Artykuł metodologiczny

Separacja i identyfikacja konwencjonalnych mikrodrobin plastiku z gleb użytków rolnych

DOI:

10.3791/67064

⸱

21 marca 2025

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1State Key Laboratory of Nutrient Use and Management, College of Resources and Environmental Sciences; National Academy of Agriculture Green Development, Key Laboratory of Plant-Soil Interactions of Ministry of Education, National Observation and Research Station of Agriculture Green Development (Quzhou, Hebei), China Agricultural University, 2School of Environmental & Natural Sciences, Bangor University, 3College of Resources and Environmental Sciences, Beijing Key Laboratory of Farmland Soil Pollution Prevention and Remediation, China Agricultural University, 4Soil Physics and Land Management Group, Wageningen University & Research, 5Institute of Environment and Sustainable Development in Agriculture, Chinese Academy of Agricultural Sciences, 6College of Land and Environment, Shenyang Agricultural University, 7School of Environmental Science and Engineering, Southern University of Science and Technology, 8Institute of Quality Standard and Testing Technology, Beijing Academy of Agriculture & Forestry Sciences, 9China National Environmental Monitoring Centre, 10Key Laboratory of Prevention and Control of Residual Pollution in Agricultural Film, Ministry of Agriculture and Rural Affairs

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Przedstawiona tutaj jest metoda ekstrakcji mikroplastiku z gleby i identyfikacji ich typów polimerów. Metoda została zoptymalizowana pod kątem wykonania, możliwości zastosowania i opłacalności. Stanowi ona naukowe podstawy do standaryzacji metody analitycznej do identyfikacji mikrodrobin plastiku w glebie.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Zanieczyszczenie środowiska lądowego mikroplastikiem (MPs) zyskało coraz większą uwagę w ciągu ostatniej dekady, z coraz większą liczbą badań opisujących liczbę i typy MP w różnych systemach glebowych oraz ich wpływ na zdrowie gleby i upraw. Stosowane są jednak różne metody ekstrakcji i analizy MP, co ogranicza możliwości porównywania wyników i generowania wiarygodnych dowodów dla doradców branżowych i decydentów. W tym miejscu przedstawiamy protokół, który opisuje metodologię pobierania próbek, separacji i identyfikacji chemicznej konwencjonalnych MP z gleby. Metoda jest tania, a materiały są łatwo dostępne. Zwiększa to łatwość obsługi i może pomóc w powszechnym wdrożeniu. Protokół zawiera szczegółowe informacje na temat pobierania próbek z wierzchniej warstwy gleby od 0 do 30 cm przy użyciu przyborów niezawierających plastiku; symulacja różnych typów gleb poprzez zastosowanie różnych środowisk stałych (takich jak glina bentonitowa, dwutlenek krzemu i gleba niezanieczyszczona), z dodatkiem tej samej masy polietylenu(PE)-MP w celu późniejszej oceny ilościowej; rozdzielanie gęstości cząstek tworzyw sztucznych przy użyciu nasyconego roztworu chlorku sodu (NaCl) i mineralizacja zanieczyszczeń organicznych w supernatance przy użyciu 4 M roztworu wodorotlenku sodu (NaOH); oznaczanie ilościowe cząstek za pomocą mikroskopii fluorescencyjnej po barwieniu czerwienią nilową; oraz identyfikacja polimerów za pomocą spektroskopii w podczerwieni z mikrotransformacją Fouriera (μ-FTIR) lub spektroskopii laserowej w podczerwieni (LDIR). Wskaźnik odzysku posłów wahał się od 83% do 90% dla wyżej wymienionych mediów. Protokół ten przedstawia skuteczną metodę analizy MP gleby, która jest zoptymalizowana pod kątem wykonalności, możliwości zastosowania i opłacalności. Co więcej, dołączony film może wirtualnie poprowadzić proces analizy gleby MP. Badanie to ma na celu standaryzację metod analizy gleby MPS, poprawę łączności i porównywalności pomiarów oraz stworzenie podstaw dla bardziej znormalizowanych i naukowych badań.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Szacuje się, że od 4,8 do 12,7 miliona ton metrycznych plastiku rocznie dostaje się do oceanu ze źródeł lądowych1,2. Te cząstki plastiku stopniowo rozkładają się na mniejsze fragmenty w odpowiedzi na promieniowanie ultrafioletowe, ścieranie mechaniczne i biodegradację3,4. Zanieczyszczenie gleby mikrodrobinami plastiku (MP) z cząstkami tworzyw sztucznych o średnicy mniejszej niż 5 mm staje się coraz większym problemem, szczególnie pod względem potencjalnego wpływu na zdrowie gleby i upraw. Wynika to przede wszystkim z ciągłego wzrostu produkcji tworzyw sztucznych i wyzwań związanych z odpowiednią utylizacją odpadów z tworzyw sztucznych5,6.

Nagromadzenie MP w glebie można przypisać różnym czynnikom zewnętrznym. Potencjalne źródła MP w glebach są złożone, w tym wykorzystanie praktyk plastycznych (np. folie ściółkowe z tworzywa sztucznego, rury irygacyjne, folie szklarniowe i powiązana infrastruktura)7,8,9 oraz wprowadzanie zmian organicznych (takich jak stosowanie osadów ściekowych, kompost rolniczy i nawóz organiczny)10. Ponadto niewłaściwa utylizacja plastikowych śmieci11, rozkład strawionych odpadów spożywczych z pozostałości opakowań po plastikowych produktach spożywczych12, utylizacja nawozów powlekanych13, zużycie opon gumowych14, oraz depozycja atmosferyczna15 są również znanymi współtwórcami MP w glebach. Szacuje się, że Chiny, wiodący producent i użytkownik rolniczych tworzyw sztucznych, w szczególności plastikowych folii ściółkowych, mają średnią obfitość MP na mocno ściółkowanych plastikiem gruntach rolnych wynoszącą ok. 4231 sztuk kg-1 (sucha gleba)16. W 2018 r. ilości MP w chińskich glebach rolnych na głębokości 0-10 cm wahały się od 4,9 × 106 do 1,0 × 107 ton, przy czym znaczący udział miały rolnicze folie ściółkowe17. Aplikacje osadów do gleb rolniczych w Europie i Ameryce Północnej mogą dostarczyć odpowiednio ponad 63 000 i 44 000 ton MP rocznie18. Badanie przeprowadzone w Niemczech wykazało, że stosowanie kompostu na polach uprawnych prowadziło również do corocznego wprowadzania cząstek tworzyw sztucznych (>1 mm) na pola uprawne. Zastosowanie kompostu doprowadziło do powstania od 35 miliardów do 2,2 biliona cząstek plastiku10. Wkład atmosferycznych MP w glebę jest nadal niepewny i wymaga dalszej kwantyfikacji15. Na przykład, średni roczny wkład atmosferyczny MP szacuje się na 7,9 ×10 4 pozycje m-2 yr-1 w China16. Niezwykle szeroki zakres źródeł MP w glebie przyciągnął uwagę wielu badaczy, ale ze względu na różnorodność metod pobierania próbek, ekstrakcji i wykrywania analitycznego trudno jest zintegrować i porównać wyniki różnych badań.

Nagromadzenie MP z szerokiego zakresu źródeł stanowi potencjalne zagrożenie środowiskowe dla globalnych gleb16, podkreślając wyraźną potrzebę badań MP w glebie. Niektóre badania wykazały, że wpływ MP na glebę rolną obejmuje zmianę właściwości gleby, hamowanie wzrostu i rozwoju roślin i organizmów glebowych oraz wpływ na aktywność mikrobiologiczną gleby19,20. Inne badania wykazały, że MP mogą gromadzić się w organizmach na wyższych poziomach troficznych wzdłuż łańcucha pokarmowego21, co prowadzi do potencjalnego zagrożenia dla zdrowia ludzkiego22. Aby wyjaśnić wpływ MP na środowisko glebowe, konieczne jest najpierw zrozumienie obecnego stanu ich zanieczyszczenia, w tym ich liczebności, identyfikacji polimerów i charakterystyki rozmieszczenia. Dlatego dokładna identyfikacja i wykrywanie MP glebowych ma ogromne znaczenie.

Obecnie, coraz więcej artykułów bada globalną obecność MP w glebie, ze znacznymi różnicami obserwowanymi w metodach ekstrakcji i wykrywania23. Po starannym pobraniu próbek (w celu zminimalizowania zanieczyszczenia MP), protokół analizy MP zazwyczaj obejmuje trzy kluczowe kroki. Po pierwsze, separacja gęstości jest szeroko stosowana do izolowania cząstek MPs od matrycy glebowej. W procesie tym zwykle wykorzystuje się odczynniki, takie jak woda destylowana (DI) (1,0 g cm-3), chlorek sodu (NaCl, 1,2 g cm-3) lub chlorek (ZnCl2, 1,6 g cm-3). Po drugie, metody usuwania zanieczyszczeń organicznych z powierzchni MP obejmują czyszczenie roztworami kwaśnymi i zasadowymi lub innymi środkami utleniającymi oraz trawienie enzymatyczne24. Trawienie materii organicznej w matrycy glebowej lub przylegających do cząstek MPs jest zwykle przeprowadzane przy użyciu 30% nadtlenku wodoru (H2O2), 65% kwasu azotowego (HNO3) lub 50% wodorotlenku sodu (NaOH)25. Po rozdzieleniu gęstości i trawieniu materii organicznej wymagane jest badanie mikroskopowe próbek MPS w celu określenia liczby cząstek. Uzupełnieniem tego badania jest analiza składu chemicznego polimerów za pomocą technik takich jak spektroskopia w podczerwieni z transformacją Fouriera (FTIR), spektroskopia Ramana lub inne techniki spektroskopii bliskiej podczerwieni26.

Jednak każdy krok w procesie ekstrakcji i wykrywania MP niesie ze sobą możliwość przeszacowania lub niedoszacowania występowania MP. Na przykład, pomimo powszechnego stosowania wody demineralizowanej jako odczynnika do separacji gęstości ze względu na jej opłacalność i brak niebezpiecznych właściwości, może to prowadzić do wykluczenia cząstek MPS o większej gęstości27. Z drugiej strony, powszechne stosowanie odczynników o dużej gęstości może być ograniczone przez zagrożenia dla środowiska i zwiększone koszty28. Dodatkowo, niektóre odczynniki używane do trawienia organicznego mogą powodować uszkodzenia cząstek MPs29. Co więcej, klasyfikacja wizualna za pomocą mikroskopii optycznej, stereoskopowej i anatomicznej nie jest pozbawiona wyzwań26,30. Wyznaczanie cząstek MP w dużej mierze zależy od wiedzy i działania analityków, a także od ustawień urządzenia. Wyniki te podkreślają trudności w osiągnięciu spójności i dokładności przy stosowaniu różnych metodologii, komplikując w ten sposób porównywanie wyników z różnych badań.

Aby zapewnić wiarygodność i porównywalność danych między badaniami, konieczne jest ustanowienie ujednoliconego protokołu ekstrakcji i wykrywania MPS w glebie. Standaryzacja ta nie tylko zwiększy dokładność ocen występowania MP, ale także ułatwi bardziej kompleksowe i ujednolicone zrozumienie wpływu MP na środowisko ekosystemów glebowych. Aby zaradzić ograniczeniom metod ekstrakcji i wykrywania, wybrane odczynniki do metod znormalizowanych powinny być łatwo dostępne, nie powinny wpływać na integralność ani skład chemiczny cząstek MPS i stanowić najmniejsze możliwe zagrożenie dla środowiska. Co więcej, ustandaryzowane metody powinny wykazywać wysoką skuteczność zarówno w odzyskiwaniu MP, jak i usuwaniu materii organicznej z matrycy glebowej.

Łatwy do zastosowania protokół jest niezbędny do powszechnego zastosowania w różnych środowiskach badawczych. Biorąc pod uwagę zarówno wskaźniki odzysku MP, jak i opłacalność, nasycony NaCl jest optymalnym wyborem do separacji gęstości próbek gleby na dużą skalę. Do trawienia materii organicznej użyto NaOH, ponieważ wstępne eksperymenty izolacyjne wykazały, że 4 M roztwór NaOH skutecznie rozkłada zanieczyszczenia próbki gleby, takie jak resztki roślinne, nie powodując znacznych uszkodzeń MP. Ogólnie rzecz biorąc, ta eksperymentalna metoda wykorzystuje łatwo dostępne i opłacalne materiały, ma niską złożoność operacyjną i zapewnia niezawodną szybkość ekstrakcji.

Zalecamy użycie metodologii szybkiego i ekonomicznego rozdzielania zaproponowanej przez Chińską Akademię Nauk Rolniczych do określenia MP zebranych na polach uprawnych31. W przypadku wszystkich kolejnych kroków upewnij się, że wszystkie pojemniki, instrumenty i szklane naczynia zostały przed użyciem umyte wodą DI, aby zminimalizować zanieczyszczenie. Należy również upewnić się, że wraz z próbkami wykonuje się regularne ślepe próby, aby uwzględnić zanieczyszczenie wprowadzone przez procedury pobierania i ekstrakcji.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

UWAGA: Następujące roztwory muszą być przygotowane w temperaturze otoczenia przed procesem ekstrakcji: 1) Nasycony roztwór NaCl (5,7 M) - rozpuść 1 kg NaCl w 3 L DI H2O; 2) 4 M NaOH - rozpuścić 480 g NaOH w 3 L DI H2O; 3) Czerwień nilowa (100 μg mL-1) - rozpuścić 10 mg czerwieni nilowej w 100 ml odpowiedniego rozpuszczalnika (np. metanolu, acetonu).

1. Pobieranie próbek i przygotowanie gleby

  1. Zbierz reprezentatywną próbkę gleby za pomocą pięciopunktowej metody pobierania próbek w kształcie litery "W" na całym badanym obszarze (Rysunek 1). Do procedury zbierania użyj 30-centymetrowego świdra do gleby ze stali nierdzewnej. Próbki należy zbierać i przechowywać w pojemniku innym niż plastik, takim jak folia aluminiowa.
    UWAGA: Próbki gleby można podzielić na różne żądane głębokości (np. 0-10, 10-20 i 20-30 cm). Aby zminimalizować zanieczyszczenie tworzywami sztucznymi, należy unikać używania plastikowych urządzeń do pobierania próbek i pojemników do przechowywania. Zamiast tego do zbierania i przechowywania próbek używa się pojemników innych niż plastikowe, takich jak folia aluminiowa. Próbki te mogą być łączone luzem w celu uzyskania jednej próbki złożonej lub przechowywane jako niezależne powtórzenia.
  2. Wysuszyć glebę w temperaturze pokojowej z dala od bezpośredniego światła słonecznego.
    1. Jeśli dostępny jest osuszacz gleby, należy go użyć do jednoczesnego przetwarzania wielu próbek gleby, ponieważ filtr w poszczególnych komorach minimalizuje ryzyko zanieczyszczenia krzyżowego.
    2. W przeciwnym razie należy użyć piekarnika ustawionego na 40 oC i suszyć glebę przez minimum 24 godziny, aż do całkowitego wyschnięcia.
    3. Zmielić i przesiać suchą ziemię za pomocą metalowego sitka o średnicy 2-5 mm. Usuń widoczny materiał roślinny, kamienie i inne materiały obojętne.
      UWAGA: Luźno przykryj glebę folią aluminiową, aby zminimalizować zanieczyszczenia unoszące się w powietrzu w piekarniku/suszarce. Zbierz widoczne resztki plastiku (> 5 mm) z gleby za pomocą metalowej pęsety i umieść je w pojemniku do przechowywania bez plastiku, jeśli ma być przeprowadzona późniejsza analiza makroplastiku.
  3. Za pomocą wagi z dokładnością do 2 miejsc po przecinku odważyć 5,0 g ± 0,05 g próbki gleby na papierze wagowym niezawierającym plastiku lub folii aluminiowej. Do różnych próbek należy używać nowego papieru wagowego, aby zminimalizować zanieczyszczenie krzyżowe. Próbki mogą być przechowywane w pojemnikach niezawierających plastiku (np. szklanych fiolkach).

2. Flotacja gęstości

  1. Przenieść 5,0 g wysuszonej próbki gleby do czystej szklanej zlewki o pojemności 600 ml (zlewka A). Zapewnij dokładne oznakowanie wszystkich pojemników i zlewek do przechowywania.
  2. Dodać 230 ml nasyconego roztworu NaCl do zlewki A. Umieścić zlewkę A na magnetycznej płycie mieszającej i dodać szklane mieszadło magnetyczne. Mieszaj roztwór przez 30 minut przy 260 obr./min, aż do całkowitej homogenizacji.
  3. Po pełnej homogenizacji wyjmij mieszadło magnetyczne z roztworu i spłucz nasyconym roztworem NaCl, aby zapobiec wydostaniu się cząstek plastiku z roztworu. Umieść zlewkę na płaskiej powierzchni bez bezpośredniego światła słonecznego i pozostaw ją na noc, aż nastąpi pełna separacja gęstości.
    UWAGA: Podczas wykonywania całej procedury konieczne jest całkowite pokrycie folią aluminiową, aby uniknąć plastikowych zanieczyszczeń z powietrza.

3. Trawienie zanieczyszczeń

  1. Po całkowitym oddzieleniu zawartości zlewki A ostrożnie przenieść supernatant do nowej, czystej szklanej zlewki o pojemności 600 ml (zlewka B). Ostrożnie przepłukać wewnętrzne ścianki zlewki A nasyconym roztworem NaCl. Przenieść supernatant do zlewki B. Wykonać tę procedurę 2-3 razy.
    UWAGA: Zalecane jest łącznie 200 ml supernatantu. Upewnij się, że całkowita objętość supernatantu jest stała, przy jednoczesnym utrzymaniu tego samego stężenia roztworu wytrawiającego w następnym kroku.
  2. Dodać 4 M roztwór NaOH do próbki w zlewce B, aby osiągnąć stałą objętość 500 ml. Umieścić zlewkę B na magnetycznej płycie mieszającej, dodać szklane mieszadło magnetyczne i mieszać roztwór przez 30 minut z prędkością 260 obr./min, aż do całkowitej homogenizacji. Podczas tego procesu zlewkę należy przykryć folią aluminiową, aby zminimalizować zanieczyszczenie powietrza.
  3. Po całkowitej homogenizacji wyjmij mieszadło magnetyczne z roztworu i spłucz nasyconym roztworem NaCl, aby usunąć wszelkie przyczepione cząstki. Umieść zlewkę B na płaskiej powierzchni bez bezpośredniego światła słonecznego i pozostaw ją na noc, aż nastąpi pełne oddzielenie gęstości i trawienie materii organicznej.
    UWAGA: Podczas wykonywania całej procedury konieczne jest całkowite pokrycie folią aluminiową, aby uniknąć przedostania się zanieczyszczeń z tworzywa sztucznego do roztworu z powietrza. Czas trawienia zależy od ilości i rodzaju materiału organicznego. W razie potrzeby wydłuż czas trawienia, aby zapewnić pełne trawienie materii organicznej. Po udanym roztrawieniu supernatant powinien wyglądać na klarowny, bez widocznej materii organicznej unoszącej się w zlewce.

4. Zabarwienie roztworem czerwieni nilowej

  1. Po całkowitym oddzieleniu zawartości zlewki B ostrożnie przenieść supernatant do nowej, czystej szklanej zlewki o pojemności 600 ml (zlewka C). Przepłukać wewnętrzne ścianki zlewki B wodą demineralizowaną, aby zapewnić maksymalny transfer cząstek.
    1. Jeśli objętość w zlewce C jest mniejsza niż 500 ml, uzupełnić tę wartość do 500 ml wodą demineralizowaną, aby ujednolicić objętość roztworu.
  2. Dodać roztwór czerwieni nilowej do zlewki C, aby osiągnąć końcowe maksymalne stężenie 0,5 M. Wymieszać roztwór szklaną pałeczką aż do całkowitej homogenizacji, a następnie pozostawić roztwór do inkubacji przez 30 minut w ciemności, przykrywając zlewkę folią aluminiową.

5. Filtracja próżniowa

  1. Ustaw urządzenia do filtracji próżniowej w następującej kolejności: szklany lejek, metalowy zacisk, próżniowa podstawa filtracyjna, zlewka zbiorcza, wąż przyłączeniowy, pułapka wilgoci i pompa próżniowa. Ostrożnie wyjmij nową membranę (wielkość porów 0,2 μm, średnica 47 mm) z pojemnika do przechowywania za pomocą metalowej pęsety. Umieść membranę filtracyjną centralnie i płasko na górze podstawy filtracji próżniowej.
    UWAGA: Upewnij się, że połączenie jest bezpieczne, wyrównując podstawę filtracji próżniowej ze szklanym lejkiem i mocując ją za pomocą metalowego clamp.
  2. Aktywować filtrację próżniową i powoli wlewać płyn ze zlewki C do szklanego lejka. Przepłucz zlewkę C kilkakrotnie wodą demineralizowaną, aby zmaksymalizować odzysk cząstek. Po filtracji próbki przepłukać boki szklanego lejka wodą demineralizowaną, aby zapewnić minimalną utratę cząstek.
    UWAGA: Przykryj szklany lejek folią aluminiową, aby zminimalizować zanieczyszczenie powietrza podczas procesu filtracji. Jeśli próbka ma dużą liczbę cząstek, a prędkość filtracji maleje, do tej samej próbki można użyć wielu membran. Zapewni to równomierne rozprowadzenie cząstek w membranie i zminimalizuje ryzyko agregacji i nakładania się cząstek w celu późniejszej kwantyfikacji.
  3. Po zakończeniu filtracji ostrożnie wyjmij membranę filtracyjną z porowatej płytki za pomocą pęsety i umieść każdą membranę na osobnej szklanej szalce Petriego. Poczekaj, aż membrana całkowicie wyschnie przed zamknięciem szalki Petriego i owinięciem jej folią aluminiową. Przechowuj go w suchym i ciemnym miejscu do czasu dalszej analizy.

6. Kwantyfikacja cząstek MPs za pomocą mikroskopii fluorescencyjnej

  1. Jeśli dokładna lokalizacja cząstek fluorescencyjnych na membranie jest wymagana do późniejszej identyfikacji polimeru (np. za pomocą FTIR), należy postępować zgodnie z poniższymi krokami:
    1. Czarnym pisakiem żelowym delikatnie zaznacz pozycję początkową i 10 znaków na membranie filtra, zgodnie z kształtem litery "Z" (Rysunek 2). Ostrożnie umieść membranę na szkiełkach podstawowych na stoliku mikroskopu za pomocą pęsety, upewniając się, że powierzchnia próbki jest płaska.
    2. Aktywuj przyrząd do fluorescencji w następującej kolejności: gospodarz, źródła fluorescencyjne, monitor i mikroskop fluorescencyjny. Włącz instrument i ustaw pokrętło światła źródła na maksymalną jasność. Użyj przycisków przełącznika jasnego pola (BF) i światła fluorescencyjnego (FL), aby zrobić odpowiednio zdjęcia BF i FL.
    3. Korzystając z oprogramowania do obserwacji i rejestracji próbek (np. DP2-BSW), wykonuj zdjęcia w jasnym polu w pozycji BF. Przekręć pokrętło do pozycji FL i rób zdjęcia z filtrem fluorescencyjnym w ciemności. Upewnij się, że sekwencja obserwacji pola widzenia wynosi od 1 do 10. Upewnij się, że zdjęcia FL i BL są zrobione w tej samej pozycji.
      UWAGA: Fluorescencyjną analizę mikroskopową należy przeprowadzić w ciągu 24-48 godzin po filtracji, aby zapewnić optymalną fluorescencję cząstek. Upewnij się, że obrazy BF i FL są wykonane w tej samej pozycji (Rysunek 3). Upewnij się, że wszystkie membrany są analizowane przy użyciu tego samego powiększenia i ustawień instrumentu.
  2. W celu identyfikacji polimerów za pomocą LDIR należy wykonać czynności mikroskopowe, jak poniżej:
    1. Skonfiguruj system mikroskopowy w następujący sposób: kamera, filtry, powiększenia i stolik mikroskopu oraz komputer. Wybierz odpowiedni tryb filtrowania, najlepiej dopasowany do żądanych długości fal wzbudzenia i emisji (np. odpowiednio 470 nm i 495 nm) w zależności od fluorescencji próbki i tła.
    2. Wytrzyj uchwyty membrany filtracyjnej chusteczkami bezpyłowymi, a następnie zabezpiecz membranę w uchwycie i wsuń na stolik mikroskopu. Zeskanuj wizualnie całą membranę, aby zapewnić równomierne rozprowadzenie cząstek.
    3. Upewnij się, że kamera jest podłączona, a powiększenie mikroskopu jest odpowiednie dla wszystkich typów próbek i spójne dla wszystkich próbek z tego samego zestawu. Przed rozpoczęciem analizy określ rozmiar obszaru w mm uchwyconego aparatem za pomocą taśmy mierniczej.
      UWAGA: Jeśli cząstki są równomiernie rozłożone, przeanalizuj co najmniej 10% całkowitej powierzchni membrany, wybierając wymaganą liczbę punktów próbkowania na membranie. Zrób zdjęcie każdego punktu próbkowania za pomocą aparatu.

7. Identyfikacja polimerów MPs za pomocą spektroskopii FTIR lub LDIR

  1. Jeśli FTIR jest używany do identyfikacji cząstek polimeru, należy postępować zgodnie z poniższymi krokami.
    1. Włącz spektrometr FTIR i odpowiednie oprogramowanie do obserwacji i rejestracji próbek. Wyczyść sondę przed pomiarem każdej próbki.
    2. Zidentyfikuj cząstki do monitorowania poprzez nagrywanie ekranu w czasie rzeczywistym. Dostosuj pozycję i ostrość, manipulując. Przesuń platformę operacyjną na środek i uchwyć bieżące widmo tła powietrza.
      UWAGA: Cząstki docelowe, które odpowiadają zarówno obrazom BF, jak i FL.
    3. Zmierz 3-5 stałych punktów na każdej cząstce, aby uzyskać widma w zakresie liczby falowej podczerwieni 400-4,000 cm-1. Na stronie wyników zapisz oryginalne dane, uzyskaj widmo i porównaj je z widmem plastycznym w bibliotece standardowej, aby potwierdzić wskaźnik jakości trafienia próbki ( Rysunek 4).
      UWAGA: W tym badaniu, ze względu na mały rozmiar MP i wyzwania związane z ich ilościowym określeniem w całym filtrze, z każdej próbki wybrano 5-7 reprezentatywnych cząstek do analizy FTIR. Aby zapewnić równomierny rozkład, wybrano cząstki układające się w kształcie litery "Z" w poprzek filtra. Należy jednak zauważyć, że może pojawić się pewna niepewność, ponieważ cząstki zostały wybrane losowo, a nie poprzez skanowanie całego filtra.
    4. Dopasowanie jest akceptowane, jeśli wskaźnik jakości trafień (HQI) ≥ 0,7. Rysunek 4 pokazuje przykład cząstek zidentyfikowanych za pomocą spektroskopii FTIR w próbce gleby z dodatkiem 0,04% PE-MPs.
  2. Jeśli LDIR jest używany do identyfikacji cząstek polimeru, wykonaj poniższe czynności:
    1. Po zakończeniu etapów mikroskopu fluorescencyjnego ponownie zawieś cząstki do analizy w LDIR. Umieścić membranę filtracyjną w nowej szklanej fiolce i dodać 20 ml czystego etanolu. Zamknąć szczelnie fiolki i owinąć pokrywki folią parafinową, aby zapobiec wyciekom.
    2. Sonikować próbki w łaźni ultradźwiękowej przez co najmniej 1 godzinę, aż wszystkie cząstki zostaną ponownie zawieszone. Usunąć i wyrzucić membranę ze szklanej fiolki.
      UWAGA: Upewnij się, że strona membrany z cząstkami jest skierowana do wewnątrz, tj. z dala od ścianki fiolki. Czas sonikacji zależy od rodzaju zastosowanej membrany; Membrana może wypłukiwać kolor, ale nie będzie to przeszkadzać w identyfikacji polimeru.
    3. Potwierdź udane ponowne zawieszenie cząstek, ponownie analizując membrany pod mikroskopem fluorescencyjnym i upewniając się, że usunięcie cząstek wynosi > 95%.
    4. Umieścić szklane fiolki z roztworem etanolu na magnetycznej płytce mieszającej i dodać małe mieszadło magnetyczne ze szkła do fiolki. Pozwól, aby etanol odparował do mniej niż 5 ml, ustawiając temperaturę płyty na 100 °C i mieszając z małą prędkością, aby utrzymać cząstki w zawieszeniu.
      UWAGA: Lekko przykryj fiolki folią aluminiową, aby zminimalizować zanieczyszczenie próbek drogą powietrzną. Opcjonalnie wysuszyć roztwór pod delikatnym strumieniem azotu w celu odparowania etanolu.
    5. Przenieś próbkę do małej szklanej fiolki o pojemności 8 ml, używając nowego etanolu do przepłukania szklanej fiolki o pojemności 20 ml, aby zmaksymalizować odzysk cząstek.
      UWAGA: W razie potrzeby dodaj nowy etanol do małej szklanej fiolki, aby osiągnąć dokładnie 5 ml.
    6. Aby przygotować próbkę do analizy na LDIR, należy dokładnie wstrząsnąć próbką, aż wszystkie cząstki zostaną jednorodnie zawieszone w roztworze, a następnie szybko odpipetować 10 μl próbki na szkiełko i pozostawić etanol do odparowania. Powtórz ten krok jeszcze dwa razy, aby przeanalizować 3 kontrpróby na próbkę na każdym szkiełku.
    7. Użyj narzędzia do analizy cząstek w powiązanym oprogramowaniu, aby zmierzyć widma w podczerwieni każdej cząstki w ustawionym zakresie rozmiarów i dopasować je do wewnętrznej biblioteki w celu identyfikacji polimerów.
      UWAGA: Jeden punkt na każdej cząstce jest automatycznie mierzony w zakresie liczby falowej podczerwieni 800-1800 cm-1, a cząstki są automatycznie dopasowywane do znanych widm bibliotecznych polimerów i innych materiałów organicznych i nieorganicznych.
    8. Jeśli wskaźnik jakości trafień (HQI) ≥ 0,8, dopasowanie zostanie zaakceptowane. Rysunek 5 pokazuje przykład cząstek zidentyfikowanych za pomocą spektroskopii LDIR w próbce gleby z dodatkiem 0,04% PE-MPs.
      UWAGA: Objętość próbki można zwiększyć w przypadku próbek o niskiej liczbie cząstek.

8. Kwantyfikacja cząstek w obrazach membran fluorescencyjnych za pomocą ImageJ

  1. Otwórz ImageJ32 (wersja 1.54f) i załaduj obrazy do oprogramowania. Dostosuj skalę obrazu do prawidłowych wymiarów odpowiadających rzeczywistemu rozmiarowi obrazu. Użyj funkcji Analizuj > Ustaw skalę, aby wprowadzić wartości pikseli i rozmiaru obrazu (mm), a następnie wybierz opcję Globalne, aby zastosować te ustawienia do wszystkich obrazów podczas sesji.
  2. Przekształć obraz w obraz binarny i przekonwertuj go na 8-bitowy, używając odpowiednio funkcji Process > Binary i Image > Type > 8-bit. Aby wybrać parametry do analizy cząstek, należy skorzystać z funkcji Analizuj > Ustaw pomiary i wybierz żądane parametry, np. Powierzchnię, Deskryptory kształtu i średnicę Fereta. Wybierz opcję Dodaj do nakładki i określ liczbę miejsc dziesiętnych dla danych wyjściowych.
  3. Aby przeanalizować cząstki, wybierz opcję Analizuj > Analizuj cząstki i określ interesujący Cię zakres wielkości cząstek. Ustaw opcję Kołowość na 0-1, usuń zaznaczenie opcji Jednostki pikseli, włącz opcję Wyświetlanie nakładki i zaznacz następujące pola: Wyświetl wyniki, Wyklucz krawędzie, Wyczyść wyniki, Uwzględnij otwory, Sumuj i Nakładka. Eksportuj wyniki jako pliki .csv z okna wyników.
    UWAGA: Analiza obrazów fluorescencyjnych dostarczy jedynie informacji o liczbie cząstek, a nie liczbie polimerów; w związku z tym wymagana jest dodatkowa procedura identyfikacji, na przykład przy użyciu technik spektroskopii w podczerwieni.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Aby zweryfikować wskaźniki odzysku tej metodologii, próbki z trzech różnych matryc stałych (dwutlenek krzemu (SD), glinka bentonitowa (BT) i gleba) zostały przeanalizowane w zestawach po trzy powtórzenia. Próbki analizowano z dodatkiem i bez dodatku 0,04% w/w białego polietylenu (PE) mikroplastiku (zakres wielkości cząstek 40-48 μm). Próbki gleby pobrano z dystryktu Haidian w Pekinie w Chinach (Zachodni Kampus Chińskiego Uniwersytetu Rolniczego), a gleba została sklasyfikowana jako gleba umbra. Dodatkowo włączon...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Strategia pobierania próbek gleby w terenie, w tym podejścia takie jak proste wyrywkowe pobieranie próbek lub systematyczne pobieranie próbek za pomocą siatki, a także obszar i głębokość pobierania próbek, muszą być dostosowane do konkretnych pytań badawczych i jasno określone przed pobraniem próbki. Niektóre badania koncentrowały się na wierzchniej warstwie gleby 0-10 cm 34,37, podczas gdy inne zbierały próbki gleby o głębokości 0-40 cm38...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ten projekt był wspierany przez Główny Projekt Nauki i Technologii Ordos, Chiny [ZD20232320]; Fundusz Badań nad Globalnymi Wyzwaniami UKRI (GCRF) oraz projekt Rady Badań nad Środowiskiem Naturalnym, "Czy mikroplastiki rolnicze podważają bezpieczeństwo żywnościowe i zrównoważony rozwój w mniej rozwiniętych gospodarczo krajach?" w ramach Grantu [NE/V005871/1]; oraz Narodową Fundację Nauk Przyrodniczych Chin w ramach Grantu [42277097]; Projekt Zespołu Wysokiego Szczebla Chiński Uniwersytet Rolniczy, stacja profesorska Chińskiego Uniwersytetu Rolniczego w Xinzhou Center for Disease Control and Prevention and Basic Research Program w Xinzhou, prowincja Shanxi [20230515] oraz Międzynarodowa Współpraca i Wymiana Narodowej Fundacji Nauk Przyrodniczych Chin w ramach grantu [NSFC-UNEP: 32261143459].

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Równowaga 2-dziesiętnanie dotyczyStandardowe saldo 2-dziesiętne
40 ° C piekarnikniedotyczy nie dotyczyStandardowy duży piekarnik z termoobiegiem z temperaturą ustawioną na 40 stopni Celsjusza; C
8700 LDIRAgilent Technologiesn/aLDIR służy do identyfikacji cząstek
Pojemnik aluminiowyniedotyczyStandardowy aluminiowy pojemnik na jedzenie na wynos
Folia aluminiowanienie dotyczyStandardowa folia aluminiowa o dużej wytrzymałości
Axioplan 2Zeissn/aMikroskopia fluorescencyjna służy do obserwacji cząstek mikroplastiku w stanie fluorescencyjnym
Glinka bentonitowaSigma Aldrich285234Glinka bentonitowa stosowana do testów odzysku
BX53Olympusn/aMikroskopia fluorescencyjna służy do obserwacji cząstek mikroplastiku w stanie fluorescencyjnym
Zlewka szklana (600 ml)n/an/dStandardowa szklana zlewka
(1 l)n/an/dStandardowa szklana butelka
Szklana magnetyczna MieszadłonieStandardowe mieszadło magnetyczne powlekane szkłem
Szklany cylinder miarowy (500 ml)n/aNie dotyczyStandardowy szklany cylinder miarowy
Szklana pipeta (10 ml)
Szklane urządzenie do filtracji próżniowejPyrex (zakupione przez Sigma Aldrich)SLW5809/ZESTAWSzklane urządzenie filtracyjne z lejkiem 500 ml, porowatą płytką i zlewką zbiorczą o pojemności 1 l
LUMOS Alpha IIBrukern/aFTIR służy do analizy podejrzanych mikroplastików.
Magnetyczna płyta mieszającanieStandardowa magnetyczna płyta mieszająca
Membrana filtracyjna MCEFirma JintengJTMF0441/0442Białe membrany MCE, 0,2 i mikro; m wielkość porów, średnica 50 mm, metodą FTIR
Nil RedFisher Scientific10464311Nile Red proszek czerwieni nilowej używany do sporządzania roztworu podstawowego barwnika czerwieni nilowej przy użyciu odpowiedniego rozpuszczalnika (np. acetonu)
membrana filtracyjna PCTESterlitech Corporation1270060Czarne membrany PCTE, wolne od PVP, 0,2 i mikro; m wielkość porów, średnica 47 mm, metodą LDIR
Dwutlenek krzemuSigma Aldrich18649Dwutlenek krzemu używany do testów odzysku
Chlorek soduSigma AldrichS9888Chlorek sodu stosowany do rozdzielania gęstości
Wodorotlenek soduFisher Scientific10675692Wodorotlenek sodu stosowany do trawienia materii organicznej
Świder glebowyn/anie dotyczyDługość 30 cm; średnica 2 cm; materiał: stal nierdzewna
Proszek mikroplastiku polietylenowego o ultrawysokiej masie cząsteczkowejSigma Aldrich434272Mikroplastik polietylenowy używany do nabijania dwutlenku krzemu, glinki bentonitowej i próbek gleby do testów odzysku
Pompa próżniowaVacuubrand GmBH Co KGME 2C NTPompa próżniowa do filtracji próżniowej
dotyczy dotyczy dotyczy

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Eriksen, M., et al. Plastic pollution in the world's oceans: more than 5 trillion plastic pieces weighing over 250,000 tons afloat at aea. PLOS One. 9 (12), e111913(2014).
  2. Jambeck, J. R., et al. Plastic waste inputs from land into the ocean. Science. 347 (6223), 768-771 (2015).
  3. Barnes, D. K. A., Galgani, F., Thompson, R. C., Barlaz, M. Accumulation and fragmentation of plastic debris in global environments. Philos Trans R Soc B Biol Sci. 364 (1526), 1985-1998 (2009).
  4. Yang, Y., et al. Kinetics of microplastic generation from different types of mulch films in agricultural soil. Sci Total Environ. 814, 152572(2022).
  5. Luan, X., et al. Dynamic material flow analysis of plastics in China from 1950 to 2050. J Clean Prod. 327, 129492(2021).
  6. Wang, C., et al. Critical review of global plastics stock and flow data. J Ind Ecol. 25 (5), 1300-1317 (2021).
  7. Bläsing, M., Amelung, W. Plastics in soil: Analytical methods and possible sources. Sci Total Environ. 612, 422-435 (2018).
  8. Gündoğdu, R., Önder, D., Gündoğdu, S., Gwinnett, C. Microplastics derived from disposable greenhouse plastic films and irrigation pipes: A case study from turkey. Environ Sci Pollut Res. 29 (58), 87706-87716 (2022).
  9. Huang, Y., Liu, Q., Jia, W., Yan, C., Wang, J. Agricultural plastic mulching as a source of microplastics in the terrestrial environment. Environ Pollut. 260, 114096(2020).
  10. Weithmann, N., et al. Organic fertilizer as a vehicle for the entry of microplastic into the environment. Sci Adv. 4 (4), eaap8060(2018).
  11. Rillig, M. C. Microplastic in terrestrial ecosystems and the soil. Environ Sci Technol. 46 (12), 6453-6454 (2012).
  12. Porterfield, K. K., Hobson, S. A., Neher, D. A., Niles, M. T., Roy, E. D. Microplastics in composts, digestates, and food wastes: A review. J Environ Qual. 52 (2), 225-240 (2023).
  13. Katsumi, N., Kusube, T., Nagao, S., Okochi, H. Accumulation of microcapsules derived from coated fertilizer in paddy fields. Chemosphere. 267, 129185(2021).
  14. Evangeliou, N., et al. Atmospheric transport is a major pathway of microplastics to remote regions. Nat Commun. 11 (1), 3381(2020).
  15. Allen, S., et al. Atmospheric transport and deposition of microplastics in a remote mountain catchment. Nat Geosci. 12 (5), 339-344 (2019).
  16. Ren, S., et al. Potential sources and occurrence of macro-plastics and microplastics pollution in farmland soils: A typical case of China. Crit Rev Environ Sci Technol. 54 (7), 533-556 (2024).
  17. Ren, S. -Y., Kong, S. -F., Ni, H. -G. Contribution of mulch film to microplastics in agricultural soil and surface water in China. Environ Pollut. 291, 118227(2021).
  18. Nizzetto, L., Futter, M., Langaas, S. Are agricultural soils dumps for microplastics of urban origin. Environ Sci Technol. 50 (20), 10777-10779 (2016).
  19. Zhang, J., et al. Effects of plastic residues and microplastics on soil ecosystems: A global meta-analysis. J Hazard Mater. 435, 129065(2022).
  20. Sajjad, M., et al. Microplastics in the soil environment: A critical review. Environ Technol Innov. 27, 102408(2022).
  21. Cverenkárová, K., Valachovičová, M., Mackuľak, T., Žemlička, L., Bírošová, L. Microplastics in the Food Chain. Life. 11 (12), 1349(2021).
  22. Ibrahim, Y. S., et al. Detection of microplastics in human colectomy specimens. JGH Open. 5 (1), 116-121 (2021).
  23. Yang, L., Zhang, Y., Kang, S., Wang, Z., Wu, C. Microplastics in soil: A review on methods, occurrence, sources, and potential risk. Sci Total Environ. 780, 146546(2021).
  24. Möller, J. N., Löder, M. G. J., Laforsch, C. Finding microplastics in soils: A review of analytical methods. Environ Sci Technol. 54 (4), 2078-2090 (2020).
  25. Scheurer, M., Bigalke, M. Microplastics in swiss floodplain soils. Environ Sci Technol. 52 (6), 3591-3598 (2018).
  26. Zhou, Y., et al. Microplastics in soils: A review of methods, occurrence, fate, transport, ecological and environmental risks. Sci Total Environ. 748, 141368(2020).
  27. Zhang, S., et al. A simple method for the extraction and identification of light density microplastics from soil. Sci Total Environ. 616 - 617, 1056-1065 (2018).
  28. Möller, J. N., Löder, M. G. J., Laforsch, C. Finding microplastics in soils: a review of analytical methods. Environ Sci Technol. 54 (4), 2078-2090 (2020).
  29. Hurley, R. R., Lusher, A. L., Olsen, M., Nizzetto, L. Validation of a method for extracting microplastics from complex, organic-rich, environmental matrices. Environ Sci Technol. 52 (13), 7409-7417 (2018).
  30. Eriksen, M., et al. Microplastic pollution in the surface waters of the Laurentian Great Lakes. Mar Pollut Bull. 77 (1), 177-182 (2013).
  31. Qi, R. M. Characteristics and ecological effects of soil microplastic in a typical agricultural region with plastic film mulching in China. Doctoral Dissertation. , (2021).
  32. Chen, S., Li, Y., Mawhorter, C., Legoski, S. Quantification of microplastics by count, size and morphology in beverage containers using Nile Red and ImageJ. J Water Health. 19 (1), 79-88 (2020).
  33. Yang, J., et al. Abundance and morphology of microplastics in an agricultural soil following long-term repeated application of pig manure. Environ Pollut. 272, 116028(2021).
  34. Chen, L., et al. Spatial distributions, compositional profiles, potential sources, and influencing factors of microplastics in soils from different agricultural farmlands in China: A National Perspective. Environ Sci Technol. 56 (23), 16964-16974 (2022).
  35. Way, C., Hudson, M. D., Williams, I. D., Langley, G. J. Evidence of underestimation in microplastic research: A meta-analysis of recovery rate studies. Sci Total Environ. 805, 150227(2022).
  36. Park, S. Y., Kim, C. G. A comparative study on the distribution behavior of microplastics through FT-IR analysis on different land uses in agricultural soils. Environ Res. 215, 114404(2022).
  37. Beriot, N., Peek, J., Zornoza, R., Geissen, V., Huerta Lwanga, E. Low density-microplastics detected in sheep faeces and soil: A case study from the intensive vegetable farming in Southeast Spain. Sci Total Environ. 755, 142653(2021).
  38. Sa'adu, I., Farsang, A. Greenhouse farming as a source of macroplastic and microplastics contamination in agricultural soils: a case study from Southeast-Hungary. Agrokém És Talajt. 71 (1), 43-57 (2022).
  39. Håkansson, I., Stenberg, M., Rydberg, T. Long-term experiments with different depths of mouldboard ploughing in Sweden. Soil Tillage Res. 46 (3), 209-223 (1998).
  40. Mu, X., et al. Responses of soil properties, root growth, and crop yield to tillage and crop residue management in a wheat-maize cropping system on the North China Plain. Eur J Agron. 78, 32-43 (2016).
  41. Li, S., Ding, F., Flury, M., Wang, J. Dynamics of macroplastics and microplastics formed by biodegradable mulch film in an agricultural field. Sci Total Environ. 894, 164674(2023).
  42. Bai, R., et al. The characteristics and influencing factors of farmland soil microplastic in Hetao Irrigation District, China. J Hazard Mater. 465, 133472(2024).
  43. Claessens, M., Van Cauwenberghe, L., Vandegehuchte, M. B., Janssen, C. R. New techniques for the detection of microplastics in sediments and field collected organisms. Mar Pollut Bull. 70 (1), 227-233 (2013).
  44. Herrera, A., et al. Novel methodology to isolate microplastics from vegetal-rich samples. Mar Pollut Bull. 129 (1), 61-69 (2018).
  45. Li, J., et al. Atmospheric deposition of microplastics in a rural region of North China Plain. Sci Total Environ. 877, 162947(2023).
  46. Shaw, D. G., Day, R. H. Colour- and form-dependent loss of plastic micro-debris from the North Pacific Ocean. Mar Pollut Bull. 28 (1), 39-43 (1994).
  47. Löder, M. G. J., Kuczera, M., Mintenig, S., Lorenz, C., Gerdts, G. Focal plane array detector-based micro-Fourier-transform infrared imaging for the analysis of microplastics in environmental samples. Environ Chem. 12 (5), 563-581 (2015).
  48. Hidalgo-Ruz, V., Gutow, L., Thompson, R. C., Thiel, M. Microplastics in the marine environment: A review of the methods used for identification and quantification. Environ Sci Technol. 46 (6), 3060-3075 (2012).
  49. Jia, W., et al. Automated identification and quantification of invisible microplastics in agricultural soils. Sci Total Environ. 844, 156853(2022).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Microplastics SeparationSoil MicroplasticsDensity FlotationPolymer IdentificationVacuum FiltrationFluorescent MicroscopySodium Chloride SeparationFourier Transform InfraredLaser Direct InfraredSoil Sampling

Powiązane artykuły