Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Modelowanie pokrwaconego wodogłowia przedwczesnego u szczurów

953 wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/67082

⸱

28 marca 2025

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Division of Pediatric Neurosurgery, Department of Neurosurgery, Johns Hopkins University School of Medicine, 2Department of Neurology, Johns Hopkins University School of Medicine, 3Division of Neonatal-Perinatal Medicine, Johns Hopkins University School of Medicine, 4Neurosciences Intensive Care Nursery, Johns Hopkins Children's Center, 5Kennedy Krieger Institute

W tym artykule

Podsumowanie

Pokrwawiąca wodogłowie przedwczesnego (PHHP) można modelować u noworodków szczurów poprzez połączenie zapalenia chorioamnionitisu i krwotoku wewnątrzkomorowego. Połączenie tych wydarzeń prenatalnych i poporodowych wiernie oddaje kliniczne cechy PHHP, w tym makrocefalię, brzuszną omegę oraz podwyższone ciśnienie wewnątrzczaszkowe, przez całe życie.

Streszczenie

Pokrwacony wodogłowie przedwczesnego (PHHP) jest poważnym następstwem ciężkiego krwotoku wewnątrzkomorowego (IVH) u bardzo wcześniaków poniżej 32 tygodnia wieku ciążowego (GA). PHHP definiuje się poprzez nagromadzenie płynu mózgowo-rdzeniowego (CSF) związane z klinicznymi objawami podwyższonego ciśnienia śródczaszkowego (ICP). Niemowlęta z PHHP cierpią na dożywotnią zależność od zaczewów, z połową wymagającą powtarzalnych operacji w pierwszym roku życia, a wielu z nich wielokrotnych operacji w trakcie życia. Prenatalne chorioamnionitis predysponuje wcześniaki do ciężkiej fazy IVH oraz konieczności chirurgicznego leczenia trendów PHHP z sepsą noworodkową. Te cechy kliniczne sugerują, że stany ogólnoustrojowe są integralnym elementem patofizjologii PHHP.

Tutaj definiujemy model zwierzęcy, który oddaje wszystkie kliniczne aspekty i kluczowe cechy PHHP u szczurów. Celem tego protokołu jest pokazanie, jak zapalenie chorioamnionitisu in unierodnego zapalenia krwi i dożylności poporodowej, z użyciem lizowanych czerwonych krwinek, można łączyć w celu uzyskania PHHP. To przedkliniczne podejście prowadzi do postępującej makrocefalii i kopulastych czaszek, podwyższonego ciśnienia wewnątrzczaszkowego oraz wentrikulomegalii, które można wykryć za pomocą rezonansu magnetycznego (MRI) lub mikroskopii. Oprócz długotrwałych zakłóceń w dynamice płynu mózgowo-rdzeniowego, szczury mają także opóźnienie poznawcze i niepełnosprawność funkcjonalną aż do dorosłości. W związku z tym ta platforma przedkliniczna umożliwia unikalne i niezrównane badania translacyjne PHHP, które mogą obejmować pomiary molekularne, komórkowe, biochemiczne, histologiczne, obrazowe oraz funkcjonalne. Może być również wykorzystywany do rygorystycznej analizy splotu naczyniówki, ruchomych rzęsek przytomnych oraz układu glimfatycznego równolegle. Na koniec, może być także nieocenionym narzędziem przedklinicznym do badania nowych strategii interwencji chirurgicznych oraz niechirurgicznych podejść terapeutycznych w leczeniu wodogłowia.

Wprowadzenie

Pokrwawiąca wododowodza przedwczesnego porodu (PHHP) pozostaje poważnym problemem zdrowia publicznego. Charakteryzowany objawowym nagromadzeniem płynu mózgowo-rdzeniowego (CSF) współdziałającym z podwyższonym ciśnieniem wewnątrzczaszkowym (ICP) wtórnym do krwotoku wewnątrzkomorowego (IVH), PHHP jest ciężkim przejawem encefalopatii wcześniacego i istotnym czynnikiem przyczyniającym się do globalnego obciążenia przedwcześniakiem i nabytym wodogłowiem 1,2. Na całym świecie około 400 000 niemowląt rocznie rodzi się z lub przejmuje dożywotnie obciążenie wodogłowia3, a wiele z nich umiera z powodu braku leczenia3. PHHP jest powszechne w krajach rozwiniętych u bardzo wcześniaków (<32 tygodnia ciąży) z ciężkim IVH i często dotyka najciężej chore niemowlęta, które już cierpią na inne zagrażające życiu choroby współistniejące 4,5.

Jedynym dostępnym leczeniem wodogłowia jest operacja6. Zabiegi chirurgiczne zapewniają lepszą długość życia, gdy niemowlęta mają więcej niż 6 miesięcy w momencie pierwszej trwałej interwencji, czy to przy zastosowaniu zastawki wentrikuloperitonealnej (VP) w celu odchylenia płynu mózgowo-rdzeniowego (CSF), endoskopowej trzeciej komorowej (ETV), czy ETV z krzepnięciem splotu włosówkowego (ETV-CPC)7. Najczęstszą opcją, zastawki VP, często zawodzą w ciągu roku i predysponują dzieci do powikłań przez całe życie, powtarzających się operacji i hospitalizacji, co wiąże się z ogromnymi kosztami dla dziecka, rodziny i społeczeństwa. 8 W szczególności lęk związany z potencjalnym uszkodzeniem zastawki w dowolnym momencie jest obciążeniem dla rodzin9. Opieka nad dziećmi z objawowym wodogłowiem, w tym częste operacje, jest główną przyczyną wydatków na opiekę zdrowotną dla dzieci 10,11,12,13,14. Roczny szacunkowy koszt wydatków związanych z zaponowaniem u dzieci wynosił 2 miliardy dolarów w 2003roku. Podczas gdy dzieci z zastawkami stanowią tylko 0,6% hospitalizacji, generują 3,1% opłat szpitalnych dla dzieci w wysokości15. Dlatego odkrycie bezpiecznych, niechirurgicznych terapii leczenia PHHP jest kluczowe.

U niemowląt PHHP rozwija się po IVH w trakcie klinicznego trwania od kilku tygodni do miesięcy po początkowym wykryciu krwawienia mózgowego. Badanie przeprowadzone przez Hydrocephalus Clinical Research Network (HCRN) potwierdziło, że zastawki VP pozostają najlepszą opcją chirurgiczną dla noworodków z PHHP16. Nawet dla dzieci z PHHP w krajach o wysokich dochodach, gdzie dostęp do wykwalifikowanej pediatrycznej opieki neurochirurgicznej mają dostęp do pełnych kwalifikacji – >50% zaponów u niemowląt z PHHP wymaga rewizji chirurgicznej w ciągu pierwszych 2 lat8. Pomimo wyraźnej potrzeby identyfikacji bezpieczniejszych i skuteczniejszych terapii PHHP, badania napotykają przeszkody. Postęp jest częściowo utrudniony przez to, że literatura przedkliniczna dotycząca PHHP często nie rozróżnia odpowiednio wentrikulomegalii spowodowanej wodogłowiem ex vacuo17,18 od objawowego wodogłowia z makrocefalią19,20. Rzeczywiście, modele rozwojowe wodogłowia powinny obejmować postępującą makrocefalię i/lub pomiary podwyższonego ICP1.

Połączenie wiedzy klinicznej i przedklinicznej poprawiło projektowanie badań i przyczyniło się do dalszej wiedzy oPHHP 2. Badania przeprowadzone w różnych ośrodkach na całym świecie wykazały, że IVH najczęściej występuje u bardzo przedwczesnych noworodków wtórnych do zapalenia chorioamnionitis, 21,22,23,24,25,26,27,28. Oprócz infekcji łożyska i stanu zapalnego, sepsa noworodkowa jest kolejnym ważnym czynnikiem ryzyka i może odgrywać kluczową rolę w przebiegu od IVH, przez brzuchomomegalię, do objawowego PHHP, aż po późniejszą interwencjęchirurgiczną 29. Dane przedkliniczne i kliniczne potwierdzają, że zapalenie przenoszone przez krew może powodować wodogłowie20, a stany ogólnoustrojowe zwiększają wydzielanie płynu mózgowo-płynowego przez splot naczyniówki30. Ponadto dorośli z krwotokom podpajęczynówkowym i IVH, którzy również cierpią na sepsę, znacznie częściej wymagają zastawki31. Nowsza literatura potwierdziła, że stan zapalny zmniejsza napęd ruchliwych rzęsek w rzęskach pierścioniowych (CSF 19,20,32) oraz reabsorpcję płynu mózgowo-płynowego przez układ glymfatyczny 33,34,35,36. Ogólnie rzecz biorąc, stany zapalne układowe są kluczowym czynnikiem patofizjologicznym i klinicznym w PHHP1.

Biorąc pod uwagę te wyniki, stworzyliśmy odpowiedni do wieku przedkliniczny model PHHP. Model ten łączy IVH w okresie bezpośrednim i wczesnym poporodowym z chorioamnionitis, główną przyczyną przedwczesnych porodów19. To eksperymentalne podejście rozpoczyna się już w łonie matki, od niewydolności łożyska, zapalenia łożyska oraz zapalenia śródowodniowego, które definiują chorioamnionitis, 7,8,9,10,11,12,13,14,15,16,17,18, 19,20,21,22,
23,24,25,26,27,28,29,30,31,32,33,34,35,36,37,38 ,39,40,41,42,
43,44,45. Konkretnie przedstawiamy zespół odpowiedzi zapalnej płodu, neutrofilię łożyska oraz prozapalne mikrośrodowisko OUN w okresie przedwczesnym poprzez laparotomię brzuszną u ciężarnych szczurzych koń w dniu embrionalnym 18 (E18)37,38,39,40,41,42,43,444,45. Uszkodzenie wewnątrzmaciczne jest wywołane przez tymczasowe obustronne zwężenie tętnicy macicy, prowadzące do przejściowej ogólnoustrojowej niedokrwienia niedokrwienia (TSHI), po którym następuje intraamniotyczne wstrzyknięcie lipopolisacharydu (LPS)37,38,39,40,41,41,42,43,44,45. Następnie, aby zaburzyć dynamikę płynu mózgowo-mogłego i pobudzić rozwój wodogłowia u żywych młodych, IVH jest indukowane w pierwszym dniu poporodowym. Osiąga się to poprzez obustronne wstrzyknięcie do intrace-naczynia i komory (ICV) lizowanych czerwonych krwinek (RBC) u miotu (RBC) do komór bocznych 19,37,44. Młode są następnie badane w miarę rozwoju wodogłowia i przez cały okres życia.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Komitet ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt (ACUC) na Uniwersytecie Johnsa Hopkinsa zatwierdził wszystkie opisane tu procedury eksperymentalne. Protokół ten wykorzystuje ciężarne matki szczurze Sprague-Dawley oraz młode obu płci.

1. Wywołanie chorioamnionitisu w E18

UWAGA: Część dotycząca obelgi in utero w tym protokole została wcześniej szczegółowo opublikowana, jest podsumowana powyżej i jest przedmiotem osobnego protokołu JOVE oraz wideo 19,37,38,39,40,41,42,43,44,46. Krótko mówiąc, ciężarne samice szczurów Sprague-Dawley przechodzą laparotomię brzucha w dniu embrionalnym 18 (E18), aby wywołać chorioamnionitis, obejmującą TSHI oraz intraamniotyczne LPS.

  1. Znieczulenie
    1. Indukować znieczulenie w ciężarnej tamie szczurów E18 z 2-4% izofluranem.
    2. Wyjmij ciężarną kocurę z komory indukcyjnej i połóż szczura w pozycji leżącej na zawieszonym chirurgicznym kocu z cyrkulacją wody ustawionym na 37 °C.
    3. Stosuj maść okulistyczną, aby zapobiec wysuszaniu rogówki. Delikatnie ściśnij łapę, aby potwierdzić brak odruchu szczypania palców. Monitoruj głębokość znieczulenia co 15-20 minut i zwiększ izofluran w przypadku pozytywnej reakcji na uszczypnięcie palca.
    4. Podaj buprenorfinę o przedłużonym uwalnianiu (0,1 mg/kg SC) na karku.
  2. Przygotowanie chirurgiczne i peeling
    1. Stosując standardową technikę sterylną, ogol brzuch.
    2. Szoruj brzuch 3 razy naprzemiennie betadyną i 70% etanolem.
    3. Okryj zwierzę sterylnymi zasłonami chirurgicznymi.
  3. Laparotomia brzucha
    1. Wykonaj skalpelem nacięcie o średnicy środkowej linii 3 cm na przygotowanej skórze brzucha.
    2. Użyj kleszczy i nożyczek chirurgicznych, aby podtrzymać warstwę powięzi brzusznej i wykonać nacięcie w linii naczyniowej warstwy mięśniowej, aby dostać się do jamy otrzewnej.
    3. Zewnętrznie wyodrębnić macicę.
    4. Odizoluj i zaciskaj tętnice macicy klipsami na tętniaka przez 60 minut. Utrzymuj temperaturę i utrzymuj zawartość wewnątrzbrzuszną wilgotną sterylną solą fizjologiczną.
    5. Wyjmij klipsy i wstrzyknij 100 μL LPS (4 μg/woreczek roztworu LPS) do każdego worka owodniowego każdego płodu. Nie niepokoić płodu ani łożyska.
    6. Płukaj rogi macicy i hojnie wyprowadzaj 3x sterylną solą fizjologiczną.
  4. Zamknięcie laparotomii
    1. Zmień rogi macicy w jamie otrzewnej.
    2. Zbliż krawędzie warstwy mięśniowo-powięziowej i zamknij za pomocą szwu 3-0.
    3. Przybliż warstwę skóry i zamknij skórę za pomocą szwu 3-0.
    4. Użyj igły 26 G, aby podskórnie wstrzyknąć 0,125% bupivakainy wokół krawędzi rany.
    5. W przypadku fikcyjnych kontroli wykonuj laparotomię przez ten sam czas, aby kontrolować przez cały czas trwania znieczulenia. Nie zaciskaj tętnic ani nie podawaj żadnych zastrzyków dookoowodniowych. Po zakończeniu zabiegu należy zamknąć laparotomię w dwóch warstwach (powięzi mięśni brzucha i skóra) za pomocą szwów 3-0. We wszystkich przypadkach młode rodzą się w terminie (E21/22) i są opiekowane przez matkę.

2. Przygotowanie lizowanych czerwonych krwinek na P1

  1. Pobieranie krwi
    1. Weź jednego samca i jedną samicę szczura Sprague-Dawley w dniu 1 poporodowym (P1) z miotu, który doświadczył zapalenia chorioamnionitisu w E18. Szybko odetnij głowę każdemu szczenięciu-dawcy specjalnymi nożyczkami chirurgicznymi.
      UWAGA: Do pobierania krwi używamy jednego samca i jednej samicy, aby wyeliminować potencjalne uprzedzenia płciowe poprzez reprezentację każdego z grup dawców. Dodatkowo używamy pary dopasowanej płci, aby zapewnić odpowiednią objętość i wydajność zlyzowanych czerwonych krwinek do wstrzyknięcia ich rodzeństwa. Zazwyczaj każdy dawca młody dostarcza wystarczającą liczbę zlizowanych czerwonych krwinek do wykonania zastrzyku ICV u maksymalnie 4-5 miotów.
    2. Natychmiast pobieraj krew do rurki mikrowirówki o pojemności 2 mL zawierającej 0,2 mL bezpłodnej soli fizjologicznej, uważając, aby po dekapitacji pobierać tylko swobodnie płynącą krew i nie skrobywać ani nie wyciskać, aby wytworzyć więcej krwi, ponieważ prowadzi to do przedwczesnej hemolizy. Dobrze wiruj.
      UWAGA: Dokładna ilość krwi zależy od konkretnego zwierzęcia dawcy i wagi, ale powinna być maksymalna przy zachowaniu powyższych środków ostrożności.
    3. Siekaj/mielę skrzepy krwi małymi nożyczkami chirurgicznymi.
    4. Wirówka zawiesiny krwi w stężeniu 500 × g przez 10 minut w temperaturze 4 °C, usuwa supernatant i ponownie zawiesza pellet w 0,2 mL bezpłodnej soli fizjologicznej. Dobrze wiruj.
    5. Siekaj/mielę resztki krwi po wirze małymi nożyczkami chirurgicznymi.
    6. Powtórz kroki 2.1.4-2.1.5 jeszcze dwa razy, łącznie 3 razy, czyszcząc nożyczki chirurgiczne sprayem 70% etanolu pomiędzy kolejnymi cyklami lizy.
  2. Liza czerwonych krwinek
    1. Po końcowej centrifugacji dodaj 0,25 mL bezpłodnej soli fizjologicznej do granulatu; Wiruj dobrze.
    2. Umieść zawiesinę na suchym lodzie na 5 minut.
    3. Wyjmij zawiesinę z suchego lodu, umieść ją w inkubatorze ustawionym na 37,5 °C na 5 minut aż do całkowitego rozmrozenia i dobrze przeżyj wiry.
    4. Powtarzaj cykle zamrażania i rozmrażania przez łącznie 3 razy (trzy zamrożenia i trzy rozmrażania).
    5. Po zakończeniu ostatniej roztopi, wykonaj wir i szybki obrót. Krwinki są już zlizowane i gotowe do użycia.
      UWAGA: Mieszanka powinna mieć nieprzezroczysty kolor przypominający sok pomidorowy i łatwo ją wciągać do strzykawek.

3. Intraceventrikularne iniekcje lizowanych czerwonych krwinek na P1

  1. Znieczulenie z użyciem hipotermii
    1. Umieść małą platformę na mokrym lodzie, aby ostygła.
    2. Nałóż suchą chusteczkę laboratoryjną, aby chronić skórę szczeniaka.
      UWAGA: Ta płaska, zimna powierzchnia służy do znieczulenia i wstrzyknięć młodym.
    3. Przenieś szczeniaka (w wieku P1) z maty grzewczej na przecieranie na zimnej platformie, aby wywołać znieczulenie przez hipotermię.
    4. Potwierdź głębokość znieczulenia, ściskając łapę i potwierdzając brak odruchu szczypania palców.
    5. Ustaw zewnętrzną lampę chirurgiczną na najjaśniejsze ustawienia.
    6. Asystent używa palca wskazującego i środkowego, by delikatnie utrzymać linię środkową głowy zwierzęcia, transilumiej czaszkę, aby zobaczyć boczne komory przez czaszkę. Identyfikacja bregmy polega na wizualizacji zatoki strzałkowej górnej (linii środkowej) przez skórę oraz dotyku szwu koronnego za pomocą cienkich kleszczy jako punktów orientacyjnych przecinających się.
  2. Zastrzyk ICV
    1. Przetrzyj głowę znieczulonego szczeniaka wacikiem nasączonym 70% etanolem.
    2. Zidentyfikuj i oznacz miejsce wstrzyknięcia jako 1 mm boczne od szwu strzałkowego, w połowie drogi między lambda a bregma.
    3. Po wizualizacji użyj strzykawki insulinowej o pojemności 0,3 mL, długości 8 mm, 31 G, z ultracienką igłą przezskórną, aby wstrzyknąć 20 μL lizowanych czerwonych krwinek do prawej bocznej komory. Wkładaj igłę prosto w dół, używając techniki odręcznej, na głębokość około połowy długości igły i powoli wstrzykuj oraz wyjmuj igłę (proces wstrzykiwania i usuwania trwa około 10-15 sekund).
    4. Pozostaw igłę na miejscu przez kilka sekund po wstrzyknięciu, aby zapobiec wypłynięciu wstrzykniętych lizowanych krwinek.
    5. Powtórz to z lewą komorą boczną i wstrzykni 20 μL lizowanych czerwonych krwinek.
    6. Połóż szczeniaka na podgrzewaczu ustawionym na 37,5 °C, aby mógł dojść do siebie po znieczuleniu.
    7. Zapisz płeć szczeniaka i nadaj unikalny identyfikator zwierzęcia.
    8. Do klatki domowej należy oddać szczeniaka dopiero po pełnym wyzdrowieniu na podkładce grzewczej i odzyskaniu przytomności, aby zwierzę mogło bezpiecznie utrzymać leżącą część mostka.
    9. Codziennie monitoruj wszystkie szczenięta szczurów pod kątem zdrowia i dobrostanu.

4. Potwierdzenie pomyślnego obustronnego krwotoku dokomórowego na P2

  1. USG głowy
    1. Aby przygotować się do USG głowy, wyjmij szczenięta P2 z ich domowej klatki.
    2. Nałóż żel ultrasonograficzny na sondę i umieść sondę nad czaszką.
    3. Przy bardzo lekkim nacisku przesuwaj sondę, aby zobaczyć komory. Potwierdzenie obustronnej hiperechogeniczności komór bocznych reprezentujących IVH.

5. Potwierdzenie udanego posthemorrhagicznego wodogłowia

  1. Pomiar odległości wewnątrzusznej (IAD), zastępczy obwód głowy, w celu potwierdzenia makrocefalii
    1. Aby przygotować się do pomiaru, zdobądź małą miarkę odpowiednią do pomiaru obwodu głowy, najlepiej z wyraźnie widocznymi oznaczeniami milimetrów.
    2. Niech maskowany obserwator wyprowadzi szczeniaka z jego klatki.
    3. Delikatnie trzymając szczeniaka, zmierz odległość od ucha do ucha (odległość wewnątrzsłuchowa, IAD) i zapisuj wartość w milimetrach.
    4. Powtarzaj IAD codziennie od P1 do P15 i rysuj wartości na wykresie. Śledzić seryjnie IAD i ponownie mierzyć w P21 przy przenoszeniu młodych do nowych klatek fizycznie oddzielonych od matki (co jest standardowym czasem odstawiania szczeniąt). Powtarzaj IAD co 5 dni, zaczynając od P25 do P60.
  2. Pomiar ciśnienia otwierającego w celu potwierdzenia podwyższonego ciśnienia wewnątrzczaszkowego
    1. Niech zamaskowany obserwator wyprowadzi szczeniaka z jego klatki.
    2. Znieczulony podawaj 75-100 mg/kg dootrzewnowej (IP) ketaminy oraz 5-10 mg/kg IP ksylazyny w przygotowaniu do eutanazji.
    3. Sprawdź głębokość znieczulenia, ściskając łapę i potwierdzając brak uszczypnięcia/odruchu pedałowego.
    4. Włóż małą igłę (31 G) połączoną z manometrem do przestrzeni rdzenia mózgowo-rdzeniowego połączenia szyjnego.
    5. Zapisz ciśnienie początkowe na manometrze.
    6. Wyjmij igłę i odetnij szczura ostrymi nożyczkami, a następnie przystąpi do zbierania tkanek.
  3. Rezonans magnetyczny (MRI) ex vivo do oceny brzuchomegi
    1. Znieczulać 75-100 mg/kg dootrzewnowej (IP) ketaminą oraz 5-10 mg/kg IP Xylazyny w przygotowaniu do eutanazji.
    2. Sprawdź głębokość znieczulenia, ściskając łapę i potwierdzając brak uszczypnięcia/odruchu pedałowego.
    3. Przeprowadź szczury solą fizjologiczną z buforem fosforanowym (PBS), a następnie 4% paraformaldehydu (PFA), aż zostaną dobrze utrwalone.
    4. Usuń mózg i drop-fix mózgu w 4% PFA
    5. Osadz mózg w 2% agarozy w stożkowej probówce o pojemności 50 mL. Niech stoi w temperaturze pokojowej.
    6. Przenieś mózg do MRI na rezonans ex vivo .
    7. Wykonaj 11,7T MRI w następującym stylu: T2 Turbo RARE; TE/TR = 30,0/3000 ms; średnio = 2; Odstęp echa = 10 000 ms; Współczynnik RARE = 8; liczba przekrojów = 30; grubość plastra = 1 mm; rozmiar obrazu = 128 x 128; FOV = 28 mm x 28 mm; rozdzielczość przekroju = 0,219 x 0,219 mm2; FA = 90,0°.
      UWAGA: Chociaż obrazowanie MRI dostarcza dowodów na pomyślne modelowanie PHHP, nie jest wymagane skanowanie wszystkich mózgów w danej kohorcie, aby potwierdzić PHHP. Pomiar IAM i ICP wystarcza do weryfikacji, jak opisano powyżej. Ostatecznie zdolność badacza do wykonania rezonansu in vivo lub ex vivo będzie zależała od różnych czynników, takich jak dostęp do sondaru MRI, środki finansowe oraz umiejętności techniczne. Ten krok jest szczególnie przydatny do walidacji przy nowo wdrażaniu modelu PHHP. Ważne jest, aby zauważyć, że w przypadku braku udokumentowanych oznak zwiększonego ciśnienia wewnątrzczaszkowego, takich jak podwyższone ciśnienie otwierające, pojedyncze wyniki wentrikulomegalii na obrazowaniu MRI nie oznaczają wodogłowia.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Według tego modelu wodogłowie rozwija się w dniach i tygodniach po wstrzyknięciu zlikwidowanych czerwonych krwinek. Przedstawienie typowego eksperymentalnego projektu i postępu wodogłowia przedstawiono na Rysunku 1. Oceniliśmy 5-6 zwierząt pozorowanych oraz 6-8 zwierząt z PHHP w każdej grupie. Jako młodociane szczury z PHHP wykazywały makrocefalię (Rysunek 2), podwyższone ciśnienie wewnątrzczaszkowe (Rysunek 3) oraz brzuchomomegalię...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Protokół ten indukcji PHHP pozwala na rygorystyczne, mierzalne i klinicznie przetłumaczalne pomiary wyników struktury i funkcji mózgu, w połączeniu z fenotypowymi cechami wodogłowia, w tym przewlekłym podwyższeniem ICP, brzusznej omaki i makrocefalii, od urodzenia do dorosłości4. Badania biochemiczne, histologiczne i funkcjonalne mogą być wykorzystywane do oceny stanu splotu naczyniówki, epipensmy i układu glymfatycznego, a także istoty szarej i białej19. Dodatkowo model te...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają żadnych konfliktów interesów do ujawnienia.

Podziękowania

Autorzy są wdzięczni za finansowanie zapewnione przez National Institutes of Health (R01HL139492), Congressionally Directed Medical Research Program (W81XWH1810166, W81XWH1810167, W81XWH2210461 i W81XWH2210462), Stowarzyszenie Wodogłowia oraz Rudi Schulte Research Institute.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
70% etanol i bezalkohol;Pharmco 111000200Rozcieńczony do 70% 
Peeling chirurgiczny z BetadynąKardynał ZdrowiaNDC-67618-151-17
Tępe kleszczeRobozRS-8100
Bravmini Plus Bezprzewodowy Akumulator Akumulatorowy  Wahl 41590-0438
Chirurgiczne ostrza ze stali węglowej Bard-Parker371151-11
wirówka  Eppendorf5424R
Bawełniana gąbka gazowaFisherbrand22-362-178Mały, 6-calowy sterylny
Aplikatory z bawełnianymi końcówkamiFisherbrand23-400-11430 G 1
Smar do oczuOdśwież Lacri Lubri75929
Podkład grzewczy w dalekiej podczerwieniKent ScientificRT-0501 
Inkubator -  Genie Temp-Shaker 100 Przemysł naukowySI-G100
Strzykawki insulinoweBD3284380,3 cm³ 3 mm 31 G, ultrafine 
IzofluranCovettrus 11695067772 
Zastrzyk chlorowodorku ketaminyDechra 17033-101-10
KimwipesNauka KimtechBXTNI141300
LPS 011B4SigmaL2630
Rurki mikrowirówkoweThermo Fisher Scientific34532,0 mL
IgłaBD3051221 mL
IgłaBD30512825 G 5/8
Uchwyty na igłyKent Scientific Corp.INS1410912,5 CM STR
Ręczniki ORKardynał Zdrowia287000-008
Papierowa taśma miarkowaKardynał ZdrowiaSKU  
Roztwór soli fizjologicznej, 0,9%SigmaS8776
NożyczkiRobozRS-6808
SomnoSuiteKent ScientificSS6823B 
Podpaski do przygotowania sterylnego alkoholuFisherbrand06-669-62Sterylność
Rękawice chirurgiczneBiogel40870
Nożyczki chirurgiczneRobozRS-5880
Nożyczki chirurgiczneEST14002-16
StrzykawkaBD309628
T/Pompa (Pompa Terapii Cieplnej)Stryker Medical  TP700
Klipsy na naczyniaKent Scientific Corp.INS14120Ciśnienie 30 g
Zastrzyk ksylazyny Vet One NDC 13985-704-10

Bibliografia

  1. Sevensky, R., Newville, J. C., Tang, H. L., Robinson, S., Jantzie, L. L. Cumulative damage: Cell death in posthemorrhagic hydrocephalus of prematurity. Cells. 10 (8), 1911(2021).
  2. Robinson, S., Jantzie, L. L. Pathogenesis of posthemorrhagic hydrocephalus of prematurity: New horizons. Semin Perinatol. 46 (5), 151596(2022).
  3. Dewan, M. C., et al. Global hydrocephalus epidemiology and incidence: systematic review and meta-analysis. J Neurosurg. 130 (4), 1065-1079 (2018).
  4. Robinson, S. Neonatal posthemorrhagic hydrocephalus from prematurity: pathophysiology and current treatment concepts. J Neurosurg Pediatr. 9 (3), 242-258 (2012).
  5. Gigi, M., Roth, J., Eshel, R., Constantini, S., Bassan, H. Health-related quality of life after post-haemorrhagic hydrocephalus in children born preterm. Dev Med Child Neurol. 61 (3), 343-349 (2019).
  6. Muir, R. T., Wang, S., Warf, B. C. Global surgery for pediatric hydrocephalus in the developing world: a review of the history, challenges, and future directions. Neurosurg Focus. 41 (5), E11(2016).
  7. Kulkarni, A. V., et al. Endoscopic third ventriculostomy and choroid plexus cauterization in infant hydrocephalus: a prospective study by the Hydrocephalus Clinical Research Network. J Neurosurg Pediatr. 21 (3), 214-223 (2018).
  8. Riva-Cambrin, J., et al. Risk factors for shunt malfunction in pediatric hydrocephalus: a multicenter prospective cohort study. J Neurosurg Pediatr. 17 (4), 382-390 (2016).
  9. Agajany, N., et al. The impact of neonatal posthemorrhagic hydrocephalus of prematurity on family function at preschool age. Early Hum Dev. 137, 104827(2019).
  10. Berry, J. G., et al. Characteristics of hospitalizations for patients who use a structured clinical care program for children with medical complexity. J Pediatr. 159 (2), 284-290 (2011).
  11. Berry, J. G., et al. Hospital utilization and characteristics of patients experiencing recurrent readmissions within children's hospitals. JAMA. 305 (7), 682-690 (2011).
  12. Berry, J. G., et al. Trends in resource utilization by children with neurological impairment in the United States inpatient health care system: a repeat cross-sectional study. PLoS Med. 9 (1), e1001158(2012).
  13. Drake, J. M., et al. Randomized trial of cerebrospinal fluid shunt valve design in pediatric hydrocephalus. Neurosurgery. 43 (2), discussion 303-295 294-303 (1998).
  14. Simon, T. D., et al. Cerebrospinal fluid shunt infection: Emerging paradigms in pathogenesis that affect `prevention and treatment. J Pediatr. 206, 13-19 (2019).
  15. Simon, T. D., et al. Hospital care for children with hydrocephalus in the United States: utilization, charges, comorbidities, and deaths. J Neurosurg Pediatr. 1 (2), 131-137 (2008).
  16. Riva-Cambrin, J., et al. Predictors of success for combined endoscopic third ventriculostomy and choroid plexus cauterization in a North American setting: a Hydrocephalus Clinical Research Network study. J Neurosurg Pediatr. 24 (2), 128-138 (2019).
  17. Emmert, A. S., et al. Characterization of a novel rat model of X-linked hydrocephalus by CRISPR-mediated mutation in L1cam. J Neurosurg. 132 (3), 945-958 (2019).
  18. Strahle, J. M., et al. Role of hemoglobin and iron in hydrocephalus after neonatal intraventricular hemorrhage. Neurosurgery. 75 (6), discussion 706 696-705 (2014).
  19. Robinson, S., et al. Extended combined neonatal treatment with erythropoietin plus melatonin prevents posthemorrhagic hydrocephalus of prematurity in rats. Front Cell Neurosci. 12, 322(2018).
  20. Yung, Y. C., et al. Lysophosphatidic acid signaling may initiate fetal hydrocephalus. Sci Transl Med. 3 (99), 99ra87(2011).
  21. Moscuzza, F., et al. Correlation between placental histopathology and fetal/neonatal outcome: chorioamnionitis and funisitis are associated to intraventricular haemorrage and retinopathy of prematurity in preterm newborns. Gynecol Endocrinol. 27 (5), 319-323 (2011).
  22. Salas, A. A., et al. Histological characteristics of the fetal inflammatory response associated with neurodevelopmental impairment and death in extremely preterm infants. J Pediatr. 163 (3), e651-652 652-657 (2013).
  23. Arayici, S., et al. The effect of histological chorioamnionitis on the short-term outcome of preterm infants ≤32 weeks: a single-center study. J Matern Fetal Neonatal Med. 27 (11), 1129-1133 (2014).
  24. Shankaran, S., et al. Maternal race, demography, and health care disparities impact risk for intraventricular hemorrhage in preterm neonates. J Pediatr. 164 (5), 1005-1011.e3 (2014).
  25. Lu, H., Wang, Q., Lu, J., Zhang, Q., Kumar, P. Risk factors for intraventricular hemorrhage in preterm infants born at 34 weeks of gestation or less following preterm premature rupture of membranes. J Stroke Cerebrovasc Dis. 25 (4), 807-812 (2016).
  26. Stark, M. J., Hodyl, N. A., Belegar, V. K., Andersen, C. C. Intrauterine inflammation, cerebral oxygen consumption and susceptibility to early brain injury in very preterm newborns. Arch Dis Child Fetal Neonatal Ed. 101 (2), F137-F142 (2016).
  27. Lee, J., et al. A new anti-microbial combination prolongs the latency period, reduces acute histologic chorioamnionitis as well as funisitis, and improves neonatal outcomes in preterm PROM. J Matern Fetal Neonatal Med. 29 (5), 707-720 (2016).
  28. Edwards, J. M., Edwards, L. E., Swamy, G. K., Grotegut, C. A. Magnesium sulfate for neuroprotection in the setting of chorioamnionitis. J Matern Fetal Neonatal Med. 31 (9), 1156-1160 (2018).
  29. Alan, N., et al. Reduced ventricular shunt rate in very preterm infants with severe intraventricular hemorrhage: an institutional experience. J Neurosurg Pediatr. 10 (5), 357-364 (2012).
  30. Karimy, J. K., et al. Inflammation-dependent cerebrospinal fluid hypersecretion by the choroid plexus epithelium in posthemorrhagic hydrocephalus. Nat Med. 23 (8), 997-1003 (2017).
  31. Wessell, A. P., et al. A sustained systemic inflammatory response syndrome is associated with shunt-dependent hydrocephalus after aneurysmal subarachnoid hemorrhage. J Neurosurg. 130 (6), 1984-1991 (2018).
  32. Abdi, K., et al. Uncovering inherent cellular plasticity of multiciliated ependyma leading to ventricular wall transformation and hydrocephalus. Nat Commun. 9 (1), 1655(2018).
  33. Goulding, D. S., et al. Neonatal hydrocephalus leads to white matter neuroinflammation and injury in the corpus callosum of Ccdc39 hydrocephalic mice. J Neurosurg Pediatr. 25 (5), 476-483 (2020).
  34. Hussain, R., et al. Potentiating glymphatic drainage minimizes post-traumatic cerebral oedema. Nature. 623 (7989), 992-1000 (2023).
  35. Cai, Y., et al. The relationship between inflammation, impaired glymphatic system, and neurodegenerative disorders: A vicious cycle. Neurobiol Dis. 192, 106426(2024).
  36. Mogensen, F. L., Delle, C., Nedergaard, M. The glymphatic system (en)during inflammation. Int J Mol Sci. 22 (14), 7491(2021).
  37. Jantzie, L. L., Winer, J. L., Maxwell, J. R., Chan, L. A., Robinson, S. Modeling encephalopathy of prematurity using prenatal hypoxia-ischemia with intra-amniotic lipopolysaccharide in rats. J Vis Exp. (105), e53196(2015).
  38. Kitase, Y., et al. Chorioamnionitis disrupts erythropoietin and melatonin homeostasis through the placental-fetal-brain axis during critical developmental periods. Front Physiol. 14, 1201699(2023).
  39. Maxwell, J. R., Denson, J. L., Joste, N. E., Robinson, S., Jantzie, L. L. Combined in utero hypoxia-ischemia and lipopolysaccharide administration in rats induces chorioamnionitis and a fetal inflammatory response syndrome. Placenta. 36 (12), 1378-1384 (2015).
  40. Ozen, M., et al. Chorioamnionitis precipitates perinatal alterations of heme-oxygenase-1 (HO-1) homeostasis in the developing rat brain. Int J Mol Sci. 22 (11), 5773(2021).
  41. Yellowhair, T. R., et al. CXCR2 blockade mitigates neural cell injury following preclinical chorioamnionitis. Front Physiol. 10, 324(2019).
  42. Yellowhair, T. R., et al. Chorioamnionitis in rats precipitates extended postnatal inflammatory lymphocyte hyperreactivity. Dev Neurosci. , 1-11 (2019).
  43. Yellowhair, T. R., et al. Preclinical chorioamnionitis dysregulates CXCL1/CXCR2 signaling throughout the placental-fetal-brain axis. Exp Neurol. 301 (Pt B), 110-119 (2018).
  44. Jantzie, L. L., et al. Complex pattern of interaction between in utero hypoxia-ischemia and intra-amniotic inflammation disrupts brain development and motor function. J Neuroinflammation. 11, 131(2014).
  45. Jantzie, L. L., et al. Repetitive neonatal erythropoietin and melatonin combinatorial treatment provides sustained repair of functional deficits in a rat model of cerebral palsy. Front Neurol. , 233(2018).
  46. Maxwell, J. R., et al. Prenatal alcohol exposure and chorioamnionitis results in microstructural brain injury in a preclinical investigation. Ann Pediatr Res. 4 (1), 1031(2020).
  47. Karimy, J. K., et al. Outcomes of the 2019 hydrocephalus association workshop, "Driving common pathways: extending insights from posthemorrhagic hydrocephalus". Fluids Barriers CNS. 20 (1), 4(2023).
  48. Jakopin, N. E., et al. Establishing ranked priorities for future hydrocephalus research. J Neurosurg. 139 (2), 492-501 (2022).
  49. Koschnitzky, J. E., et al. Opportunities in posthemorrhagic hydrocephalus research: outcomes of the Hydrocephalus Association Posthemorrhagic Hydrocephalus Workshop. Fluids Barriers CNS. 15 (1), 11(2018).
  50. Strahle, J., et al. Mechanisms of hydrocephalus after neonatal and adult intraventricular hemorrhage. Transl Stroke Res. 3 (Suppl 1), 25-38 (2012).
  51. Segado-Arenas, A., et al. Cognitive impairment and brain and peripheral alterations in a murine model of intraventricular hemorrhage in the preterm newborn. Mol Neurobiol. 55 (6), 4896-4910 (2018).
  52. Li, Q., et al. Targeting germinal matrix hemorrhage-induced overexpression of sodium-coupled bicarbonate exchanger reduces posthemorrhagic hydrocephalus formation in neonatal rats. J Am Heart Assoc. 7 (3), e007192(2018).
  53. Gaisie, G., Roberts, M. S., Bouldin, T. W., Scatliff, J. H. The echogenic ependymal wall in intraventricular hemorrhage: sonographic-pathologic correlation. Pediatr Radiol. 20 (5), 297-300 (1990).
  54. Mohammad, K., et al. Consensus approach for standardizing the screening and classification of preterm brain injury diagnosed with cranial ultrasound: A Canadian perspective. Front Pediatr. 618236, (2021).
  55. Gao, C., et al. Role of red blood cell lysis and iron in hydrocephalus after intraventricular hemorrhage. J Cereb Blood Flow Metab. 34 (6), 1070-1075 (2014).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Krwotok domózgowyprzedwczesne uszkodzenie mózgumodel szczurzychorioamnionitispłyn mózgowo-rdzeniowyciśnienie wewnątrzczaszkowewentrykulomegaliaobrazowanie metodą rezonansu magnetycznegolizowane erytrocyty
Modelowanie pokrwaconego wodogłowia przedwczesnego u szczurów
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.