Artykuł metodologiczny

Ekstrakcja mikrofalowa związków fenolowych i przeciwutleniaczy do zastosowań kosmetycznych z wykorzystaniem technologii poliolowej

3.8K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/67033

⸱

23 sierpnia 2024

 ,  ,  , 
1School of Cosmetic Science, Mae Fah Laung University, 2College of Public Health Sciences, Chulalongkorn University

W tym artykule

Podsumowanie

Ten protokół szczegółowo opisuje wykorzystanie metody ekstrakcji mikrofalowej na bazie poliolu do ekstrakcji związków fenolowych i naturalnych przeciwutleniaczy, reprezentując praktyczne i przyjazne dla środowiska podejście do rozwoju gotowych do użycia ekstraktów.

Streszczenie

Wykorzystanie polioli jako zielonych rozpuszczalników do ekstrakcji związków bioaktywnych z materiałów roślinnych zyskało uwagę ze względu na ich bezpieczeństwo i obojętność w stosunku do bioaktywnych chemikaliów roślinnych. Badanie to dotyczy zrównoważonej ekstrakcji związków fenolowych i naturalnych przeciwutleniaczy z kawy silverskin przy użyciu metody ekstrakcji wspomaganej mikrofalami (MAE) rozpuszczalnikami na bazie polioli: gliceryną, glikolem propylenowym (PG), glikolem butylenowym (BG), metylopropanodiolem (MPD), izopentylodiolem (IPD), glikolem pentylenowym, 1,2-heksanodiolem i glikolem heksylenowym (HG). Przeprowadzono analizę porównawczą konwencjonalnych i niekonwencjonalnych ekstrakcji rozpuszczalnikowych, koncentrując się na ich wpływie na związki bioaktywne MAE, obejmując takie parametry, jak całkowita zawartość fenoli (TPC), całkowita zawartość flawonoidów (TFC) i aktywność przeciwutleniająca, taka jak test wymiatania rodników 1,1-difenylo-2-pikrylohydrazylu (DPPH), test wymiatania rodników 2,2′-azyno-bis(-3-etylobenzotiazolino-6-sulfonowego) (ABTS) oraz test mocy przeciwutleniającej redukującej żelazo (FRAP). Najwyższe wartości zaobserwowano dla TPC z ekstrakcją wodno-1,2-heksanodiolową (próbka 52,0 ± 3,0 mg GAE/g), TFC z ekstrakcją wodno-1,2-heksanodiolem (20,0 ± 1,7 mg QE/g próbki), DPPH z ekstrakcją wodną HG (13,6 ± 0,3 mg TE/g próbki), ABTS z ekstrakcją wodnym glikolem pentylenowym (8,2 ± 0,1 mg TE/g próbki), oraz FRAP z ekstrakcją wodnym HG (próbka 21,1 ± 1,3 mg Fe (II) E/g). Badania te mają na celu rozwój przyjaznej dla środowiska technologii ekstrakcji poprzez naturalne składniki roślinne, promowanie zrównoważonego rozwoju poprzez minimalizację niebezpiecznych chemikaliów przy jednoczesnym zmniejszeniu zużycia czasu i energii, z potencjalnymi zastosowaniami w kosmetykach.

Wprowadzenie

Obecnie istnieje globalny trend w kierunku świadomości ekologicznej w branży kosmetycznej, co skłania producentów do skupienia się na zielonej technologii ekstrakcji składników roślinnych przy użyciu zrównoważonych alternatyw1. Zazwyczaj tradycyjne rozpuszczalniki, takie jak etanol, metanol i heksan, są używane do ekstrakcji roślinnych składników fenolowych i naturalnych przeciwutleniaczy2. Niemniej jednak obecność pozostałości rozpuszczalników w ekstraktach roślinnych stanowi potencjalne zagrożenie dla zdrowia ludzkiego, wywołując podrażnienie skóry i oczu3, szczególnie w odniesieniu do ich zamierzonego zastosowania w kosmetykach. W związku z tym trudno jest wyeliminować takie pozostałości rozpuszczalników z ekstraktów, co wymaga znacznych inwestycji czasu, energii i zasobów ludzkich4. Ostatnio przegrzana woda, ciecze jonowe, rozpuszczalniki głęboko eutektyczne i rozpuszczalniki pochodzenia biologicznego okazały się obiecującymi metodami ekstrakcji zielonym rozpuszczalnikiem5. Jednak ich zastosowanie jest nadal ograniczone przez separację produktów w procesach wodnych. Aby sprostać tym wyzwaniom, opracowanie gotowych do użycia ekstraktów staje się realnym rozwiązaniem6.

Poliole są często używane w preparatach kosmetycznych jako humektanty ze względu na ich dobrą polaryzację i zdolność do zatrzymywania wilgoci z otoczenia7. Ponadto do ekstrakcji roślin można wykorzystać poliole, takie jak gliceryna, glikol propylenowy, glikol butylenowy, metylopropanodiol, izopentylodiol, glikol pentylenowy, 1,2-heksanodiol i glikol heksylenowy. Są uważane za nietoksyczne, biodegradowalne, przyjazne dla środowiska, niereaktywne i bezpieczne rozpuszczalniki do stosowania w ekstrakcji roślin8. Dodatkowo, poliole mogą wytrzymać ciepło wytwarzane podczas ekstrakcji wspomaganej mikrofalami (MAE) ze względu na ich podwyższoną temperaturę wrzenia i polarność9. Poliole te są ogólnie uznawane za bezpieczne (GRAS) substancje chemiczne przez Amerykańską Agencję ds. Żywności i Leków (FDA). W przeciwieństwie do konwencjonalnych rozpuszczalników, takich jak etanol lub metanol, które mogą wymagać rygorystycznego usunięcia z ekstraktu ze względu na ich potencjalnie szkodliwe działanie, poliole mają tę zaletę, że minimalizują energię, czas i koszty związane z procesami usuwania rozpuszczalników10. To nie tylko usprawnia proces ekstrakcji, ale także zwiększa ogólną wydajność i zrównoważony charakter metody ekstrakcji. W poprzednich badaniach wykorzystano poliole, takie jak glikol propylenowy i glikol butylenowy, jako rozpuszczalniki do ekstrakcji związków bioaktywnych z Camellia sinensis flowers10 i pulpy kawowej11, ujawniając znaczny potencjał ich roli jako zrównoważonych alternatywnych rozpuszczalników w procesie ekstrakcji roślin. W związku z tym ciągły rozwój i optymalizacja systemu rozpuszczalników poliolowo-wodnych ma potencjał znaczącego postępu w dziedzinie zielonej chemii i zrównoważonych praktyk przemysłowych.

Generalnie, związki bioaktywne występujące w roślinach są syntetyzowane jako metabolity wtórne. Związki te można podzielić na trzy podstawowe grupy: terpeny i terpenoidy, alkaloidy i związki fenolowe12. W różnych warunkach stosuje się różne metody ekstrakcji w celu wyizolowania określonych związków bioaktywnych z roślin. Związki bioaktywne z surowców roślinnych można ekstrahować przy użyciu technik konwencjonalnych lub niekonwencjonalnych. Tradycyjne metody obejmują macerację, ekstrakcję zwrotną i hydrodestylację, podczas gdy metody niekonwencjonalne obejmują ekstrakcję wspomaganą ultradźwiękami, ekstrakcję wspomaganą enzymami, ekstrakcję wspomaganą mikrofalami (MAE), ekstrakcję wspomaganą pulsacyjnym polem elektrycznym, ekstrakcję płynem nadkrytycznym i ekstrakcję cieczą pod ciśnieniem13. Te niekonwencjonalne metody mają na celu zwiększenie bezpieczeństwa poprzez wykorzystanie bezpieczniejszych rozpuszczalników i środków pomocniczych, poprawę efektywności energetycznej, zapobieganie degradacji składników bioaktywnych i zmniejszenie zanieczyszczenia środowiska14.

Ponadto, MAE jest jedną z zaawansowanych technologii ekologicznych do ekstrakcji związków bioaktywnych z roślin. Konwencjonalne procedury ekstrakcji wymagają znacznych ilości czasu, energii i wysokich temperatur, które z czasem mogą doprowadzić do degradacji wrażliwych na ciepło związków bioaktywnych13. W przeciwieństwie do konwencjonalnych ekstrakcji termicznych, MAE ułatwia ekstrakcję związków bioaktywnych poprzez generowanie miejscowego ogrzewania w próbce, zakłócanie struktur komórkowych i usprawnianie transferu masy, zwiększając w ten sposób wydajność ekstrakcji związków. Ciepło jest przenoszone z wnętrza komórek roślinnych przez mikrofale, które działają na cząsteczki wody w składnikach rośliny13. Co więcej, firma MAE poczyniła postępy w celu poprawy ekstrakcji i separacji związków aktywnych, zwiększając wydajność ekstrakcji, zwiększając wydajność ekstrakcji, wymagając mniejszej ilości chemikaliów oraz oszczędzając czas i energię, jednocześnie zapobiegając niszczeniu związków bioaktywnych15.

To badanie skupia się na ekstrakcji roślinnych związków fenolowych i naturalnych przeciwutleniaczy poprzez ekstrakcję wspomaganą mikrofalami (MAE) przy użyciu różnych rodzajów polioli jako rozpuszczalników. Określa się całkowitą zawartość fenoli (TPC), całkowitą zawartość flawonoidów (TFC) i aktywność przeciwutleniającą (DPPH, ABTS i FRAP) w ekstraktach MAE na bazie polioli. Dodatkowo, MAE na bazie poliolu jest porównywany z MAE przy użyciu konwencjonalnych rozpuszczalników, takich jak woda i etanol. Oczekuje się, że badania te przyczynią się do opracowania zrównoważonej środowiskowo technologii ekstrakcji składników naturalnych, promując zrównoważony rozwój poprzez zmniejszenie zależności od niebezpiecznych chemikaliów, skrócenie czasu przetwarzania i zminimalizowanie zużycia energii w produkcji surowców do potencjalnych zastosowań w przemyśle kosmetycznym.

Protokół

Szczegóły dotyczące odczynników i sprzętu użytego w tym badaniu są wymienione w Tabeli Materiałów.

1. Przygotowanie eksperymentalne

  1. Przygotowanie próbki rośliny
    1. Zbierz świeżą kawę (Coffea arabica) i wysusz ją w temperaturze 60 °C w suszarce z tacą przez 72 godziny11.
    2. Zmiel suszoną kawę silverskin (CS) na drobny proszek za pomocą młynka i przechowuj w temperaturze pokojowej do dalszej analizy11.
      UWAGA: W tym badaniu świeże CS (C. arabica) zebrano z Baan Doi Chang, dystrykt Mae Suai, Chiang Rai, Tajlandia. CS jest produktem ubocznym otrzymywanym podczas procesu łuskania, który usuwa warstwę pergaminu z suszonych ziaren kawy po przetworzeniu wiśni w celu usunięcia zewnętrznych warstw owoców16.
  2. chemikalia
    1. Stosować odczynniki chemiczne o jakości analitycznej, z wyjątkiem rozpuszczalników stosowanych w doświadczeniu.
      UWAGA: W eksperymencie użyto rozpuszczalników klasy kosmetycznej.
    2. Rozpuszczalniki (woda, etanol, gliceryna, glikol propylenowy, glikol butylenowy, glikol heksylenowy, izopentylodiol, 1-2 heksanodiol, glikol pentylenowy i metylopropanodiol) należy użyć rozpuszczalników (woda, etanol, gliceryna, glikol propylenowy, glikol butylenowy, glikol heksylenowy, izopentylodiol, 1-2 heksanodiol, glikol pentylenowy i metylopropanodiol) do ekstrakcji CS za pomocą MAE.

2. Proces ekstrakcji

  1. Przygotowanie próbki i rozpuszczalnika
    1. Przygotować próbkę i rozpuszczalniki do procedury MAE zgodnie z wcześniej zgłoszonym protokołem9 z pewnymi modyfikacjami.
    2. Przygotować każdy rozpuszczalnik w stężeniu 60%, rozcieńczając 60 ml każdego rozpuszczalnika wodą destylowaną i dostosowując objętość do 100 ml w przypadku ekstrakcji trzykrotnej.
      UWAGA: Do ekstrakcji wody używaj 100% wody destylowanej.
    3. Odważyć 0,67 g CS i wymieszać z 20 ml każdego rozpuszczalnika ekstrakcyjnego w stosunku 1:30 w pojemniku reakcyjnym (Rysunek 1A) dla MAE.
      UWAGA: Maksymalna ilość ciała stałego-cieczy dla każdego naczynia wynosi 2 g próbki i 20 ml rozpuszczalnika.
    4. Dodaj mieszadło magnetyczne do każdego naczynia, aby zapewnić równomierny rozkład ciepła i rozpuszczalnika w próbce, zwiększając wydajność procesu ekstrakcji i promując lepszą wydajność ekstrakcji.
      UWAGA: Jeśli do procesu ekstrakcji stosuje się rozpuszczalniki niepolarne, zamiast mieszadeł magnetycznych można użyć mieszadeł teflonowych, aby zapewnić efektywne ogrzewanie przez system mikrofalowy.
    5. Zamknij dokładnie każde naczynie specjalnym narzędziem (Rysunek 2) i umieść wszystkie naczynia w komorze MAE (Rysunek 1B).
  2. Ustawianie przyrządu i procedury ekstrakcji wspomaganej mikrofalami
    1. Wykonaj procedurę ekstrakcji zgodnie z protokołem referencyjnym z pewnymi modyfikacjami9.
    2. Otwórz ekran monitora, aby skonfigurować metodę, klikając ikonę przybornika na górnym pasku i wybierając wirnik SK eT w sekcji akcesoriów (Rysunek 3A,B).
    3. Wybierz szybkość mieszania prętów mieszadła, klikając sekcję mieszadła i wpisując 20% (Rysunek 4A).
      UWAGA: Szybkość mieszania można wybrać w zakresie od 0% do 100%.
    4. Kliknij sektor zamka drzwi i ustaw go tak, aby aktywował się w temperaturach przekraczających 80 °C (Rysunek 4B).
      UWAGA: To ustawienie zapewnia automatyczne zamykanie drzwi komory, gdy temperatura wewnętrzna przekroczy 80 °C.
    5. Kliknij ikonę tabeli na górnym pasku (Rysunek 5A) i ustaw gradient temperatury (T1) na czas ekstrakcji 10 minut, moc mikrofal na 1800 W, a temperaturę na 120 °C.
    6. Aktywuj mieszadło, klikając przycisk mieszadła, aż pojawi się zielone światło.
    7. Ustaw prędkość wentylatora dmuchawy na poziom 3 (maksymalny) (Rysunek 5B).
    8. Aby utrzymać czas ekstrakcji, wybierz żądaną temperaturę ekstrakcji (T2), ustawiając czas ekstrakcji na 15 minut, moc mikrofal na 1800 W, a temperaturę na 120 °C.
    9. Ustaw prędkość mieszadła i wentylatora zgodnie z rozdziałami 2.2.6 i 2.2.7 (Rysunek 5A,B).
      UWAGA: Maksymalna temperatura i moc mikrofal to 260 °C i 1800 W.
    10. Ustaw czas chłodzenia, klikając przycisk chłodzenia w lewym dolnym rogu ekranu i wybierając czas trwania 10 minut (Rysunek 6).
    11. Zapisz metodę, klikając ikonę zapisywania w prawym górnym rogu ekranu (Rysunek 7A).
    12. Upewnij się, że po zapisaniu warunków metody, wykres warunków ekstrakcji zostanie wyświetlony na ekranie z przyciskiem odtwarzania w prawym dolnym rogu (Rysunek 7B).
    13. Rozpocznij proces ekstrakcji, wybierając liczbę używanych naczyń (Rysunek 7C).
      UWAGA: W jednej ekstrakcji można użyć do 15 naczyń, a jeśli wykorzystana jest żądana liczba naczyń, należy zapewnić zrównoważone rozmieszczenie naczyń w komorze.
    14. Po ekstrakcji odwirować ekstrakty w temperaturze 4 °C, 9072 x g, przez 15 minut, używając wirówki z chłodzeniem.
    15. Zebrać supernatant za pomocą szklanej pipety o pojemności 10 ml (Rysunek 8) i przechowywać go w temperaturze -20 °C w zamrażarce do dalszych badań.
      UWAGA: W zależności od wielkości cząstek i gęstości resztek roślinnych, ekstrakty będą wymagały dłuższego czasu wirowania (20-30 min).

3. Oznaczanie związków fenolowych

  1. Oznaczanie całkowitej zawartości fenoli
    1. Określ całkowitą zawartość fenoli w ekstraktach CS, odwołując się do protokołu z pewnymi modyfikacjami17.
    2. Przygotować 10-krotne rozcieńczenie próbek, rozcieńczając je wodą destylowaną.
    3. Zmieszać 10 μl rozcieńczonej próbki z 20 μl nierozcieńczonego odczynnika Folin-Ciocalteu i pozostawić do reakcji przez 3 minuty.
    4. Następnie dodaj 100 μl 7,5% roztworu Na2CO3 do mieszaniny w każdym dołku 96-dołkowej płytki.
    5. Przygotować różne stężenia dla standardowego zakresu stężeń kwasu galusowego (patrz Tabela 1 i Tabela 2) przez rozcieńczenie wodą destylowaną.
    6. Wymieszaj je z 20 μl odczynnika Folin-Ciocalteu i pozwól im reagować przez 3 minuty.
    7. Następnie dodaj 100 μl 7,5% roztworu Na2CO3 do mieszaniny w każdym dołku 96-dołkowej płytki.
    8. Inkubować reakcję przez 30 minut w ciemności w temperaturze pokojowej.
    9. Zmierzyć absorbancję roztworu reakcyjnego przy długości fali 765 nm za pomocą czytnika mikropłytek (Rysunek 9A).
    10. Wykreślić krzywą wzorcową kalibracji, używając stężeń wzorca i absorbancji przy 765 nm (Rysunek 10A).
    11. Wyrazić wyniki w mg ekwiwalentu kwasu galusowego (GAE) na g próbki i obliczyć za pomocą następującego równania18:
      UWAGA: mg ekwiwalentu kwasu galusowego (GAE) na g próbki = [((A765 - c) / m)) w μg ekwiwalentu kwasu galusowego × Całkowita objętość w basenie reakcyjnym (ml) x Rozcieńczenie × masa suchej próbki (1 g) x Wynikowa objętość ekstraktu (ml)] / [(Objętość próbki dodanej do każdej studzienki (ml) x Rzeczywista masa suchej próbki (g) × współczynnik konwersji z μg na mg (1000)]
      gdzie, c = punkt przecięcia z osią y, m = nachylenie
  2. Oznaczanie całkowitej zawartości flawonoidów
    1. Określ całkowitą zawartość flawonoidów w ekstrakcie CS zgodnie z protokołem z pewnymi modyfikacjami17.
    2. Przygotować 5-krotne rozcieńczenie próbek, rozcieńczając je wodą destylowaną.
    3. Dodać 50 μl rozcieńczonej próbki do 15 μl 5%NaNO2 i inkubować w ciemności przez 5 minut.
    4. Zmieszać 15 μl 10% roztworu AlCl3 z reakcją i przechowywać w temperaturze pokojowej przez 6 minut.
    5. Następnie dodać 100 μl 1 M roztworu NaOH do reakcji i inkubować przez kolejne 10 minut.
    6. Zmierzyć absorbancję mieszaniny przy długości fali 510 nm ( Rysunek 9B).
    7. Przygotować różne stężenia kwercetyny w standardowym zakresie (patrz tabela 3 i 4), dodając je do 15 μl 5%NaNO2 i inkubując w ciemności przez 5 minut.
    8. Zmieszać 15 μl 10% roztworu AlCl3 z reakcją i przechowywać w temperaturze pokojowej przez 6 minut.
    9. Dodać 100 μl 1 M roztworu NaOH do reakcji i inkubować dalej przez 10 minut.
    10. Określ absorbancję wzorca przy 510 nm ( Rysunek 9B).
    11. Wykreślić krzywą wzorcową kalibracji, używając stężeń wzorca i absorbancji przy 510 nm (Rysunek 10B).
    12. Wyrazić wyniki jako mg ekwiwalentu kwercetyny (QE) na g próbki, obliczone za pomocą równania19 w następujący sposób:
      UWAGA: mg ekwiwalentu kwercetyny (QE) na g próbki = [((A510 - c) / m)) w μg ekwiwalentu kwercetyny × Całkowita objętość w basenie reakcyjnym (ml) x Rozcieńczenie × masa suchej próbki (1 g) x Wynikowa objętość ekstraktu (ml)] / [(Objętość próbki dodanej do każdego dołka (ml) x Rzeczywista masa suchej próbki (g) × współczynnik konwersji z μg na mg (1000)]
      gdzie, c = punkt przecięcia z osią y, m = nachylenie

4. Określenie aktywności przeciwutleniającej

  1. Test wymiatania rodników 1,1-difenylo-2-pikrylo-hydrazylu (DPPH)
    1. Określ aktywność DPPH w zakresie wymiatania rodników ekstraktu CS zgodnie z protokołem z pewnymi modyfikacjami17.
    2. Przygotować 10-krotne rozcieńczenie próbek, rozcieńczając je wodą destylowaną.
    3. Zmieszać 20 μl rozcieńczonych próbek ze 135 μl 0,1 mM roztworu DPPH.
    4. Przygotować różne stężenia w zakresie stężeń wzorca Trolox (patrz tabela 5 i 6), mieszając ze 135 μl 0,1 mM roztworu DPPH.
    5. Inkubować mieszaninę w ciemności w temperaturze pokojowej przez 30 minut.
    6. Zmierz absorbancję otrzymanej substancji przy długości fali 517 nm (Rysunek 9C).
    7. Wykreślić krzywą wzorcową kalibracji, używając stężeń wzorca i % inhibicji (Rysunek 10C).
    8. Obliczyć % zahamowania testu DPPH w następujący sposób:
      % inhibicji = [(absorbancja kontroli − absorbancja próbki)/ absorbancja kontroli] × 100
    9. Wyrazić wyniki jako mg równoważnej zdolności przeciwutleniającej Trolox na g próbki, obliczonej za pomocą następującego równania20:
      UWAGA: mg równoważnika Trolox (TE) na g próbki = [((% inhibicji-c) / m) w μg Równoważnik Trolox × Całkowita objętość w basenie reakcyjnym (ml) x Rozcieńczenie × masa suchej próbki (1 g) x Wynikowa objętość ekstraktu (ml)] / [(Objętość próbki dodanej do każdej studzienki (ml) x Rzeczywista masa suchej próbki (g) × współczynnik konwersji z μg na mg (1000)]
      gdzie, c = punkt przecięcia z osią y, m = nachylenie
  2. Test wymiatania rodników kwasu 2,2′-azyno-bis-3-etylobenztiazolino-6-sulfonowego (ABTS)
    1. Określ aktywność ABTS w zakresie wymiatania rodników ekstraktu CS za pomocą protokołu z odniesienia z pewnymi modyfikacjami17.
    2. Przygotować roztwór podstawowy ABTS·+, mieszając 7 mM ABTS i 2,45 mM nadsiarczanu potasu (1:2) i inkubować w ciemności w temperaturze pokojowej przez 16 godzin.
    3. Przygotować roztwór roboczy, mieszając 5 ml roztworu podstawowego ABTS·+ ze 100 ml wody dejonizowanej.
    4. Zmieszać 160 μl roztworu roboczego ABTS·+ z 10 μl 10-krotnie rozcieńczonej próbki lub wzorca Trolox w różnych stężeniach (patrz Tabela 7 i Tabela 8).
    5. Inkubować reakcję w ciemności w temperaturze pokojowej przez 30 minut.
    6. Określić absorbancję mieszaniny przy długości fali 734 nm ( Rysunek 9D).
    7. Wykreślić krzywą wzorcową kalibracji, używając stężeń wzorca i % inhibicji (Rysunek 10D).
    8. Obliczyć % zahamowania testu ABTS, korzystając z następującego wzoru:
      % Zahamowanie = [(absorbancja kontroli - absorbancja próbki) / absorbancja kontroli] × 100.
      1. Wyrazić wyniki jako mg równoważnej zdolności przeciwutleniającej Trolox na g próbki, obliczonej przy użyciu następującego równania21:
        UWAGA: mg równoważnika troloksu (TE) na g próbki = [((% inhibicji - c) / m)) w μg Równoważnik Troloxa × Całkowita objętość w basenie reakcyjnym (ml) x Rozcieńczenie × masa suchej próbki (1 g) x Wynikowa objętość ekstraktu (ml)] / [(Objętość próbki dodanej do każdego studzienki (ml) x Rzeczywista masa suchej próbki (g) × współczynnik konwersji z μg na mg (1000)]
        gdzie, c = punkt przecięcia z osią y, m = nachylenie
  3. Test mocy przeciwutleniającej redukującej żelazo (FRAP)
    1. Określ aktywność przeciwutleniającą redukującą żelazo ekstraktu CS zgodnie z protokołem z pewnymi modyfikacjami17.
    2. Przygotować odczynnik FRAP przy użyciu 30 mM buforu octanowego o pH 3,6, który jest mieszaniną 10 mM roztworu TPTZ w 40 mM roztworze HCl i 20 mM FeCl3,6H 2O roztworze w stosunku 10:1:1.
    3. Umieść odczynnik FRAP w bursztynowej butelce, aż będzie potrzebny.
      UWAGA: Upewnij się, że odczynnik FRAP jest brązowy. W przypadku zanieczyszczenia jonami metali lub innymi reaktywnymi związkami odczynnik zmieni kolor na fioletowy i należy go wyrzucić. Używaj tylko świeżo przygotowanych odczynników.
    4. Przygotować 5-krotne rozcieńczenie próbek, rozcieńczając je wodą destylowaną.
    5. Dodać 10 μl rozcieńczonej próbki lub 20 μl FeSO 4,7H2 O o różnych standardowych stężeniach (tabela 9 i tabela 10) do 180 μl roztworu FRAP.
    6. Inkubować reakcję w temperaturze pokojowej przez 4 minuty.
    7. Ocenić absorbancję mieszaniny przy długości fali 593 nm (Rysunek 9E).
    8. Wykreślić krzywą wzorcową kalibracji, używając stężeń wzorca i absorbancji przy 593 nm (Rysunek 10E).
    9. Wyrazić wyniki jako mg FeSO4 na g próbki, obliczone za pomocą następującego równania21:
      UWAGA: mg EkwiwalentFeSO4 (Fe (II) E) na g próbki = [((A593 - c) / m)) w μg EkwiwalentFeSO4 × Całkowita objętość w basenie reakcyjnym (ml) x Rozcieńczenie × masa suchej próbki (1 g) x Wynikowa objętość ekstraktu (ml)] / [(Objętość próbki dodanej do każdego dołka (ml) x Rzeczywista masa suchej próbki (g) × współczynnik konwersji z μg na mg (1000)]
      gdzie, c = punkt przecięcia z osią y, m = nachylenie
  4. Wykonaj wszystkie testy (TPC, TFC, DPPH, ABTS i FRAP) każdej próbki w trzech egzemplarzach. W tym badaniu woda została użyta jako ślepa próba w większości testów, z wyjątkiem DPPH, gdzie etanol służył jako ślepa próba w celu rozwiązania problemu absorbancji tła.

5. Analiza statystyczna

  1. Użyj oprogramowania SPSS, aby przeprowadzić analizę statystyczną danych eksperymentalnych.
  2. Przeprowadź test normalności za pomocą testu Shapiro-Wilka.
  3. Porównaj substancje bioaktywne i aktywność przeciwutleniającą ekstraktu MAE CS na bazie polioli i konwencjonalnych ekstraktów MAE CS na bazie rozpuszczalników przy użyciu jednoczynnikowej ANOVA z wielozakresowymi testami Duncana.
  4. Wyrazić wszystkie dane jako średnią ± SD (n = 3) i zdefiniować poziom istotności na p < 0,05.

Wyniki

Wpływ rozpuszczalników poliolowych i konwencjonalnych na całkowitą zawartość związków fenolowych, całkowitą zawartość flawonoidów oraz wyniki testów antyoksydacyjnych DPPH, FRAP i ABTS
Polarność rozpuszczalnika powinna być zgodna z polarnością docelowych cząsteczek aktywnych, aby zwiększyć wydajność ekstrakcji substancji bioaktywnych z roślin22. Przeprowadzono doświadczenia z użyciem różnych rozpuszczalników (wody, etanolu, gliceryny, glikolu propylenowego, glikolu butylenowego, metylopropanodiolu, izopentyldiolu, glikolu pentylenowego, 1,2-heksanodiolu i glikolu heksylenowego), aby ocenić ich wpływ na związki bioaktywne i aktywność antyoksydacyjną ekstraktu z łupin kawy otrzymanego metodą MAE.

Wpływ rozpuszczalników poliolowych i konwencjonalnych na całkowitą zawartość związków fenolowych
Przeanalizowano całkowitą zawartość związków fenolowych w każdym ekstrakcie otrzymanym przy użyciu różnych rozpuszczalników. Najwyższą zawartość związków fenolowych uzyskano w próbkach z zastosowaniem wodnego 1,2-heksanodiolu (52,0 ± 3,0 mg GAE/g próbki), natomiast najniższą wartość TPC odnotowano w próbkach po ekstrakcji wodnej (31,4 ± 4,3 mg GAE/g próbki); wartości te różniły się istotnie od wyników dla wszystkich pozostałych warunków. Próbki z zastosowaniem wodnego glikolu pentylowego wykazały drugą najwyższą wartość TPC, a następnie próbki z wodnym glikolem butylenowym, metylopropanodiolem oraz innymi układami rozpuszczalników (Rysunek 11A). Porównując próbki z zastosowaniem rozpuszczalników konwencjonalnych (woda i układ wodno-etanolowy) oraz próbki z rozpuszczalnikami opartymi na poliolach, zaobserwowano istotne różnice w wartościach TPC (p < 0,05).

Wpływ rozpuszczalników poliolowych i konwencjonalnych na całkowitą zawartość flawonoidów
Przeanalizowano całkowitą zawartość flawonoidów dla każdej ekstrakcji z zastosowaniem różnych rozpuszczalników. Najwyższą zawartość flawonoidów uzyskano w próbkach z zastosowaniem wodnego 1,2-heksandiolu (20,0 ± 1,7 mg QE/g próbki), co wykazało istotną różnicę w porównaniu do wszystkich pozostałych ekstraktów. Próbki z wodnym izopentydiolem wykazały najniższą wartość TFC (8,8 ± 0,7 mg QE/g próbki), która nie różniła się istotnie od ekstraktów z wodnego metylopropandiolu oraz wodnego etanolu. Co więcej, drugą najwyższą wartość TFC odnotowano w próbce z wodnym glikolem pentylenowym, a następnie w próbkach z wodnym glikolem heksylenowym, wodnym glikolem propylenowym, wodnym glikolem butylenowym oraz wodną gliceryną (Rycina 11B).

Wpływ rozpuszczalników poliolowych i konwencjonalnych na testy przeciwutleniające
Aktywność przeciwutleniająca ekstraktów otrzymanych przy użyciu poliolu i rozpuszczalników konwencjonalnych została oceniona za pomocą testów DPPH, ABTS oraz FRAP. Najwyższą wartość w teście DPPH zmierzono w próbkach z glikolem heksylenowym w wodzie (13,6 ± 0,3 mg TE/g próbki), a najniższą w próbkach z etanolem w wodzie (4,5 ± 0,2 mg GAE/g próbki), przy czym wartości te różniły się znacząco od pozostałych ekstraktów (p < 0,05). Drugie najwyższe wartości DPPH zaobserwowano w próbkach z 1,2-heksandiolem w wodzie, a następnie w próbkach z glikolem pentylenowym w wodzie, metylopropanodiolem w wodzie oraz w pozostałych układach rozpuszczalników (Rycina 11C).

Najwyższą wartość ABTS zmierzono w próbkach z wodnym glikolem pentylenowym (8,2 ± 0,1 mg TE/g próbki), a najniższą w próbkach z wodą (5,6 ± 0,04 mg GAE/g próbki); wartości te różniły się istotnie od pozostałych ekstraktów (p < 0,05). Drugie najwyższe wartości ABTS wykryto w wodnym glikolu butylenowym oraz wodnym 1,2-heksandiolu, a następnie w próbkach z wodną gliceryną, wodnym propanodiolem metylowym i pozostałymi układami rozpuszczalników (Rysunek 11D).

Najwyższe wartości FRAP zaobserwowano w próbkach z wodnym glikolem heksylenowym (21,1 ± 1,3 mg Fe (II) E/g próbki), a najniższe w ekstrakcji wodnej (11,5 ± 0,2 Fe (II) E/g próbki), przy czym wartości te różniły się istotnie (p < 0,05) w przypadku pozostałych rozpuszczalników. Ponadto drugie najwyższe wartości FRAP odnotowano w próbkach z wodnym glikolem pentylenowym, następnie z wodnym glikolem butylenowym, wodną gliceryną oraz innymi układami rozpuszczalników (Rysunek 11E).

W porównaniu aktywności przeciwutleniającej próbek rozpuszczonych w konwencjonalnych rozpuszczalnikach (wodzie i etanolu wodnym), próbki zawierające poliole wykazały znacznie wyższą aktywność przeciwutleniającą we wszystkich testach przeciwutleniających (DPPH, ABTS i FRAP) (p < 0.05).

Układ do ekstrakcji mikrofalowej; naczynia do mineralizacji; przygotowanie próbek; technika chemii analitycznej.
Rysunek 1: Reakcja w naczyniach eksperymentalnych i komorze MAE. (A) Przed ekstrakcją do białej wkładki naczynia teflonowego dodaje się próbkę i rozpuszczalnik. (B) Każde naczynie umieszcza się w komorze mikrofalowej przed rozpoczęciem ekstrakcji. Kliknij tutaj, aby wyświetlić większą wersję tego rysunku.

Demonstracja układu spektroskopowego z urządzeniem przenośnym, przedstawiająca proces przygotowania próbki.
Rysunek 2: Specjalistyczne narzędzia do zamykania naczyń reakcyjnych. Po dodaniu próbki i rozpuszczalnika do teflonowego pojemnika, na górze pojemnika umieszcza się pokrywy, następnie wkłada się go do uchwytu naczyń i mocno dokręca za pomocą narzędzi. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

Interfejs wyboru i konfiguracji metody systemu rotora dla zestawu eksperymentalnego, z panelem sterowania.
Rycina 3: Metoda ekstrakcji. (A) Metoda ekstrakcji, utworzona poprzez wejście w sekcję metod. (B) Akcesorium SK eT zastosowane w procesie MAE. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

Interfejs sterowania ustawieniami systemu zapachowego, parametrami testowymi oraz polami wprowadzania wartości procentowych.
Rycina 4: Ustawienie prędkości mieszania i funkcji blokady drzwi. (A) Magnetyczne mieszadła wewnątrz każdego naczynia można aktywować poprzez wybór prędkości mieszania. (B) Funkcja blokady drzwi ogranicza temperaturę, umożliwiając otwarcie komory po ekstrakcji. Kliknij tutaj, aby zobaczyć powiększoną wersję tej ryciny.

Proces syntezy mikrofalowej, wykres kontroli temperatury i mieszania, konfiguracja sprzętu do ogrzewania.
Rycina 5: Ustawianie warunków ekstrakcji. (A) Wybranie ikony tabeli i ustawienie warunków ekstrakcji, takich jak czas, temperatura i moc mikrofal. (B) Otwarcie przycisku mieszadła i wybór prędkości nadmuchu. Aby zobaczyć powiększoną wersję tej ryciny, kliknij tutaj.

Układ do syntezy mikrofalowej; czas chłodzenia 10 min; tabela parametrów z mocą, temperaturą i kontrolą mieszania.
Rysunek 6: Ustawianie czasu chłodzenia. Zastosowanie czasu chłodzenia w celu obniżenia temperatury wewnętrznej w komorze MAE. Aby zobaczyć powiększoną wersję tego rysunku, kliknij tutaj.

Konfiguracja pracy autoklawu; interfejs sterowania ciśnieniem i temperaturą; parametry procesu, wyświetlacz liczby naczyń.
Rysunek 7: Rozpoczęcie procesu ekstrakcji. (A) Zapisywanie metody stworzonej do ekstrakcji. (B) Kliknięcie ikony odtwarzania w celu rozpoczęcia procesu ekstrakcji. (C) Wybór liczby naczyń, aby rozpocząć ekstrakcję. Prosimy kliknąć tutaj, aby zobaczyć powiększoną wersję tego rysunku.

Metoda chromatograficzna z cieczą w probówkach pomiarowych, układ eksperymentu rozdziału białek.
Rycina 8: Zdjęcie końcowego ekstraktu po ekstrakcji metodą MAE. Pozyskiwanie supernatantu po wirowaniu. Aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny, kliknij tutaj.

Wyniki analizy na mikropłytce ukazujące reakcje kolorymetryczne dla analizy biochemicznej w różnych dołkach.
Rysunek 9: Płytki 96-dołkowe do oznaczania TPC, TFC, aktywności wymiatywania DPPH, aktywności wymiatywania ABTS oraz analizy FRAP dla ekstraktów. (A) Oznaczanie TPC dla płytki ze standardem kwasu galowego w stężeniach od 2,5-75 µg/mL oraz dla ekstraktów z próbek. (B) Oznaczanie TFC dla płytki ze standardem kwercetyny w stężeniach od 2,5-50 µg/mL oraz analiza TFC w celu pomiaru ekstraktów z próbek. (C) Oznaczanie aktywności wymiatywania DPPH dla płytki ze standardem Trolox w stężeniach od 0,25-12,5 µg/mL oraz płytka detekcyjna aktywności wymiatywania DPPH dla ekstraktów z próbek. (D) Oznaczanie aktywności wymiatywania ABTS dla płytki ze standardem Trolox w stężeniach od 0,25-5 µg/mL oraz płytka detekcyjna aktywności wymiatywania ABTS dla ekstraktów z próbek. (E) Oznaczanie w analizie FRAP dla płytki ze standardem FeSO4 w stężeniach od 0,25-10 µg/mL oraz płytka detekcyjna analizy FRAP dla ekstraktów z próbek. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

Krzywe wzorcowe dla kwasu galowego, kwercetyny, troloxu i siarczanu żelaza(II); absorbancja względem stężenia.
Rysunek 10: Standardowe krzywe kalibracyjne dla TPC, TFC, aktywności wymiatania rodników DPPH, aktywności wymiatania rodników ABTS oraz testu FRAP. (A) Krzywa wzorcowa do wyznaczania TPC, wykreślona w funkcji stężeń standardu kwasu galowego i absorbancji przy A765. (B) Krzywa wzorcowa do wyznaczania TFC, wykreślona w funkcji stężeń standardu kwercetyny i absorbancji przy A510. (C) Krzywa wzorcowa do wyznaczania aktywności wymiatania rodników DPPH, wykreślona w funkcji stężeń standardu Trolox i % inhibicji. (D) Krzywa wzorcowa do wyznaczania aktywności wymiatania rodników ABTS, wykreślona w funkcji stężeń standardu Trolox i % inhibicji. (E) Krzywa wzorcowa do pomiaru w teście FRAP, wykreślona w funkcji stężeń standardu siarczanu żelaza(II) i absorbancji przy A593. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

Wykresy słupkowe analizujące zawartość składników odżywczych: wyniki TPC, DPPH, ABTS, α-amylazy i α-glukozydazy.
Rysunek 11: Wpływ rodzaju rozpuszczalnika na TPC, TFC, aktywność wymiatania DPPH, aktywność wymiatania ABTS oraz wynik testu FRAP w procesie MAE łusek kawy. (A) Wpływ rodzaju rozpuszczalnika na całkowitą zawartość związków fenolowych. (B) Wpływ rodzaju rozpuszczalnika na całkowitą zawartość flawonoidów. (C) Wpływ rodzaju rozpuszczalnika na aktywność wymiatania DPPH. (D) Wpływ rodzaju rozpuszczalnika na aktywność wymiatania ABTS. (E) Wpływ rodzaju rozpuszczalnika na wynik testu FRAP. Wartości przedstawiono jako średnia ± SD (n = 3). Wartości z różnymi literami w indeksie górnym oznaczają istotną statystycznie różnicę (p < 0.05). Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

Tabela 1: Przygotowanie krzywej wzorcowej kwasu galusowego. Przygotowanie zakresu stężeń wzorców od 2,5-75 µg/mL na płytce 96-dołkowej. B = próbka ślepa, 1-7 = numer dołków na płytce 96-dołkowej. Kliknij tutaj, aby pobrać tę tabelę.

Tabela 2: Obliczanie końcowego stężenia standardów kwasu galowego. Przygotowanie zakresu stężeń standardowych od 2,5 do 75 µg/mL. Końcowe stężenia (µg/mL) kwasu galowego obliczono odpowiednio. Stężenie końcowe (µg/mL) = (Stężenie początkowe (mg/ mL) × Objętość początkowa (µL) / objętość końcowa (µL)) × (1000 µg/1 mg). Kliknij tutaj, aby pobrać tę tabelę.

Tabela 3: Przygotowanie krzywej wzorcowej kwercetyny. Przygotowanie zakresu stężeń wzorca od 2,5-50 µg/mL na płytce 96-dołkowej. B = próbka ślepa, 1-7 = numery dołków na płytce 96-dołkowej. Prosimy kliknąć tutaj, aby pobrać tę tabelę.

Tabela 4: Tabela obliczeń stężeń końcowych dla standardów kwercetyny. Przygotowanie zakresu stężeń standardowych 2,5-50 µg/mL. Stężenia końcowe (µg/mL) kwercetyny są obliczane odpowiednio. Stężenie końcowe (µg/mL) = (stężenie początkowe (mg/mL) × objętość początkowa (µL) / objętość końcowa (µL)) × (1000 µg/1 mg). Kliknij tutaj, aby pobrać tę tabelę.

Tabela 5: Przygotowanie krzywej wzorcowej Trolox w zakresie stężeń 0,25-12,5 µg/mL. Przygotowanie zakresu stężeń wzorców 0,25-12,5 µg/mL na płytce 96-dołkowej. B = blank, C = kontrola, 1-7 = numery dołków na płytce 96-dołkowej. Kliknij tutaj, aby pobrać tę tabelę.

Tabela 6: Obliczanie stężenia końcowego standardów Trolox dla analizy DPPH. Przygotowanie zakresu stężeń standardowych od 0,25-12,5 µg/mL, w tym stężeń końcowych (µg/mL) Trolox. Stężenie końcowe (µg/mL) = (Stężenie początkowe (mg/mL) × Objętość początkowa (µL) / objętość końcowa (µL)) × (1000 µg/1 mg). Prosimy kliknąć tutaj, aby pobrać tę tabelę.

Tabela 7: Przygotowanie krzywej standardowej Trolox w zakresie stężeń 0,25-5 µg/mL. Przygotowanie zakresu stężeń roztworu standardowego 0,25-5 µg/mL na płytce 96-dołkowej. B = ślepa próba, C = kontrola, 1-7 = numery dołków na płytce 96-dołkowej. Aby pobrać tę tabelę, kliknij tutaj.

Tabela 8: Obliczanie końcowego stężenia standardów Trolox dla testu ABTS. Przygotowanie zakresu stężeń standardów od 0,25-5 µg/mL, zawierające końcowe stężenia (µg/mL) Trolox. Stężenie końcowe (µg/mL) = (stężenie początkowe (mg/mL) × objętość początkowa (µL) / objętość końcowa (µL)) × (1000 µg/1 mg). Kliknij tutaj, aby pobrać tę tabelę.

Tabela 9: Tabela obliczeń stężeń końcowych dla standardów FeSO4. Przygotowanie zakresu stężeń standardów od 2,5 do 100 µg/mL, w tym stężeń końcowych (µg/mL) FeSO4. Stężenie końcowe (µg/mL) = (stężenie początkowe (mg/mL) × objętość początkowa (µL) / objętość końcowa (µL)) × (1000 µg/1 mg). Kliknij tutaj, aby pobrać tę tabelę.

Tabela 10: Przygotowanie krzywej wzorcowej FeSO4. Przygotowanie zakresu stężeń wzorców od 0,25 do 10 µg/mL na płytce 96-dołkowej. B = próbka blank. Kliknij tutaj, aby pobrać tę tabelę.

Dyskusja

Kluczową rolę w pomyślnym wdrożeniu MAE odgrywają różne czynniki, takie jak zawartość fitochemiczna składników roślinnych, czas ekstrakcji, temperatura, moc mikrofalowa, stosunek ciał stałych do cieczy i stężenie rozpuszczalnika13. Rośliny zazwyczaj wykazują różne profile fitochemikaliów; Dlatego niezbędny jest wybór naturalnych roślin bogatych w przeciwutleniacze i związki fenolowe23. Co więcej, różne składniki bioaktywne wykazują różną polarność w zależności od zastosowanego rozpuszczalnika. Podobnie rozpuszczalniki wykazują różną polarność. Biorąc pod uwagę, że polarność rozpuszczalników odgrywa kluczową rolę w określaniu skuteczności ekstrakcji związków bioaktywnych z surowców, konieczne jest, aby polarność rozpuszczalnika była zgodna z polarnością docelowych cząsteczek bioaktywnych24.

W tym badaniu wykorzystano różne poliole do ekstrakcji polifenoli i przeciwutleniaczy z kawy silverskin za pomocą MAE. Polifenole są w przeważającej mierze polarne, a rozpuszczalniki o wysokiej polarności zazwyczaj zwiększają wydajność związków fenolowych25. W porównaniu z próbkami z wodą i etanolem, te wykorzystujące różne poliole wykazały wyższą skuteczność we wszystkich mierzonych reakcjach, w tym TPC, TFC i testach przeciwutleniaczy, takich jak DPPH, ABTS i FRAP. Wcześniejsze badania potwierdzają ustalenia, że mieszaniny wodno-poliolowe mogą zwiększyć wydajność ekstrakcji związków bioaktywnych w porównaniu z mieszaninami wodno-etanolowymi 9,10,11. Porównując różne poliole, próbki z określonym układem wodno-poliolowym nie uzyskały najwyższej wartości. Warto jednak zauważyć, że próbki z wodnym roztworem 1,2-heksanodiolu dały najwyższe wartości w testach TPC i TFC. Tymczasem te z wodnym glikolem heksylenowym dawały najwyższe wartości w testach DPPH i FRAP, a ekstrakt z wodnego glikolu pentylenowego wykazywał najwyższe wartości w teście ABTS. Różnice w wartościach uzyskanych z różnych testów, takich jak TPC, TFC, DPPH, ABTS i FRAP w wodnych układach poliolowych, można przypisać kilku czynnikom, w tym charakterystycznym cechom zastosowanych polioli. Poliole wykazują różnice w lepkości, polarności i temperaturze wrzenia, co bezpośrednio wpływa na ich skuteczność w ekstrakcji związków bioaktywnych z surowców roślinnych26. Jednym z potencjalnych wyjaśnień może być zasada "podobne rozpuszcza się podobnie", w której dany układ rozpuszczalników jest najbardziej odpowiedni do ułatwienia przenoszenia masy określonych związków bioaktywnych27. Podkreśla to, jak ważny jest wybór rozpuszczalnika o polarności odpowiadającej polarności docelowego związku bioaktywnego.

Innym możliwym powodem może być fakt, że różnica w liczbie grup hydroksylowych (-OH) obecnych w rozpuszczalniku znacząco wpływa na wydajność związków fenolowych28. Spośród tych polioli tylko gliceryna zawiera trzy grupy -OH, podczas gdy pozostałe poliole w tym badaniu zawierają dwie grupy -OH. Rozpuszczalniki o większej liczbie grup -OH mają tendencję do wykazywania wyższej lepkości w porównaniu z rozpuszczalnikami o mniejszej liczbie29. Podwyższona lepkość może utrudniać efektywny transfer związków aktywnych podczas procesu ekstrakcji, zmniejszając w ten sposób ogólną wydajność. Ponadto stała dielektryczna rozpuszczalnika, ściśle związana z jego polarnością, odgrywa kluczową rolę w określaniu jego zdolności do rozpuszczania polarnych lub niepolarnych substancji rozpuszczonych. Rozpuszczalniki o wyższych stałych dielektrycznych są bardziej biegłe w rozpuszczaniu polarnych substancji rozpuszczonych, a te o niższych lepiej nadają się do niepolarnych substancji rozpuszczonych30. Wśród polioli gliceryna wykazuje stosunkowo wysoką stałą dielektryczną wynoszącą 41,14, podczas gdy glikol heksylenowy, glikol pentylenowy i 1,2-heksanodiol wykazują niższe stałe dielektryczne wynoszące odpowiednio 25,86, 17,31 i 15,45, odpowiednio31,32. Wyniki tego badania sugerują, że związki bioaktywne w próbce mogą obejmować składniki niskopolarne.

Wydajność ekstrakcji można zwiększyć poprzez optymalizację doboru i składu rozpuszczalników, a dalsze eksperymenty mogą być wymagane w celu zidentyfikowania najbardziej odpowiedniego systemu rozpuszczalników. Chociaż badanie wykazuje potencjał, jest ograniczone ze względu na skupienie się wyłącznie na ekstrakcji poliolowej wspomaganej mikrofalami oraz ograniczoną ocenę innych zmiennych, w tym czasu trwania ekstrakcji, temperatury, stężenia rozpuszczalnika, stosunku ciał stałych do cieczy i mocy ekstrakcji. Ponadto konieczne jest przeprowadzenie badań mechanistycznych, aby zrozumieć, w jaki sposób poliole funkcjonują ze względu na ich zróżnicowane stałe dielektryczne, co bezpośrednio wpływa na ich rozpuszczalność w polarnych lub niepolarnych substancjach rozpuszczonych. Różnice w stałych dielektrycznych między poliolami podkreślają znaczenie badania ich specyficznych mechanizmów w ekstrakcji związków bioaktywnych. Takie badania dostarczyłyby cennych informacji na temat interakcji rozpuszczalnik-substancja rozpuszczona, pomagając w optymalizacji i doborze systemów rozpuszczalnikowych do wydajnych procesów ekstrakcji.

Jeśli chodzi o proces MAE, istnieją pewne ograniczenia. Podczas gdy MAE może zapewnić szybkie nagrzewanie, precyzyjna kontrola temperatury może być trudna, potencjalnie prowadząc do przegrzania i degradacji związków wrażliwych termicznie33. Jednak ustawienie mocy mikrofal dla gradientu i temperatury ekstrakcji można ustawić na tę samą moc mikrofal, aby uniknąć frustracji związanej z temperaturą podczas ekstrakcji. Ponadto MAE ma ograniczenia dotyczące wrażliwych na ciepło elementów rośliny. Jednak zaawansowana technologia Ethos X MAE może zminimalizować ryzyko pogorszenia jakości poprzez wspieranie efektywnego ogrzewania przez krótszy czas za pomocą ogrzewania dielektrycznego34. Każde naczynie komory MAE ma swoją ograniczoną maksymalną pojemność ciał stałych i cieczy. Stosunek ciał stałych do cieczy w tym ograniczeniu może również mieć duży wpływ na stężenie ekstraktów11. Rozpuszczanie między rozpuszczalnikiem a substancją rozpuszczoną można przyspieszyć za pomocą mieszadeł, co potencjalnie prowadzi do skutecznej ekstrakcji i wyższej wydajności35. Ponadto wyekstrahowane związki fenolowe i flawonoidowe w ekstraktach można zweryfikować za pomocą dodatkowej analizy, takiej jak chromatografia cieczowa z potrójną kwadrupolową spektrometrią mas (LC-QQQ) i chromatografia cieczowa z kwadrupolową spektrometrią mas czasu przelotu (LC-QTOF), w celu ustalenia obecności określonych związków bioaktywnych i ich odpowiednich ilości36.

Ekstrakcja polifenoli i przeciwutleniaczy z kawy srebrzystej przy użyciu wodnych polioli za pomocą MAE wykazała wyższą skuteczność w porównaniu z ekstraktami wodnymi i wodnymi roztworami etanolu. Na podstawie wyników uzyskanych z MAE ekstraktów CS na bazie polioli zaobserwowano, że zastosowanie układów wodno-heksylenowo-glikolowych, wodnych 1,2-heksanodiolu i wodno-pentylenowo-glikolowych skutkowało znacznie wyższą wydajnością ekstrakcji związków bioaktywnych i zdolnościami przeciwutleniającymi. Co więcej, odkrycia te podkreślają potencjał wykorzystania tak wyekstrahowanych związków do późniejszych analiz badawczych. Wykorzystanie polioli jako zielonych rozpuszczalników do ekstrakcji związków bioaktywnych z materiałów roślinnych za pomocą MAE obiecuje korzyści dla środowiska i zwiększoną wydajność związków bioaktywnych, oferując zrównoważone podejście z potencjałem do zastosowania w przemyśle kosmetycznym.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

To badanie zostało sfinansowane przez Uniwersytet Mae Fah Luang. Autorzy pragną podziękować Instytutowi Herbaty i Kawy Uniwersytetu Mae Fah Luang za ułatwienie kontaktu między naukowcami a lokalnymi rolnikami w zakresie pozyskiwania próbek kawy srebrzystej skóry.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
1,2-heksanodiolChanjao Długowieczność Co., Ltd.
Sól diamonowa kwasu 2,2-azyno-bis-3 etylobenzotiazolino-6-sulfonowego (ABTS)SigmaA1888
2,2-difenylo-1-pikrylohydrazyl (DPPH)SigmaD9132
2,4,6-tri(2-pirydylo)-s-triazyna (TPTZ)Sigma93285
Waga 2-cyfrowaOhausPioneer
4-cyfrowa wagaDenverSI-234
Kwas 6-hydroksy-2,5,7,8 tetrametylochromano-2-karboksylowy (Trolox)Sigma238813
96-dołkowa płytkaSPL Nauki
Etanol absolutnyRCI Labscan64175
Kwas octowyRCI Labscan64197
Chlorek glinuLoba Chemie898
Automatyczny pipetaLabnetBiopett
Glikol butylenowyChanjao Longevity Co., Ltd.
Zaawansowana ekstrakcja mikrofalowa Ethos XMilestone Srl, Sorisole, Włochy
Siarczan żelazawyAjex Finechem3850
Odczynnik Folin-CiocalteuZamrażarka Loba Chemie3870
SFSanyoC697(GYN)
Kwas galusowySigma398225
MłynekOu Hardware Products Co., Ltd
Glikol heksylenowyChanjao Longevity Co., Ltd.
Kwas solny (37%)RCI LabscanAR1107
Chlorek żelaza (III)Loba Chemie3820
IsopentyldiolChanjao Longevity Co., Ltd.
MetanolRCI Labscan67561
Metylopropanodiol Chanjao Długowieczność Co., Sp. z o.o.
Glikol pentylenowyChanjao Longevity Co., Ltd.
Nadsiarczan potasuLoba Chemie5420
Glikol propylenowyChanjao Longevity Co., Ltd.
KwercetynaSigmaQ4951
Wirówka z chłodzeniemHettich
Octan soduLoba Chemie5758
Węglan soduLoba Chemie5810
Wodorotlenek soduRCI LabscanAR1325
Azotyn soduLoba Chemie5954
Czytnik mikropłytek SPECTROstar NanoOprogramowanie BMG- LABTECH
SPSS IBMSPSS Statistics 20
Suszarka do tacekFrancja EtuvesXUE343
przyrodnicze

Bibliografia

  1. Wawoczny, A., Gillner, D. The most potent natural pharmaceuticals, cosmetics, and food ingredients isolated from plants with deep eutectic solvents. J Agric Food Chem. 71 (29), 10877-10900 (2023).
  2. Syukur, M., Prahasiwi, M. S., Yuliani, S., Purwaningsih, Y., Indriyanti, E. Profiling of active compounds of extract ethanol, n-hexane, ethyl acetate and fraction ethanol of star anise (Illicium verum hook. F.) and determination of total flavonoids, total phenolics and their potential as antioxidants. Sci Technol Indones. 8 (2), 219-226 (2023).
  3. Supjaroenporn, C., Khongcharoen, P., Myo, H., Khat-Udomkiri, N. Studying the optimization, characterization, and antioxidant activities of phenolic extracts extracted from Rhus chinensis Mill. Leaf using microwave-assisted extraction system with glycerol as a green solvent. Curr Bioact Compd. 20 (3), 68-82 (2024).
  4. Gasser, M. S., Abdel Rahman, R. O. Sustainability of solvent extraction techniques in pollution prevention and control. Handbook of advanced approaches towards pollution prevention and control. , Elsevier. 33-66 (2021).
  5. Płotka-Wasylka, J., Rutkowska, M., Owczarek, K., Tobiszewski, M., Namieśnik, J. Extraction with environmentally friendly solvents. TrAC, Trends Anal Chem. 91, 12-25 (2017).
  6. Queffelec, J., Beraud, W., Torres, M. D., Domínguez, H. Advances in obtaining ready-to-use extracts with natural solvents. Sustain Chem Pharm. 38, 101478(2024).
  7. Can Karaca, A., Erdem, I. G., Ak, M. M. Effects of polyols on gelation kinetics, gel hardness, and drying properties of alginates subjected to internal gelation. LWT. 92, 297-303 (2018).
  8. Nastasi, J. R., Daygon, V. D., Kontogiorgos, V., Fitzgerald, M. A. Qualitative analysis of polyphenols in glycerol plant extracts using untargeted metabolomics. Metabolites. 13 (4), 566(2023).
  9. Khat-Udomkiri, N., Gatnawa, G., Boonlerd, N., Myo, H. Valorization of Camellia sinensis flowers in cosmetic and pharmaceutical applications: Optimization of microwave-assisted glycerin extraction. Waste Biomass Valori. 15, 323-335 (2023).
  10. Myo, H., Yaowiwat, N., Pongkorpsakol, P., Aonbangkhen, C., Khat-Udomkiri, N. Butylene glycol used as a sustainable solvent for extracting bioactive compounds from Camellia sinensis flowers with ultrasound-assisted extraction. ACS omega. 8 (5), 4976-4987 (2023).
  11. Myo, H., Khat-Udomkiri, N. Optimization of ultrasound-assisted extraction of bioactive compounds from coffee pulp using propylene glycol as a solvent and their antioxidant activities. Ultrason Sonochem. 89, 106127(2022).
  12. Twaij, B. M., Hasan, M. N. Bioactive secondary metabolites from plant sources: Types, synthesis, and their therapeutic uses. Int J Plant Biol. 13 (1), 4-14 (2022).
  13. Bitwell, C., Sen, I. S., Luke, C., Kakoma, M. K. A review of modern and conventional extraction techniques and their applications for extracting phytochemicals from plants. Sci Afr. 19, e01585(2023).
  14. Chakrabortty, S., et al. Recent advances in food biotechnology. Kumar, A., Patruni, K., Singh, V. , Springer Nature Singapore. Singapore. 353-370 (2022).
  15. Fan, L., et al. Mechanochemical assisted extraction as a green approach in preparation of bioactive components extraction from natural products - A review. Trends Food Sci Technol. 129, 98-110 (2022).
  16. Bessada, S. M., C Alves, R., Pp Oliveira, M. B. Coffee silverskin: A review on potential cosmetic applications. Cosmetics. 5 (1), 5(2018).
  17. Myo, H., Nantarat, N., Khat-Udomkiri, N. Changes in bioactive compounds of coffee pulp through fermentation-based biotransformation using Lactobacillus plantarum TISTR 543 and its antioxidant activities. Fermentation. 7 (4), 292(2021).
  18. Molole, G. J., Gure, A., Abdissa, N. Determination of total phenolic content and antioxidant activity of Commiphora mollis (oliv). Engl. Resin. BMC Chem. 16 (1), 48(2022).
  19. Barku, V., Opoku-Boahen, Y., Owusu-Ansah, E., Mensah, E. Antioxidant activity and the estimation of total phenolic and flavonoid contents of the root extract of Amaranthus spinosus. Asian J Plant Sci Res. 3 (1), 69-74 (2013).
  20. Samarasiri, M., Chandrasiri, T., Wijesinghe, D., Gunawardena, S. Antioxidant capacity and total phenolic content variations against Morinda citrifolia L. fruit juice production methods. Int J Food Eng. 5, 293-299 (2019).
  21. Rumpf, J., Burger, R., Schulze, M. Statistical evaluation of DPPH, ABTS, FRAP, and Folin-Ciocalteu assays to assess the antioxidant capacity of lignins. Int J Biol Macromol. 233, 123470(2023).
  22. Lainez-Cerón, E., Ramírez-Corona, N., Jiménez-Munguía, M. T., Palou, E., López-Malo, A. Extraction of bioactive compounds from plants by means of new environmentally friendly solvents. Research and technological advances in food science. , Academic Press. 301-332 (2022).
  23. Yu, M., Gouvinhas, I., Rocha, J., Barros, A. I. R. N. A. Phytochemical and antioxidant analysis of medicinal and food plants towards bioactive food and pharmaceutical resources. Sci Rep. 11 (1), 10041(2021).
  24. Lefebvre, T., Destandau, E., Lesellier, E. Selective extraction of bioactive compounds from plants using recent extraction techniques: A review. J Chromatogr A. 1635, 461770(2021).
  25. Nandasiri, R., Eskin, N. M., Thiyam-Höllander, U. Antioxidative polyphenols of canola meal extracted by high pressure: Impact of temperature and solvents. J Food Sci. 84 (11), 3117-3128 (2019).
  26. Jha, A. K., Sit, N. Extraction of bioactive compounds from plant materials using combination of various novel methods: A review. Trends Food Sci Technol. 119, 579-591 (2022).
  27. Czarnecki, M. A., et al. Solvent effect on the competition between weak and strong interactions in phenol solutions studied by near-infrared spectroscopy and DFT calculations. Phys Chem Chem Phys. 23 (35), 19188-19194 (2021).
  28. Lu, W., Mackie, C. J., Xu, B., Head-Gordon, M., Ahmed, M. A computational and experimental view of hydrogen bonding in glycerol water clusters. J Phys Chem A. 126 (10), 1701-1710 (2022).
  29. Fan, C., Liu, Y., Sebbah, T., Cao, X. A theoretical study on terpene-based natural deep eutectic solvent: Relationship between viscosity and hydrogen-bonding interactions. Glob Chall. 5 (3), 2000103(2021).
  30. Liese, S., Schlaich, A., Netz, R. R. Dielectric constant of aqueous solutions of proteins and organic polymers from molecular dynamics simulations. J Chem Phys. 156 (22), 224903(2022).
  31. Noreland, E., Gestblom, B., Sjöblom, J. Dielectric relaxation studies of 1-hexanol and 1, 2-hexanediol in heptane. J Solution Chem. 18, 303-312 (1989).
  32. Wohlfarth, C. Permittivity (dielectric constant) of liquids. CRC Handbook of Chemistry and Physics. 6, http://webdelprofesor.ula.ve/ciencias/isolda/libros/handbook.pdf (1994).
  33. Dean, J. R. Extraction techniques for environmental analysis. , John Wiley & Sons. (2022).
  34. Nour, A. H., Oluwaseun, A. R., Nour, A. H., Omer, M. S., Ahmed, N. Microwave-assisted extraction of bioactive compounds. Microwave heating. Electromagnetic fields causing thermal and non-thermal effects. , https://www.intechopen.com/books/10089 1-31 (2021).
  35. David, F., Ochiai, N., Sandra, P. Stir bar sorptive extraction: A versatile, sensitive and robust technique for targeted and untargeted analyses. Evolution of solid-phase microextraction technology. , https://www.intechopen.com/books/10089. (2023).
  36. López-Fernández, O., et al. Determination of polyphenols using liquid chromatography-tandem mass spectrometry technique (LC-MS/MS): A review. Antioxidants. 9 (6), 479(2020).

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Rozpuszczalniki na bazie polioliaktywno przeciwutleniaj casrebrzysta sk rka kawyzielona ekstrakcjaca kowita zawarto zwi zk w fenolowychtest DPPHzawarto flawonoid w
Ekstrakcja mikrofalowa związków fenolowych i przeciwutleniaczy do zastosowań kosmetycznych z wykorzystaniem technologii poliolowej
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.