwierz tbarwienie immunohistochemicznewyniki neurobehawioralne

Powiązane artykuły