Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Model in vitro do badania różnicowania i zmian multiomiki na mysich komórkach nabłonka dróg oddechowych stymulowanych ekstraktem z dymu papierosowego

2K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/67057

⸱

12 lipca 2024

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Immunology, School of Basic Medical Sciences, Capital Medical University, 2Department of Pulmonary and Critical Care Medicine, Center of Respiratory Medicine, China-Japan Friendship Hospital, 3National Center for Respiratory Medicine

W tym artykule

Podsumowanie

Tutaj opisujemy model in vitro do izolowania i różnicowania mysich komórek nabłonka dróg oddechowych, skupiając się na ich aklimatyzacji do przewlekłego ekstraktu z dymu papierosowego (CSE). Model może zostać wykorzystany do kompleksowego scharakteryzowania multiomicznego wpływu CSE, co może dostarczyć informacji na temat reakcji komórkowych na przewlekłe narażenie na dym tytoniowy.

Streszczenie

Przewlekła obturacyjna choroba płuc (POChP) jest w dużej mierze przypisywana ekspozycji na dym tytoniowy. Zbadanie, w jaki sposób komórki nabłonka dróg oddechowych funkcjonalnie przystosowują się do dymu tytoniowego, ma kluczowe znaczenie dla zrozumienia patogenezy POChP. Niniejsze badanie miało na celu stworzenie modelu in vitro z wykorzystaniem pierwotnych mysich komórek nabłonka dróg oddechowych w celu naśladowania rzeczywistego wpływu dymu tytoniowego. W przeciwieństwie do ustalonych linii komórkowych, komórki pierwotne zachowują więcej właściwości podobnych do in vivo, w tym wzorce wzrostu, starzenie się i różnicowanie. Komórki te wykazują wrażliwą reakcję zapalną i skuteczne różnicowanie, dzięki czemu ściśle reprezentują warunki fizjologiczne. W tym modelu pierwotne mysie komórki nabłonka dróg oddechowych hodowano przez 28 dni na granicy faz powietrze-ciecz z optymalnym stężeniem ekstraktu dymu papierosowego (CSE), co doprowadziło do przekształcenia monowarstwy niezróżnicowanych komórek w pseudostratyfikowany nabłonek walcowaty, wskazujący na aklimatyzację CSE. Następnie zastosowano kompleksowe analizy multiomiczne w celu wyjaśnienia mechanizmów, za pomocą których CSE wpływa na różnicowanie komórek podstawnych dróg oddechowych. Te spostrzeżenia pozwalają lepiej zrozumieć procesy komórkowe leżące u podstaw progresji POChP w odpowiedzi na dym tytoniowy.

Wprowadzenie

Przewlekła obturacyjna choroba płuc (POChP) to niejednorodna choroba płuc o złożonej charakterystyce, podczas gdy pacjenci z POChP stopniowo stają się młodsi1. Palenie tytoniu, główny czynnik ryzyka POChP2, ma ogromny wpływ na komórki nabłonka dróg oddechowych, które służą jako początkowa bariera przed dymem tytoniowym. Pomimo tego znanego związku, szczegółowe mechanizmy, za pomocą których dym tytoniowy indukuje zmiany w komórkach nabłonka dróg oddechowych, pozostają niewystarczająco zbadane. Dokładne zrozumienie tych zmian molekularnych jest niezbędne do identyfikacji wczesnych markerów diagnostycznych i celów terapeutycznych POChP.

Aby wypełnić tę lukę, opracowaliśmy nowy model in vitro wykorzystujący mysie komórki nabłonka dróg oddechowych. Komórki te poddano długotrwałej stymulacji ekstraktem z dymu papierosowego (CSE), co umożliwiło nam monitorowanie dynamicznych zmian komórkowych i badanie zmian w komórkach nabłonka dróg oddechowych pod wpływem długotrwałej stymulacji tytoniem oraz mechanizmu leżącego u ich podstaw. W tym modelu transwell zastosowano w celu zapewnienia granicy faz powietrze-ciecz komórek nabłonka dróg oddechowych, a ekstrakt z dymu papierosowego był stymulowany we wczesnym etapie różnicowania komórek nabłonka aż do końca różnicowania po 28 dniach. Wcześniejsze badania dotyczyły jedynie różnicowania i krótkotrwałej stymulacji komórek nabłonka dróg oddechowych (dominacja linii komórkowej). Były one ograniczone do jednej ścieżki regulacyjnej3,4,5,6. Jednak przedstawiony tutaj protokół wykorzystuje pierwotne komórki nabłonka dróg oddechowych myszy i optymalizuje proces ekstrakcji komórek w celu uzyskania lepszej aktywności komórek niż poprzednie metody hodowli komórek nabłonka dróg oddechowych. Model ten koncentruje się na zmianach w różnicowaniu komórkowym wraz z kompleksowymi analizami transkryptomicznymi, proteomicznymi, metabolomicznymi i epigenomicznymi. Wykorzystując immunofluorescencję i zaawansowane techniki multiomiczne, naszym celem było wyjaśnienie odpowiedzi komórkowych komórek nabłonka dróg oddechowych na przewlekłą ekspozycję na dym tytoniowy, przyczyniając się w ten sposób do głębszego zrozumienia patogenezy POChP. Model ten może być wykorzystany do zbadania zmian we wzorcu różnicowania komórek nabłonka dróg oddechowych i jego mechanizmu spowodowanego długotrwałą stymulacją różnych zanieczyszczeń.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Ogólny protokół wymaga 44 dni, w tym 1 dzień na przygotowanie komórek nabłonka dróg oddechowych wyizolowanych z mysich tchawic, 15 dni na proliferację komórek i 28 dni na stymulację CSE na granicy powietrze-ciecz. Wszystkie zwierzęta doświadczalne są trzymane w pomieszczeniu dla zwierząt barierowych SPF w Centrum Doświadczeń na Zwierzętach Stołecznego Uniwersytetu Medycznego i zostały sprawdzone i zatwierdzone przez Komisję Etyki Zwierząt Doświadczalnych i Laboratoryjnych Stołecznego Uniwersytetu Medycznego (AEEI-2020-100) w celu spełnienia wymagań wytycznych ARRIVE7.

1. Izolacja pierwotnych komórek nabłonka mysich dróg oddechowych od mysich tchawic

  1. preparat
    1. Przygotuj kompletną pożywkę ekspandacyjną, łącząc 1 ml 50-krotnego suplementu i 0,05 ml bulionu hydrokortyzonu z 48,95 ml podłoża podstawowego do ekspandacji. Przechowywać w temperaturze 4 °C i zużyć w ciągu 4 tygodni.
    2. Rozpuścić 7,5 mg proteinazy i 5 mg dezoksyrybonukleazy I w 5 ml Ham's F-12, aby przygotować roztwór proteinazy. Przefiltrować go do sterylizacji i przechowywać w temperaturze 4 °C i zużyć w ciągu 4 tygodni.
    3. Przygotuj roztwory antybiotyków, dodając 0,05 ml 100x penicyliny/streptomycyny i 0,01 ml 500x gentamycyny/amfoterycyny do 5 ml pożywki o pełnej ekspandacji, PBS i roztworu proteinazy (100 j./ml penicyliny, 100 μg/ml streptomycyny, 10 μg/ml gentamycyny i 0,25 μg/ml amfoterycyny B). Przechowywać w temperaturze 4 °C i zużyć w ciągu 4 tygodni.
    4. Wysterylizuj narzędzia chirurgiczne i przygotuj komorę bezpieczeństwa biologicznego do izolacji komórek. Jednocześnie upewnij się, że standardowy sprzęt do hodowli komórkowych jest gotowy do użycia.
    5. Przygotuj naczynia pokryte kolagenem ze szczurzego ogona, dodając kolagen z ogona szczura (100 μg/ml w 0,02 N kwasu octowego) do naczyń hodowlanych o średnicy 100 mm i transwelli o średnicy 24 mm (0,05 ml/cm2). Pozostaw otwarte na noc w świetle UV do sterylizacji.
  2. Izolacja pierwotnych komórek nabłonka mysich dróg oddechowych
    1. Użyj myszy C57BL/6 (6-8 tygodni, samce, hodowane z SPF) do izolacji komórek nabłonka tchawicy. Eutanazja z użyciem 1% roztworu pentobarbitalu sodu (około 200 mg/kg). Użyj pięciu myszy, aby uzyskać wystarczającą wydajność komórek.
    2. Wysterylizuj mysz przez zanurzenie w 75% roztworze etanolu, nie zanurzając nosa i ust w alkoholu, aby zapobiec przedostawaniu się alkoholu do tchawicy.
    3. Przeanalizuj mysz.
      1. Użyj ostrzy chirurgicznych i kleszczy, jednego zestawu urządzeń do cięcia i otwierania naskórka od dolnej szczęki do jamy brzusznej myszy.
      2. Użyj innego zestawu narzędzi chirurgicznych, aby rozerwać tarczycę po obu stronach i usunąć połączenia między tchawicą, otaczającą tkanką mięśniową i przełykiem.
      3. Następnie ostrożnie wciąć klatkę piersiową, za pomocą kleszczy zagłębić się głębiej w jamę klatki piersiowej, wyjąć całe płuco i znaleźć koniec tchawicy.
    4. Przetwórz tchawicę.
      1. Wytnij tchawicę od chrząstki tarczycy do gałęzi tchawiczo-oskrzelowej i umieść ją w pożywce do rozprężania przed zimnem zawierającej cztery antybiotyki.
      2. Potrząśnij rurką, aby spłukać jak najwięcej krwi z powierzchni tchawicy, trzymaj ją na lodzie, a następnie rozpocznij operację dla następnej myszy.
    5. Przenieś wszystkie zebrane tchawice do wstępnie zimnego buforu PBS zawierającego cztery antybiotyki (200 U/ml penicyliny, 200 U/ml streptomycyny, 20 μg/ml gentamycyny i 0,5 μg/ml amfoterycyny B) w celu wstępnego leczenia przed trawieniem.
    6. Użyj zestawu narzędzi chirurgicznych, aby usunąć skrzepy i inne tkanki z powierzchni tchawicy, a następnie pokrój je na rozmiar 1cm2.
    7. Inkubować tkankę tchawicy w roztworze proteinazy w temperaturze 37 °C przez 40 minut.
    8. Po 40 minutach kilkakrotnie rozkołysz probówkę i użyj sitka do komórek o wielkości 40 μm, aby usunąć pozostałe tkanki. Rozdrobnione tchawice przepłukać na sitku z 5 ml pożywki ekspandującej, odwirować zawiesinę komórkową o sile 400 x g przez 5 minut w temperaturze 4 °C i odrzucić sklarowany nad osadem.
    9. Otrzymane komórki zawiesić ponownie w 8 ml pożywki ekspandcyjnej.
    10. Policz żywe komórki za pomocą błękitu trypanowego i hemocytometru.
    11. Zawiesinę komórek P0 na płytce P0 na szalkach o średnicy 100 mm (1 x 104 żywe komórki/cm2) wstępnie pokrytą kolagenem z ogona szczura, a następnie wyhodować komórki w inkubatorze w temperaturze 37 °C, 5% CO2 .

2. Hodowla ekspansywna i pasaż pierwotnych komórek nabłonka mysich dróg oddechowych

  1. Wymieniaj pożywkę do hodowli komórek P0 co 3 dni, aż komórki osiągną zbieżność 70%-80%, zwykle w ciągu 6 dni. W tym momencie mysie komórki nabłonka tchawicy mogą tworzyć nienaruszoną monowarstwę o wyglądzie kostki brukowej (Rysunek 1A-D).
  2. Wstępnie podgrzej do temperatury 37 °C wystarczające ilości PBS, pożywki do pełnej dylatacji i zestawu do dysocjacji komórek bez składników zwierzęcych (ACF).
  3. Delikatnie przepłucz komórki 3 ml PBS.
  4. Wykonaj dysocjację enzymatyczną.
    1. Dodać 3 ml roztworu dysocjacji enzymatycznej ACF do naczynia i inkubować w temperaturze 37 °C przez 5 minut. Po pipetowaniu delikatnie usunąć komórki i przenieść zawiesinę komórek do 3 ml roztworu hamującego enzymy ACF.
    2. Powtórzyć dodawanie 3 ml roztworu dysocjacji enzymatycznej ACF i ponownie inkubować przez 5 minut, aby zapewnić maksymalne oderwanie komórek.
  5. Wirować zawiesinę komórek w temperaturze 400 x g przez 5 minut w temperaturze 4 °C. Odrzucić supernatant.
  6. Ponownie zawiesić komórki w 1 ml pożywki ekspandatoryjnej.
  7. Policz żywe komórki za pomocą błękitu trypanowego i hemocytometru.
  8. Zawiesina komórek P1 na kilku szalkach o średnicy 100 mm (5 x 104 żywe komórki/cm2) wstępnie pokryta kolagenem z ogona szczura, a następnie hodować komórki w inkubatorze w temperaturze 37 °C, 5% CO2 .

3. Różnicowanie i stymulacja CSE pierwotnych komórek nabłonka mysich dróg oddechowych na granicy powietrze-ciecz

  1. Potwierdź typ komórki.
    1. Sprawdź pochodzenie nabłonkowe izolowanych komórek za pomocą testu immunofluorescencyjnego (IFA) z przeciwciałami przeciwko cytokeratynom. Komórki nasienne na szkiełkach pokrytych kolagenem z ogona szczura i użyj paraformaldehydu, aby je utrwalić przez co najmniej 12 godzin po tym, jak komórki osiągną 80% zbieżności.
    2. Myć szkiełka 3 razy roztworem PBS przez 5 minut i inkubować je z 3% BSA i 0,1% trytonem X-100 w roztworze PBS w temperaturze pokojowej (RT) przez 1 godzinę.
    3. Inkubować szkiełka podstawowe przez noc w temperaturze 4 °C z dostępnym w handlu przeciwciałem anty-cytokeratynowym w rozcieńczeniu 1:500.
    4. Następnego dnia przemyć szkiełka 3 razy roztworem PBS przez 5 minut i inkubować je z drugorzędowym buforem przeciwciał w rozcieńczeniu 1:1000 w temperaturze słonecznej przez 2 godziny w ciemności.
    5. Po inkubacji przemyj szkiełka 3 razy PBS (5 minut na pranie) i dodaj do nich DAPI w rozcieńczeniu 1:1000. Po inkubacji w temperaturze pokojowej przez 15 minut, przemywać szkiełka jednorazowo PBS przez 5 minut.
    6. Obserwuj preparaty pod mikroskopem fluorescencyjnym i porównaj wzorce ekspresji z kontrolą pozytywną (linia komórkowa A549) i kontrolą negatywną (linia komórkowa Raw264.7) (Rysunek 2).
  2. Zasiej komórki do różnicowania.
    1. Odłączyć i odwirować komórki P2 zgodnie z poprzednim opisem, a następnie ponownie zawiesić osad komórkowy w odpowiedniej objętości podłoża ekspandacyjnego, aby ułatwić posiew 1 x 104 żywe komórki/cm2.
    2. Odpipetować 1 ml zawiesiny komórek na komorę wierzchołkową wkładu membrany poliwęglanowej transwell. Do komory podstawowej transwella dodać 1,5 ml pożywki proliferacyjnej.
  3. Inkubować komórki w temperaturze 37 °C i całkowicie zmieniać całe podłoże w komorze podstawowej i wierzchołkowej co 3 dni za pomocą pożywki ekspansywnej, aż do osiągnięcia konfluencji. Zwykle trwa to od 3 do 6 dni.
  4. Przygotuj 50 ml pożywki do całkowitego różnicowania, dodając 5 ml suplementu ALI 10x, 500 μl suplementu podtrzymującego ALI, 100 μl roztworu heparyny i 250 μl roztworu podstawowego hydrokortyzonu do 44,15 ml podłoża podstawowego ALI.
  5. Przygotuj szyfranta po stronie.
    1. Przetrzyj jednego papierosa przez 12,5 ml pożywki różnicującej, a następnie przefiltruj go przez filtr porowy 0,22 μm, aby przygotować CSE. Aby zapewnić standaryzację między eksperymentami i partiami CSE, zmierz absorbancję przy 320 nm na spektrofotometrze i zdefiniuj gęstość optyczną (OD) 1 jako 100%8.
  6. Użyć pożywki różnicującej zawierającej CSE o odpowiednim stężeniu w celu stymulacji pierwotnych komórek nabłonka mysich dróg oddechowych w celu wykrycia wpływu na różnicowanie komórek.
  7. Pozwól komórkom różnicować się przez 28 dni, podczas których zmienia się podłoże komory podstawnej, a stronę wierzchołkową przemuje się dwa razy w tygodniu poprzez usunięcie pożywki komory wierzchołkowej i zastąpienie pożywki komory podstawowej pożywką różnicującą zawierającą odpowiednie stężenie CSE.
  8. Przeanalizuj komórki po ekspozycji.
    1. Po wystawieniu na działanie pożywki różnicującej zawierającej CSE, należy pobrać komórki i supernatanty hodowlane w dowolnym momencie (tj. 0-28 dni) w celu wykrycia zmian morfologicznych (tj. test immunofluorescencyjny (IFA) lub barwienie hematoksyliną-eozyną (HE) lub w bioinformatycznych procedurach analitycznych (tj. transkryptomika, proteomika, metabolomika itp.).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Różnicowanie
Mysie komórki nabłonka dróg oddechowych uległy pomyślnemu różnicowaniu po hodowli na granicy faz powietrze-ciecz w medium do różnicowania przez 28 dni. Obecność komórek rzęskowych i kubkowych wykazano odpowiednio za pomocą testu immunofluorescencyjnego z użyciem markera rzęsek acetylowanej α-Tubuliny (kolor zielony; Rysunek 3A) oraz markera komórek kubkowych Mucin5AC6 (kolor czerwony; Rysunek 3B).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

POChP jest powszechną przewlekłą chorobą zapalną dróg oddechowych. Narażenie na dym tytoniowy prowadzi do przewlekłego zapalenia dróg oddechowych, przebudowy dróg oddechowych i zniszczenia strukturalnego płuc, co jest wynikiem interakcji różnych komórek strukturalnych i komórek odpornościowych10. Komórki nabłonka dróg oddechowych, jako pierwsza linia wrodzonego układu odpornościowego w płucach, odgrywają bardzo ważną rolę podczas rozwoju choroby11. Z tego punktu widzenia wy...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

To badanie było wspierane przez Narodową Fundację Nauk Przyrodniczych Chin (82090013).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
100x roztwór penicyliny/streptomycynyGibco15140122
24 mm Transwell z 0,4 &mikro; m Wkład membrany poliestrowej porowej, sterylnyBIOFILTCS016012
40 µ m Sitko komórkoweFalcon352340
500x Roztwór gentamycyny/amfoterycynyGibcoR01510
acetylowana &alfa;-tubulinaCST#5335
Acetylo-&alfa;-tubulina (Lys40) (D20G3)XP Królik mAb cellsignal#5335
Zestaw do dysocjacji komórek wolnych od składników zwierzęcychStemcell05426
Przeciwciało anty-pan Cytokeratynaabcamab7753
PapierosMarlboro
Claudin3immunowayYT0949
Deoksyrybonuklaza I z trzustki bydlęcejSigma-AldrichDN25
Deoksyrybonuklaza I z trzustki bydlęcejSigmaDN25
Ham" s F-12Sigma-AldrichN6658
Roztwór heparyny Stemcell07980
Roztwór podstawowy hydrokortyzonuStemcell07925
Mucyna 5ACabcamab212636
Occludinproteintech27260-1-AP
PBSCytosciCBS004S-BR500
Roztwór penicyliny i streptomycynyGibco15140122
PneumaCult-ALI
Podstawowa średnia		komórka macierzysta05002 
PneumaCult-ALI 10x SuplementStemcell05003 
PneumaCult-ALI Suplement pielęgnacyjnyStemcell05006
PneumaCult-Ex Plus 50x SuplementStemcell05042
PneumaCult-Ex Plus Basal MediumStemcell05041
Pronase ESigma-AldrichP5147
Kolagen z ogona szczuraCorning354236
Trypan BlueKomórka macierzysta07050 

Bibliografia

  1. Ritchie, A. I., Martinez, F. J. The challenges of defining early chronic obstructive pulmonary disease in the general population. Am J Respir Crit Care Med. 203 (10), 1209-1210 (2021).
  2. Caramori, G., Kirkham, P., Barczyk, A., Di Stefano, A., Adcock, I. Molecular pathogenesis of cigarette smoking-induced stable COPD. Ann N Y Acad Sci. 1340, 55-64 (2015).
  3. Leino, M. S., et al. Barrier disrupting effects of alternaria alternata extract on bronchial epithelium from asthmatic donors. PLoS One. 8 (8), e71278(2013).
  4. Benediktsdóttir, B. E., Arason, A. J., Halldórsson, S., Gudjónsson, T., Másson, M., Baldursson, Ó Drug delivery characteristics of the progenitor bronchial epithelial cell line VA10. Pharm Res. 30 (3), 781-791 (2013).
  5. Walters, M. S., et al. Generation of a human airway epithelium derived basal cell line with multipotent differentiation capacity. Respir Res. 14 (1), 135(2013).
  6. Prytherch, Z., Job, C., Marshall, H., Oreffo, V., Foster, M., BéruBé, K. Tissue-specific stem cell differentiation in an in vitro airway model. Macromol Biosc. 11 (11), 1467-1477 (2011).
  7. Kilkenny, C., Browne, W., Cuthill, I. C., Emerson, M., Altman, D. G. Animal research: Reporting in vivo experiments: The ARRIVE guidelines. Br J Pharmacol. 160 (7), 1577-1579 (2010).
  8. Brekman, A., Walters, M. S., Tilley, A. E., Crystal, R. G. FOXJ1 prevents cilia growth inhibition by cigarette smoke in human airway epithelium in vitro. Am J Respir Cell Mol Biol. 51 (5), 688-700 (2014).
  9. Bajic, M., Maher, K. A., Deal, R. B. Identification of open chromatin regions in plant genomes using ATAC-seq. Methods Mol Biol. 1675, 183-201 (2018).
  10. Shaykhiev, R., Crystal, R. G. Early events in the pathogenesis of chronic obstructive pulmonary disease. Smoking-induced reprogramming of airway epithelial basal progenitor cells. Ann Am Thorac Soc. 11, Suppl 5 (Suppl 5) S252-S258 (2014).
  11. Raby, K. L., Michaeloudes, C., Tonkin, J., Chung, K. F., Bhavsar, P. K. Mechanisms of airway epithelial injury and abnormal repair in asthma and COPD. Front Immunol. 14, 1201658(2023).
  12. Zhou, J. -S., et al. Cigarette smoke-initiated autoimmunity facilitates sensitisation to elastin-induced COPD-like pathologies in mice. Eur Respir J. 56 (3), 2000404(2020).
  13. Lam, H. C., Choi, A. M. K., Ryter, S. W. Isolation of mouse respiratory epithelial cells and exposure to experimental cigarette smoke at air-liquid interface. J Vis Exp. (48), e2513(2011).
  14. You, Y., Brody, S. L. Culture and differentiation of mouse tracheal epithelial cells. Methods Mol Biol. 945, 123-143 (2012).
  15. Wandalsen, G. F., Lanza, F. deC., Nogueira, M. C. P., Solé, D. Efficacy and safety of chloral hydrate sedation in infants for pulmonary function tests. Rev Paul Pediatr. 34 (4), 408-411 (2016).
  16. Jiang, D., Schaefer, N., Chu, H. W. Air-liquid interface culture of human and mouse airway epithelial cells. Methods Mol Biol. 1809, 91-109 (2018).
  17. Takagi, R., et al. How to prevent contamination with Candida albicans during the fabrication of transplantable oral mucosal epithelial cell sheets. Regen Ther. 1, 1-4 (2015).
  18. Culp, D. J., Latchney, L. R. Mucinlike glycoproteins from cat tracheal gland cells in primary culture. Am J Physiol. 265 (3), Pt 1 L260-L269 (1993).
  19. Cao, X., et al. Invited review: human air-liquid-interface organotypic airway tissue models derived from primary tracheobronchial epithelial cells-overview and perspectives. In Vitro Cell Dev Biol Anim. 57 (2), 104-132 (2021).
  20. Bebök, Z., Tousson, A., Schwiebert, L. M., Venglarik, C. J. Improved oxygenation promotes CFTR maturation and trafficking in MDCK monolayers. Am J Physiol Cell Physiol. 280 (1), C135-C145 (2001).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Przeglądaj więcej artykułów

komórki dróg oddechowych myszygranica powietrze-cieczróżnicowanie komórkoweanaliza multiomicznaprzewlekła ekspozycja na dymtest immunofluorescencyjnypatogeneza POChP
Model in vitro do badania różnicowania i zmian multiomiki na mysich komórkach nabłonka dróg oddechowych stymulowanych ekstraktem z dymu papierosowego
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.