Przedstawiamy protokół do używania drukowanych w 3D uchwytów do mocowania rdzeni przyrostowych w terenie, bez konieczności rozpakowywania i przyklejania ich do drewnianych mocowań. Nowy uchwyt GSC umożliwia umieszczenie rdzeni w mikrotomie rdzeniowym w celu przecięcia ich powierzchni i bezpośredniego przeniesienia ich do cyfrowego przechwytywania obrazu.
Artykuł metodologiczny
Nowy przepływ pracy dla próbkowania i digitalizacji rdzeni przyrostowych
W tym artykule
Podsumowanie
Streszczenie
Tutaj prezentujemy nowy przepływ pracy od pobierania rdzeni przyrostowych w terenie, przechowywania i transportu do laboratorium, do digitalizacji ich słojów drzew w celu dalszych analiz dla kolejnych analiz dendroekologicznych. Procedura polega na zastosowaniu nowych nośników próbek dla rdzeni inkrementacyjnych. Te nowe uchwyty Gärtner Schneider Core (GSC) zostały zaprojektowane przy użyciu oprogramowania do modelowania trójwymiarowego (3D), a następnie wydrukowane na drukarce 3D. Korzystając z tych mocowań od samego początku w terenie, rdzenie mogą być cięte bezpośrednio za pomocą mikrotomu rdzeniowego, a ich powierzchnia może być następnie digitalizowana bez dalszego przegrupowywania za pomocą nowego systemu przechwytywania obrazu o wysokiej rozdzielczości. Dzięki temu są one dostępne do bezpośredniej analizy. System ten umożliwia digitalizację słojów drzew z rdzeni i dysków, a także wykonywanie zdjęć z długich mikro przekrojów (do 40 cm) przy użyciu światła przechodzącego. Cecha ta jest szczególnie interesująca dla zastosowań dendroekologicznych i geomorficznych w celu identyfikacji początku jakichkolwiek zakłóceń w mikrosekcjach przeciętych mikrotomem rdzeniowym.
Wprowadzenie
Zasada datowania słojów drzew za pomocą techniki datowania krzyżowego została po raz pierwszy wprowadzona przez austriackiego leśnika Arthura Freiherra von Seckendorffa-Gudenta w 1881 roku1. W pierwszej połowie XX wieku technika ta została ponownie wynaleziona przez "ojca dendrochronologii" Andrew Ellicotta Douglassa, który intensywnie stosował ją w datowaniu stanowisk archeologicznych i żywych drzew2.
Obecnie dendroekologia, temat badawczy pełniący rolę swego rodzaju ramy środowiskowej dendrochronologii, definiowana jest jako badanie słojów drzew i ich nieodłącznych zmian wzrostu spowodowanych ekologicznymi i środowiskowymi zmianami w czasie3. W badaniach dendroekologicznych wiele innych cech niż zmiany szerokości pierścienia, takich jak stabilne izotopy, późna gęstość drewna lub charakterystyka komórek w pojedynczych słojach, jest wykorzystywanych do korelacji tych danych z parametrami środowiskowymi, aby lepiej zrozumieć wpływ warunków środowiskowych na wzrost drzew w czasie4. Dzięki ciągłej integracji badań anatomicznych drewna z badaniami dendroekologicznymi, badania nad dendroekologią rozwinęły się w ciągu ostatniej dekady i bardziej niż kiedykolwiek stanowią podstawę w rekonstrukcji dawnych warunków klimatycznych5,6,7,8.
Chociaż postęp techniczny w zakresie przygotowania i analizy próbek, zwłaszcza w dziedzinie anatomii drewna, był silny w ciągu ostatniej dekady9,10,11,12,13,14, nie było prawie żadnego postępu w kwestii uproszczenia technik próbkowania15. Pomimo, że np. technologia fal akustycznych16, do dnia dzisiejszego nie ma niezawodnej "nieniszczącej" metody wydobywania cech słojów z drzew.
W związku z tym, wszystkie badania związane z słojami drzew nadal opierają się na próbkach drewna pobranych z drzew lub krzewów w interesujących miejscach. W przypadku skupiania się na drzewach, standardową procedurą jest pobieranie przyrostowych rdzeni z pni15.
Pobieranie rdzeni za pomocą rdzeni przyrostowych jest często wyrażane jako technika "nieniszcząca"17. W porównaniu z pobieraniem dysków z łodyg jest to poprawne; Niemniej jednak ta technika próbkowania powoduje powstanie otworu w trzpieniu o średnicy około 1 cm, w większości sięgającego poza rdzeń trzpienia3. Drzewo jest w stanie samodzielnie zamknąć tę ranę, ale proces ten powoduje reakcje wzrostu, zmianę wspólnej struktury w bliskim sąsiedztwie rany, a także mniej lub bardziej intensywne przebarwienia istniejącego drewna wokół dołka z powodu chorób grzybiczych18,19. Dlatego lepiej nazywać go "minimalnie inwazyjnym" niż "nieniszczącym".
Technika pobierania rdzeni przyrostowych rozwinęła się ostatnio dzięki możliwości korzystania z mechanicznych wierteł, co skutkuje wyższą jakością próbek, szczególnie do analiz anatomicznych drewna15. Ta procedura pozwala również zaoszczędzić dużo czasu w terenie w porównaniu z ręcznym wierceniem. To, co pozostało niezmienne, to procedura obchodzenia się z rdzeniami, począwszy od ekstrakcji z drzewa, po etykietowanie, przechowywanie do transportu i przygotowanie ich w laboratorium do różnych możliwych technik analizy.
Rdzenie nadal muszą być pakowane w stabilne pojemniki, takie jak słomki wykonane z tworzywa sztucznego lub papieru, aby zapobiec ich uszkodzeniu podczas transportu. Etykietowanie rdzeni odbywa się bezpośrednio na rdzeniu za pomocą miękkich ołówków lub (częściej) na zewnątrz każdej słomki. W przypadku korzystania z plastikowych pojemników rdzenie należy wyjąć po krótkim czasie, aby uniknąć rozprzestrzeniania się grzybów. Tak więc rdzenie należy ponownie wyjąć z pojemników. Aby ustabilizować rdzenie i zapobiec ich wyginaniu się, gdy zaczną schnąć, rdzenie należy zamocować na uchwycie. Pomaga to również w późniejszym przygotowaniu powierzchni do dalszych analiz. W tym celu należy również przenieść etykiety do odpowiednich mocowań. Standardową procedurą jest przyklejenie rdzeni do drewnianych mocowań lub przymocowanie ich taśmą w progach tektury falistej. Klejenie ich na drewnianych uchwytach jest najczęściej stosowaną techniką. Chociaż ta procedura jest idealna do stabilizacji i szlifowania lub cięcia rdzeni, ma kilka wad dotyczących potencjalnych analiz chemicznych, izotopowych, a nawet anatomicznych drewna. Kolejną wadą, pomimo wymaganego czasu, jest podatne na błędy przenoszenie etykiet dla każdego rdzenia na nowe mocowania.
W dendrochronologii, pomiary szerokości pierścienia jako podstawa do dokładnego datowania są podstawą wszystkich badań dendroekologicznych20. Chociaż wiele laboratoriów nadal polega na ręcznych pomiarach przy użyciu tabel pomiarowych, np. Lintab21 z dołączonymi lornetkami, istnieje tendencja do używania skanerów płaskich do digitalizacji powierzchni rdzenia i mierzenia szerokości pierścienia za pomocą oprogramowania takiego jak CooRecorder22 lub WinDENDRO23. Niestety, skanery te, np. powszechnie stosowany Epson Expression 10000XL nie mają wystarczającej rozdzielczości, aby wyraźnie przedstawić struktury jako tracheidy z drewna wczesnego lub późnego (Rysunek 1). Z tego powodu uzyskane obrazy nie nadają się do rozpoznawania trudnych struktur, takich jak bardzo wąskie pierścienie lub fluktuacje gęstości, które mają kluczowe znaczenie dla dokładnej procedury datowania krzyżowego bez powrotu do oryginalnych rdzeni za pomocą lornetki24,25.
Ponieważ wysoka rozdzielczość obrazu jest niezbędnym warunkiem wstępnym dla odpowiednich analiz obrazów w nauce o słojach drzew10, w WSL (Skippy; https://www.wsl.ch/en/services-produkte/skippy/) opracowano nowy system przechwytywania obrazów, który umożliwia digitalizację słojów drzew na powierzchniach rdzenia za pomocą kamery cyfrowej, co skutkuje obrazami prezentującymi wyższą rozdzielczość niż wszystkie istniejące skanery płaskie. System ten został oparty na idei ATRICS-system26, opracowanej w 2007 roku. Ostatnio prosty, ale wydajny system przechwytywania obrazu porównywalny do Skippy został zaprezentowany jako zestaw do samodzielnego montażu27.
Digitalizacja słojów drzew, tj. przechwytywanie obrazów odbitego światła, jest ważnym krokiem w tworzeniu obrazów o wysokiej rozdzielczości rdzeni inkrementacyjnych lub dysków, aby wspierać efektywny czasowo, cyfrowy pomiar szerokości pierścienia. Opracowany w WSL system pozwala również na wykonywanie zdjęć z długich mikroprzekrojów (do 40 cm) przy użyciu światła przechodzącego. Ta dodatkowa funkcja jest na przykład interesująca dla zastosowań dendrogeomorficznych w celu identyfikacji początku reakcji drewna w mikrosekcjach.
W badaniu prezentujemy protokół ułatwiający proces obchodzenia się z rdzeniami w terenie i laboratorium. Podstawą prezentowanej nowej techniki jest uchwyt wielokrotnego użytku; nowy uchwyt GSC GärtnerSchneiderCore (GSC) zaprojektowany przy użyciu oprogramowania do modelowania 3D i wydrukowany na drukarce 3D. Uchwyt GSC pozwala na łatwe przenoszenie tulei pobranych w terenie bez konieczności ich przepakowywania lub ponownego etykietowania. Prezentujemy również nowy, wydajny system do digitalizacji przygotowanych powierzchni rdzeni. Protokół ten obejmuje całą procedurę, od pobrania rdzeni w terenie po przygotowanie próbki, digitalizację powierzchni rdzenia do późniejszych analiz i ostatecznie przechowywanie ich w archiwum.
Protokół
1. Tworzenie posiadacza GSC
- Otwórz model 3D uchwytu w programie slicer, który jest zgodny z drukarką 3D. Utwórz plik do druku, który może być odczytany przez drukarkę 3D (w tym przypadku plik "*.gcode").
UWAGA: Model 3D można zaprojektować za pomocą dowolnego oprogramowania do modelowania 3D. - Przenieś plik do druku do drukarki 3D za pomocą karty pamięci lub pamięci USB i aktywuj plik do druku na drukarce 3D.
- Jak tylko uchwyt zostanie wydrukowany, poczekaj, aż uchwyt ostygnie do temperatury pokojowej (RT). Następnie wyjmij z drukarki płytkę, do której przykleja się uchwyt i lekko ją zegnij, aż forma oddzieli się od powierzchni.
- Usuń wszystkie nadmiarowe gwinty lub nasadki z uchwytu.
UWAGA: Liczba uchwytów, które mają być drukowane jednocześnie, zależy od rozmiaru drukarki. Na drukarce 3D o wymiarze płyty 36 cm x 36 cm można wydrukować około 30 uchwytów o długości 35 cm w jednym przebiegu. Czas potrzebny na wydrukowanie 30 uchwytów zależy od urządzenia. Średnio powinno to być zrobione w około 8 godzin (drukowanie w nocy).
2. Wydobycie, stabilizacja i transport rdzeni przyrostowych w terenie
- Weź wiertarko-wkrętarkę akumulatorową wyposażoną w wzmacniacz momentu obrotowego i rdzeń przyrostowy, wybierz pozycję rdzenia i umieść rdzeń prostopadle do osi wzrostu trzpienia.
UWAGA: To samo można zrobić ręcznie za pomocą rdzenia przyrostowego bez wiertarki akumulatorowej. - Rozpocznij drążenie, aż rdzeń osiągnie co najmniej połowę średnicy łodygi. Sprawdź głębokość, jak wyjaśniono powyżej, trzymając ekstraktor (który ma taką samą długość jak rdzeń) obok rdzenia.
- W przypadku korzystania z wiertarko-wkrętarki akumulatorowej należy zdjąć wiertarkę, umieścić uchwyt na rdzeniu (co ma już miejsce w przypadku ręcznego korzystania z wiertarki z przyrostem), wziąć ekstraktor otwartą stroną skierowaną do góry i włożyć go całkowicie do rdzenia.
- Obróć rdzeń przyrostowy do tyłu (jeden pełny obrót), aby oderwać rdzeń od trzpienia. Wyjmij ekstraktor wraz z rdzeniem.
- Wyjmij rdzeń z ekstraktora. Sprawdź kierunek włókien rdzenia, aby zapewnić pionową orientację włókien podczas umieszczania rdzenia w uchwycie.
UWAGA: Kierunek włókna można sprawdzić na obu końcach rdzenia, a także z boku rdzenia. W tym celu przytrzymaj rdzeń pod światło i obracaj go, aż zobaczysz świecącą stronę. Dzieje się tak, ponieważ po tej stronie promieniste ściany komórkowe są przecięte wzdłużnie i odbijają światło inaczej niż reszta rdzenia. - Umieść rdzeń na górze uchwytu w kierunku włókna do góry. Dociśnij górną część rdzenia wszystkimi palcami, aż rdzeń wsunie się do uchwytu.
- Oznacz rdzeń z boku uchwytu za pomocą miękkiego ołówka, umożliwiając pisanie nawet na szkle.
UWAGA: Napis można później usunąć za pomocą zwykłej gumy. - Umieść uchwyt z rdzeniem w pudełku transportowym i zamknij pokrywę.
3. Przygotowanie zamontowanych rdzeni w laboratorium
- OPCJONALNIE: Osadzenie zamontowanych rdzeni w parafinie w celu ewentualnego mikroprzekroju.
- Umieść stalowe pudełko z pokrywką wyposażoną w zawór do podłączenia pompy próżniowej na płycie grzejnej, napełnij je parafiną do około 2 cm i poczekaj, aż całkowicie się rozpuści.
- Wyjmij zamontowane rdzenie ze skrzynki transportowej. Umieść uchwyty z rdzeniami tak, jak są w ciekłej parafinie i zamknij pokrywkę.
- Uruchom pompę próżniową, zastosuj stałe, lekkie podciśnienie do pojemnika i odczekaj około 2 godzin. Ze względu na otwartą strukturę uchwytu, parafina może przenikać do rdzeni bez dodatkowych barier.
- Zatrzymaj pompę próżniową i otwórz pokrywę. Wyjmij uchwyty z rdzeniami, umieść je na siatce i pozwól im ostygnąć.
- W razie potrzeby usuń nadmiar parafiny z boków uchwytu.
- Przygotowanie powierzchni rdzenia
- Zamontowane rdzenie należy wyjąć ze skrzyni transportowej lub kąpieli parafinowej. Umieścić uchwyt z rdzeniem tak, jak znajduje się w uchwycie na próbkę mikrotomu rdzeniowego. Upewnij się, że rdzeń jest ustawiony w taki sposób, aby późne drewno pierścieni było skierowane w stronę ostrza.
- Dokręć uchwytu próbki, aż uchwyt rdzenia będzie całkowicie bezpieczny.
- Podnieś uchwyt próbki, aż rdzeń lekko dotknie ostrza. Przeciągnij ostrze przez cały zakres rdzenia, aby odciąć pierwszą część góry.
- Wepchnij nóż za rdzeń, podnieś uchwyt próbki o kilka mikronów i powtarzaj procedurę, aż do uzyskania płaskiej powierzchni o szerokości co najmniej 2-3 mm.
- Jak tylko powierzchnia zostanie przycięta zgodnie z przeznaczeniem, wyjmij uchwyt rdzenia z uchwytu na próbkę mikrotomu.
UWAGA: Zaleca się cięcie rdzeni za pomocą mikrotomu rdzeniowego i nie szlifowanie ich, ponieważ powierzchnia jest czystsza i prosta, a komórki nie są wypełnione kurzem.
4. Digitalizacja powierzchni rdzenia
- Umieść uchwyt rdzenia z gładką powierzchnią rdzenia na stole systemu do przechwytywania obrazu, tak jak pokazano tutaj system WSL-Skippy.
- Upewnij się, że uchwyt rdzenia jest wyrównany z kierunkiem ruchu stołu lub kamery.
- Ustaw stół z uchwytem rdzenia pod kamerą tak, aby najbardziej zewnętrzny pierścień znajdował się na środku view poniżej obiektywu kamery.
- Umieść skalę obok początku rdzenia i zrób zdjęcie w celu kalibracji.
UWAGA: Należy to zrobić tylko raz, gdy wykonujesz obrazy wielu rdzeni po kolei. - Zdefiniuj długość rdzenia w oprogramowaniu i rozpocznij proces przechwytywania obrazu. Po wykonaniu ostatniego zdjęcia stół wraca do pozycji wyjściowej.
- Wyjmij próbkę ze stołu, umieść następny uchwyt pod kamerą i powtórz procedurę opisaną wcześniej, określając długość rdzenia, aż wszystkie rdzenie zostaną sfotografowane.
- Użyj (pozbawionego zniekształceń) oprogramowania do zszywania, np. PTGui, aby połączyć pojedyncze obrazy w jeden ostateczny obraz powierzchni rdzenia.
5. Przechowywanie rdzeni
- Weź analizowane rdzenie do uchwytu i umieść je w przenośnym stojaku do przechowywania wydrukowanym za pomocą drukarki 3D.
- Oznacz stojak, aby zidentyfikować rdzenie z zewnątrz.
- Przechowuj stojak na półce lub innym dostępnym archiwum.
Wyniki
Uchwyt GSC
Podstawowe uchwyty są (domyślnie) drukowane na długość 35 cm, co odpowiada niemal maksymalnemu rozmiarowi wydruku użytej drukarki 3D (Original Prusa XL, objętość robocza 36 cm × 36 cm × 36 cm). W przypadku zastosowania dłuższych rdzeni, uchwyt można wydłużyć za pomocą dodatkowych elementów, łącząc je małymi łącznikami poprzez wgłębienia znajdujące się na obu końcach wszystkich uchwytów (Rysunek 2A).
Podczas prac terenowych czas potrzebny na przechowywanie rdzeni bezpośrednio w uchwycie jest porównywalny z ich zwykłym umieszczeniem w słomce lub innym materiale opakowaniowym. Chociaż przed wciśnięciem rdzenia do uchwytu należy uwzględnić kierunek włókien każdego z nich (Rycina 2), dodatkowy czas ten wynosi zaledwie kilka sekund i można go skrócić, korzystając z soczewki. W naszym doświadczeniu dodatkowy czas (jeśli w ogóle jest wymagany) sumuje się do około 1 min dla 10 rdzeni. Ten minimalny dodatkowy czas dotyczy również rdzeni uszkodzonych. Zamiast wkładać fragmenty uszkodzonych rdzeni pojedynczo do słomki, fragmenty te są po prostu umieszczane w uchwycie jeden po drugim i wciskane.
Aby zagwarantować bezpieczny transport rdzeni w terenie oraz do laboratorium, zaprojektowaliśmy i wydrukowaliśmy specjalny pojemnik transportowy dla uchwytów zawierających rdzenie (Rysunek 3). Uchwyty można po prostu umieścić w pojemniku, gdzie są one stabilizowane przez niewielkie wypustki, które dokładnie pasują do wgłębień na obu końcach uchwytów. Pojemnik można następnie zamknąć pokrywą, którą wsuwa się w bocznych rowkach obudowy.
Rzeczywista przewaga nowego uchwytu staje się widoczna w warunkach laboratoryjnych. Zamiast wyjmować rdzenie ze słomki (lub innych pojemników), przygotowywać drewniane podstawki z klejem, mocować rdzenie na podstawce, przenosić etykietę na nową podstawkę i czekać co najmniej kilka godzin, aż klej wyschnie i ustabilizuje się przed dalszą obróbką, rdzenie w uchwycie można bezpośrednio (i) zamocować w mikrotomie do rdzeni w celu uzyskania płaskiej powierzchni lub (ii) szlifować bezpośrednio szlifierką bez konieczności przeprowadzania dalszych procesów przygotowawczych. Wyeliminowanie konieczności przenoszenia etykiet na nowe podstawki pozwala przede wszystkim uniknąć możliwych błędów w transmisji danych.
Ponieważ uchwyty mogą być projektowane dla dowolnej średnicy rdzenia, nie ma znaczenia, czy są one potrzebne dla „standardowych” rdzeni o średnicy 5 mm, czy rdzeni 10 mm lub 12 mm, pobieranych np. do analiz izotopowych lub innych analiz chemicznych.
W kontekście analiz izotopowych lub chemicznych, zaletą uchwytu jest to, że rdzenie są unieruchomione bez konieczności stosowania kleju lub medium utrwalającego. Dzięki temu rdzenie nie ulegają zanieczyszczeniu i mogą zostać łatwo usunięte z uchwytu w celu przeprowadzenia bardziej szczegółowych analiz. Ponadto, w przypadku analiz anatomicznych drewna, możliwość łatwego wyjęcia rdzeni z uchwytu umożliwia prostą manipulację nimi podczas przygotowywania mikroprzekrojów.
Opcjonalna możliwość zatopienia rdzeni w uchwycie pozwala na stabilizację delikatnych struktur, ponieważ komórki z cienkimi ścianami mają tendencję do pękania podczas cięcia. Stabilizacja rdzenia poprzez jego zatopienie w parafinie jest w wielu przypadkach bardziej efektywna niż samo dodanie roztworu skrobi kukurydzianej.
Kolejną zaletą jest sytuacja, gdy rdzenie muszą zostać zarchiwizowane do późniejszych inspekcji lub ponownych analiz. Uchwyty można umieścić w specjalnie zaprojektowanych statywach (Rycina 4), które mogą zostać wydrukowane na drukarce 3D, podobnie jak pudełko transportowe. Uchwyty GSC z rdzeniami umieszcza się w statywie w niezmienionej formie, po czym można je przechowywać w dowolnym miejscu. Szerokość statywu, czyli liczba rdzeni, które mogą zostać w nim zamocowane, zależy od dostępnej przestrzeni na półce lub w magazynie. Modele statywów można dostosować do dowolnych specyficznych potrzeb i odpowiednio wydrukować.
Digitalizacja powierzchni rdzeni lub dysków
Systemy przechwytywania obrazu, opracowane w WSL (Rycina 5), umożliwiają digitalizację słojów drzew (zautomatyzowane przechwytywanie obrazu) w celu stworzenia wysokorozdzielczych obrazów rdzeni przyrostowych lub dysków, co pozwala na efektywne czasowo, cyfrowe pomiary szerokości słojów. System składa się z płyty zamocowanej na gwintowanej śrubie, która przesuwa próbkę pod obiektywem (Sony FE 90 mm f/2.8 Macro) aparatu 61 MP (Sony Alpha 7R IV) w zdefiniowanych krokach od 0,1 do 1 cm. Zdjęcia są wykonywane przy użyciu systemu autofokusu aparatu, aby zagwarantować ostrość pojedynczych obrazów. Rozdzielczość aparatu pozwala na uzyskanie rzeczywistej rozdzielczości każdego obrazu na poziomie 6500 dpi, co zostało sprawdzone przy użyciu celu rozdzielczego SilverFast (USAF 1951). Może wydawać się to wartością niską w porównaniu z oficjalną rozdzielczością skanera płaskiego o określonej rozdzielczości 4800 dpi. Jednak podczas testowania obrazów tego samego celu wykonanych skanerem Epson XL przy rozdzielczości 4800 dpi, uzyskane obrazy wykazały rozdzielczość rzeczywistą wynoszącą zaledwie 1825 dpi (Rycina 6). Wysoka rozdzielczość obrazów umożliwia wyraźny wgląd w pojedyncze komórki, a tym samym precyzyjne wyznaczenie granic słojów zarejestrowanych na zdjęciach (Rycina 7). Jeśli powierzchnia wykorzystanych rdzeni lub dysków jest odpowiednio przygotowana, nie ma potrzeby ponownego analizowania oryginalnej próbki w celu sprawdzenia struktury. Po połączeniu pojedynczych obrazów, uzyskane obrazy rdzeni mogą być analizowane przy użyciu preferowanego oprogramowania analitycznego.
System rejestracji obrazu umożliwia również wykonywanie zdjęć mikroprzekrojów o długości do 40 cm przy użyciu światła przechodzącego. Funkcja ta jest przydatna np. w zastosowaniach dendrogeomorfologicznych do identyfikacji początku tworzenia drewna reakcyjnego lub innych specyficznych cech w mikroprzekrojach całych rdzeni drzew (Rysunek 8).
Rysunek 1: Obrazy skanów Larix decidua Mill. Słoje drzewa zeskanowane z różnymi rozdzielczościami przy użyciu skanera płaskiego. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.
Rycina 2: Schematyczny widok uchwytu GSC. (A) Otwory na obu końcach uchwytu umożliwiają połączenie dwóch uchwytów za pomocą małego pręta w celu unieruchomienia dłuższych rdzeni. Zielone strzałki wskazują kierunek nacisku, gdy uchwyt jest zamocowany w mikrotomie do rdzeni. Po lewej: białe strzałki wskazują otwory umożliwiające cyrkulację powietrza lub cieczy (do zatapiania). Po prawej: uchwyt GSC z wciśniętym rdzeniem. (B) Kierunek włókien rdzenia musi być pionowy. (C) Biała linia wskazuje powierzchnię cięcia rdzenia. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.
Rysunek 3: Pojemnik transportowy do przechowywania i transportu uchwytu GSC z rdzeniami w terenie. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.
Rycina 4: Ramki do przechowywania uchwytów GSC w celu ich końcowego zarchiwizowania. Ramki można układać w stosy, aby zaoszczędzić miejsce. Kliknij tutaj, aby wyświetlić większą wersję tej ryciny.
Rysunek 5: System rejestrowania obrazu opracowany w WSL. Aby zobaczyć powiększoną wersję tego rysunku, kliknij tutaj.
Rycina 6: Porównanie rozdzielczości obrazu między skanerem płaskim a systemem akwizycji obrazu. (A) Wzorzec rozdzielczości SilverFast (USAF 1951). (B) Obraz zeskanowany skanerem płaskim o określonej rozdzielczości 4800 dpi (interpolowanej) wraz z odpowiednimi powiększeniami fragmentów poniżej. (C) Obraz wykonany za pomocą systemu akwizycji obrazu wraz z odpowiednimi powiększeniami fragmentów poniżej. Kliknij tutaj, aby wyświetlić większą wersję tej ryciny.
Rysunek 7: Obraz złożony rdzenia przyrostowego Larix decidua Mill. (górny obraz) oraz odpowiadające mu powiększenia poszczególnych sekcji poniżej. Pojedyncze obrazy tworzące kompozycję zostały wykonane za pomocą systemu akwizycji obrazu. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.
Rycina 8: Obraz złożony mikrosekcji całego rdzenia przyrostowego (Larix decidua Mill.) oraz odpowiedniego powiększenia sekcji. Pojedyncze obrazy do kompozycji zostały wykonane za pomocą systemu obrazowania (światło przechodzące). Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.
Dyskusja
Włączenie anatomii drewna do badań dendroekologicznych otworzyło te badania na nowe i pogłębione analizy przeszłych warunków środowiskowych 28,29,30. Te nowe techniki zintensyfikowały również wysiłki analityczne, tj. czas laboratoryjny potrzebny do wygenerowania interesujących danych. Podjęto liczne próby optymalizacji pracy laboratoryjnej i skrócenia czasu potrzebnego w laboratorium w zakresie technik anatomicznych drewna 9,12,13,15,30. Nie podjęto jednak prawie żadnych wysiłków, aby ułatwić powszechną procedurę obsługi, przygotowania i przechowywania rdzeni pobranych do tych badań.
Druk 3D daje w tym zakresie nowe możliwości9. Nowy, wydrukowany w 3D uchwyt rdzenia jest pierwszą próbą uproszczenia całej procedury, dzięki czemu jest ona mniej czasochłonna, a tym samym bardziej wydajna.
Podczas gdy rdzenie przechowywane w plastikowych słomkach31, 32 lub porównywalnych pojemnikach muszą zostać wyjęte, aby zapobiec rozwojowi grzybów na zewnątrz (a wkrótce także wewnątrz) rdzenia, rdzenie zamocowane w uchwytach SGR mogą pozostać bez zmian. Do tego momentu jest to porównywalne do przechowywania ich w papierowych słomkach33.
Zaleta staje się oczywista, gdy tylko cała procedura (i) wyjmowania rdzeni ze słomki (lub innego pojemnika), (ii) przyklejania ich do drewnianych uchwytów lub mocowania ich na innych przedmiotach jako podpór kablowych, oraz (iii) potencjalnie podatnego na błędy procesu przenoszenia odpowiedniego kodu używanego dla każdego rdzenia, ponieważ był on prawie standardem od dziesięcioleci34. staje się niepotrzebny.
Otwarta struktura uchwytu GSC pozwala na przechowywanie rdzeni bez ryzyka zagrzybienia, jak miałoby to miejsce w przypadku przechowywania w plastikowym pojemniku. Jak opisano powyżej, uchwyt umożliwia również zatopienie w parafinie w celu ustabilizowania struktury. Niemniej jednak to "proste" zatapianie nie może być porównywane z powszechnymi procedurami zatapiania przy użyciu kaset do zatapiania próbki w bloku parafinowym, jak to ma miejsce w przypadku mikrordzeni35. Prosta technika jest raczej porównywalna do stosowania skrobi kukurydzianej podczas cięcia mikrosekcji36. Lepiej ustabilizuje komórki i zapobiegnie ich pękaniu podczas procedury cięcia, ale jest bardziej czasochłonne niż zwykłe dodanie skrobi kukurydzianej. Ta forma osadzania nie ustabilizuje całego rdzenia tak, jakby był osadzony w bloku. Jeśli rdzeń zostanie złamany, sekcje również się złamią. Ponieważ uchwyt GSC mieści się w mikrotomie rdzeniowym37, przygotowanie powierzchni do późniejszego procesu digitalizacji zajmuje tylko kilka minut.
W procesie digitalizacji słojów drzew zastosowanie skanerów płaskich, często używanych do pomiarów intensywności barwy niebieskiej38,39, nie było zadowalające w odniesieniu do bardziej szczegółowych widoków struktury słojów ze względu na raczej niską jakość uzyskanych obrazów. Chociaż granice wspólnych (szerokich) pierścieni drzew iglastych były widoczne na tych zdjęciach, wąskie pierścienie, a nawet wahania gęstości, były prawie niemożliwe do zidentyfikowania.
Chociaż istnieją fascynujące nowe próby digitalizacji słojów drzew w wysokiej rozdzielczości, takie jak rentgenowski CT40, użycie kamer cyfrowych o wysokiej rozdzielczości jest nadal najbardziej wydajnym i opłacalnym sposobem tworzenia wysokiej jakości obrazów do dalszych pomiarów.
Oświadczenia
Autorzy oświadczają, że nie mają konkurencyjnych interesów finansowych.
Podziękowania
Autorzy pragną podziękować prof. Jussi Grießingerowi za wsparcie pomysłu stworzenia nowego posiadacza.
Materiały
| Nazwa | Firma | Numer katalogowy | Komentarze |
|---|---|---|---|
| Mikrotom rdzeniowy | WSL | https://www.wsl.ch/en/services-produkte/microtomes/ | Mikrotom do wycinania mikroprzekrojów z rdzeni inkrementacyjnych |
| Epson Expression 10000XL | Skaner płaski | EPSON | https://epson.com/Support/Scanners/Expression-Series/Epson-Expression-10000XL---Graphic-Arts/s/SPT_E10000XL-GA |
| Uchwyt GSC | WSL | Autorski uchwyt drukowany w 3D do mocowania rdzeni do transportu, przygotowania, analiz i przechowywania | |
| System przechwytywania obrazu Skippy | WSL | https://www.wsl.ch/en/services-produkte/skippy/) | System przechwytywania obrazu opracowany w WSL wyposażony w aparat 61 MP (Sony Alpha 7R IV i obiektyw Sony FE 90mm f/2.8 Macro) |
Bibliografia
- Wimmer, R. Arthur Freiherr von Seckendorff-Gudent and the early history of tree-ring crossdating. Dendrochronologia. 19 (1), 153-158 (2001).
- McGraw, D. J. Andrew Ellicott Douglass and the giant sequoias in the founding of dendrochronology. Tree-Ring Res. 59 (1), 21-27 (2003).
- Schweingruber, F. H. Tree Rings and Environment: Dendroecology. , Paul Haupt Publishers. Bern. (1996).
- Amoroso, M. M., Daniels, L. D., Baker, P. J., Camarero, J. J. Dendroecology: Tree-Ring Analyses Applied to Ecological Studies (Vol.231). 231, Springer. (2017).
- Lopez-Saez, J., Corona, C., Von Arx, G., Fonti, P., Slamova, L., Stoffel, M. Tree-ring anatomy of Pinus cembra trees opens new avenues for climate reconstructions in the European Alps. Sci Total Environ. 855, 158605(2023).
- Björklund, J., et al. Fennoscandian tree-ring anatomy shows a warmer modern than medieval climate. Nature. 620 (7972), 97-103 (2023).
- Camarero, J. J., Colangelo, M., Rodriguez-Gonzalez, P. M. Tree growth, wood anatomy and carbon and oxygen isotopes responses to drought in Mediterranean riparian forests. Forest Ecol Manag. 529, 120710(2023).
- Huang, R., Xu, C., Grießinger, J., Feng, X., Zhu, H., Bräuning, A. Rising utilization of stable isotopes in tree rings for climate change and forest ecology. JForestry Res. 35, 13(2024).
- Schneider, L., Gärtner, H. Additive manufacturing for lab applications in environmental sciences: pushing the boundaries of rapid prototyping. Dendrochronologia. 76, 126015(2022).
- Björklund, J., et al. Scientific merits and analytical challenges of tree-ring densitometry. Rev Geophys. 57, 1224-1264 (2019).
- Katzenmaier, M., Garnot, V. S. F., Björklund, J., Schneider, L., Wegner, J. D., von Arx, G. Towards ROXAS AI: Deep learning for faster and more accurate conifer cell analysis. Dendrochronologia. 81, 126126(2023).
- Gärtner, H., Lucchinetti, S., Schweingruber, F. H. A new sledge microtome to combine wood anatomy and tree-ring ecology. IAWA J. 36 (4), 452-459 (2015).
- Gärtner, H., et al. A technical perspective in modern tree-ring research - how to overcome dendroecological and wood anatomical challenges. J Vis Exp. 97 (e52337), (2015).
- Gärtner, H., Banzer, L., Schneider, L., Schweingruber, F. H., Bast, A. Preparing micro sections of entire (dry) conifer increment cores for wood anatomical time-series analyses. Dendrochronologia. 34, 19-23 (2015).
- Gärtner, H., Schneider, L., Lucchinetti, S., Cherubini, P. Advanced workflow for taking high-quality increment cores - new techniques and devices. J Vis Exp. (193), e64747(2023).
- Wang, X. Acoustic measurements on trees and logs: a review and analysis. Wood Sci Technol. 47, 965-975 (2013).
- Steenkamp, C. J., Van Rooyen, M. W., Van Rooyen, N. A non-destructive sampling method for dendrochronology in hardwood species. South Afr For J. 186, 5-7 (1999).
- Toole, E. R., Gammage, J. L. Damage from increment borings in bottomland hardwoods. J For. 57, 909-911 (1959).
- Grissino-Mayer, H. D. A manual and tutorial for the proper use of an increment borer. Tree-Ring Res. 59 (2), 63-79 (2003).
- Griffin, D., et al. Gigapixel macro photography of tree rings. Tree-Ring Res. 77, 86-94 (2021).
- , LINTAB-Precision ring by ring. , Rinntech. At https://rinntech.info/products/lintab/ (2003).
- Cybis Dendrochronology. , Available from: http://www.cybis.se/forfun/dendro/ (2024).
- Regent Instruments. , Available from: https://regentinstruments.com (2024).
- De Micco, V., et al. Intra-annual density fluctuations in tree rings: How, when, where, and why. IAWA J. 37, 232-259 (2016).
- Edwards, J., et al. Intra-annual climate anomalies in northwestern North America following the 1783-1784 CE Laki eruption. J Geophys Res Atmos. 126, e2020JD033544(2020).
- Levanič, T. ATRICS-A new system for image acquisition in dendrochronology. Tree-Ring Res. 63 (2), 117-122 (2007).
- García-Hidalgo, M., et al. CaptuRING: A do-it-yourself tool for wood sample digitization. Methods Ecol Evol. 13 (6), 1185-1191 (2022).
- Rodriguez, D. R. O., et al. Exploring wood anatomy, density and chemistry profiles to understand the tree-ring formation in Amazonian tree species. Dendrochronologia. 71, 125915(2022).
- Gärtner, H., Farahat, E. Cambial activity of Moringa peregrina (Forssk.) Fiori in arid environments. Front Plant Sci. 12, 760002(2021).
- Gärtner, H., Lucchinetti, S., Schweingruber, F. H. New perspectives for wood anatomical analysis in dendrosciences: the GSL1-microtome. Dendrochronologia. 32, 47-51 (2014).
- Maeglin, R. R. Increment Cores: How to Collect, Handle, and Use Them (Vol. 25). , General Technical Report, US Department of Agriculture, Forest Service, Forest Products Laboratory Madison, WI. (1979).
- Agee, J. K., Huff, M. H. The Care and Feeding of Increment Borers. , National Park Service. Seattle, WA. (1986).
- Phipps, R. L., , Collecting, Preparing, Crossdating, and Measuring Tree Increment Cores (No. 85-4148). , US Department of the Interior, Geological Survey, USGS Publications Warehouse. (1985).
- Cole, D. M. Protection and Storing Increment Cores in Plastic Straws. 216, Department of Agriculture, Forest Service, Intermountain Forest and Range Experiment Station. Ogden, Utah. (1977).
- Rossi, S., Anfodillo, T., Menardi, R. Trephor: a new tool for sampling microcores from tree stems. IAWA J. 27 (1), 89-97 (2006).
- Schneider, L., Gärtner, H. The advantage of using a starch based non-Newtonian fluid to prepare micro sections. Dendrochronologia. 31, 175-178 (2013).
- Gärtner, H., Nievergelt, D. The core-microtome: A new tool for surface preparation on corse and time series analysis of varying cell parameters. Dendrochronologia. 28 (2), 85-92 (2010).
- McCarroll, D., Pettigrew, E., Luckman, A., Guibal, F., Edouard, J. L. Blue reflectance provides a surrogate for latewood density of high-latitude pine tree rings. Arct Antarct Alp Res. 34 (4), 450-453 (2002).
- Björklund, J., Seftigen, K., Kaczka, R. J., Rydval, M., Wilson, R. A standard definition and terminology for Blue Intensity from conifers. Dendrochronologia. 85, 126200(2024).
- Van den Bulcke, J., et al. Advanced X-ray CT scanning can boost tree ring research for earth system sciences. Ann Bot. 124 (5), 837-847 (2019).
Przedruki i uprawnienia
