Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Zmodyfikowany model preparatu do reperfuzji niedrożności tętnicy środkowej mózgu

2.9K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/67060

⸱

31 maja 2024

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1School of Medicine, Foshan University, 2School of Medicine, Shaanxi University of International Trade and Commerce

W tym artykule

Podsumowanie

Ten protokół opisuje proces przygotowania do reperfuzji niedrożności tętnicy środkowej mózgu przez tętnicę szyjną wspólną.

Streszczenie

Model reperfuzji okluzji tętnicy środkowej mózgu (MCAO/R) jest kluczowy dla zrozumienia patologicznych mechanizmów udaru mózgu i dla rozwoju leków. Jednak wśród powszechnie stosowanych metod modelowania, metoda Koizumi często spotyka się z analizą ze względu na podwiązanie tętnicy szyjnej wspólnej (CCA) i niemożność uzyskania odpowiedniej reperfuzji. Podobnie metoda Longa była krytykowana za odłączenie i podwiązanie tętnicy szyjnej zewnętrznej (ECA). Badanie to ma na celu wprowadzenie zmodyfikowanej metody przygotowania modelu, która zachowuje integralność ECA, polega na wprowadzeniu monofilamentowego szwu nylonowego przez CCA, naprawie podwiązanego nacięcia CCA i utrzymaniu reperfuzji z CCA. Reperfuzję przepływu krwi potwierdzono za pomocą laserowego obrazowania przepływu plamkowego. Metody oceny, takie jak skala Longa, zmodyfikowana ocena nasilenia neurologicznego, barwienie chlorkiem trifenylotetrazolu (TTC) i znakowanie immunofluorescencyjne neuronów wykazały, że podejście to może wywołać stabilne uszkodzenie nerwów niedokrwiennych. Ten zmodyfikowany protokół modelowy MCAO/R jest prosty i stabilny, dostarczając cennych wskazówek dla praktyków w dziedzinie niedokrwienia mózgu.

Wprowadzenie

Według Światowej Organizacji Zdrowia, udar mózgu pozostał drugą najczęstszą przyczyną zgonów na świecie przez ostatnią dekadę, z wysokim wskaźnikiem zachorowalności, wysoką śmiertelnością i wysokim wskaźnikiem niepełnosprawności1,2. Oczekuje się, że wraz ze starzeniem się światowej populacji częstość występowania udaru mózgu w krajach rozwijających się wzrośnie, stając się potencjalnie główną przyczyną przedwczesnych zgonów i niepełnosprawności u dorosłych. Ponadto istnieje tendencja do występowania udarów w młodszym wieku3. Utrata siły roboczej po udarze stanowi również duże obciążenie dla rodzin i społeczeństwa4. Dlatego opracowanie bezpiecznych i skutecznych metod leczenia stanowi poważne wyzwanie w badaniach nad udarem.

Modele zwierzęce służą jako kluczowe narzędzia do badania zapobiegania i leczenia chorób ludzkich. Skuteczna translacja strategii leczenia udaru zależy od odtwarzalności i wiarygodności modeli zwierzęcych po udarze5,6. Tętnica środkowa mózgu (MCA) jest częstym miejscem klinicznego udaru mózgu, co sprawia, że model MCAO jest najbardziej zbliżony do udaru niedokrwiennego u ludzi. Model MCAO, przygotowany metodą szwów, został doceniony przez badaczy ze względu na takie zalety, jak brak kraniotomii i łatwa kontrola czasu niedokrwiennego. Został wykorzystany w ponad 40% eksperymentów neuroprotekcyjnych7. Jednak pomimo licznych zalet, szczegóły operacyjne tego modelu pozostają kontrowersyjnym tematem dla wielu badaczy.

Dla modelu MCAO (ang. cuclesion of midcebral artery ocluzji) wywołanego szwem, reperfuzja następuje poprzez wycofanie szwu. Obecnie do zakładania szwów stosuje się dwie główne metody: metodę Koizumiego8 oraz metodę Longa9. W metodzie Koizumiego szew wchodzi do tętnicy szyjnej wewnętrznej (ICA) głównie przez nacięcie tętnicy szyjnej wspólnej (CCA), podczas gdy w metodzie Longa przechodzi przez przeciętą tętnicę szyjną zewnętrzną (ECA) do ICA. Podczas reperfuzji metoda Koizumi wymaga trwałego podwiązania nacięcia CCA i opiera się na okręgu Willisa do reperfuzji10. Jednak niektóre badania sugerują, że skuteczna reperfuzja nie może być osiągnięta wyłącznie poprzez kompensacyjną podaż koła Willisa po utracie podaży CCA. Co więcej, krąg Willisa wykazuje wysoką zmienność anatomiczną, szczególnie u myszy C57Bl/6, zwiększając zmienność zawału i zmniejszając wiarygodność danych eksperymentalnych. W związku z tym metoda ta jest coraz częściej kwestionowana przez badaczy11.

Metoda Longa polega na wprowadzeniu szwu przez przerwane ECA, a następnie trwałym podwiązaniu wewnętrznej tętnicy szyjnej (ICA) po wycofaniu szwu. Pozwala to zachować drożność CCA, umożliwiając perfuzję krwi do 100% wartości wyjściowych. Jednak ta metoda wymaga oddzielenia zewnętrznej tętnicy szyjnej i małych odgałęzień tętnic, odcięcia ich lub elektrokoagulacji, co sprawia, że procedura jest trudna. Zaburza również pełną strukturę przepływu krwi w mózgu, która różni się od stanu klinicznego pacjenta12. Co ważne, badania wskazują, że przecięcie lub podwiązanie ECA może powodować zmiany niedokrwienne w mięśniach kontrolujących żucie i połykanie, wpływając na dietę zwierząt i prowadząc do pooperacyjnej śmierci zwierząt oraz poważnych uszkodzeń czuciowych i motorycznych u szczurów13,14.

Dlatego pilnie potrzebna jest zmodyfikowana metoda przygotowania modelu, aby rozwiązać te problemy. W badaniu tym przedstawiono zmodyfikowaną metodę modelowania MCAO, która naprawia nacięcie przyczepu CCA i osiąga skuteczną reperfuzję. Procedura jest prosta, praktyczna i wykonalna, wywołując znaczne uszkodzenia neurologiczne i powtarzalne zmiany zawałowe oraz dostarczając cennych wskazówek dla badaczy udaru.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Protokół eksperymentalny został przeprowadzony zgodnie z wytycznymi dotyczącymi wykorzystania zwierząt laboratoryjnych oraz Instytucjonalnego Komitetu ds. Opieki i Wykorzystania Zwierząt na Uniwersytecie Tradycyjnej Medycyny Chińskiej w Chengdu (Numer rejestracyjny: 2019-DL-002). Wszystkie dane z badań nad zwierzętami zostały udokumentowane zgodnie z wytycznymi ARRIVE (Animal Research: Reporting In Vivo Experiments). W badaniu wykorzystano samce szczurów Sprague Dawley (SD) o masie 250 g ± 20 g i wieku 6-8 tygodni. Szczegóły dotyczące wykorzystanych zwierząt, odczynników i sprzętu znajdują się w Tabeli materiałów.

1. Przygotowanie zwierząt

  1. Wprowadzić i utrzymać głęboką anestezję u szczurów, stosując Zoletil 50 (50mg/kg, IM) oraz chlorowodorek ksylazyny (40mg/kg, IP). Przez cały czas trwania procedury chirurgicznej zapewnić utrzymanie temperatury ciała na poziomie 37 ± 0.5 °C przy użyciu sondy rektalnej podłączonej do mata grzewczego. Nałożyć maść weterynaryjną na oczy szczura, aby zapobiec ich wysychaniu.
  2. Ogolić sierść z głowy i szyi szczurów. Użyć kremu do depilacji w celu usunięcia futra z głowy i szyi, a następnie zmyć krem solą fizjologiczną. Zdezynfekować skórę w miejscu operacyjnym, aplikując trzykrotnie etanol oraz povidone-jod za pomocą sterylnych haczyków bawełnianych.
  3. Za pomocą skalpela wykonać nacięcie o długości 2 cm na środku głowy szczura wzdłuż szwu strzałkowego, a następnie ostrożnie usunąć mięśnie pokrywające czaszkę.
  4. Wycienić czaszkę po stronie niedokrwiennej u szczura za pomocą wiertarki do czaszki. Podczas procesu szlifowania stosować sól fizjologiczną w celu chłodzenia i usuwania pozostałości. Zarejestrować bazowy przepływ krwi u szczurów za pomocą obrazowania kontrastowego laserowego speckle (LSCI).
  5. Aplikować trzykrotnie etanol oraz povidone-jod na skórę szyi za pomocą sterylnych haczyków bawełnianych. Wykonać nacięcie o długości 2 cm wzdłuż linii środkowej szyi za pomocą ostrza chirurgicznego. Użyć rozwieraczy, aby odsunąć skórę i gruczoły ślinowe na boki, eksponując mięsień mostkowo-obojczykowo-sutkowy oraz mięśnie szyjne.
  6. Rozdzielić mięsień mostkowo-obojczykowo-sutkowy i mięśnie szyjne, aby odsłonić obszar tętnicy szyjnej. Zidentyfikować anatomię naczyniową tętnicy szyjnej wspólnej (CCA), tętnicy szyjnej wewnętrznej (ICA) i tętnicy szyjnej zewnętrznej (ECA). Na podstawie anatomii naczyniowej odseparować CCA, a także pochodzące od niej ECA i ICA15.
    UWAGA: Budowa anatomiczna szczura wskazuje, że obszar CCA jest głównie pokryty mięśniem mostkowo-obojczykowo-sutkowym i mięśniami szyjnymi, a ICA i ECA wywodzą się z CCA. Po odsłonięciu CCA wzdłuż niej widoczna jest rozwidlenie w kształcie litery Y, reprezentujące ICA i ECA. Należy zachować ostrożność, aby nie uszkodzić nerwu błędnego, który biegnie równolegle do CCA.

2. Zamknięcie tętnicy środkowej mózgu (MCA)

  1. Zwiąż łatwo rozwiązujący się węzeł na zewnętrznej tętnicy szyjnej (ECA) i wspólnej tętnicy szyjnej (CCA), używając nici jedwabnej 3-0, aby tymczasowo zablokować przepływ krwi. Umieść zacisk naczyniowy na CCA w odległości około 0,5 cm od pierwszego węzła.
    1. Zafarbuj na czarno igłę strzykawki 5 mL. Wykonaj niewielkie nakłucie w CCA za pomocą zafarbowanej igły i zaznacz otwory na czarno.
  2. Wprowadź monofilamentową sznurkę nylonową do CCA przez czarny znacznik. Otwórz zacisk naczyniowy i poprowadź drut nylonowy do wewnętrznej tętnicy szyjnej (ICA), aż napotka on lekki opór. Mocno zaciśnij drugi węzeł, aby utrzymać monofilamentową sznurkę nylonową wewnątrz tętnicy, zapobiegając jej przesunięciu z pozycji blokującej.
  3. Zanotuj czas wystąpienia niedokrwienia w tym punkcie i zmierz wartość przepływu krwi po stronie niedokrwiennej za pomocą LSCI. Podaj krople bupiwakainy do rany na szyi w celu znieczulenia i zamknięcia rany. Zdejmij maskę anestezjologiczną i pozwól szczurowi dojść do siebie.
    UWAGA: Jeśli wprowadzenie monofilamentowej sznurki nylonowej do ICA sprawia trudność, wycofaj ją nieco i spróbuj ponownie.

3. Reperfuzja po MCAO

  1. Po 90 min niedokrwienia ponownie podaj szczurom izofluran w celu znieczulenia. Zmierz przepływ krwi mózgowej po stronie niedokrwionej za pomocą LSCI i upewnij się, że monofilamentowa szpå nylonowa nie przesunęła się.
  2. Rozwiąż węzły na zewnętrznej tętnicy szyjnej (ECA), aby umożliwić reperfuzję krwi. Rozwiąż węzeł na wspólnej tętnicy szyjnej (CCA), zabezpiecz szpå monofilamentową, a następnie ją wyjmij. Załóż zacisk naczyniowy przed utrwaloną szpą monofilamentową, aby zapobiec krwawieniu.
  3. Zastąp pierwszy węzeł na CCA zaciskiem naczyniowym. Za pomocą pęsety odsunij nacięcie naczynia w bok (Rysunek 1). Zaciśnij miejsce nacięcia pęsetą i podwiąż je nicią 6-0, aby zamknąć nacięcie. Usuń zacisk naczyniowy, sprawdź, czy nie ma wycieków i potwierdź pełną reperfuzję (Wideo 1).
    UWAGA: Wykonaj podwiązanie w celu zamknięcia nacięcia, aby uniknąć nadmiernego zaciskania naczynia, co mogłoby doprowadzić do zwężenia CCA.
  4. Po podwiązaniu nacięcia zarejestruj wartości przepływu krwi w korze mózgowej za pomocą LSCI, aby potwierdzić pomyślną reperfuzję. Zamknij nacięcie szyi szwami, a następnie podaj 1 00 000 jednostek penicyliny i 2 mL soli fizjologicznej, aby zapobiec infekcji i odwodnieniu.
  5. Zapewnij ciepło do momentu odzyskania przytomności przez szczury. Po operacji podaj miękką karmę i monitoruj funkcje życiowe zwierząt.

4. Ocena funkcji nerwów i niedokrwiennego uszkodzenia mózgu

  1. Po pełnym wybudzeniu szczurów badacze nieznający przydziału zwierząt do grup ocenią ich funkcje neuronalne. Do oceny funkcji neurologicznej wszystkich szczurów należy wykorzystać skalę Longa (Tabela 1) oraz zmodyfikowaną skalę stopnia ciężkości neurologicznej (mNSS) (Tabela 2).
  2. 24 h po operacji przeprowadź eutanazję szczurów w znieczuleniu izofluranem (4% izofluranu przy przepływie tlenu 4 L/min) poprzez zwichnięcie szyi16 (zgodnie z zatwierdzonymi protokołami instytucjonalnymi). Przepłucz mózg lodowatą wodą, aby usunąć pozostałości krwi.
  3. Podziel tkankę mózgową na 5 sekcji i zabarw je TTC. Wykonaj zdjęcia obu stron przekrojów tkanki mózgowej, zmierz obszar niedokrwienny stron przedniej i tylnej przy użyciu oprogramowania Image J i oblicz stopień zawału, stosując następujący wzór:
    Wzór na objętość: V=1/3 h(S₁+√(S₁×S₂+S₂)) w obliczeniach geometrycznych.
    UWAGA: S1 i S2 reprezentują odpowiednio obszar zawału proksymalnej części przedmózgowia i proksymalnej części pnia mózgu w przekrojach mózgu. Obszar zawału każdego przekroju mózgu jest korygowany zgodnie z wzorem Swansona, gdzie h oznacza grubość przekroju mózgu. Wzór ten, opisany wcześniej przez autora w poprzednich badaniach17, pozwala na dokładniejsze obliczenie wielkości zmiany zawałowej.
  4. Przeanalizuj dane przy użyciu oprogramowania statystycznego i graficznego, aby ocenić skuteczność i stabilność modelu.
  5. Zastosuj metodę immunofluorescencji do znakowania neuronów korowych u szczurów, aby dodatkowo potwierdzić uszkodzenia neuronalne wywołane tą metodą. Po 24 h niedokrwienia i reperfuzji u szczurów wykonano perfuzję sercową przy użyciu schłodzonego PBS w celu pobrania tkanki mózgowej.
  6. Zatop i zamroź tkankę mózgową, a następnie wykonaj przekroje. Użyj przeciwciał neuronalnych, takich jak marker niedojrzałych neuronów Doublecortin (DCX)18, marker jąder neuronalnych Neuronal Nuclei (NeuN)18 oraz marker dendrytyczny neuronów Microtubule-associated protein-2 (MAP-2)19. Obserwuj ekspresję neuronów niedokrwiennych przy użyciu konfokalnej mikroskopii laserowej.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Obrazowanie przepływu metodą laserowego obrazowania plamkowania (laser speckle flow imaging) wykazało, że przed zamknięciem naczynia za pomocą monofilamentowej szwy nylonowej w obszarze tętnicy środkowej mózgu (MCA) występował obfity przepływ krwi, a następnie zarejestrowano bazowe wartości przepływu krwi u szczurów. Po zamknięciu MCA wartość przepływu krwi po stronie niedokrwiennej mózgu gwałtownie spadła. Przed usunięciem szwy ponownie sprawdzono wartości przepływu po stronie niedokrwiennej, aby potwierdzić, czy szwa s...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Model niedrożności tętnicy środkowej mózgu (MCAO) indukowany szwem nylonowym z monofilamentu jest najpowszechniejszą metodą stosowaną do przygotowania modeli MCAO. Podejście to jest szeroko stosowane w badaniach przedklinicznych i zyskało uznanie wielu praktyków ze względu na swoją prostotę, brak potrzeby kraniotomii, minimalny uraz chirurgiczny i zdolność do uzyskania reperfuzji.

Istnieją dwie klasyczne techniki chirurgiczne dla włókna śródświetlnego MCAO: metoda Koizumi8

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Podziękowania

Ta praca była wspierana przez Narodową Fundację Nauk Przyrodniczych Chin (82173781 i 82373835), projekt badawczy podoktorancki (BKS212055), Projekt Innowacji Naukowych i Technologicznych Biura Nauki i Technologii Foshan (2320001007331), Fundację Podstawowych i Stosowanych Badań Podstawowych Guangdong (2019A1515010806), Kluczowe Projekty Terenowe (Inteligentna Produkcja) Ogólnych Uniwersytetów w Prowincji Guangdong (2020ZDZX2057) oraz Projekty Naukowo-Badawcze (Charakterystyczna innowacja) uniwersytetów ogólnych w prowincji Guangdong (2019KTSCX195).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
System znieczulenia dla zwierzątRayward Life Technology Co., LtdR500IE
Utrzymywanie temperatury zwierzątRayward Life Technology Co., Ltd69020
Przeciwciało wtórne Cy3Wuhan Saiweier Biotechnology Co., LtdGB21303
przeciwciało DAP1Wuhan Saiweier Biotechnology Co., LtdPrzeciwciało
DCXWuhan Saiweier Biotechnology Co., LtdGB13434
Kozia surowicaBeyotime Biotechnology Co., LTDC0265
GraphPadPrism Oprogramowanie GraphPad GraphPadPrism 8.0
ImageJNarodowe Instytuty ZdrowiaOprogramowanie
IsofluranRayward Life Technology Co., LtdR510-22
Laserowa krew plamkowa system obrazowania przepływuRayward Life Technology Co., LtdPrzeciwciało PeriCam PSI NR
MAP-2Wuhan Saiweier Biotechnology Co., LtdGB11128
Miniaturowa ręczna wiertarka do czaszkiRayward Life Technology Co., Ltd87001
szew monofilamentowyRayward Life Technology Co., Ltd250-280g
Przeciwciało NeuNWuhan Saiweier Biotechnology Co., LtdGB11138
OCT środek do zatapianiaBIOSHARPBL557A
Penicylina sodowaChengdu Kelong Chemical Co., Ltd.17121709-2
Szybki roztwór do odzyskiwania antygenu do zamrożonych sekcjiBeyotime Biotechnology Co., LTDP0090
SD szczurySPF (Pekin) Biotechnology Co., Ltd.250-280g
Triton X-100Beyotime Biotechnology Co., LTDST795
TTCChengdu Kelong Chemical Co., Ltd.
G1012 ImageJ2019030101

Bibliografia

  1. Paul, S., Candelario-Jalil, E. Emerging neuroprotective strategies for the treatment of ischemic stroke: An overview of clinical and preclinical studies. Exp Neurol. 335, 113518(2021).
  2. Feigin, V. L., Owolabi, M. O. Pragmatic solutions to reduce the global burden of stroke: a World Stroke Organization-Lancet Neurology Commission. Lancet Neurol. 22 (12), 1160-1206 (2023).
  3. Putaala, J. Ischemic Stroke in Young Adults. Continuum (Minneapolis, Minn). 26 (2), 386-414 (2020).
  4. Girotra, T., Lekoubou, A., Bishu, K. G., Ovbiagele, B. A contemporary and comprehensive analysis of the costs of stroke in the United States. J Neurol Sci. 410, 116643(2020).
  5. Howells, D. W., et al. Different strokes for different folks: The rich diversity of animal models of focal cerebral ischemia. JCBFM. 30 (8), 1412-1431 (2010).
  6. Matur, A. V., et al. Translating animal models of ischemic stroke to the human condition. Transl Stroke Res. 14 (6), 842-853 (2023).
  7. O'Collins, V. E., et al. 1,026 experimental treatments in acute stroke. Ann Neurol. 59 (3), 467-477 (2006).
  8. Koizumi, J., Yoshida, Y., Nakazawa, T., Ooneda, G. Experimental studies of ischemic brain edema 1. A new experimental model of cerebral embolism in rats in which recirculation can be introduced in the ischemic area. Nosotchu. , 1-7 (1986).
  9. Longa, E. Z., Weinstein, P. R., Carlson, S., Cummins, R. Reversible middle cerebral artery occlusion without craniectomy in rats. Stroke. 20 (1), 84-91 (1989).
  10. Faber, J. E., Moore, S. M., Lucitti, J. L., Aghajanian, A., Zhang, H. Sex differences in the cerebral collateral circulation. Transl Stroke Res. 8 (3), 273-283 (2017).
  11. Justić, H., et al. Redefining the Koizumi model of mouse cerebral ischemia: A comparative longitudinal study of cerebral and retinal ischemia in the Koizumi and Longa middle cerebral artery occlusion models. J Cereb Blood Flow Metab. 42 (11), 2080-2094 (2022).
  12. Li, Y., et al. Comparison of cerebral microcirculation perfusion in rat models of middle cerebral artery occlusion prepared through common carotid artery insertion and external carotid artery insertion. CJTER. 27 (11), 1683-1691 (2023).
  13. Dittmar, M., Spruss, T., Schuierer, G., Horn, M. External carotid artery territory ischemia impairs outcome in the endovascular filament model of middle cerebral artery occlusion in rats. Stroke. 34 (9), 2252-2257 (2003).
  14. Trueman, R. C., et al. A critical re-examination of the intraluminal filament MCAO model: impact of external carotid artery transection. Transl Stroke Res. 2 (4), 651-661 (2011).
  15. Ziegler, K. A., et al. Local sympathetic denervation attenuates myocardial inflammation and improves cardiac function after myocardial infarction in mice. Cardiovasc Res. 114 (2), 291-299 (2018).
  16. Pitoulis, F. G., et al. Remodelling of adult cardiac tissue subjected to physiological and pathological mechanical load in vitro. Cardiovasc Res. 118 (3), 814-827 (2022).
  17. Ma, R., et al. Animal models of cerebral ischemia: A review. Biomed Pharmacother. 131, 110686(2020).
  18. Belayev, L., et al. Docosanoids promote neurogenesis and angiogenesis, blood-brain barrier integrity, penumbra protection, and neurobehavioral recovery after experimental ischemic stroke. Mol Neurobiol. 55 (8), 7090-7106 (2018).
  19. Guo, H., et al. Carthamin yellow improves cerebral ischemia-reperfusion injury by attenuating inflammation and ferroptosis in rats. Int J Mol Med. 47 (4), 52(2021).
  20. Chia, N. H., et al. Determining the number of ischemic strokes potentially eligible for endovascular thrombectomy: a population-based study. Stroke. 47 (5), 1377-1380 (2016).
  21. Henninger, N., Fisher, M. Extending the time window for endovascular and pharmacological reperfusion. Transl Stroke Res. 7 (4), 284-293 (2016).
  22. Zhang, P. L., et al. Use of Intravenous thrombolytic therapy in acute ischemic stroke patients: evaluation of clinical outcomes. Cell Biochem Biophys. 72 (1), 11-17 (2015).
  23. Morris, G. P., et al. A comparative study of variables influencing ischemic injury in the Longa and Koizumi methods of intraluminal filament middle cerebral artery occlusion in mice. PLOS One. 11 (2), e0148503(2016).
  24. Smith, H. K., Russell, J. M., Granger, D. N., Gavins, F. N. Critical differences between two classical surgical approaches for middle cerebral artery occlusion-induced stroke in mice. J Neurosci Methods. 249, 99-105 (2015).
  25. Dittmar, M. S., et al. The role of ECA transection in the development of masticatory lesions in the MCAO filament model. Exp Neurol. 195 (2), 372-378 (2005).
  26. Lourbopoulos, A., et al. Inadequate food and water intake determine mortality following stroke in mice. J Cereb Blood Flow Metab. 37 (6), 2084-2097 (2017).
  27. Ogishima, H., et al. Ligation of the pterygopalatine and external carotid arteries induces ischemic damage in the murine retina. Invest Ophth Vis Sci. 52 (13), 9710-9720 (2011).
  28. Irvine, H. J., et al. Reperfusion after ischemic stroke is associated with reduced brain edema. J Cereb Blood Flow Metab. 38 (10), 1807-1817 (2018).
  29. Carmichael, S. T. Rodent models of focal stroke: Size, mechanism, and purpose. NeuroRx. 2 (3), 396-409 (2005).
  30. Dirnagl, U., Dirnagl, U. Bench to bedside: The quest for quality in experimental stroke research. J Cereb Blood Flow Metab. 26 (12), 1465-1478 (2006).
  31. Ingberg, E., Dock, H., Theodorsson, E., Theodorsson, A., Ström, J. O. Method parameters' impact on mortality and variability in mouse stroke experiments: A meta-analysis. Sci Rep. 6, 21086(2016).
  32. McColl, B. W., Carswell, H. V., McCulloch, J., Horsburgh, K. Extension of cerebral hypoperfusion and ischaemic pathology beyond MCA territory after intraluminal filament occlusion in C57Bl/6J mice. Brain Res. 997 (1), 15-23 (2004).
  33. Kitagawa, K., et al. Cerebral ischemia after bilateral carotid artery occlusion and intraluminal suture occlusion in mice: Evaluation of the patency of the posterior communicating artery. J Cereb Blood Flow Metab. 18 (5), 570-579 (1998).
  34. Trotman-Lucas, M., Kelly, M. E., Janus, J., Fern, R., Gibson, C. L. An alternative surgical approach reduces variability following filament induction of experimental stroke in mice. Dis Model Mech. 10 (7), 931-938 (2017).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Przeglądaj więcej artykułów

Reperfuzja MCAOmodel niedokrwienia mózgunylonowa szszyta monofilamentowatętnica szyjna wspólnatętnica szyjna zewnętrznaobrazowanie laserowe speckleskala neurologicznego stopnia ciężkościbarwienie TTCznakowanie immunofluorescencyjne
Zmodyfikowany model preparatu do reperfuzji niedrożności tętnicy środkowej mózgu
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.