Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Ekstrakcja mikrofalowa związków fenolowych i przeciwutleniaczy do zastosowań kosmetycznych z wykorzystaniem technologii poliolowej

4K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/67033

⸱

23 sierpnia 2024

 ,  ,  , 
1School of Cosmetic Science, Mae Fah Laung University, 2College of Public Health Sciences, Chulalongkorn University

W tym artykule

Podsumowanie

Ten protokół szczegółowo opisuje wykorzystanie metody ekstrakcji mikrofalowej na bazie poliolu do ekstrakcji związków fenolowych i naturalnych przeciwutleniaczy, reprezentując praktyczne i przyjazne dla środowiska podejście do rozwoju gotowych do użycia ekstraktów.

Streszczenie

Wykorzystanie polioli jako zielonych rozpuszczalników do ekstrakcji związków bioaktywnych z materiałów roślinnych zyskało uwagę ze względu na ich bezpieczeństwo i obojętność w stosunku do bioaktywnych chemikaliów roślinnych. Badanie to dotyczy zrównoważonej ekstrakcji związków fenolowych i naturalnych przeciwutleniaczy z kawy silverskin przy użyciu metody ekstrakcji wspomaganej mikrofalami (MAE) rozpuszczalnikami na bazie polioli: gliceryną, glikolem propylenowym (PG), glikolem butylenowym (BG), metylopropanodiolem (MPD), izopentylodiolem (IPD), glikolem pentylenowym, 1,2-heksanodiolem i glikolem heksylenowym (HG). Przeprowadzono analizę porównawczą konwencjonalnych i niekonwencjonalnych ekstrakcji rozpuszczalnikowych, koncentrując się na ich wpływie na związki bioaktywne MAE, obejmując takie parametry, jak całkowita zawartość fenoli (TPC), całkowita zawartość flawonoidów (TFC) i aktywność przeciwutleniająca, taka jak test wymiatania rodników 1,1-difenylo-2-pikrylohydrazylu (DPPH), test wymiatania rodników 2,2′-azyno-bis(-3-etylobenzotiazolino-6-sulfonowego) (ABTS) oraz test mocy przeciwutleniającej redukującej żelazo (FRAP). Najwyższe wartości zaobserwowano dla TPC z ekstrakcją wodno-1,2-heksanodiolową (próbka 52,0 ± 3,0 mg GAE/g), TFC z ekstrakcją wodno-1,2-heksanodiolem (20,0 ± 1,7 mg QE/g próbki), DPPH z ekstrakcją wodną HG (13,6 ± 0,3 mg TE/g próbki), ABTS z ekstrakcją wodnym glikolem pentylenowym (8,2 ± 0,1 mg TE/g próbki), oraz FRAP z ekstrakcją wodnym HG (próbka 21,1 ± 1,3 mg Fe (II) E/g). Badania te mają na celu rozwój przyjaznej dla środowiska technologii ekstrakcji poprzez naturalne składniki roślinne, promowanie zrównoważonego rozwoju poprzez minimalizację niebezpiecznych chemikaliów przy jednoczesnym zmniejszeniu zużycia czasu i energii, z potencjalnymi zastosowaniami w kosmetykach.

Wprowadzenie

Obecnie istnieje globalny trend w kierunku świadomości ekologicznej w branży kosmetycznej, co skłania producentów do skupienia się na zielonej technologii ekstrakcji składników roślinnych przy użyciu zrównoważonych alternatyw1. Zazwyczaj tradycyjne rozpuszczalniki, takie jak etanol, metanol i heksan, są używane do ekstrakcji roślinnych składników fenolowych i naturalnych przeciwutleniaczy2. Niemniej jednak obecność pozostałości rozpuszczalników w ekstraktach roślinnych stanowi potencjalne zagrożenie dla zdrowia ludzkiego, wywołując podrażnienie skóry i oczu3, szczególnie w odniesieniu do ich zamierzonego zastosowania w kosmetykach. W związku z tym trudno jest wyeliminować takie pozostałości rozpuszczalników z ekstraktów, co wymaga znacznych inwestycji czasu, energii i zasobów ludzkich4. Ostatnio przegrzana woda, ciecze jonowe, rozpuszczalniki głęboko eutektyczne i rozpuszczalniki pochodzenia biologicznego okazały się obiecującymi metodami ekstrakcji zielonym rozpuszczalnikiem5. Jednak ich zastosowanie jest nadal ograniczone przez separację produktów w procesach wodnych. Aby sprostać tym wyzwaniom, opracowanie gotowych do użycia ekstraktów staje się realnym rozwiązaniem6.

Poliole są często używane w preparatach kosmetycznych jako humektanty ze względu na ich dobrą polaryzację i zdolność do zatrzymywania wilgoci z otoczenia7. Ponadto do ekstrakcji roślin można wykorzystać poliole, takie jak gliceryna, glikol propylenowy, glikol butylenowy, metylopropanodiol, izopentylodiol, glikol pentylenowy, 1,2-heksanodiol i glikol heksylenowy. Są uważane za nietoksyczne, biodegradowalne, przyjazne dla środowiska, niereaktywne i bezpieczne rozpuszczalniki do stosowania w ekstrakcji roślin8. Dodatkowo, poliole mogą wytrzymać ciepło wytwarzane podczas ekstrakcji wspomaganej mikrofalami (MAE) ze względu na ich podwyższoną temperaturę wrzenia i polarność9. Poliole te są ogólnie uznawane za bezpieczne (GRAS) substancje chemiczne przez Amerykańską Agencję ds. Żywności i Leków (FDA). W przeciwieństwie do konwencjonalnych rozpuszczalników, takich jak etanol lub metanol, które mogą wymagać rygorystycznego usunięcia z ekstraktu ze względu na ich potencjalnie szkodliwe działanie, poliole mają tę zaletę, że minimalizują energię, czas i koszty związane z procesami usuwania rozpuszczalników10. To nie tylko usprawnia proces ekstrakcji, ale także zwiększa ogólną wydajność i zrównoważony charakter metody ekstrakcji. W poprzednich badaniach wykorzystano poliole, takie jak glikol propylenowy i glikol butylenowy, jako rozpuszczalniki do ekstrakcji związków bioaktywnych z Camellia sinensis flowers10 i pulpy kawowej11, ujawniając znaczny potencjał ich roli jako zrównoważonych alternatywnych rozpuszczalników w procesie ekstrakcji roślin. W związku z tym ciągły rozwój i optymalizacja systemu rozpuszczalników poliolowo-wodnych ma potencjał znaczącego postępu w dziedzinie zielonej chemii i zrównoważonych praktyk przemysłowych.

Generalnie, związki bioaktywne występujące w roślinach są syntetyzowane jako metabolity wtórne. Związki te można podzielić na trzy podstawowe grupy: terpeny i terpenoidy, alkaloidy i związki fenolowe12. W różnych warunkach stosuje się różne metody ekstrakcji w celu wyizolowania określonych związków bioaktywnych z roślin. Związki bioaktywne z surowców roślinnych można ekstrahować przy użyciu technik konwencjonalnych lub niekonwencjonalnych. Tradycyjne metody obejmują macerację, ekstrakcję zwrotną i hydrodestylację, podczas gdy metody niekonwencjonalne obejmują ekstrakcję wspomaganą ultradźwiękami, ekstrakcję wspomaganą enzymami, ekstrakcję wspomaganą mikrofalami (MAE), ekstrakcję wspomaganą pulsacyjnym polem elektrycznym, ekstrakcję płynem nadkrytycznym i ekstrakcję cieczą pod ciśnieniem13. Te niekonwencjonalne metody mają na celu zwiększenie bezpieczeństwa poprzez wykorzystanie bezpieczniejszych rozpuszczalników i środków pomocniczych, poprawę efektywności energetycznej, zapobieganie degradacji składników bioaktywnych i zmniejszenie zanieczyszczenia środowiska14.

Ponadto, MAE jest jedną z zaawansowanych technologii ekologicznych do ekstrakcji związków bioaktywnych z roślin. Konwencjonalne procedury ekstrakcji wymagają znacznych ilości czasu, energii i wysokich temperatur, które z czasem mogą doprowadzić do degradacji wrażliwych na ciepło związków bioaktywnych13. W przeciwieństwie do konwencjonalnych ekstrakcji termicznych, MAE ułatwia ekstrakcję związków bioaktywnych poprzez generowanie miejscowego ogrzewania w próbce, zakłócanie struktur komórkowych i usprawnianie transferu masy, zwiększając w ten sposób wydajność ekstrakcji związków. Ciepło jest przenoszone z wnętrza komórek roślinnych przez mikrofale, które działają na cząsteczki wody w składnikach rośliny13. Co więcej, firma MAE poczyniła postępy w celu poprawy ekstrakcji i separacji związków aktywnych, zwiększając wydajność ekstrakcji, zwiększając wydajność ekstrakcji, wymagając mniejszej ilości chemikaliów oraz oszczędzając czas i energię, jednocześnie zapobiegając niszczeniu związków bioaktywnych15.

To badanie skupia się na ekstrakcji roślinnych związków fenolowych i naturalnych przeciwutleniaczy poprzez ekstrakcję wspomaganą mikrofalami (MAE) przy użyciu różnych rodzajów polioli jako rozpuszczalników. Określa się całkowitą zawartość fenoli (TPC), całkowitą zawartość flawonoidów (TFC) i aktywność przeciwutleniającą (DPPH, ABTS i FRAP) w ekstraktach MAE na bazie polioli. Dodatkowo, MAE na bazie poliolu jest porównywany z MAE przy użyciu konwencjonalnych rozpuszczalników, takich jak woda i etanol. Oczekuje się, że badania te przyczynią się do opracowania zrównoważonej środowiskowo technologii ekstrakcji składników naturalnych, promując zrównoważony rozwój poprzez zmniejszenie zależności od niebezpiecznych chemikaliów, skrócenie czasu przetwarzania i zminimalizowanie zużycia energii w produkcji surowców do potencjalnych zastosowań w przemyśle kosmetycznym.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Szczegóły dotyczące odczynników i sprzętu użytego w tym badaniu są wymienione w Tabeli Materiałów.

1. Przygotowanie eksperymentalne

  1. Przygotowanie próbki rośliny
    1. Zbierz świeżą kawę (Coffea arabica) i wysusz ją w temperaturze 60 °C w suszarce z tacą przez 72 godziny11.
    2. Zmiel suszoną kawę silverskin (CS) na drobny proszek za pomocą młynka i przechowuj w temperaturze pokojowej do dalszej analizy11.
      UWAGA: W tym badaniu świeże CS (C. arabica) zebrano z Baan Doi Chang, dystrykt Mae Suai, Chiang Rai, Tajlandia. CS jest produktem ubocznym otrzymywanym podczas procesu łuskania, który usuwa warstwę pergaminu z suszonych ziaren kawy po przetworzeniu wiśni w celu usunięcia zewnętrznych warstw owoców16.
  2. chemikalia
    1. Stosować odczynniki chemiczne o jakości analitycznej, z wyjątkiem rozpuszczalników stosowanych w doświadczeniu.
      UWAGA: W eksperymencie użyto rozpuszczalników klasy kosmetycznej.
    2. Rozpuszczalniki (woda, etanol, gliceryna, glikol propylenowy, glikol butylenowy, glikol heksylenowy, izopentylodiol, 1-2 heksanodiol, glikol pentylenowy i metylopropanodiol) należy użyć rozpuszczalników (woda, etanol, gliceryna, glikol propylenowy, glikol butylenowy, glikol heksylenowy, izopentylodiol, 1-2 heksanodiol, glikol pentylenowy i metylopropanodiol) do ekstrakcji CS za pomocą MAE.

2. Proces ekstrakcji

  1. Przygotowanie próbki i rozpuszczalnika
    1. Przygotować próbkę i rozpuszczalniki do procedury MAE zgodnie z wcześniej zgłoszonym protokołem9 z pewnymi modyfikacjami.
    2. Przygotować każdy rozpuszczalnik w stężeniu 60%, rozcieńczając 60 ml każdego rozpuszczalnika wodą destylowaną i dostosowując objętość do 100 ml w przypadku ekstrakcji trzykrotnej.
      UWAGA: Do ekstrakcji wody używaj 100% wody destylowanej.
    3. Odważyć 0,67 g CS i wymieszać z 20 ml każdego rozpuszczalnika ekstrakcyjnego w stosunku 1:30 w pojemniku reakcyjnym (Rysunek 1A) dla MAE.
      UWAGA: Maksymalna ilość ciała stałego-cieczy dla każdego naczynia wynosi 2 g próbki i 20 ml rozpuszczalnika.
    4. Dodaj mieszadło magnetyczne do każdego naczynia, aby zapewnić równomierny rozkład ciepła i rozpuszczalnika w próbce, zwiększając wydajność procesu ekstrakcji i promując lepszą wydajność ekstrakcji.
      UWAGA: Jeśli do procesu ekstrakcji stosuje się rozpuszczalniki niepolarne, zamiast mieszadeł magnetycznych można użyć mieszadeł teflonowych, aby zapewnić efektywne ogrzewanie przez system mikrofalowy.
    5. Zamknij dokładnie każde naczynie specjalnym narzędziem (Rysunek 2) i umieść wszystkie naczynia w komorze MAE (Rysunek 1B).
  2. Ustawianie przyrządu i procedury ekstrakcji wspomaganej mikrofalami
    1. Wykonaj procedurę ekstrakcji zgodnie z protokołem referencyjnym z pewnymi modyfikacjami9.
    2. Otwórz ekran monitora, aby skonfigurować metodę, klikając ikonę przybornika na górnym pasku i wybierając wirnik SK eT w sekcji akcesoriów (Rysunek 3A,B).
    3. Wybierz szybkość mieszania prętów mieszadła, klikając sekcję mieszadła i wpisując 20% (Rysunek 4A).
      UWAGA: Szybkość mieszania można wybrać w zakresie od 0% do 100%.
    4. Kliknij sektor zamka drzwi i ustaw go tak, aby aktywował się w temperaturach przekraczających 80 °C (Rysunek 4B).
      UWAGA: To ustawienie zapewnia automatyczne zamykanie drzwi komory, gdy temperatura wewnętrzna przekroczy 80 °C.
    5. Kliknij ikonę tabeli na górnym pasku (Rysunek 5A) i ustaw gradient temperatury (T1) na czas ekstrakcji 10 minut, moc mikrofal na 1800 W, a temperaturę na 120 °C.
    6. Aktywuj mieszadło, klikając przycisk mieszadła, aż pojawi się zielone światło.
    7. Ustaw prędkość wentylatora dmuchawy na poziom 3 (maksymalny) (Rysunek 5B).
    8. Aby utrzymać czas ekstrakcji, wybierz żądaną temperaturę ekstrakcji (T2), ustawiając czas ekstrakcji na 15 minut, moc mikrofal na 1800 W, a temperaturę na 120 °C.
    9. Ustaw prędkość mieszadła i wentylatora zgodnie z rozdziałami 2.2.6 i 2.2.7 (Rysunek 5A,B).
      UWAGA: Maksymalna temperatura i moc mikrofal to 260 °C i 1800 W.
    10. Ustaw czas chłodzenia, klikając przycisk chłodzenia w lewym dolnym rogu ekranu i wybierając czas trwania 10 minut (Rysunek 6).
    11. Zapisz metodę, klikając ikonę zapisywania w prawym górnym rogu ekranu (Rysunek 7A).
    12. Upewnij się, że po zapisaniu warunków metody, wykres warunków ekstrakcji zostanie wyświetlony na ekranie z przyciskiem odtwarzania w prawym dolnym rogu (Rysunek 7B).
    13. Rozpocznij proces ekstrakcji, wybierając liczbę używanych naczyń (Rysunek 7C).
      UWAGA: W jednej ekstrakcji można użyć do 15 naczyń, a jeśli wykorzystana jest żądana liczba naczyń, należy zapewnić zrównoważone rozmieszczenie naczyń w komorze.
    14. Po ekstrakcji odwirować ekstrakty w temperaturze 4 °C, 9072 x g, przez 15 minut, używając wirówki z chłodzeniem.
    15. Zebrać supernatant za pomocą szklanej pipety o pojemności 10 ml (Rysunek 8) i przechowywać go w temperaturze -20 °C w zamrażarce do dalszych badań.
      UWAGA: W zależności od wielkości cząstek i gęstości resztek roślinnych, ekstrakty będą wymagały dłuższego czasu wirowania (20-30 min).

3. Oznaczanie związków fenolowych

  1. Oznaczanie całkowitej zawartości fenoli
    1. Określ całkowitą zawartość fenoli w ekstraktach CS, odwołując się do protokołu z pewnymi modyfikacjami17.
    2. Przygotować 10-krotne rozcieńczenie próbek, rozcieńczając je wodą destylowaną.
    3. Zmieszać 10 μl rozcieńczonej próbki z 20 μl nierozcieńczonego odczynnika Folin-Ciocalteu i pozostawić do reakcji przez 3 minuty.
    4. Następnie dodaj 100 μl 7,5% roztworu Na2CO3 do mieszaniny w każdym dołku 96-dołkowej płytki.
    5. Przygotować różne stężenia dla standardowego zakresu stężeń kwasu galusowego (patrz Tabela 1 i Tabela 2) przez rozcieńczenie wodą destylowaną.
    6. Wymieszaj je z 20 μl odczynnika Folin-Ciocalteu i pozwól im reagować przez 3 minuty.
    7. Następnie dodaj 100 μl 7,5% roztworu Na2CO3 do mieszaniny w każdym dołku 96-dołkowej płytki.
    8. Inkubować reakcję przez 30 minut w ciemności w temperaturze pokojowej.
    9. Zmierzyć absorbancję roztworu reakcyjnego przy długości fali 765 nm za pomocą czytnika mikropłytek (Rysunek 9A).
    10. Wykreślić krzywą wzorcową kalibracji, używając stężeń wzorca i absorbancji przy 765 nm (Rysunek 10A).
    11. Wyrazić wyniki w mg ekwiwalentu kwasu galusowego (GAE) na g próbki i obliczyć za pomocą następującego równania18:
      UWAGA: mg ekwiwalentu kwasu galusowego (GAE) na g próbki = [((A765 - c) / m)) w μg ekwiwalentu kwasu galusowego × Całkowita objętość w basenie reakcyjnym (ml) x Rozcieńczenie × masa suchej próbki (1 g) x Wynikowa objętość ekstraktu (ml)] / [(Objętość próbki dodanej do każdej studzienki (ml) x Rzeczywista masa suchej próbki (g) × współczynnik konwersji z μg na mg (1000)]
      gdzie, c = punkt przecięcia z osią y, m = nachylenie
  2. Oznaczanie całkowitej zawartości flawonoidów
    1. Określ całkowitą zawartość flawonoidów w ekstrakcie CS zgodnie z protokołem z pewnymi modyfikacjami17.
    2. Przygotować 5-krotne rozcieńczenie próbek, rozcieńczając je wodą destylowaną.
    3. Dodać 50 μl rozcieńczonej próbki do 15 μl 5%NaNO2 i inkubować w ciemności przez 5 minut.
    4. Zmieszać 15 μl 10% roztworu AlCl3 z reakcją i przechowywać w temperaturze pokojowej przez 6 minut.
    5. Następnie dodać 100 μl 1 M roztworu NaOH do reakcji i inkubować przez kolejne 10 minut.
    6. Zmierzyć absorbancję mieszaniny przy długości fali 510 nm ( Rysunek 9B).
    7. Przygotować różne stężenia kwercetyny w standardowym zakresie (patrz tabela 3 i 4), dodając je do 15 μl 5%NaNO2 i inkubując w ciemności przez 5 minut.
    8. Zmieszać 15 μl 10% roztworu AlCl3 z reakcją i przechowywać w temperaturze pokojowej przez 6 minut.
    9. Dodać 100 μl 1 M roztworu NaOH do reakcji i inkubować dalej przez 10 minut.
    10. Określ absorbancję wzorca przy 510 nm ( Rysunek 9B).
    11. Wykreślić krzywą wzorcową kalibracji, używając stężeń wzorca i absorbancji przy 510 nm (Rysunek 10B).
    12. Wyrazić wyniki jako mg ekwiwalentu kwercetyny (QE) na g próbki, obliczone za pomocą równania19 w następujący sposób:
      UWAGA: mg ekwiwalentu kwercetyny (QE) na g próbki = [((A510 - c) / m)) w μg ekwiwalentu kwercetyny × Całkowita objętość w basenie reakcyjnym (ml) x Rozcieńczenie × masa suchej próbki (1 g) x Wynikowa objętość ekstraktu (ml)] / [(Objętość próbki dodanej do każdego dołka (ml) x Rzeczywista masa suchej próbki (g) × współczynnik konwersji z μg na mg (1000)]
      gdzie, c = punkt przecięcia z osią y, m = nachylenie

4. Określenie aktywności przeciwutleniającej

  1. Test wymiatania rodników 1,1-difenylo-2-pikrylo-hydrazylu (DPPH)
    1. Określ aktywność DPPH w zakresie wymiatania rodników ekstraktu CS zgodnie z protokołem z pewnymi modyfikacjami17.
    2. Przygotować 10-krotne rozcieńczenie próbek, rozcieńczając je wodą destylowaną.
    3. Zmieszać 20 μl rozcieńczonych próbek ze 135 μl 0,1 mM roztworu DPPH.
    4. Przygotować różne stężenia w zakresie stężeń wzorca Trolox (patrz tabela 5 i 6), mieszając ze 135 μl 0,1 mM roztworu DPPH.
    5. Inkubować mieszaninę w ciemności w temperaturze pokojowej przez 30 minut.
    6. Zmierz absorbancję otrzymanej substancji przy długości fali 517 nm (Rysunek 9C).
    7. Wykreślić krzywą wzorcową kalibracji, używając stężeń wzorca i % inhibicji (Rysunek 10C).
    8. Obliczyć % zahamowania testu DPPH w następujący sposób:
      % inhibicji = [(absorbancja kontroli − absorbancja próbki)/ absorbancja kontroli] × 100
    9. Wyrazić wyniki jako mg równoważnej zdolności przeciwutleniającej Trolox na g próbki, obliczonej za pomocą następującego równania20:
      UWAGA: mg równoważnika Trolox (TE) na g próbki = [((% inhibicji-c) / m) w μg Równoważnik Trolox × Całkowita objętość w basenie reakcyjnym (ml) x Rozcieńczenie × masa suchej próbki (1 g) x Wynikowa objętość ekstraktu (ml)] / [(Objętość próbki dodanej do każdej studzienki (ml) x Rzeczywista masa suchej próbki (g) × współczynnik konwersji z μg na mg (1000)]
      gdzie, c = punkt przecięcia z osią y, m = nachylenie
  2. Test wymiatania rodników kwasu 2,2′-azyno-bis-3-etylobenztiazolino-6-sulfonowego (ABTS)
    1. Określ aktywność ABTS w zakresie wymiatania rodników ekstraktu CS za pomocą protokołu z odniesienia z pewnymi modyfikacjami17.
    2. Przygotować roztwór podstawowy ABTS·+, mieszając 7 mM ABTS i 2,45 mM nadsiarczanu potasu (1:2) i inkubować w ciemności w temperaturze pokojowej przez 16 godzin.
    3. Przygotować roztwór roboczy, mieszając 5 ml roztworu podstawowego ABTS·+ ze 100 ml wody dejonizowanej.
    4. Zmieszać 160 μl roztworu roboczego ABTS·+ z 10 μl 10-krotnie rozcieńczonej próbki lub wzorca Trolox w różnych stężeniach (patrz Tabela 7 i Tabela 8).
    5. Inkubować reakcję w ciemności w temperaturze pokojowej przez 30 minut.
    6. Określić absorbancję mieszaniny przy długości fali 734 nm ( Rysunek 9D).
    7. Wykreślić krzywą wzorcową kalibracji, używając stężeń wzorca i % inhibicji (Rysunek 10D).
    8. Obliczyć % zahamowania testu ABTS, korzystając z następującego wzoru:
      % Zahamowanie = [(absorbancja kontroli - absorbancja próbki) / absorbancja kontroli] × 100.
      1. Wyrazić wyniki jako mg równoważnej zdolności przeciwutleniającej Trolox na g próbki, obliczonej przy użyciu następującego równania21:
        UWAGA: mg równoważnika troloksu (TE) na g próbki = [((% inhibicji - c) / m)) w μg Równoważnik Troloxa × Całkowita objętość w basenie reakcyjnym (ml) x Rozcieńczenie × masa suchej próbki (1 g) x Wynikowa objętość ekstraktu (ml)] / [(Objętość próbki dodanej do każdego studzienki (ml) x Rzeczywista masa suchej próbki (g) × współczynnik konwersji z μg na mg (1000)]
        gdzie, c = punkt przecięcia z osią y, m = nachylenie
  3. Test mocy przeciwutleniającej redukującej żelazo (FRAP)
    1. Określ aktywność przeciwutleniającą redukującą żelazo ekstraktu CS zgodnie z protokołem z pewnymi modyfikacjami17.
    2. Przygotować odczynnik FRAP przy użyciu 30 mM buforu octanowego o pH 3,6, który jest mieszaniną 10 mM roztworu TPTZ w 40 mM roztworze HCl i 20 mM FeCl3,6H 2O roztworze w stosunku 10:1:1.
    3. Umieść odczynnik FRAP w bursztynowej butelce, aż będzie potrzebny.
      UWAGA: Upewnij się, że odczynnik FRAP jest brązowy. W przypadku zanieczyszczenia jonami metali lub innymi reaktywnymi związkami odczynnik zmieni kolor na fioletowy i należy go wyrzucić. Używaj tylko świeżo przygotowanych odczynników.
    4. Przygotować 5-krotne rozcieńczenie próbek, rozcieńczając je wodą destylowaną.
    5. Dodać 10 μl rozcieńczonej próbki lub 20 μl FeSO 4,7H2 O o różnych standardowych stężeniach (tabela 9 i tabela 10) do 180 μl roztworu FRAP.
    6. Inkubować reakcję w temperaturze pokojowej przez 4 minuty.
    7. Ocenić absorbancję mieszaniny przy długości fali 593 nm (Rysunek 9E).
    8. Wykreślić krzywą wzorcową kalibracji, używając stężeń wzorca i absorbancji przy 593 nm (Rysunek 10E).
    9. Wyrazić wyniki jako mg FeSO4 na g próbki, obliczone za pomocą następującego równania21:
      UWAGA: mg EkwiwalentFeSO4 (Fe (II) E) na g próbki = [((A593 - c) / m)) w μg EkwiwalentFeSO4 × Całkowita objętość w basenie reakcyjnym (ml) x Rozcieńczenie × masa suchej próbki (1 g) x Wynikowa objętość ekstraktu (ml)] / [(Objętość próbki dodanej do każdego dołka (ml) x Rzeczywista masa suchej próbki (g) × współczynnik konwersji z μg na mg (1000)]
      gdzie, c = punkt przecięcia z osią y, m = nachylenie
  4. Wykonaj wszystkie testy (TPC, TFC, DPPH, ABTS i FRAP) każdej próbki w trzech egzemplarzach. W tym badaniu woda została użyta jako ślepa próba w większości testów, z wyjątkiem DPPH, gdzie etanol służył jako ślepa próba w celu rozwiązania problemu absorbancji tła.

5. Analiza statystyczna

  1. Użyj oprogramowania SPSS, aby przeprowadzić analizę statystyczną danych eksperymentalnych.
  2. Przeprowadź test normalności za pomocą testu Shapiro-Wilka.
  3. Porównaj substancje bioaktywne i aktywność przeciwutleniającą ekstraktu MAE CS na bazie polioli i konwencjonalnych ekstraktów MAE CS na bazie rozpuszczalników przy użyciu jednoczynnikowej ANOVA z wielozakresowymi testami Duncana.
  4. Wyrazić wszystkie dane jako średnią ± SD (n = 3) i zdefiniować poziom istotności na p < 0,05.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Wpływ rozpuszczalników poliolowych i konwencjonalnych na całkowitą zawartość związków fenolowych, całkowitą zawartość flawonoidów oraz wyniki testów antyoksydacyjnych DPPH, FRAP i ABTS
Polarność rozpuszczalnika powinna być zgodna z polarnością docelowych cząsteczek aktywnych, aby zwiększyć wydajność ekstrakcji substancji bioaktywnych z roślin22. Przeprowadzono doświadczenia z użyciem różnych rozpuszczalników (wody, etanolu, gliceryny, glikolu propylenowego, glikolu butylenoweg...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Kluczową rolę w pomyślnym wdrożeniu MAE odgrywają różne czynniki, takie jak zawartość fitochemiczna składników roślinnych, czas ekstrakcji, temperatura, moc mikrofalowa, stosunek ciał stałych do cieczy i stężenie rozpuszczalnika13. Rośliny zazwyczaj wykazują różne profile fitochemikaliów; Dlatego niezbędny jest wybór naturalnych roślin bogatych w przeciwutleniacze i związki fenolowe23. Co więcej, różne składniki bioaktywne wykazują różną polarność w zależności od zastosowan...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

To badanie zostało sfinansowane przez Uniwersytet Mae Fah Luang. Autorzy pragną podziękować Instytutowi Herbaty i Kawy Uniwersytetu Mae Fah Luang za ułatwienie kontaktu między naukowcami a lokalnymi rolnikami w zakresie pozyskiwania próbek kawy srebrzystej skóry.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
1,2-heksanodiolChanjao Długowieczność Co., Ltd.
Sól diamonowa kwasu 2,2-azyno-bis-3 etylobenzotiazolino-6-sulfonowego (ABTS)SigmaA1888
2,2-difenylo-1-pikrylohydrazyl (DPPH)SigmaD9132
2,4,6-tri(2-pirydylo)-s-triazyna (TPTZ)Sigma93285
Waga 2-cyfrowaOhausPioneer
4-cyfrowa wagaDenverSI-234
Kwas 6-hydroksy-2,5,7,8 tetrametylochromano-2-karboksylowy (Trolox)Sigma238813
96-dołkowa płytkaSPL Nauki
Etanol absolutnyRCI Labscan64175
Kwas octowyRCI Labscan64197
Chlorek glinuLoba Chemie898
Automatyczny pipetaLabnetBiopett
Glikol butylenowyChanjao Longevity Co., Ltd.
Zaawansowana ekstrakcja mikrofalowa Ethos XMilestone Srl, Sorisole, Włochy
Siarczan żelazawyAjex Finechem3850
Odczynnik Folin-CiocalteuZamrażarka Loba Chemie3870
SFSanyoC697(GYN)
Kwas galusowySigma398225
MłynekOu Hardware Products Co., Ltd
Glikol heksylenowyChanjao Longevity Co., Ltd.
Kwas solny (37%)RCI LabscanAR1107
Chlorek żelaza (III)Loba Chemie3820
IsopentyldiolChanjao Longevity Co., Ltd.
MetanolRCI Labscan67561
Metylopropanodiol Chanjao Długowieczność Co., Sp. z o.o.
Glikol pentylenowyChanjao Longevity Co., Ltd.
Nadsiarczan potasuLoba Chemie5420
Glikol propylenowyChanjao Longevity Co., Ltd.
KwercetynaSigmaQ4951
Wirówka z chłodzeniemHettich
Octan soduLoba Chemie5758
Węglan soduLoba Chemie5810
Wodorotlenek soduRCI LabscanAR1325
Azotyn soduLoba Chemie5954
Czytnik mikropłytek SPECTROstar NanoOprogramowanie BMG- LABTECH
SPSS IBMSPSS Statistics 20
Suszarka do tacekFrancja EtuvesXUE343
przyrodnicze

Bibliografia

  1. Wawoczny, A., Gillner, D. The most potent natural pharmaceuticals, cosmetics, and food ingredients isolated from plants with deep eutectic solvents. J Agric Food Chem. 71 (29), 10877-10900 (2023).
  2. Syukur, M., Prahasiwi, M. S., Yuliani, S., Purwaningsih, Y., Indriyanti, E. Profiling of active compounds of extract ethanol, n-hexane, ethyl acetate and fraction ethanol of star anise (Illicium verum hook. F.) and determination of total flavonoids, total phenolics and their potential as antioxidants. Sci Technol Indones. 8 (2), 219-226 (2023).
  3. Supjaroenporn, C., Khongcharoen, P., Myo, H., Khat-Udomkiri, N. Studying the optimization, characterization, and antioxidant activities of phenolic extracts extracted from Rhus chinensis Mill. Leaf using microwave-assisted extraction system with glycerol as a green solvent. Curr Bioact Compd. 20 (3), 68-82 (2024).
  4. Gasser, M. S., Abdel Rahman, R. O. Sustainability of solvent extraction techniques in pollution prevention and control. Handbook of advanced approaches towards pollution prevention and control. , Elsevier. 33-66 (2021).
  5. Płotka-Wasylka, J., Rutkowska, M., Owczarek, K., Tobiszewski, M., Namieśnik, J. Extraction with environmentally friendly solvents. TrAC, Trends Anal Chem. 91, 12-25 (2017).
  6. Queffelec, J., Beraud, W., Torres, M. D., Domínguez, H. Advances in obtaining ready-to-use extracts with natural solvents. Sustain Chem Pharm. 38, 101478(2024).
  7. Can Karaca, A., Erdem, I. G., Ak, M. M. Effects of polyols on gelation kinetics, gel hardness, and drying properties of alginates subjected to internal gelation. LWT. 92, 297-303 (2018).
  8. Nastasi, J. R., Daygon, V. D., Kontogiorgos, V., Fitzgerald, M. A. Qualitative analysis of polyphenols in glycerol plant extracts using untargeted metabolomics. Metabolites. 13 (4), 566(2023).
  9. Khat-Udomkiri, N., Gatnawa, G., Boonlerd, N., Myo, H. Valorization of Camellia sinensis flowers in cosmetic and pharmaceutical applications: Optimization of microwave-assisted glycerin extraction. Waste Biomass Valori. 15, 323-335 (2023).
  10. Myo, H., Yaowiwat, N., Pongkorpsakol, P., Aonbangkhen, C., Khat-Udomkiri, N. Butylene glycol used as a sustainable solvent for extracting bioactive compounds from Camellia sinensis flowers with ultrasound-assisted extraction. ACS omega. 8 (5), 4976-4987 (2023).
  11. Myo, H., Khat-Udomkiri, N. Optimization of ultrasound-assisted extraction of bioactive compounds from coffee pulp using propylene glycol as a solvent and their antioxidant activities. Ultrason Sonochem. 89, 106127(2022).
  12. Twaij, B. M., Hasan, M. N. Bioactive secondary metabolites from plant sources: Types, synthesis, and their therapeutic uses. Int J Plant Biol. 13 (1), 4-14 (2022).
  13. Bitwell, C., Sen, I. S., Luke, C., Kakoma, M. K. A review of modern and conventional extraction techniques and their applications for extracting phytochemicals from plants. Sci Afr. 19, e01585(2023).
  14. Chakrabortty, S., et al. Recent advances in food biotechnology. Kumar, A., Patruni, K., Singh, V. , Springer Nature Singapore. Singapore. 353-370 (2022).
  15. Fan, L., et al. Mechanochemical assisted extraction as a green approach in preparation of bioactive components extraction from natural products - A review. Trends Food Sci Technol. 129, 98-110 (2022).
  16. Bessada, S. M., C Alves, R., Pp Oliveira, M. B. Coffee silverskin: A review on potential cosmetic applications. Cosmetics. 5 (1), 5(2018).
  17. Myo, H., Nantarat, N., Khat-Udomkiri, N. Changes in bioactive compounds of coffee pulp through fermentation-based biotransformation using Lactobacillus plantarum TISTR 543 and its antioxidant activities. Fermentation. 7 (4), 292(2021).
  18. Molole, G. J., Gure, A., Abdissa, N. Determination of total phenolic content and antioxidant activity of Commiphora mollis (oliv). Engl. Resin. BMC Chem. 16 (1), 48(2022).
  19. Barku, V., Opoku-Boahen, Y., Owusu-Ansah, E., Mensah, E. Antioxidant activity and the estimation of total phenolic and flavonoid contents of the root extract of Amaranthus spinosus. Asian J Plant Sci Res. 3 (1), 69-74 (2013).
  20. Samarasiri, M., Chandrasiri, T., Wijesinghe, D., Gunawardena, S. Antioxidant capacity and total phenolic content variations against Morinda citrifolia L. fruit juice production methods. Int J Food Eng. 5, 293-299 (2019).
  21. Rumpf, J., Burger, R., Schulze, M. Statistical evaluation of DPPH, ABTS, FRAP, and Folin-Ciocalteu assays to assess the antioxidant capacity of lignins. Int J Biol Macromol. 233, 123470(2023).
  22. Lainez-Cerón, E., Ramírez-Corona, N., Jiménez-Munguía, M. T., Palou, E., López-Malo, A. Extraction of bioactive compounds from plants by means of new environmentally friendly solvents. Research and technological advances in food science. , Academic Press. 301-332 (2022).
  23. Yu, M., Gouvinhas, I., Rocha, J., Barros, A. I. R. N. A. Phytochemical and antioxidant analysis of medicinal and food plants towards bioactive food and pharmaceutical resources. Sci Rep. 11 (1), 10041(2021).
  24. Lefebvre, T., Destandau, E., Lesellier, E. Selective extraction of bioactive compounds from plants using recent extraction techniques: A review. J Chromatogr A. 1635, 461770(2021).
  25. Nandasiri, R., Eskin, N. M., Thiyam-Höllander, U. Antioxidative polyphenols of canola meal extracted by high pressure: Impact of temperature and solvents. J Food Sci. 84 (11), 3117-3128 (2019).
  26. Jha, A. K., Sit, N. Extraction of bioactive compounds from plant materials using combination of various novel methods: A review. Trends Food Sci Technol. 119, 579-591 (2022).
  27. Czarnecki, M. A., et al. Solvent effect on the competition between weak and strong interactions in phenol solutions studied by near-infrared spectroscopy and DFT calculations. Phys Chem Chem Phys. 23 (35), 19188-19194 (2021).
  28. Lu, W., Mackie, C. J., Xu, B., Head-Gordon, M., Ahmed, M. A computational and experimental view of hydrogen bonding in glycerol water clusters. J Phys Chem A. 126 (10), 1701-1710 (2022).
  29. Fan, C., Liu, Y., Sebbah, T., Cao, X. A theoretical study on terpene-based natural deep eutectic solvent: Relationship between viscosity and hydrogen-bonding interactions. Glob Chall. 5 (3), 2000103(2021).
  30. Liese, S., Schlaich, A., Netz, R. R. Dielectric constant of aqueous solutions of proteins and organic polymers from molecular dynamics simulations. J Chem Phys. 156 (22), 224903(2022).
  31. Noreland, E., Gestblom, B., Sjöblom, J. Dielectric relaxation studies of 1-hexanol and 1, 2-hexanediol in heptane. J Solution Chem. 18, 303-312 (1989).
  32. Wohlfarth, C. Permittivity (dielectric constant) of liquids. CRC Handbook of Chemistry and Physics. 6, http://webdelprofesor.ula.ve/ciencias/isolda/libros/handbook.pdf (1994).
  33. Dean, J. R. Extraction techniques for environmental analysis. , John Wiley & Sons. (2022).
  34. Nour, A. H., Oluwaseun, A. R., Nour, A. H., Omer, M. S., Ahmed, N. Microwave-assisted extraction of bioactive compounds. Microwave heating. Electromagnetic fields causing thermal and non-thermal effects. , https://www.intechopen.com/books/10089 1-31 (2021).
  35. David, F., Ochiai, N., Sandra, P. Stir bar sorptive extraction: A versatile, sensitive and robust technique for targeted and untargeted analyses. Evolution of solid-phase microextraction technology. , https://www.intechopen.com/books/10089. (2023).
  36. López-Fernández, O., et al. Determination of polyphenols using liquid chromatography-tandem mass spectrometry technique (LC-MS/MS): A review. Antioxidants. 9 (6), 479(2020).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Przeglądaj więcej artykułów

Rozpuszczalniki na bazie polioliaktywność przeciwutleniającasrebrzysta skórka kawyzielona ekstrakcjacałkowita zawartość związków fenolowychtest DPPHzawartość flawonoidów
Ekstrakcja mikrofalowa związków fenolowych i przeciwutleniaczy do zastosowań kosmetycznych z wykorzystaniem technologii poliolowej
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.