Ekstrakcja mikrofalowa związków fenolowych i przeciwutleniaczy do zastosowań kosmetycznych z wykorzystaniem technologii poliolowej

Podsumowanie

Ten protokół szczegółowo opisuje wykorzystanie metody ekstrakcji mikrofalowej na bazie poliolu do ekstrakcji związków fenolowych i naturalnych przeciwutleniaczy, reprezentując praktyczne i przyjazne dla środowiska podejście do rozwoju gotowych do użycia ekstraktów.

Streszczenie

Wykorzystanie polioli jako zielonych rozpuszczalników do ekstrakcji związków bioaktywnych z materiałów roślinnych zyskało uwagę ze względu na ich bezpieczeństwo i obojętność w stosunku do bioaktywnych chemikaliów roślinnych. Badanie to dotyczy zrównoważonej ekstrakcji związków fenolowych i naturalnych przeciwutleniaczy z kawy silverskin przy użyciu metody ekstrakcji wspomaganej mikrofalami (MAE) rozpuszczalnikami na bazie polioli: gliceryną, glikolem propylenowym (PG), glikolem butylenowym (BG), metylopropanodiolem (MPD), izopentylodiolem (IPD), glikolem pentylenowym, 1,2-heksanodiolem i glikolem heksylenowym (HG). Przeprowadzono analizę porównawczą konwencjonalnych i niekonwencjonalnych ekstrakcji rozpuszczalnikowych, koncentrując się na ich wpływie na związki bioaktywne MAE, obejmując takie parametry, jak całkowita zawartość fenoli (TPC), całkowita zawartość flawonoidów (TFC) i aktywność przeciwutleniająca, taka jak test wymiatania rodników 1,1-difenylo-2-pikrylohydrazylu (DPPH), test wymiatania rodników 2,2′-azyno-bis(-3-etylobenzotiazolino-6-sulfonowego) (ABTS) oraz test mocy przeciwutleniającej redukującej żelazo (FRAP). Najwyższe wartości zaobserwowano dla TPC z ekstrakcją wodno-1,2-heksanodiolową (próbka 52,0 ± 3,0 mg GAE/g), TFC z ekstrakcją wodno-1,2-heksanodiolem (20,0 ± 1,7 mg QE/g próbki), DPPH z ekstrakcją wodną HG (13,6 ± 0,3 mg TE/g próbki), ABTS z ekstrakcją wodnym glikolem pentylenowym (8,2 ± 0,1 mg TE/g próbki), oraz FRAP z ekstrakcją wodnym HG (próbka 21,1 ± 1,3 mg Fe (II) E/g). Badania te mają na celu rozwój przyjaznej dla środowiska technologii ekstrakcji poprzez naturalne składniki roślinne, promowanie zrównoważonego rozwoju poprzez minimalizację niebezpiecznych chemikaliów przy jednoczesnym zmniejszeniu zużycia czasu i energii, z potencjalnymi zastosowaniami w kosmetykach.

Wprowadzenie

Obecnie istnieje globalny trend w kierunku świadomości ekologicznej w branży kosmetycznej, co skłania producentów do skupienia się na zielonej technologii ekstrakcji składników roślinnych przy użyciu zrównoważonych alternatyw¹. Zazwyczaj tradycyjne rozpuszczalniki, takie jak etanol, metanol i heksan, są używane do ekstrakcji roślinnych składników fenolowych i naturalnych przeciwutleniaczy². Niemniej jednak obecność pozostałości rozpuszczalników w ekstraktach roślinnych stanowi potencjalne zagrożenie dla zdrowia ludzkiego, wywołując podrażnienie skóry i oczu³, szczególnie w odniesieniu do ich zamierzonego zastosowania w kosmetykach. W związku z tym trudno jest wyeliminować takie pozostałości rozpuszczalników z ekstraktów, co wymaga znacznych inwestycji czasu, energii i zasobów ludzkich⁴. Ostatnio przegrzana woda, ciecze jonowe, rozpuszczalniki głęboko eutektyczne i rozpuszczalniki pochodzenia biologicznego okazały się obiecującymi metodami ekstrakcji zielonym rozpuszczalnikiem⁵. Jednak ich zastosowanie jest nadal ograniczone przez separację produktów w procesach wodnych. Aby sprostać tym wyzwaniom, opracowanie gotowych do użycia ekstraktów staje się realnym rozwiązaniem⁶.

Poliole są często używane w preparatach kosmetycznych jako humektanty ze względu na ich dobrą polaryzację i zdolność do zatrzymywania wilgoci z otoczenia⁷. Ponadto do ekstrakcji roślin można wykorzystać poliole, takie jak gliceryna, glikol propylenowy, glikol butylenowy, metylopropanodiol, izopentylodiol, glikol pentylenowy, 1,2-heksanodiol i glikol heksylenowy. Są uważane za nietoksyczne, biodegradowalne, przyjazne dla środowiska, niereaktywne i bezpieczne rozpuszczalniki do stosowania w ekstrakcji roślin⁸. Dodatkowo, poliole mogą wytrzymać ciepło wytwarzane podczas ekstrakcji wspomaganej mikrofalami (MAE) ze względu na ich podwyższoną temperaturę wrzenia i polarność⁹. Poliole te są ogólnie uznawane za bezpieczne (GRAS) substancje chemiczne przez Amerykańską Agencję ds. Żywności i Leków (FDA). W przeciwieństwie do konwencjonalnych rozpuszczalników, takich jak etanol lub metanol, które mogą wymagać rygorystycznego usunięcia z ekstraktu ze względu na ich potencjalnie szkodliwe działanie, poliole mają tę zaletę, że minimalizują energię, czas i koszty związane z procesami usuwania rozpuszczalników¹⁰. To nie tylko usprawnia proces ekstrakcji, ale także zwiększa ogólną wydajność i zrównoważony charakter metody ekstrakcji. W poprzednich badaniach wykorzystano poliole, takie jak glikol propylenowy i glikol butylenowy, jako rozpuszczalniki do ekstrakcji związków bioaktywnych z Camellia sinensis flowers¹⁰ i pulpy kawowej¹¹, ujawniając znaczny potencjał ich roli jako zrównoważonych alternatywnych rozpuszczalników w procesie ekstrakcji roślin. W związku z tym ciągły rozwój i optymalizacja systemu rozpuszczalników poliolowo-wodnych ma potencjał znaczącego postępu w dziedzinie zielonej chemii i zrównoważonych praktyk przemysłowych.

Generalnie, związki bioaktywne występujące w roślinach są syntetyzowane jako metabolity wtórne. Związki te można podzielić na trzy podstawowe grupy: terpeny i terpenoidy, alkaloidy i związki fenolowe¹². W różnych warunkach stosuje się różne metody ekstrakcji w celu wyizolowania określonych związków bioaktywnych z roślin. Związki bioaktywne z surowców roślinnych można ekstrahować przy użyciu technik konwencjonalnych lub niekonwencjonalnych. Tradycyjne metody obejmują macerację, ekstrakcję zwrotną i hydrodestylację, podczas gdy metody niekonwencjonalne obejmują ekstrakcję wspomaganą ultradźwiękami, ekstrakcję wspomaganą enzymami, ekstrakcję wspomaganą mikrofalami (MAE), ekstrakcję wspomaganą pulsacyjnym polem elektrycznym, ekstrakcję płynem nadkrytycznym i ekstrakcję cieczą pod ciśnieniem¹³. Te niekonwencjonalne metody mają na celu zwiększenie bezpieczeństwa poprzez wykorzystanie bezpieczniejszych rozpuszczalników i środków pomocniczych, poprawę efektywności energetycznej, zapobieganie degradacji składników bioaktywnych i zmniejszenie zanieczyszczenia środowiska¹⁴.

Ponadto, MAE jest jedną z zaawansowanych technologii ekologicznych do ekstrakcji związków bioaktywnych z roślin. Konwencjonalne procedury ekstrakcji wymagają znacznych ilości czasu, energii i wysokich temperatur, które z czasem mogą doprowadzić do degradacji wrażliwych na ciepło związków bioaktywnych¹³. W przeciwieństwie do konwencjonalnych ekstrakcji termicznych, MAE ułatwia ekstrakcję związków bioaktywnych poprzez generowanie miejscowego ogrzewania w próbce, zakłócanie struktur komórkowych i usprawnianie transferu masy, zwiększając w ten sposób wydajność ekstrakcji związków. Ciepło jest przenoszone z wnętrza komórek roślinnych przez mikrofale, które działają na cząsteczki wody w składnikach rośliny¹³. Co więcej, firma MAE poczyniła postępy w celu poprawy ekstrakcji i separacji związków aktywnych, zwiększając wydajność ekstrakcji, zwiększając wydajność ekstrakcji, wymagając mniejszej ilości chemikaliów oraz oszczędzając czas i energię, jednocześnie zapobiegając niszczeniu związków bioaktywnych¹⁵.

To badanie skupia się na ekstrakcji roślinnych związków fenolowych i naturalnych przeciwutleniaczy poprzez ekstrakcję wspomaganą mikrofalami (MAE) przy użyciu różnych rodzajów polioli jako rozpuszczalników. Określa się całkowitą zawartość fenoli (TPC), całkowitą zawartość flawonoidów (TFC) i aktywność przeciwutleniającą (DPPH, ABTS i FRAP) w ekstraktach MAE na bazie polioli. Dodatkowo, MAE na bazie poliolu jest porównywany z MAE przy użyciu konwencjonalnych rozpuszczalników, takich jak woda i etanol. Oczekuje się, że badania te przyczynią się do opracowania zrównoważonej środowiskowo technologii ekstrakcji składników naturalnych, promując zrównoważony rozwój poprzez zmniejszenie zależności od niebezpiecznych chemikaliów, skrócenie czasu przetwarzania i zminimalizowanie zużycia energii w produkcji surowców do potencjalnych zastosowań w przemyśle kosmetycznym.

Protokół

Szczegóły dotyczące odczynników i sprzętu użytego w tym badaniu są wymienione w Tabeli Materiałów.

1. Przygotowanie eksperymentalne

1. Przygotowanie próbki rośliny
   1. Zbierz świeżą kawę (Coffea arabica) i wysusz ją w temperaturze 60 °C w suszarce z tacą przez 72 godziny¹¹.
   2. Zmiel suszoną kawę silverskin (CS) na drobny proszek za pomocą młynka i przechowuj w temperaturze pokojowej do dalszej analizy¹¹.
      UWAGA: W tym badaniu świeże CS (C. arabica) zebrano z Baan Doi Chang, dystrykt Mae Suai, Chiang Rai, Tajlandia. CS jest produktem ubocznym otrzymywanym podczas procesu łuskania, który usuwa warstwę pergaminu z suszonych ziaren kawy po przetworzeniu wiśni w celu usunięcia zewnętrznych warstw owoców¹⁶.
2. chemikalia
   1. Stosować odczynniki chemiczne o jakości analitycznej, z wyjątkiem rozpuszczalników stosowanych w doświadczeniu.
      UWAGA: W eksperymencie użyto rozpuszczalników klasy kosmetycznej.
   2. Rozpuszczalniki (woda, etanol, gliceryna, glikol propylenowy, glikol butylenowy, glikol heksylenowy, izopentylodiol, 1-2 heksanodiol, glikol pentylenowy i metylopropanodiol) należy użyć rozpuszczalników (woda, etanol, gliceryna, glikol propylenowy, glikol butylenowy, glikol heksylenowy, izopentylodiol, 1-2 heksanodiol, glikol pentylenowy i metylopropanodiol) do ekstrakcji CS za pomocą MAE.

2. Proces ekstrakcji

1. Przygotowanie próbki i rozpuszczalnika
   1. Przygotować próbkę i rozpuszczalniki do procedury MAE zgodnie z wcześniej zgłoszonym protokołem⁹ z pewnymi modyfikacjami.
   2. Przygotować każdy rozpuszczalnik w stężeniu 60%, rozcieńczając 60 ml każdego rozpuszczalnika wodą destylowaną i dostosowując objętość do 100 ml w przypadku ekstrakcji trzykrotnej.
      UWAGA: Do ekstrakcji wody używaj 100% wody destylowanej.
   3. Odważyć 0,67 g CS i wymieszać z 20 ml każdego rozpuszczalnika ekstrakcyjnego w stosunku 1:30 w pojemniku reakcyjnym (Rysunek 1A) dla MAE.
      UWAGA: Maksymalna ilość ciała stałego-cieczy dla każdego naczynia wynosi 2 g próbki i 20 ml rozpuszczalnika.
   4. Dodaj mieszadło magnetyczne do każdego naczynia, aby zapewnić równomierny rozkład ciepła i rozpuszczalnika w próbce, zwiększając wydajność procesu ekstrakcji i promując lepszą wydajność ekstrakcji.
      UWAGA: Jeśli do procesu ekstrakcji stosuje się rozpuszczalniki niepolarne, zamiast mieszadeł magnetycznych można użyć mieszadeł teflonowych, aby zapewnić efektywne ogrzewanie przez system mikrofalowy.
   5. Zamknij dokładnie każde naczynie specjalnym narzędziem (Rysunek 2) i umieść wszystkie naczynia w komorze MAE (Rysunek 1B).
2. Ustawianie przyrządu i procedury ekstrakcji wspomaganej mikrofalami
   1. Wykonaj procedurę ekstrakcji zgodnie z protokołem referencyjnym z pewnymi modyfikacjami⁹.
   2. Otwórz ekran monitora, aby skonfigurować metodę, klikając ikonę przybornika na górnym pasku i wybierając wirnik SK eT w sekcji akcesoriów (Rysunek 3A,B).
   3. Wybierz szybkość mieszania prętów mieszadła, klikając sekcję mieszadła i wpisując 20% (Rysunek 4A).
      UWAGA: Szybkość mieszania można wybrać w zakresie od 0% do 100%.
   4. Kliknij sektor zamka drzwi i ustaw go tak, aby aktywował się w temperaturach przekraczających 80 °C (Rysunek 4B).
      UWAGA: To ustawienie zapewnia automatyczne zamykanie drzwi komory, gdy temperatura wewnętrzna przekroczy 80 °C.
   5. Kliknij ikonę tabeli na górnym pasku (Rysunek 5A) i ustaw gradient temperatury (T1) na czas ekstrakcji 10 minut, moc mikrofal na 1800 W, a temperaturę na 120 °C.
   6. Aktywuj mieszadło, klikając przycisk mieszadła, aż pojawi się zielone światło.
   7. Ustaw prędkość wentylatora dmuchawy na poziom 3 (maksymalny) (Rysunek 5B).
   8. Aby utrzymać czas ekstrakcji, wybierz żądaną temperaturę ekstrakcji (T2), ustawiając czas ekstrakcji na 15 minut, moc mikrofal na 1800 W, a temperaturę na 120 °C.
   9. Ustaw prędkość mieszadła i wentylatora zgodnie z rozdziałami 2.2.6 i 2.2.7 (Rysunek 5A,B).
      UWAGA: Maksymalna temperatura i moc mikrofal to 260 °C i 1800 W.
   10. Ustaw czas chłodzenia, klikając przycisk chłodzenia w lewym dolnym rogu ekranu i wybierając czas trwania 10 minut (Rysunek 6).
   11. Zapisz metodę, klikając ikonę zapisywania w prawym górnym rogu ekranu (Rysunek 7A).
   12. Upewnij się, że po zapisaniu warunków metody, wykres warunków ekstrakcji zostanie wyświetlony na ekranie z przyciskiem odtwarzania w prawym dolnym rogu (Rysunek 7B).
   13. Rozpocznij proces ekstrakcji, wybierając liczbę używanych naczyń (Rysunek 7C).
       UWAGA: W jednej ekstrakcji można użyć do 15 naczyń, a jeśli wykorzystana jest żądana liczba naczyń, należy zapewnić zrównoważone rozmieszczenie naczyń w komorze.
   14. Po ekstrakcji odwirować ekstrakty w temperaturze 4 °C, 9072 x g, przez 15 minut, używając wirówki z chłodzeniem.
   15. Zebrać supernatant za pomocą szklanej pipety o pojemności 10 ml (Rysunek 8) i przechowywać go w temperaturze -20 °C w zamrażarce do dalszych badań.
       UWAGA: W zależności od wielkości cząstek i gęstości resztek roślinnych, ekstrakty będą wymagały dłuższego czasu wirowania (20-30 min).

3. Oznaczanie związków fenolowych

1. Oznaczanie całkowitej zawartości fenoli
   1. Określ całkowitą zawartość fenoli w ekstraktach CS, odwołując się do protokołu z pewnymi modyfikacjami¹⁷.
   2. Przygotować 10-krotne rozcieńczenie próbek, rozcieńczając je wodą destylowaną.
   3. Zmieszać 10 μl rozcieńczonej próbki z 20 μl nierozcieńczonego odczynnika Folin-Ciocalteu i pozostawić do reakcji przez 3 minuty.
   4. Następnie dodaj 100 μl 7,5% roztworu Na₂CO₃ do mieszaniny w każdym dołku 96-dołkowej płytki.
   5. Przygotować różne stężenia dla standardowego zakresu stężeń kwasu galusowego (patrz Tabela 1 i Tabela 2) przez rozcieńczenie wodą destylowaną.
   6. Wymieszaj je z 20 μl odczynnika Folin-Ciocalteu i pozwól im reagować przez 3 minuty.
   7. Następnie dodaj 100 μl 7,5% roztworu Na₂CO₃ do mieszaniny w każdym dołku 96-dołkowej płytki.
   8. Inkubować reakcję przez 30 minut w ciemności w temperaturze pokojowej.
   9. Zmierzyć absorbancję roztworu reakcyjnego przy długości fali 765 nm za pomocą czytnika mikropłytek (Rysunek 9A).
   10. Wykreślić krzywą wzorcową kalibracji, używając stężeń wzorca i absorbancji przy 765 nm (Rysunek 10A).
   11. Wyrazić wyniki w mg ekwiwalentu kwasu galusowego (GAE) na g próbki i obliczyć za pomocą następującego równania¹⁸:
       UWAGA: mg ekwiwalentu kwasu galusowego (GAE) na g próbki = [((A₇₆₅ - c) / m)) w μg ekwiwalentu kwasu galusowego × Całkowita objętość w basenie reakcyjnym (ml) x Rozcieńczenie × masa suchej próbki (1 g) x Wynikowa objętość ekstraktu (ml)] / [(Objętość próbki dodanej do każdej studzienki (ml) x Rzeczywista masa suchej próbki (g) × współczynnik konwersji z μg na mg (1000)]
       gdzie, c = punkt przecięcia z osią y, m = nachylenie
2. Oznaczanie całkowitej zawartości flawonoidów
   1. Określ całkowitą zawartość flawonoidów w ekstrakcie CS zgodnie z protokołem z pewnymi modyfikacjami¹⁷.
   2. Przygotować 5-krotne rozcieńczenie próbek, rozcieńczając je wodą destylowaną.
   3. Dodać 50 μl rozcieńczonej próbki do 15 μl 5%_NaNO2 i inkubować w ciemności przez 5 minut.
   4. Zmieszać 15 μl 10% roztworu AlCl₃ z reakcją i przechowywać w temperaturze pokojowej przez 6 minut.
   5. Następnie dodać 100 μl 1 M roztworu NaOH do reakcji i inkubować przez kolejne 10 minut.
   6. Zmierzyć absorbancję mieszaniny przy długości fali 510 nm ( Rysunek 9B).
   7. Przygotować różne stężenia kwercetyny w standardowym zakresie (patrz tabela 3 i 4), dodając je do 15 μl 5%_NaNO2 i inkubując w ciemności przez 5 minut.
   8. Zmieszać 15 μl 10% roztworu AlCl₃ z reakcją i przechowywać w temperaturze pokojowej przez 6 minut.
   9. Dodać 100 μl 1 M roztworu NaOH do reakcji i inkubować dalej przez 10 minut.
   10. Określ absorbancję wzorca przy 510 nm ( Rysunek 9B).
   11. Wykreślić krzywą wzorcową kalibracji, używając stężeń wzorca i absorbancji przy 510 nm (Rysunek 10B).
   12. Wyrazić wyniki jako mg ekwiwalentu kwercetyny (QE) na g próbki, obliczone za pomocą równania¹⁹ w następujący sposób:
       UWAGA: mg ekwiwalentu kwercetyny (QE) na g próbki = [((A₅₁₀ - c) / m)) w μg ekwiwalentu kwercetyny × Całkowita objętość w basenie reakcyjnym (ml) x Rozcieńczenie × masa suchej próbki (1 g) x Wynikowa objętość ekstraktu (ml)] / [(Objętość próbki dodanej do każdego dołka (ml) x Rzeczywista masa suchej próbki (g) × współczynnik konwersji z μg na mg (1000)]
       gdzie, c = punkt przecięcia z osią y, m = nachylenie

4. Określenie aktywności przeciwutleniającej

1. Test wymiatania rodników 1,1-difenylo-2-pikrylo-hydrazylu (DPPH)
   1. Określ aktywność DPPH w zakresie wymiatania rodników ekstraktu CS zgodnie z protokołem z pewnymi modyfikacjami¹⁷.
   2. Przygotować 10-krotne rozcieńczenie próbek, rozcieńczając je wodą destylowaną.
   3. Zmieszać 20 μl rozcieńczonych próbek ze 135 μl 0,1 mM roztworu DPPH.
   4. Przygotować różne stężenia w zakresie stężeń wzorca Trolox (patrz tabela 5 i 6), mieszając ze 135 μl 0,1 mM roztworu DPPH.
   5. Inkubować mieszaninę w ciemności w temperaturze pokojowej przez 30 minut.
   6. Zmierz absorbancję otrzymanej substancji przy długości fali 517 nm (Rysunek 9C).
   7. Wykreślić krzywą wzorcową kalibracji, używając stężeń wzorca i % inhibicji (Rysunek 10C).
   8. Obliczyć % zahamowania testu DPPH w następujący sposób:
      % inhibicji = [(absorbancja kontroli − absorbancja próbki)/ absorbancja kontroli] × 100
   9. Wyrazić wyniki jako mg równoważnej zdolności przeciwutleniającej Trolox na g próbki, obliczonej za pomocą następującego równania²⁰:
      UWAGA: mg równoważnika Trolox (TE) na g próbki = [((% inhibicji-c) / m) w μg Równoważnik Trolox × Całkowita objętość w basenie reakcyjnym (ml) x Rozcieńczenie × masa suchej próbki (1 g) x Wynikowa objętość ekstraktu (ml)] / [(Objętość próbki dodanej do każdej studzienki (ml) x Rzeczywista masa suchej próbki (g) × współczynnik konwersji z μg na mg (1000)]
      gdzie, c = punkt przecięcia z osią y, m = nachylenie
2. Test wymiatania rodników kwasu 2,2′-azyno-bis-3-etylobenztiazolino-6-sulfonowego (ABTS)
   1. Określ aktywność ABTS w zakresie wymiatania rodników ekstraktu CS za pomocą protokołu z odniesienia z pewnymi modyfikacjami¹⁷.
   2. Przygotować roztwór podstawowy ABTS·+, mieszając 7 mM ABTS i 2,45 mM nadsiarczanu potasu (1:2) i inkubować w ciemności w temperaturze pokojowej przez 16 godzin.
   3. Przygotować roztwór roboczy, mieszając 5 ml roztworu podstawowego ABTS·+ ze 100 ml wody dejonizowanej.
   4. Zmieszać 160 μl roztworu roboczego ABTS·+ z 10 μl 10-krotnie rozcieńczonej próbki lub wzorca Trolox w różnych stężeniach (patrz Tabela 7 i Tabela 8).
   5. Inkubować reakcję w ciemności w temperaturze pokojowej przez 30 minut.
   6. Określić absorbancję mieszaniny przy długości fali 734 nm ( Rysunek 9D).
   7. Wykreślić krzywą wzorcową kalibracji, używając stężeń wzorca i % inhibicji (Rysunek 10D).
   8. Obliczyć % zahamowania testu ABTS, korzystając z następującego wzoru:
      % Zahamowanie = [(absorbancja kontroli - absorbancja próbki) / absorbancja kontroli] × 100.
      1. Wyrazić wyniki jako mg równoważnej zdolności przeciwutleniającej Trolox na g próbki, obliczonej przy użyciu następującego równania²¹:
         UWAGA: mg równoważnika troloksu (TE) na g próbki = [((% inhibicji - c) / m)) w μg Równoważnik Troloxa × Całkowita objętość w basenie reakcyjnym (ml) x Rozcieńczenie × masa suchej próbki (1 g) x Wynikowa objętość ekstraktu (ml)] / [(Objętość próbki dodanej do każdego studzienki (ml) x Rzeczywista masa suchej próbki (g) × współczynnik konwersji z μg na mg (1000)]
         gdzie, c = punkt przecięcia z osią y, m = nachylenie
3. Test mocy przeciwutleniającej redukującej żelazo (FRAP)
   1. Określ aktywność przeciwutleniającą redukującą żelazo ekstraktu CS zgodnie z protokołem z pewnymi modyfikacjami¹⁷.
   2. Przygotować odczynnik FRAP przy użyciu 30 mM buforu octanowego o pH 3,6, który jest mieszaniną 10 mM roztworu TPTZ w 40 mM roztworze HCl i 20 mM FeCl_{3,6H 2}O roztworze w stosunku 10:1:1.
   3. Umieść odczynnik FRAP w bursztynowej butelce, aż będzie potrzebny.
      UWAGA: Upewnij się, że odczynnik FRAP jest brązowy. W przypadku zanieczyszczenia jonami metali lub innymi reaktywnymi związkami odczynnik zmieni kolor na fioletowy i należy go wyrzucić. Używaj tylko świeżo przygotowanych odczynników.
   4. Przygotować 5-krotne rozcieńczenie próbek, rozcieńczając je wodą destylowaną.
   5. Dodać 10 μl rozcieńczonej próbki lub 20 μl FeSO 4,7H2 O o różnych standardowych stężeniach (tabela 9 i tabela 10) do 180 μl roztworu FRAP.
   6. Inkubować reakcję w temperaturze pokojowej przez 4 minuty.
   7. Ocenić absorbancję mieszaniny przy długości fali 593 nm (Rysunek 9E).
   8. Wykreślić krzywą wzorcową kalibracji, używając stężeń wzorca i absorbancji przy 593 nm (Rysunek 10E).
   9. Wyrazić wyniki jako mg FeSO₄ na g próbki, obliczone za pomocą następującego równania²¹:
      UWAGA: mg Ekwiwalent_FeSO4 (Fe (II) E) na g próbki = [((A₅₉₃ - c) / m)) w μg Ekwiwalent_FeSO4 × Całkowita objętość w basenie reakcyjnym (ml) x Rozcieńczenie × masa suchej próbki (1 g) x Wynikowa objętość ekstraktu (ml)] / [(Objętość próbki dodanej do każdego dołka (ml) x Rzeczywista masa suchej próbki (g) × współczynnik konwersji z μg na mg (1000)]
      gdzie, c = punkt przecięcia z osią y, m = nachylenie
4. Wykonaj wszystkie testy (TPC, TFC, DPPH, ABTS i FRAP) każdej próbki w trzech egzemplarzach. W tym badaniu woda została użyta jako ślepa próba w większości testów, z wyjątkiem DPPH, gdzie etanol służył jako ślepa próba w celu rozwiązania problemu absorbancji tła.

5. Analiza statystyczna

1. Użyj oprogramowania SPSS, aby przeprowadzić analizę statystyczną danych eksperymentalnych.
2. Przeprowadź test normalności za pomocą testu Shapiro-Wilka.
3. Porównaj substancje bioaktywne i aktywność przeciwutleniającą ekstraktu MAE CS na bazie polioli i konwencjonalnych ekstraktów MAE CS na bazie rozpuszczalników przy użyciu jednoczynnikowej ANOVA z wielozakresowymi testami Duncana.
4. Wyrazić wszystkie dane jako średnią ± SD (n = 3) i zdefiniować poziom istotności na p < 0,05.

Wyniki

Wpływ rozpuszczalników polioli i konwencjonalnych rozpuszczalników na całkowitą zawartość fenoli, całkowitą zawartość flawonoidów, DPPH, FRAP i testy przeciwutleniaczy ABTS
Polarność rozpuszczalnika powinna być zgodna z polarnością docelowych cząsteczek aktywnych, aby poprawić wydajność ekstrakcji substancji bioaktywnych z roślin²². Eksperymenty przeprowadzono przy użyciu różnych rozpuszczalników (woda, etanol, gliceryna, glikol propylenowy, glikol butylenowy, metylopropanodiol, izopentylodiol, glikol pentylenowy, 1,2-heksanodiol i glikol heksylenowy) w celu oceny ich wpływu na związki bioaktywne i działanie przeciwutleniające ekstraktu z kawy MAE silverskin.

Wpływ rozpuszczalników polioli i konwencjonalnych rozpuszczalników na całkowitą zawartość fenoli
Przeanalizowano całkowitą zawartość fenoli w każdej ekstrakcji różnymi rozpuszczalnikami. Najwyższą zawartość fenoli uzyskano w próbkach z wodnym roztworem 1,2-heksanodiolu (52,0 ± 3,0 mg GAE/g), natomiast najniższą TPC stwierdzono w próbkach z ekstrakcją wodą (31,4 ± 4,3 mg GAE/g), a wartości te istotnie różniły się od wartości dla wszystkich pozostałych warunków. Próbki z wodnym glikolem pentylenowym dały drugą najwyższą wartość TPC, a następnie próbki z wodnym glikolem butylenowym, metylopropanodiolem i innymi układami rozpuszczalników (Rysunek 11A). Porównując próbki z konwencjonalnymi rozpuszczalnikami (woda i układ wodno-etanolowy) oraz próbkami z rozpuszczalnikami na bazie polioli, można zaobserwować istotne różnice w wartościach TPC (p < 0,05).

Wpływ rozpuszczalników polioli i konwencjonalnych rozpuszczalników na całkowitą zawartość flawonoidów
Przeanalizowano całkowitą zawartość flawonoidów w każdej ekstrakcji różnymi rozpuszczalnikami. Najwyższą zawartość flawonoidów uzyskano w próbkach z wodnym roztworem 1,2-heksanodiolu (20,0 ± 1,7 mg QE/g), wykazując istotną różnicę w stosunku do wszystkich innych ekstraktów. W próbkach z wodnym roztworem izopentydiolu stwierdzono najniższą wartość TFC (8,8 ± 0,7 mg QE/g próbki), która nie różniła się istotnie od wodnych roztworów metylopropanodiolu i wodnych ekstraktów etanolowych. Co więcej, drugą najwyższą wartość TFC stwierdzono w próbce z wodnym glikolem pentylenowym, a następnie z wodnym glikolem heksylenowym, wodnym glikolem propylenowym, wodnym glikolem butylenowym i wodnym gliceryną (Rysunek 11B).

Wpływ rozpuszczalników polioli i konwencjonalnych rozpuszczalników na testy antyoksydacyjne
Aktywność przeciwutleniającą ekstraktów z poliolami i konwencjonalnymi rozpuszczalnikami oceniano za pomocą testów DPPH, ABTS i FRAP. Najwyższą wartość dla testu DPPH zmierzono w próbkach z wodnym glikolem heksylenowym (13,6 ± 0,3 mg TE/g próbki), a najniższą w próbkach z wodnym roztworem etanolu (4,5 ± 0,2 mg GAE/g próbki), a wartości te istotnie różniły się od innych ekstraktów (p < 0,05). Drugie najwyższe wartości DPPH zaobserwowano w próbkach z wodnym roztworem 1,2-heksanodiolu, a następnie w roztworze wodnego glikolu pentylenowego, wodnego roztworu metylopropanodiolu i innych układów rozpuszczalnikowych (Rysunek 11C).

Najwyższa wartość ABTS została zmierzona w próbkach z wodnym glikolem pentylenowym (8,2 ± 0,1 mg TE/g próbki), a najniższa w próbkach z wodą (5,6 ± 0,04 mg GAE/g próbki), a wartości te znacznie różniły się od innych ekstraktów (p < 0,05). Drugie najwyższe wartości ABTS wykryto w wodnym glikolu butylenowym i wodnym roztworze 1,2-heksanodiolu, a następnie w próbkach z wodną gliceryną, wodnym roztworem metylu propanodiolu i innymi układami rozpuszczalników (Rysunek 11D).

Najwyższe wartości FRAP zaobserwowano w próbkach z wodnym glikolem heksylenowym (21,1 ± 1,3 mg Fe (II) E/g i najniższe w próbce ekstrakcji wodnej (11,5 ± 0,2 Fe (II) E/g), przy czym wartości te były znacząco różne (p < 0,05) dla pozostałych rozpuszczalników. Co więcej, drugie najwyższe wartości FRAP stwierdzono w próbkach z wodnym glikolem pentylenowym, a następnie z wodnym glikolem butylenowym, wodnym gliceryną i innymi układami rozpuszczalnikowymi (Rysunek 11E).

Porównując aktywność przeciwutleniającą próbek z konwencjonalnymi rozpuszczalnikami (woda i wodny etanol), te zawierające poliole wykazywały znacznie wyższą aktywność przeciwutleniającą we wszystkich testach przeciwutleniających (DPPH, ABTS i FRAP) (p < 0,05).

Rysunek 1: Reakcja w pojemnikach eksperymentalnych i komorze MAE. (A) Próbkę i rozpuszczalnik dodaje się do białego naczynia międzywarstwowego pojemnika teflonowego przed ekstrakcją. (B) Każdy pojemnik umieszcza się w komorze mikrofalowej przed rozpoczęciem ekstrakcji. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

Rysunek 2: Specjalne narzędzia do zamykania naczyń reakcyjnych. Po dodaniu próbki i rozpuszczalnika do pojemnika teflonowego, pokrywki nakłada się na górną część pojemnika, umieszcza w uchwycie naczynia i mocno mocuje za pomocą narzędzi. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

Rysunek 3: Metoda ekstrakcji. (A) Metoda ekstrakcji, tworzona przez wejście do sekcji metody. (B) Akcesorium SK eT stosuje się w procesie MAE. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

Rysunek 4: Ustawienie szybkości mieszania i funkcji blokady drzwi. (A) Mieszadła magnetyczne wewnątrz każdego naczynia można aktywować, wybierając szybkość mieszania. (B) Funkcja zamka drzwi ogranicza temperaturę, umożliwiając otwarcie komory po wyjęciu. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

Rysunek 5: Ustawianie warunków ekstrakcji. (A) Wejście w ikonę tabeli i ustawienie warunków ekstrakcji, takich jak czas, temperatura i moc mikrofal. (B) Otwarcie przycisku mieszadła i wybór prędkości dmuchawy. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

Rysunek 6: Ustawianie czasu chłodzenia. Zastosowanie czasu chłodzenia w celu obniżenia temperatury wewnętrznej w komorze MAE. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

Rysunek 7: Rozpoczęcie procesu ekstrakcji. (A) Zapisywanie metody utworzonej do ekstrakcji. (B) Kliknięcie ikony odtwarzania, aby rozpocząć proces ekstrakcji. (C) Wybór liczby naczyń, które mają rozpocząć wydobycie. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

Rysunek 8: Zdjęcie końcowego ekstraktu po ekstrakcji za pomocą MAE. Otrzymywanie supernatantu po odwirowaniu. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

Rysunek 9: 96 płytek dołkowych do określania aktywności wymiatania TPC, TFC, DPPH, aktywności wymiatania ABTS i testu FRAP ekstraktów. (A) Oznaczanie TPC dla płytki wzorcowej kwasu galusowego na podstawie stężenia 2,5-75 μg/ml i ekstraktów próbek. (B) Oznaczanie TFC dla płytki wzorcowej kwercetyny ze stężeń 2,5-50 μg/ml i test TFC do pomiaru ekstraktów próbek. (C) Określenie aktywności wymiatania DPPH dla płytki wzorcowej Trolox na podstawie stężeń 0,25-12,5 μg/ml i płytki do wykrywania aktywności wymiatania DPPH ekstraktów próbek. (D) Określanie aktywności wymiatania ABTS dla płytki wzorcowej Trolox na podstawie stężeń 0,25-5 μg/ml i płytki do wykrywania aktywności wymiatania ABTS ekstraktów próbek. (E) Oznaczanie testu FRAP dla płytki wzorcowej FeSO₄ na podstawie stężeń 0,25-10 μg/ml i płytki detekcyjnej do oznaczania FRAP ekstraktów próbek. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

Rysunek 10: Standardowe krzywe kalibracyjne dla aktywności wymiatania TPC, TFC, DPPH aktywności oczyszczającej, aktywności oczyszczania ABTS i testu FRAP. (A) Standardowa krzywa do wyznaczania TPC, wykreślona przez stężenia wzorca kwasu galusowego i absorbancji w A₇₆₅. (B) Krzywa wzorcowa do oznaczania TFC, wykreślona przez stężenia wzorca kwercetyny i absorbancji w A₅₁₀. (C) Krzywa wzorcowa do określania aktywności oczyszczania DPPH, wykreślona za pomocą stężeń wzorca Trolox i % inhibicji. (D) Krzywa wzorcowa służąca do oznaczania aktywności wymiatania ABTS, wykreślona za pomocą stężeń wzorca Trolox i % inhibicji. (E) Krzywa wzorcowa do pomiaru testu FRAP, wykreślona przez stężenia wzorca siarczanu żelazawego i absorbancji w A₅₉₃. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

Rysunek 11: Wpływ typów rozpuszczalników na aktywność wymiatania TPC, TFC, DPPH i aktywność oczyszczania ABTS oraz test FRAP w MAE kawy srebrnoskórnej. (A) Wpływ typów rozpuszczalników na całkowitą zawartość fenoli. (B) Wpływ rodzajów rozpuszczalników na całkowitą zawartość flawonoidów. (C) Wpływ rodzajów rozpuszczalników na aktywność wymiatania DPPH. (D) Wpływ rodzajów rozpuszczalników na aktywność zmiatania ABTS. (E) Wpływ rodzajów rozpuszczalników na test FRAP. Wartości są oznaczone jako średnia ± SD (n = 3). Wartości z różnymi literami indeksu górnego wyrażają statystycznie istotną różnicę (p < 0,05). Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

Tabela 1: Przygotowanie wzorcowej krzywej kwasu galusowego. Przygotowanie standardowego zakresu stężeń 2,5-75 μg/ml w płytce 96-dołkowej. B = ślepa próba, 1-7 = liczba dołków na płytce 96-dołkowej. Kliknij tutaj, aby pobrać tę tabelę.

Tabela 2: Końcowe obliczenia stężenia wzorców kwasu galusowego. Przygotowanie wzorcowego zakresu stężeń 2,5-75 μg/ml. Stężenia końcowe (μg/ml) kwasu galusowego są odpowiednio obliczane. Stężenie końcowe (μg/ml) = (Stężenie początkowe (mg/ml) × Objętość początkowa (μl) / objętość końcowa (μl)) × (1000 μg/1 mg). Kliknij tutaj, aby pobrać tę tabelę.

Tabela 3: Przygotowanie krzywej wzorcowej kwercetyny. Przygotowanie standardowego zakresu stężeń 2,5-50 μg/ml w płytce 96-dołkowej. B = ślepa próba, 1-7 = liczba dołków na płytce 96-dołkowej. Kliknij tutaj, aby pobrać tę tabelę.

Tabela 4: Końcowa tabela obliczania stężenia dla wzorców kwercetyny. Przygotowanie standardowego zakresu stężeń 2,5-50 μg/ml. Końcowe stężenia (μg/ml) kwercetyny są odpowiednio obliczane. Stężenie końcowe (μg/ml) = (Stężenie początkowe (mg/ml) × Objętość początkowa (μl) / objętość końcowa (μl)) × (1000 μg/1 mg). Kliknij tutaj, aby pobrać tę tabelę.

Tabela 5: Przygotowanie krzywej wzorcowej Trolox w zakresie stężeń 0,25-12,5 μg/ml. Przygotowanie wzorcowego zakresu stężeń 0,25-12,5 μg/ml w płytce 96-dołkowej. B = ślepa próba, C = kontrola, 1-7 = liczba dołków na płytce 96-dołkowej. Kliknij tutaj, aby pobrać tę tabelę.

Tabela 6: Końcowe obliczenia stężenia wzorców Trolox dla testu DPPH. Przygotowanie standardowego zakresu stężeń 0,25-12,5 μg/ml, w tym końcowych stężeń (μg/ml) leku Trolox. Stężenie końcowe (μg/ml) = (Stężenie początkowe (mg/ml) × Objętość początkowa (μl) / objętość końcowa (μl)) × (1000 μg/1 mg). Kliknij tutaj, aby pobrać tę tabelę.

Tabela 7: Przygotowanie krzywej wzorcowej Trolox w zakresie stężeń 0,25-5 μg/ml. Przygotowanie podstawowego wzorcowego zakresu stężeń 0,25-5 μg/ml na płytce 96-dołkowej. B = ślepa próba, C = kontrola, 1-7 = liczba dołków na płytce 96-dołkowej. Kliknij tutaj, aby pobrać tę tabelę.

Tabela 8: Końcowe obliczenia stężenia wzorców Trolox dla testu ABTS. Przygotowanie standardowego zakresu stężeń 0,25-5 μg/ml, w tym końcowych stężeń (μg/ml) leku Trolox. Stężenie końcowe (μg/ml) = (Stężenie początkowe (mg/ml) × Objętość początkowa (μl) / objętość końcowa (μl)) × (1000 μg/1 mg). Kliknij tutaj, aby pobrać tę tabelę.

Tabela 9: Tabela obliczeń stężenia końcowego dla wzorców FeSO₄. Przygotowanie preparatu o zakresie stężeń wzorcowych 2,5-100 μg/ml, w tym stężeń końcowych (μg/ml)_FeSO4. Stężenie końcowe (μg/ml) = (Stężenie początkowe (mg/ml) × Objętość początkowa (μl) / objętość końcowa (μl)) × (1000 μg/1 mg). Kliknij tutaj, aby pobrać tę tabelę.

Tabela 10: Przygotowanie krzywej wzorcowej FeSO₄. Przygotowanie standardowego zakresu stężeń 0,25-10 μg/ml w płytce 96-dołkowej. B = puste. Kliknij tutaj, aby pobrać tę tabelę.

Dyskusja

Kluczową rolę w pomyślnym wdrożeniu MAE odgrywają różne czynniki, takie jak zawartość fitochemiczna składników roślinnych, czas ekstrakcji, temperatura, moc mikrofalowa, stosunek ciał stałych do cieczy i stężenie rozpuszczalnika¹³. Rośliny zazwyczaj wykazują różne profile fitochemikaliów; Dlatego niezbędny jest wybór naturalnych roślin bogatych w przeciwutleniacze i związki fenolowe²³. Co więcej, różne składniki bioaktywne wykazują różną polarność w zależności od zastosowanego rozpuszczalnika. Podobnie rozpuszczalniki wykazują różną polarność. Biorąc pod uwagę, że polarność rozpuszczalników odgrywa kluczową rolę w określaniu skuteczności ekstrakcji związków bioaktywnych z surowców, konieczne jest, aby polarność rozpuszczalnika była zgodna z polarnością docelowych cząsteczek bioaktywnych²⁴.

W tym badaniu wykorzystano różne poliole do ekstrakcji polifenoli i przeciwutleniaczy z kawy silverskin za pomocą MAE. Polifenole są w przeważającej mierze polarne, a rozpuszczalniki o wysokiej polarności zazwyczaj zwiększają wydajność związków fenolowych²⁵. W porównaniu z próbkami z wodą i etanolem, te wykorzystujące różne poliole wykazały wyższą skuteczność we wszystkich mierzonych reakcjach, w tym TPC, TFC i testach przeciwutleniaczy, takich jak DPPH, ABTS i FRAP. Wcześniejsze badania potwierdzają ustalenia, że mieszaniny wodno-poliolowe mogą zwiększyć wydajność ekstrakcji związków bioaktywnych w porównaniu z mieszaninami wodno-etanolowymi ^9,10,11. Porównując różne poliole, próbki z określonym układem wodno-poliolowym nie uzyskały najwyższej wartości. Warto jednak zauważyć, że próbki z wodnym roztworem 1,2-heksanodiolu dały najwyższe wartości w testach TPC i TFC. Tymczasem te z wodnym glikolem heksylenowym dawały najwyższe wartości w testach DPPH i FRAP, a ekstrakt z wodnego glikolu pentylenowego wykazywał najwyższe wartości w teście ABTS. Różnice w wartościach uzyskanych z różnych testów, takich jak TPC, TFC, DPPH, ABTS i FRAP w wodnych układach poliolowych, można przypisać kilku czynnikom, w tym charakterystycznym cechom zastosowanych polioli. Poliole wykazują różnice w lepkości, polarności i temperaturze wrzenia, co bezpośrednio wpływa na ich skuteczność w ekstrakcji związków bioaktywnych z surowców roślinnych²⁶. Jednym z potencjalnych wyjaśnień może być zasada "podobne rozpuszcza się podobnie", w której dany układ rozpuszczalników jest najbardziej odpowiedni do ułatwienia przenoszenia masy określonych związków bioaktywnych²⁷. Podkreśla to, jak ważny jest wybór rozpuszczalnika o polarności odpowiadającej polarności docelowego związku bioaktywnego.

Innym możliwym powodem może być fakt, że różnica w liczbie grup hydroksylowych (-OH) obecnych w rozpuszczalniku znacząco wpływa na wydajność związków fenolowych²⁸. Spośród tych polioli tylko gliceryna zawiera trzy grupy -OH, podczas gdy pozostałe poliole w tym badaniu zawierają dwie grupy -OH. Rozpuszczalniki o większej liczbie grup -OH mają tendencję do wykazywania wyższej lepkości w porównaniu z rozpuszczalnikami o mniejszej liczbie²⁹. Podwyższona lepkość może utrudniać efektywny transfer związków aktywnych podczas procesu ekstrakcji, zmniejszając w ten sposób ogólną wydajność. Ponadto stała dielektryczna rozpuszczalnika, ściśle związana z jego polarnością, odgrywa kluczową rolę w określaniu jego zdolności do rozpuszczania polarnych lub niepolarnych substancji rozpuszczonych. Rozpuszczalniki o wyższych stałych dielektrycznych są bardziej biegłe w rozpuszczaniu polarnych substancji rozpuszczonych, a te o niższych lepiej nadają się do niepolarnych substancji rozpuszczonych³⁰. Wśród polioli gliceryna wykazuje stosunkowo wysoką stałą dielektryczną wynoszącą 41,14, podczas gdy glikol heksylenowy, glikol pentylenowy i 1,2-heksanodiol wykazują niższe stałe dielektryczne wynoszące odpowiednio 25,86, 17,31 i 15,45, odpowiednio^31,32. Wyniki tego badania sugerują, że związki bioaktywne w próbce mogą obejmować składniki niskopolarne.

Wydajność ekstrakcji można zwiększyć poprzez optymalizację doboru i składu rozpuszczalników, a dalsze eksperymenty mogą być wymagane w celu zidentyfikowania najbardziej odpowiedniego systemu rozpuszczalników. Chociaż badanie wykazuje potencjał, jest ograniczone ze względu na skupienie się wyłącznie na ekstrakcji poliolowej wspomaganej mikrofalami oraz ograniczoną ocenę innych zmiennych, w tym czasu trwania ekstrakcji, temperatury, stężenia rozpuszczalnika, stosunku ciał stałych do cieczy i mocy ekstrakcji. Ponadto konieczne jest przeprowadzenie badań mechanistycznych, aby zrozumieć, w jaki sposób poliole funkcjonują ze względu na ich zróżnicowane stałe dielektryczne, co bezpośrednio wpływa na ich rozpuszczalność w polarnych lub niepolarnych substancjach rozpuszczonych. Różnice w stałych dielektrycznych między poliolami podkreślają znaczenie badania ich specyficznych mechanizmów w ekstrakcji związków bioaktywnych. Takie badania dostarczyłyby cennych informacji na temat interakcji rozpuszczalnik-substancja rozpuszczona, pomagając w optymalizacji i doborze systemów rozpuszczalnikowych do wydajnych procesów ekstrakcji.

Jeśli chodzi o proces MAE, istnieją pewne ograniczenia. Podczas gdy MAE może zapewnić szybkie nagrzewanie, precyzyjna kontrola temperatury może być trudna, potencjalnie prowadząc do przegrzania i degradacji związków wrażliwych termicznie³³. Jednak ustawienie mocy mikrofal dla gradientu i temperatury ekstrakcji można ustawić na tę samą moc mikrofal, aby uniknąć frustracji związanej z temperaturą podczas ekstrakcji. Ponadto MAE ma ograniczenia dotyczące wrażliwych na ciepło elementów rośliny. Jednak zaawansowana technologia Ethos X MAE może zminimalizować ryzyko pogorszenia jakości poprzez wspieranie efektywnego ogrzewania przez krótszy czas za pomocą ogrzewania dielektrycznego³⁴. Każde naczynie komory MAE ma swoją ograniczoną maksymalną pojemność ciał stałych i cieczy. Stosunek ciał stałych do cieczy w tym ograniczeniu może również mieć duży wpływ na stężenie ekstraktów¹¹. Rozpuszczanie między rozpuszczalnikiem a substancją rozpuszczoną można przyspieszyć za pomocą mieszadeł, co potencjalnie prowadzi do skutecznej ekstrakcji i wyższej wydajności³⁵. Ponadto wyekstrahowane związki fenolowe i flawonoidowe w ekstraktach można zweryfikować za pomocą dodatkowej analizy, takiej jak chromatografia cieczowa z potrójną kwadrupolową spektrometrią mas (LC-QQQ) i chromatografia cieczowa z kwadrupolową spektrometrią mas czasu przelotu (LC-QTOF), w celu ustalenia obecności określonych związków bioaktywnych i ich odpowiednich ilości³⁶.

Ekstrakcja polifenoli i przeciwutleniaczy z kawy srebrzystej przy użyciu wodnych polioli za pomocą MAE wykazała wyższą skuteczność w porównaniu z ekstraktami wodnymi i wodnymi roztworami etanolu. Na podstawie wyników uzyskanych z MAE ekstraktów CS na bazie polioli zaobserwowano, że zastosowanie układów wodno-heksylenowo-glikolowych, wodnych 1,2-heksanodiolu i wodno-pentylenowo-glikolowych skutkowało znacznie wyższą wydajnością ekstrakcji związków bioaktywnych i zdolnościami przeciwutleniającymi. Co więcej, odkrycia te podkreślają potencjał wykorzystania tak wyekstrahowanych związków do późniejszych analiz badawczych. Wykorzystanie polioli jako zielonych rozpuszczalników do ekstrakcji związków bioaktywnych z materiałów roślinnych za pomocą MAE obiecuje korzyści dla środowiska i zwiększoną wydajność związków bioaktywnych, oferując zrównoważone podejście z potencjałem do zastosowania w przemyśle kosmetycznym.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule

Nazwa	Firma	Numer katalogowy	Komentarze
1,2-heksanodiol	Chanjao Długowieczność Co., Ltd.
Sól diamonowa kwasu 2,2-azyno-bis-3 etylobenzotiazolino-6-sulfonowego (ABTS)	Sigma	A1888
2,2-difenylo-1-pikrylohydrazyl (DPPH)	Sigma	D9132
2,4,6-tri(2-pirydylo)-s-triazyna (TPTZ)	Sigma	93285
Waga 2-cyfrowa	Ohaus		Pioneer
4-cyfrowa waga	Denver	SI-234
Kwas 6-hydroksy-2,5,7,8 tetrametylochromano-2-karboksylowy (Trolox)	Sigma	238813
96-dołkowa płytka	SPL Nauki
Etanol absolutny	RCI Labscan	64175
Kwas octowy	RCI Labscan	64197
Chlorek glinu	Loba Chemie	898
Automatyczny pipeta	Labnet		Biopett
Glikol butylenowy	Chanjao Longevity Co., Ltd.
Zaawansowana ekstrakcja mikrofalowa Ethos X	Milestone Srl, Sorisole, Włochy
Siarczan żelazawy	Ajex Finechem	3850
Odczynnik Folin-Ciocalteu	Zamrażarka Loba Chemie	3870
SF	Sanyo	C697(GYN)
Kwas galusowy	Sigma	398225
Młynek	Ou Hardware Products Co., Ltd
Glikol heksylenowy	Chanjao Longevity Co., Ltd.
Kwas solny (37%)	RCI Labscan	AR1107
Chlorek żelaza (III)	Loba Chemie	3820
Isopentyldiol	Chanjao Longevity Co., Ltd.
Metanol	RCI Labscan	67561
Metylopropanodiol	Chanjao Długowieczność Co., Sp. z o.o.
Glikol pentylenowy	Chanjao Longevity Co., Ltd.
Nadsiarczan potasu	Loba Chemie	5420
Glikol propylenowy	Chanjao Longevity Co., Ltd.
Kwercetyna	Sigma	Q4951
Wirówka z chłodzeniem	Hettich
Octan sodu	Loba Chemie	5758
Węglan sodu	Loba Chemie	5810
Wodorotlenek sodu	RCI Labscan	AR1325
Azotyn sodu	Loba Chemie	5954
Czytnik mikropłytek SPECTROstar Nano	Oprogramowanie BMG- LABTECH
SPSS IBM	SPSS Statistics 20
Suszarka do tacek	Francja Etuves	XUE343