Artykuł metodologiczny

Mysi model napędzanych mechanotransdukcją, podobnych do ludzkich blizn przerostowych

3K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/67156

⸱

29 listopada 2024

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Surgery, University of Arizona, 2Department of Biomedical Engineering, University of Arizona

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

Ten protokół wyjaśni, jak ustanowić model myszy z bliznami przerostowymi, który zwiększa sygnalizację mechanotransdukcji, aby symulować blizny podobne do ludzkich. Metoda ta polega na zwiększeniu napięcia mechanicznego w poprzek gojącego się nacięcia u myszy i użyciu specjalistycznego urządzenia do stworzenia powtarzalnej, nadmiernej tkanki bliznowatej do szczegółowych analiz histologicznych i bioinformatycznych.

Streszczenie

Bliznowacenie przerostowe (HTS) to nieprawidłowy proces gojenia się ran, który powoduje nadmierne tworzenie się tkanki bliznowatej. W ciągu ostatniej dekady wykazaliśmy, że mechanotransdukcja - przekształcanie bodźców mechanicznych w odpowiedzi komórkowe - napędza nadmierne gojenie się blizn zwłóknieniowych. Mysi model do oceny blizn przerostowych podobnych do ludzkich byłby niezbędnym narzędziem do badania różnych terapii i ich zdolności do zmniejszania blizn i poprawy gojenia. W szczególności nasze laboratorium opracowało mysi model rany, który zwiększa obciążenie mechaniczne, aby promować HTS podobny do ludzkiego. Protokół ten wykorzystuje biomechaniczne urządzenia ładujące, wykonane ze zmodyfikowanych 13-milimetrowych ekspanderów podniebiennych, których ramiona są umieszczone po obu stronach nacięcia i stopniowo rozpraszane od siebie w celu wywierania ciągłego napięcia na łożysko rany podczas gojenia. W ciągu prawie dwóch dekad użytkowania model ten został znacznie zaawansowany w celu poprawy skuteczności i odtwarzalności. Korzystając z mysiego modelu HTS, można indukować znaczne blizny zwłóknieniowe skóry, aby były histologicznie porównywalne z ludzkimi bliznami przerostowymi. Ten mysi model zapewnia środowisko do opracowywania leków biologicznych zaangażowanych w leczenie HTS i stanów związanych z mechanotransdukcją, takich jak reakcja na ciało obce.

Wprowadzenie

Gojenie się ran, proces, w którym organizm próbuje naprawić uszkodzoną tkankę i odbudować barierę skórną, może prowadzić do nietypowego gojenia, jeśli jego procesy hemostazy, zapalenia, proliferacji i przebudowy są nieregularne1. Bliznowacenie przerostowe (HTS) jest przykładem nieregularnego gojenia się ran, charakteryzującego się nadmiernym odkładaniem się macierzy zewnątrzkomórkowej i tkanki łącznej w miejscu urazu, co skutkuje powstawaniem powiększonego obszaru tkanki bliznowatej1,2,3. Obszary na ciele, które poddawane są powtarzającym się mechanicznym stymulacjom rozciągającym, takie jak okolice stawów lub twarz, są bardziej podatne na rozwój HTS i zwłóknienia4,5,6,7,8,9,10. My i inni wykazaliśmy, że mechaniczne rozciąganie w poprzek łożyska rany sprzyja tworzeniu HTS poprzez aktywację szlaków mechanotransdukcji - konwersji bodźców mechanicznych na odpowiedzi komórkowe9,11.

HTS nie tylko wiąże się ze złożonymi procesami biologicznymi, ale także niesie ze sobą poważne wyzwania społeczne, medyczne i ekonomiczne dla osób dotkniętych tym problemem. Osoby dotknięte chorobą mogą zmagać się z poczuciem własnej wartości i depresją, zwłaszcza gdy blizny znajdują się w widocznych obszarach, takich jak twarz i dłonie1,9,10,12. Artykuły naukowe wskazują, że częstość występowania HTS waha się od 32% do 72% w Stanach Zjednoczonych10,13. Dotkliwość tych problemów estetycznych, zwłaszcza w przypadku poważnych oparzeń w okolicy twarzy, jest podkreślona przez rosnącą liczbę przypadków pełnego przeszczepu twarzy w celu poprawy wyglądu10. Blizny te mogą również powodować upośledzenie funkcjonalne poprzez ograniczanie ruchu6,14, a interwencja chirurgiczna jest często wymagana w celu usunięcia blizn i przywrócenia mobilności10. Koszt leczenia HTS może być znaczny, w tym wydatki na operację, zabiegi, fizjoterapię, a nawet opiekę długoterminową1,10. W samych Stanach Zjednoczonych roczny koszt leczenia HTS przekracza 4 miliardy dolarów10.

Biorąc pod uwagę powszechność HTS i ekstremalne środki podjęte w celu rozwiązania jego powikłań, konwencjonalne terapie (np. chirurgiczne wycięcie, zastrzyki z kortykosteroidów i terapia laserowa) pozostają wysoce zmienne1,2,15,16,17. Chociaż zabiegi te mogą przynieść ulgę w niektórych przypadkach, mogą być niewystarczające ze względu na złożony charakter patologii blizn. Czynniki takie jak różnice genetyczne między osobami i niepełne zrozumienie mechanizmów napędzających HTS powodują, że strategie terapeutyczne pozostają klinicznie niezadowalające18,19,20. Przyszłość terapii HTS wydaje się leżeć w nowych innowacyjnych podejściach, które są ukierunkowane na mechanistyczne czynniki HTS w komórkach, takie jak mechanotransdukcja11,21, które, jak obszernie wykazaliśmy, napędzają nadmierne gojenie się blizn zwłóknieniowych5,6,7,8,11,21,22,23,24,25. W szczególności wcześniej opracowaliśmy model mysim, który zwiększa obciążenie mechaniczne rany, aby promować podobny do ludzkiego HTS9. Jednak po prawie dwóch dekadach użytkowania model został znacznie zaawansowany w celu poprawy skuteczności i odtwarzalności. Protokół ten pozwoli naukowcom jak najlepiej wykorzystać zaktualizowany i zoptymalizowany model myszy HTS do zbadania populacji komórek i czynników odpowiedzialnych za nadmierne bliznowacenie. Ogólnym celem tej metody jest dostarczenie naukowcom protokołu zaprojektowanego do wytwarzania podobnych do ludzkich blizn przerostowych u myszy.

Protokół

Uzyskano zgodę od University of Arizona Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) dla wszystkich eksperymentów (numer kontrolny: 2021-0828). Ten protokół wykorzystuje 15-tygodniowe samce myszy C57BL/6J, chociaż może być stosowany do innych grup wiekowych i szczepów9,26.

1. Tworzenie biomechanicznego urządzenia ładującego HTS

UWAGA: Modyfikacja ekspanderów podniebiennych do urządzenia HTS może nastąpić w dowolnym momencie przed eksperymentem.

  1. Weź niezmodyfikowany ekspander podniebienny i przedstaw mu rdzeń makerspace lub rdzeń produkcyjny ze specyfikacjami zgodnie z Rysunek 1A, B.
    UWAGA: Jeśli nie jest dostępna żadna przestrzeń twórcza lub rdzeń produkcyjny, przejdź do następujących kroków.
  2. Użyj narzędzia do gięcia drutu Mini Universal Bender (MUB), aby zmienić ekspander podniebienny, aby był zgodny ze specyfikacjami Rysunek 1A,B.
  3. Umieść urządzenie płasko na powierzchni, jak pokazano na Rysunek 1A1.
  4. Zegnij ramiona pod kątem 90° w górę dla górnych ramion i 90° w dół dla dolnych ramion, gdy urządzenie leży płasko z MUB, jak pokazano na Rysunek 1A2. Zobacz Rysunek 1A3, aby zobaczyć wygląd urządzenia, gdy spoczywa płasko na powierzchni, gdzie ramiona są teraz idealnie równoległe do korpusu urządzenia.
  5. Zegnij każde ramię z powrotem na stronie pod kątem 90° wzdłuż osi przerywanej linii, jak pokazano na Rysunek 1A4. Zobacz Rysunek 1A5 dla urządzenia po zgięciu.

2. Depilacja i pierwsze nacięcie w dniu pooperacyjnym 0 (POD 0)

UWAGA: Oczyść i autoklawuj kilka zestawów narzędzi chirurgicznych przed operacją (np. nożyczki do preparacji, skalpel, kleszcze Adson, sterownik do igieł). Przygotuj wysterylizowane szwy 5-0 do użycia i miej pod ręką marker chirurgiczny.

  1. Oczyść przestrzeń roboczą za pomocą sprayu 70% etanolu.
  2. Umieść poduszkę grzewczą ustawioną w temperaturze 35 °C na stole do przygotowania przedoperacyjnego. Przyklej chłonną wkładkę do poduszki grzewczej. Umieść kolejny chłonny wkład na poprzednim podkładzie (aby zebrać ogolone włosy). Przyklej stożek (lub stożki) anestezjologiczne do wkładu chłonnego.
    UWAGA: [Opcjonalnie] Jeśli dostępny jest stołowy odciąg oparów, umieść stożek w pobliżu miejsca pracy i włącz ssanie.
  3. Umieść mysz w komorze indukcyjnej znieczulenia z 1-3% izofluranem i przepływem tlenu 2 l/min, aż myszy zaczną spokojnie oddychać (2-3 min).
  4. Włóż nos każdej myszy do otworu stożka nosowego, co pozwala na inhalację środka znieczulającego składającego się z 1-3% izofluranu z 2 l/min tlenu. Potwierdź odpowiednie znieczulenie poprzez brak reakcji na uszczypnięcie palca u nogi. Nałóż okulistyczną maść nawilżającą na oczy myszy.
  5. Użyj elektrycznej maszynki do golenia, aby ogolić włosy na grzbiecie w obszarze, jak pokazano na Rysunek 1C.
  6. Nałóż pastę do depilacji palcem w rękawiczce lub wacikiem na skórę, zakrywając ogolony obszar. Po 45 s zetrzyj pastę gazą, a następnie wacikiem nasączonym alkoholem. Przetrzyj grzbiet innym wacikiem nasączonym alkoholem, aby usunąć pastę do depilacji, pozostawiając bezwłosą plamę (Rysunek 1C).
    UWAGA: Bardzo ważne jest, aby użyć umiarkowanej ilości pasty, natychmiast usunąć pastę i wytrzeć mysz po usunięciu pasty, aby zapobiec poparzeniom skóry przez pastę do depilacji. Mysia skóra jest cienka, co czyni ją podatną na szybkie oparzenia chemiczne, które mogą mieć szkodliwy wpływ zarówno na zdrowie myszy, jak i na jakość eksperymentów.
  7. Załóż kolczyk na ucho myszy w celu identyfikacji.
  8. Po usunięciu włosów umieść mysz z powrotem w klatce, aby zapobiec nadmiernemu narażeniu na izofluran. Monitoruj mysz.
  9. Zdejmij górną wkładkę chłonną pokrytą włosami, aby uzyskać czystą przedoperacyjną powierzchnię roboczą.
  10. Stwórz oddzielny obszar roboczy chirurgiczny. Umieść na stole operacyjnym poduszkę grzewczą ustawioną w temperaturze 35 °C. Przyklej chłonną wkładkę do poduszki grzewczej. Przyklej stożek (lub stożki) anestezjologiczne do wkładu chłonnego.
  11. Umieść mysz w komorze indukcyjnej znieczulenia z 2-4% izofluranem i przepływem tlenu 2 l/min, aż mysz zacznie spokojnie oddychać (2-3 min).
  12. Wyjmij mysz z komory indukcyjnej i umieść ją na powierzchni roboczej. Włóż nos każdej myszy do otworu stożka nosowego, co pozwala na inhalację środka znieczulającego składającego się z 1-3% izofluranu z 2 l/min tlenu. Potwierdź odpowiednie znieczulenie poprzez brak reakcji na uszczypnięcie palca u nogi. Nałóż okulistyczną maść nawilżającą na oczy myszy.
  13. Wstrzyknąć podskórnie w ramię 0,05 mg/kg buprenorfiny o przedłużonym uwalnianiu za pomocą igły 21 G w celu leczenia bólu pooperacyjnego.
  14. Zdezynfekuj grzbiet myszy za pomocą trzech naprzemiennych rund peelingu na bazie jodu/chlorheksydyny i wacika nasączonego alkoholem. Za pomocą pisaka chirurgicznego i linijki zaznacz 2-centymetrową linię na grzbietowej linii środkowej, w której zostanie wykonane nacięcie na całej grubości, jak pokazano na Rysunek 1D.
  15. Użyj skalpela lub nożyczek preparacyjnych (preferencje chirurgiczne), aby wykonać nacięcie grzbietowej linii środkowej na całej grubości przez zaznaczony obszar.
    UWAGA: Uważaj, aby nie przeciąć leżącej pod spodem tkanki (np. mięśni), jak widać na Rysunek 1D.
  16. Używając szwów 5-0 w prostym, przerywanym wzorze, zamknij nacięcie, przecinając ranę na pół, jak pokazano na Rysunek 1D. Użyj co najmniej 5 równomiernie rozmieszczonych szwów.
  17. Pokrój gazę Telfa na kawałek o wymiarach 3 cm x 1 cm. Umieść go w środku opatrunku z kleju piankowego i umieść opatrunek samoprzylepny na grzbiecie myszy tak, aby gaza zakrywała nacięcie, jak pokazano na Rysunek 1D. Umieść przepołowiony opatrunek na brzuchu i zawiń obwodowo, aż zetknie się z opatrunkiem grzbietowym.
  18. Po zakończeniu opatrunku umieść mysz w oddzielnej sterylnej klatce i monitoruj ją, aż w pełni wyzdrowieje po znieczuleniu.
  19. Powtórz procedurę ze wszystkimi myszami, niezależnie od grupy eksperymentalnej. Pozwól nacięciu zagoić się w ciągu następnych 4 dni przed następnym krokiem.

3. Umieszczenie biomechanicznego urządzenia ładującego HTS (POD 4)

UWAGA: Oczyść i autoklawuj urządzenia HTS oraz kilka zestawów narzędzi chirurgicznych przed operacją (np. nożyczki do preparacji, skalpel, kleszcze Adsona, sterownik igieł, zszywacz do skóry, zszywki do skóry). Przygotuj wysterylizowane szwy 5-0 do użycia. [Opcjonalnie] Jeśli dostępny jest laboratoryjny pochłaniacz oparów, umieść stożek w pobliżu miejsca pracy i włącz ssanie.

  1. Przygotować obszar operacji zgodnie z opisem w krokach 2.1 i 2.2.
  2. Znieczulij mysz i zapewnij środek przeciwbólowy, wykonując czynności 2.11-2.13.
  3. Użyj kleszczyków lub wkrętaka do igieł, aby oddzielić opatrunek od brzucha myszy, przesuwając narzędzie na boki po stronie brzusznej. Pozostawiając narzędzie między okładem a skórą, aby podnieść opatrunek ze skóry, użyj nożyczek, aby odciąć opatrunek.
    UWAGA: Uważaj, aby nie przeciąć skóry myszy, nie zerwać opatrunku ani nie naruszyć gojącego się nacięcia.
  4. Oczyść grzbiet wacikiem nasączonym alkoholem. Zbadaj nacięcie pod kątem rozejścia się rany lub oznak infekcji.
  5. Upewnij się, że urządzenie HTS nie jest wysunięte/rozszerzone i jest w swojej najbardziej zredukowanej formie, jak pokazano na Rysunek 1B. Lekko pokryj ramiona urządzenia klejem medycznym.
  6. Jedną ręką spraw, aby skóra na grzbiecie myszy była lekko napięta w kierunku poprzecznym. Drugą ręką umieść urządzenie HTS na grzbiecie myszy tak, aby nacięcie znajdowało się w równej odległości od każdego ramienia urządzenia HTS, centrując w ten sposób urządzenie nad nacięciem. Upewnij się, że skóra między ramionami urządzenia HTS jest równomiernie napięta. Przytrzymaj urządzenie w miejscu, aż klej wyschnie (~30 s), jak widać na Rysunek 2A.
    UWAGA: Utrzymanie równomiernego napięcia skóry jest ważne, aby zapewnić równe napięcie nacięcia za pomocą urządzenia. Podczas tego procesu pozostaw szwy nienaruszone, ponieważ proces umieszczania urządzenia zwiększa napięcie mechaniczne skóry, które może ponownie otworzyć gojące się nacięcie. Szwy pozostają na miejscu do pierwszego dnia rozciągania, aby zapewnić, że rana pozostanie zamknięta.
  7. Zabezpiecz cztery szwy wokół każdego ramienia i przez skórę, jak pokazano na Rysunek 2B. Podczas szycia upewnij się, że igła wychodzi ze skóry w kierunku nacięcia.
    UWAGA: Wkłucie igły od strony nacięcia urządzenia może czasami rozerwać nacięcie z powodu siły niezbędnej do przebicia skóry.
  8. Teraz umieść trzy zszywki skóry wokół ramion i przez skórę, mocując urządzenie HTS do skóry, jak pokazano na Rysunek 2B.
  9. Zabandażuj mysz, wykonując kroki 2.17 i 2.18.
  10. Powtórz procedurę ze wszystkimi myszami, niezależnie od grupy eksperymentalnej.
    UWAGA: Wszystkie myszy otrzymują ten sam preparat; Są one jednak losowo przydzielane do każdej grupy eksperymentalnej (np. kontrola, rozciąganie), aby zapewnić bezstronny rozkład myszy w projekcie eksperymentalnym. W szczególności zarówno myszy kontrolne, jak i rozciągające będą miały urządzenie przymocowane do grzbietu. Urządzenia myszy kontrolnych pozostaną nietknięte, podczas gdy myszy rozciągające przejdą kolejne kroki.

4. Początkowy rozciąg biomechanicznego urządzenia ładującego HTS (POD 5)

UWAGA: Oczyść i autoklaw kilka zestawów narzędzi chirurgicznych (np. nożyczki do preparacji, skalpel, kleszcze Adsona, wkrętak do igieł) przed operacją. [Opcjonalnie] Jeśli dostępny jest stołowy odciąg oparów, umieść stożek w pobliżu miejsca pracy i włącz ssanie.

  1. Losowo przypisz każdą mysz za pomocą kolczyka do żądanej grupy. W przypadku myszy kontrolnych wystarczy usunąć szwy z nacięcia i zmienić opatrunki ran (kroki 1-6, a następnie 8-9). W razie potrzeby zdejmij urządzenie w czasie rozciągania i zrób zdjęcie za pomocą narzędzia pomiarowego, aby uzyskać skalę do śledzenia rozmiaru blizny.
  2. Przygotuj obszar operacyjny, znieczul mysz i zdejmij opatrunek, wykonując czynności 3.1-3.4.
    UWAGA: Uważaj, aby nie oderwać opatrunku ani nie naruszyć gojącego się nacięcia. Jeśli ramię urządzenia HTS oderwało się od skóry, delikatnie przyklej je z powrotem na miejsce i dodaj zszywkę lub szew do skóry, w zależności od rozmiaru odklejenia.
  3. Usuń szwy z rany za pomocą nożyczek preparacyjnych lub innej wybranej metody.
  4. Włóż klucz urządzenia HTS do urządzenia i obróć, aby rozszerzyć urządzenie, aż skóra będzie napięta, ale nie istnieje ryzyko rozerwania skóry, jak pokazano na Rysunek 2C.
    UWAGA: To początkowe rozproszenie uwagi może zająć około 4-8 pełnych obrotów, ponieważ skóra może być luźna między ramionami urządzenia.
  5. Zabandażuj mysz, wykonując kroki 2.17 i 2.18.

5. Kolejne rozciągnięcie biomechanicznego urządzenia ładującego HTS (POD 7, 9, 11, 13, 15, 17)

UWAGA: Oczyść i autoklaw kilka zestawów narzędzi chirurgicznych (np. nożyczki do preparacji, skalpel, kleszcze Adsona, wkrętak do igieł) przed operacją. [Opcjonalnie] Jeśli dostępny jest laboratoryjny odciąg oparów, umieść stożek w pobliżu miejsca pracy i włącz ssanie.

  1. W przypadku myszy kontrolnych po prostu zmień opatrunki ran (kroki 1-5, a następnie kroki 13-14). W razie potrzeby zdejmij urządzenie w czasie rozciągania i zrób zdjęcie blizny za pomocą narzędzia pomiarowego, aby uzyskać skalę do śledzenia rozmiaru blizny.
  2. Przygotować obszar operacyjny, znieczulić mysz i zdjąć opatrunek, wykonując czynności 3.1-3.4.
    UWAGA: Jeśli ramię urządzenia HTS oderwało się od skóry, przyklej je na miejscu i dodaj zszywkę lub szew do skóry w zależności od rozmiaru odklejenia.
  3. Włóż klucz urządzenia HTS do urządzenia i obróć, aby rozszerzyć urządzenie, aż skóra będzie napięta, ale nie istnieje ryzyko rozerwania skóry.
    UWAGA: Może to zająć około 4 obrotów lub ~2 mm całkowitego rozproszenia. Jeśli urządzenie osiągnęło maksymalne wysunięcie i nie można go dalej wysunąć, wykonaj kroki 5.4-5.7, aby zdjąć i ponownie podłączyć nowe urządzenie. W przeciwnym razie zabandażuj mysz, wykonując kroki 2.17 i 2.18.
  4. Jeśli urządzenie osiągnęło maksymalne rozciągnięcie, wyjmij je z grzbietu myszy, usuwając zszywki za pomocą ściągacza do zszywek lub nożyczek, podważając zęby zszywek. Następnie zdejmij szwy i ostrożnie wyjmij urządzenie.
  5. Wyczyść urządzenie skalpelem, wacikami nasączonymi alkoholem i ręcznikami papierowymi. Namocz urządzenie w 70% etanolu na ~20 minut, aby ułatwić czyszczenie. Następnie użyj klucza, aby skurczyć urządzenie do najcieńszej formy.
  6. Podłącz ponownie urządzenie HTS, wykonując czynności 3.5-3.8.
  7. Zabandażuj mysz, wykonując kroki 2.17 i 2.18.

6. Pobieranie tkanki HTS (POD 19)

UWAGA: Pobieranie tkanek może odbywać się w dowolnym momencie procesu. Pobraliśmy tkankę już po 4 dniach rozciągania, aby zbadać wczesne punkty czasowe; jednak tkanka jest najbardziej konsekwentnie pobierana w POD 19 (2 tygodnie po rozpoczęciu szczepu). Przed zabiegiem należy oczyścić i autoklawować kilka zestawów narzędzi chirurgicznych (np. nożyczki do preparacji, skalpel, kleszcze Adsona). Aby uzyskać zdjęcia blizny w czasie, urządzenie można zdjąć przed każdym krokiem rozciągania, aby zrobić zdjęcie blizny przed ponownym nałożeniem urządzenia i ponownym zainicjowaniem obciążenia mechanicznego. [Opcjonalnie] Jeśli dostępny jest stołowy odciąg oparów, umieść stożek w pobliżu miejsca pracy i włącz ssanie. Stołowy pochłaniacz oparów może zostać wyłączony, gdy izofluran nie jest już używany.

  1. Przygotować obszar operacyjny, znieczulić mysz i zdjąć opatrunek, wykonując czynności 3.1-3.4.
  2. Poświęć mysz przez zwichnięcie szyjki macicy.
    UWAGA: Uważaj, aby nie ciągnąć skóry i nie rozerwać grzbietu myszy.
  3. Użyj nożyczek preparacyjnych lub środka do usuwania zszywek do skóry, aby usunąć zszywki skóry. Odetnij szwy. Delikatnie wyjmij urządzenie HTS, uważając, aby nie rozerwać skóry.
  4. Za pomocą skalpela lub nożyczek przetnij skórę otaczającą bliznę HTS. Zachowaj skórę do analizy histologicznej w pożądany sposób.
    UWAGA: Jeśli skóra ma być używana do analizy transkryptomicznej lub białkowej (np. qPCR, western blot, analiza jednokomórkowa), należy wyciąć tylko tkankę bliznowatą HTS, aby zminimalizować ilość otaczającej zdrowej tkanki. Zapewni to, że analiza uchwyci tylko tkankę bliznowatą.
  5. Zeskrob urządzenia HTS do czysta skalpelem. Umieść urządzenia w zlewce z 70% etanolem, aby zmiękczyć pozostały klej lub chusteczkę.
    UWAGA: Po namoczeniu w 70% etanolu urządzenia mogą wymagać dalszego wycierania, skrobania i czyszczenia przed autoklawowaniem.

7. Pomiar średniej szerokości blizny

UWAGA: Zostało to osiągnięte za pomocą oprogramowania do analizy obrazów ImageJ, a informacje zostały zapisane w arkuszu kalkulacyjnym.

  1. Otwórz obrazy w ImageJ. Obrysuj krawędzie blizny za pomocą narzędzia wielokąta. Kliknij przycisk analizuj | zmierz, aby zmierzyć ten obszar.
    UWAGA: Bliznę można rozpoznać po przebarwieniach i braku mieszków włosowych.
  2. Zmierz długość blizny od końca do końca za pomocą narzędzia do segmentowania. Kliknij przycisk Analizuj | Zmierz, aby zmierzyć tę długość.
  3. Zmierz długość 1 cm lub dowolną inną znormalizowaną jednostkę długości na rysunku za pomocą narzędzia do segmentowania. Kliknij przycisk Analizuj | Zmierz, aby zmierzyć tę długość.
  4. Korzystając z arkusza kalkulacyjnego, weź obszar blizny (w pikselach; px) i podziel go przez długość blizny (długość px). Ten wynik daje średnią szerokość blizny w pikselach.
  5. Podziel ten wynik przez zmierzoną standardową jednostkę długości (długość w pikselach). Wynikiem będzie średnia szerokość blizny w jednostce standardowej jednostki długości (np. cm) użytej w eksperymencie.

Wyniki

Aby wyraźnie zademonstrować skuteczne zastosowanie protokołu HTS i zidentyfikować pomyślne wyniki „pozytywne”, model ustanowiono zgodnie z Rysunkiem 3A. W reprezentatywnym badaniu wyróżniono dwie grupy: grupę kontrolną bez rozciągania (n = 6) oraz grupę HTS z rozciąganiem mechanicznym (n = 6), w której wywołano poziom odkształcenia mechanicznego odpowiadający warunkom ludzkim w obrębie nacięcia w celu wygenerowania HTS, co przedstawiono na Rysunku 3B,C. Zgodnie z planem eksperymentalnym przedstawionym na Rysunku 3A-C, wykonano zdjęcia makroskopowe blizny w POD 5, 9, 15 i 19. Obrysy blizn wyznaczono programem ImageJ i przeanalizowano pod kątem średniej szerokości blizn w różnych punktach czasowych (Rysunek 3D). Średnią szerokość blizn przedstawiono na wykresie w funkcji czasu oraz w zestawieniu między grupami na Rysunku 3E. Po zastosowaniu odkształcenia mechanicznego w POD 5, kiedy blizny w grupie rozciąganej i kontrolnej nie różniły się znacząco, w grupie rozciąganej zaobserwowano istotnie szersze blizny niż w grupie kontrolnej, osiągając maksymalną szerokość 0,99 mm w POD 9 (p = 0,045). Istotnie większa szerokość blizny w porównaniu z grupą kontrolną utrzymywała się w POD 15 (p = 0,043) oraz 19 (p = 0,045). Zaleca się wykonywanie zdjęć makroskopowych wyłącznie w dniach, w których urządzenie HTS wymaga usunięcia (t.j. gdy urządzenie HTS osiągnęło maksymalne rozszerzenie i musi zostać ponownie przymocowane lub podczas eksplantacji), ponieważ urządzenie blokuje możliwość prawidłowego sfotografowania blizny. W niniejszym protokole obrazy i analizy szerokości blizn w wielu punktach czasowych zapewniają czytelniejszy wgląd w progresję rany w modelu dla czytelnika.

Analizę tkanki HTS można przeprowadzić na kilka sposobów, takich jak barwienie IHC w celu wykrycia markerów włóknienia, barwienie H&E oraz trichromowe w celu zbadania obszarów blizn histologicznych, barwienie czerwienią picrosirius w celu oceny architektury kolagenu w bliznach oraz inne metody analizy ran — wszystkie one były historycznie stosowane w tym laboratorium6,8,21,24,25,27,28(Rysunek 4). Rysunek 4 przedstawia cechy histologiczne tkanki HTS, takie jak uniesiona tkanka bliznowata (Rysunek 4A), zanik struktur przydatnych i mieszków włosowych (Rysunek 4B), ułożenie włókien kolagenowych zgodnie z kierunkiem obciążenia mechanicznego (Rysunek 4C) oraz wiry kolagenowe (Rysunek 4F). Rysunek 4 pokazuje również barwienie immunohistochemiczne gęstości komórek tucznych i naczyń krwionośnych w mysiej HTS oraz porównuje je z ludzką tkanką HTS (Rysunek 4D,E,G,H). Ponadto analiza blizny HTS może zostać przeprowadzona za pomocą analizy pojedynczych komórek, pod warunkiem, że tkanka zostanie pobrana, przygotowana i przekazana do jednostki bioinformatycznej bezpośrednio po wycięciu.

Modyfikacja aparatu do rozszerzania podniebienia, konfiguracja urządzenia ortodontycznego, schemat procedury na grzbiecie myszy, szycie nacięcia.
Rysunek 1: Przygotowanie urządzenia HTS oraz grzbietu myszy. (A) Proces modyfikacji 13 mm aparatu do rozszerzania podniebienia w celu stworzenia urządzenia HTS, (1) pokazujący początkową strukturę aparatu, (2) zginanie ramion o 90° w górę dla ramion górnych i w dół dla ramion dolnych, gdy urządzenie leży płasko, (3) wynik początkowego zgięcia, gdzie ramiona są teraz idealnie równoległe do korpusu urządzenia, (4) zginanie ramion w celu utworzenia końcowego urządzenia wraz z pomiarami; każde ramię powinno zostać zgięte o 90° w głąb strony, tak jak pokazano w (5) końcowym urządzeniu. (B) W pełni złożone urządzenie HTS z różnych kątów, zarówno w wersji nierozszerzonej, jak i rozszerzonej. (C) Kolejne kroki przygotowania grzbietu myszy: (1) stan początkowy z sierścią, (2) po goleniu oraz (3) po zastosowaniu pasty depilacyjnej. (D) Procedura wykonania nacięcia grzbietowego: (1) zaznaczenie miejsca nacięcia linią pomocniczą o długości 2 cm, (2) wykonanie nacięcia, (3) zaszycie rany, (4) nałożenie gazy Telfa oraz (5) zabezpieczenie opatrunkiem przylepnym. (E) Fotografie makroskopowe (1) nacięcia oraz (2) po zaszyciu nacięcia. Skrót: HTS = przerostowe bliznowacenie. Prosimy kliknąć tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

Umieszczenie urządzenia i szycie u myszy, schemat, rozciąganie urządzenia HTS, układ eksperymentalny.
Rysunek 2: Pozycjonowanie i rozciąganie urządzenia HTS. (A) Ilustracja prawidłowego pozycjonowania urządzenia HTS na grzbiecie myszy, zapewniająca odpowiednie wyrównanie z miejscem nacięcia. Lewy obraz przedstawia rozmieszczenie urządzenia widziane z pozycji tylnej. Prawy obraz przedstawia rozmieszczenie urządzenia widziane z boku. (B) Ilustracja mocowania urządzenia HTS: (1) początkowe rozmieszczenie, (2) lokalizacja szwów, (3) lokalizacja zszywek skórnych. (C) Demonstracja rozciągania urządzenia HTS z opisanym kluczem urządzenia HTS: (1) konfiguracja początkowa, (2) przyłożenie napięcia, (3) końcowy stan rozszerzony, zaprojektowany w celu zastosowania stałego naprężenia mechanicznego wzdłuż gojącego się nacięcia w celu promowania powstawania blizny przerostowej, zastosowano rozszerzenie o 2 mm. (D) Fotografia makroskopowa nakładania napięcia na urządzenie HTS z opisanym kluczem urządzenia HTS. (E) Fotografia makroskopowa całkowicie zabandażowanej myszy. Skrót: HTS = hypertrophic scarring (bliznowacenie przerostowe). Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

Gojenie nacięcia, model rozciągania u myszy, schemat i wykres szerokości blizny, analiza pooperacyjna.
Rycina 3: Zastosowanie naprężenia mechanicznego w celu wywołania blizn. (A) Harmonogram procedury eksperymentalnej od wykonania nacięcia (POD 0), przez zastosowanie naprężenia mechanicznego (POD 4) i okres rozciągania (od POD 5 do POD 19), aż do eksplantacji tkanki (POD 19). (B) Ilustracja dwóch grup: kontrolnej bez rozciągania (No Stretch Control) oraz grupy rozciągania mechanicznego HTS. (C) Schematyczny przekrój przedstawiający różnicę w odpowiedzi tkankowej między grupą No Stretch Control a grupą Stretch HTS. (D) Reprezentatywne zdjęcia makroskopowe blizn w grupach No Stretch Control i Stretch HTS w dniach pooperacyjnych (POD 5, 9, 15 i 19), gdzie blizny przerostowe zaznaczono żółtą przerywaną linią. (E) Analiza ilościowa średniej szerokości blizny w czasie, wykazująca istotne różnice w rozwoju blizn między grupą bez rozciągania a grupą rozciąganą; słupki błędów reprezentują odchylenie standardowe. Istotne różnice oznaczono gwiazdkami (*). Analizę statystyczną przeprowadzono za pomocą dwuczynnikowej analizy wariancji (ANOVA). Wartości *p < 0.05 uznano za istotne statystycznie. Skróty: HTS = bliznowacenie przerostowe; POD = dzień pooperacyjny. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

Analiza histologiczna gojenia rany; tkanka mysia vs ludzka; wpływ rozciągania; obrazy mikroskopowe.
Rycina 4: Histologia blizny. Ta histologia mysiej blizny została pobrana po 2 tygodniach stresu mechanicznego w naszej wcześniej opublikowanej pracy9,26. (A) Większy obraz przedstawia obrazowanie histologiczne H&E przekroju blizny, natomiast w prawym dolnym rogu znajduje się obrazowanie histologiczne Trichrome przekroju blizny, pokazujące uwzniesienie obszaru blizny. (B) Większy obraz przedstawia obrazowanie histologiczne H&E przekroju blizny, natomiast w prawym dolnym rogu znajduje się obrazowanie histologiczne Trichrome przekroju blizny, pokazujące utratę struktur przydatnych i mieszków włosowych w obszarze blizny. (C) Większy obraz przedstawia obrazowanie przekroju blizny z zastosowaniem czerwieni picrosirius, natomiast w prawym dolnym rogu znajduje się obrazowanie histologiczne trichrome przekroju blizny, pokazujące wyrównane włókna kolagenowe w kierunku obciążenia mechanicznego. (D) Większy obraz przedstawia obrazowanie immunohistochemii CD117 w mysiej tkance HTS, natomiast w prawym dolnym rogu znajduje się obrazowanie immunohistochemii CD117 w tkance ludzkiej, wykazujące gęstość komórek tucznych porównywalną do ludzkiej tkanki HTS. (E) Większy obraz przedstawia obrazowanie immunohistochemii CD31 naczyń krwionośnych w mysiej tkance HTS, natomiast w prawym dolnym rogu znajduje się obrazowanie immunohistochemii CD117 w tkance ludzkiej, wykazujące gęstość komórek tucznych porównywalną do ludzkiej tkanki HTS. (F) Wiry kolagenowe, widoczne w dojrzałych ludzkich bliznach przerostowych na obrazie w prawym dolnym rogu, są również widoczne w obciążonych mysich bliznach po 24 tygodniach w zakreślonym obszarze na obrazowaniu H&E u myszy. (G) Reprezentatywne obrazy makroskopowe blizn z grupy kontrolnej (nacięcie + brak rozciągania), grupy kontrolnej rozciągania (brak nacięcia + rozciąganie) oraz grupy rozciągania HTS. (H) Przedstawia immunohistochemię porównującą grupę kontrolną (nacięcie + brak rozciągania) oraz grupę rozciągania HTS. Przy zastosowaniu barwienia współistniejącego dla markerów włóknistych pEPF, aSMA i YAP wraz z DAPI, obserwuje się wzrost markerów włóknistych w grupie HTS. A-F zostały zaadaptowane z Aarabi, S. et al.9. G,H zostały zaadaptowane z Mascharak, S. et al. Przedrukowano za zgodą FASEB26. Skróty: HTS = hypertrophic scarring (bliznowacenie przerostowe); H&E = hematoksylina i eozyna; pEPF = Engrailed-positive fibroblast (fibroblasta z dodatnim wynikiem na Engrailed); aSMA = alpha-smooth muscle actin (alfa-aktyna mięśni gładkich); YAP = Yes-associated protein; DAPI = 4',6-diamidino-2-phenylindole. Kliknij tutaj, aby zobaczyć powiększoną wersję tej ryciny.

Dyskusja

Mysi model HTS jest opłacalną i wysoce powtarzalną metodą indukcji HTS poprzez mechanotransdukcję i opracowywanie potencjalnych terapii. Chociaż istnieje początkowa krzywa uczenia się, aby skutecznie korzystać z modelu, protokół może, przy odrobinie praktyki, być wykonywany przez każdego badacza bez przeszkolenia chirurgicznego. Wykorzystanie tego modelu pozwala naukowcom lepiej zrozumieć powstawanie HTS i rolę mechanotransdukcji w gojeniu się ran, co może prowadzić do wymiernej poprawy leczenia ran u pacjentów. Demonstracja wideo towarzysząca temu protokołowi w idealnym przypadku skróci krzywą uczenia się dla naukowców i ułatwi płynne wdrożenie tego modelu w przyszłych badaniach. Istnieje jednak kilka krytycznych kroków w protokole, które mogą skorzystać z dalszego wyjaśnienia, aby zwiększyć przejrzystość dla użytkowników.

Postępując chronologicznie od początku protokołu, pierwszym kluczowym krokiem jest zamknięcie nacięcia chirurgicznego w dniu pooperacyjnym 0 (POD 0). Konieczne jest, aby nacięcie było całkowicie zamknięte z warstwami skóry w idealnym ułożeniu29. Ma to na celu zapewnienie, że nacięcie goi się prawidłowo i nie otworzy się po umieszczeniu urządzenia i wywołaniu napięcia w poprzek rany. Jeśli rana się otworzy (rozejście się), zwierzę nie powinno być wykorzystywane do dalszych eksperymentów.

Podczas umieszczania urządzenia HTS na POD 4 ważne jest, aby zapewnić równe napięcie na grzbiecie myszy. Przy prawidłowym umieszczeniu urządzenia, wywierane napięcie będzie równomierne na całej długości nacięcia, zmniejszając ryzyko zastosowania zmiennej siły, która może skutkować nieoptymalnymi wynikami eksperymentalnymi (niejednorodne blizny). Jeśli urządzenie zostanie zamocowane nieprawidłowo, części nacięcia nie będą w równym stopniu otrzymywać średnio 2 mm rozproszenia co drugi dzień, aby wywołać HTS. Rozszerzenie urządzenia powinno zniwelować luzy skóry i sprawić, że będzie ona napięta. Jednocześnie należy uważać, aby nie dopuścić do nadmiernego rozciągnięcia urządzenia, co mogłoby spowodować rozejście się rany. Jeśli urządzenia są używane do kilku rund eksperymentów, obracające się koło zębate, w którym umieszczony jest klucz, aby rozszerzać i kurczyć urządzenie, może się poluzować. Jeśli tak się stanie, należy wykonać nowe urządzenie, a stare urządzenie wyrzucić.

Po rozpoczęciu szczepu w POD 5 należy rozpocząć stosowanie jakiejkolwiek terapii przeznaczonej do zapobiegania bliznom. Terapie, takie jak maści do stosowania miejscowego, są zwykle podawane co drugi dzień, gdy napięcie jest inicjowane przez rozprowadzenie w miejscu nacięcia. Hydrożele są podobnie umieszczane w miejscu nacięcia. Terapie ogólnoustrojowe mogą być wstrzykiwane do krwiobiegu przez żyłę ogonową lub zaoczodołowo.

Zaleca się golenie i/lub lekkie nałożenie pasty depilacyjnej na grzbiet myszy wokół blizny na POD 19 lub przed sfotografowaniem blizny. Poprawia to widoczność i późniejszą analizę rozmiaru blizny za pomocą ImageJ. Dodatkowo, używając pasty do depilacji, należy stosować mniej pasty i krócej spędzać czas. Nadmierna ekspozycja grzbietu myszy na pastę może spowodować oparzenia chemiczne, które mogą zakłócić proces gojenia się ran. Skóra myszy jest cieńsza niż ludzka skóra i jest bardziej podatna na oparzenia chemiczne30.

Mysi model HTS jest z natury ograniczony, ponieważ nie wykorzystuje ludzkiej skóry, a zatem nie może w pełni podsumować ludzkiego HTS. Ma jednak znaczną liczbę przewag logistycznych nad innymi modelami zwierzęcymi; wykonany prawidłowo, ten model myszy HTS jest niezawodny, niedrogi i łatwy do wykonania. Biologicznie HTS jest indukowany przez fizyczny wzrost sygnalizacji mechanicznej. Inne modele HTS u królików indukują HTS na uchu lub grzbiecie za pomocą urazu termicznego i chemicznego 30,31,32. Skóra po brzusznej stronie ucha królika nie obejmuje wielu komórek innych niż komórki skóry podczas gojenia, takich jak chondrocyty 1,30. Inną metodą jest model oparzenia HTS na skórze świni33, ale może to być logistycznie trudne pod względem kosztów i obsługi. Model świński jest prawdopodobnie najbardziej podobny w rekapitulacji ludzkiego HTS; Jest to jednak kosztowna metoda zbierania wstępnych wyników. Ostatnim modelem HTS jest ksenografowanie wyciętej ludzkiej skóry HTS na myszach, ale może to wywołać odpowiedź immunologiczną i nie bada powstawania nowych blizn34.

Powyższe metody indukowania HTS w modelach zwierzęcych nie wywołują odpowiednio naturalnej reakcji leczniczej organizmu w taki sam sposób, w jaki tworzą się ludzkie blizny HTS. W przeciwieństwie do tego, mysi model HTS oparty na mechanotransdukcji wykorzystuje obciążenie mechaniczne do zainicjowania blizn przerostowych, ściśle odzwierciedlając ludzki HTS 1,9,21. Metoda ta opiera się na fizjologicznym procesie sygnalizacji mechanotransdukcji w celu uchwycenia biomechaniki tkanek i czynników wpływających na populację komórek odpowiedzialnych za zwłóknienie. Model ten jest optymalny do badania celów biologicznych w celu hamowania, a nawet indukowania szlaków mechanotransdukcji, co może prowadzić do odkrycia nowych terapii translacyjnych.

Oświadczenia

Autorzy nie mają sprzecznych interesów ani innych konfliktów związanych z treścią tego artykułu.

Podziękowania

Ta praca była wspierana przez Centrum Stomatologicznej, Oralnej i Twarzoczaszkowej Regeneracji Tkanek i Narządów Interdyscyplinarne Nagrody za Projekty Translacyjne wspierane przez National Institute of Dental and Craniofacial Research (U24 DE026914) (G.C.G) oraz Plastic Surgery Foundation Translational Research Grant (837107) (K.C.).

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
100 ml zlewka PYREX GriffinMilipore SignmaCLS1000100
Aesculap Exacta mini trymerAesculap
AutoClip SystemPrecyzyjne narzędzia chirurgiczne12020-00
Waciki na bazie alkoholu izopropylowego marki BDFisher Scientific13-680-63
Buprenorfina SR (0,5 mg / ml)Buprenex, Indivior Inc.12496-0757-1
C57/BL6 suki (6– 8 tygodni)The Jackson Laboratory000664
Sterylna gaza CovidienFisher Scientific2187
Covidien TelfaTM nieprzywierające podpaskiFisher Scientific, Covidien1961
Linijka do chirurgii stomatologicznejDoWell Dental ProductsS1070
Krem do depilacji (balsam do usuwania włosów Nair)Church& Dwight, CVS339823
Etanol 70% roztwórFisher Scientific64-17-5
ExcelOprogramowanie do współpracy Microsoft.com firmy Microsoft 
ImageJImageJ, Wayne Rasbandimagej.netoprogramowanie 
System znieczulenia wziewnegoVetEquip922130
Nożyczki do przysłony 4½ in. nierdzewnyMcKesson43-2-104
Isoflurane, USPDechra Veterinary Products17033-094-25
Kaka industrial MUB-1Kaka Industrial 173207Konieczne tylko wtedy, gdy nie ma dostępnej przestrzeni produkcyjnej lub warsztatu produkcyjnego 
Leone Rapid Podniebienny ekspander - 13 mmGreat Lakes Dental Technologies125-004Klucz niezbędny do rozbudowy i kotnract urządzenia będzie dostarczany z tym produktem w pudełku
Serweta odporna na płyny 75 x 90 cm z otworem samoprzylepnym 6 x 9 cmOmnia S.p.A.12.T4362
Medequip Depot Jedwabny pleciony Sutr 6-0 RxMedequip Depot D707N, Fisher ScientificNCO835822
Uchwyt igły 5 cali z ząbkowanymi szczękamiMcKesson43-2-842
Prism 9GraphPad Holdings, LLCgraphpad.comoprogramowanie 
Maść okulistyczna PuralubeDechra, NDC17033-211-38
R studio DesktopRStudio PBCrstudio.comoprogramowanie 
Chirurgiczny marker do skóryMcKesson19-1451_BX
Tegaderm, 3 MVWR56222-191opatrunek piankowy samoprzylepny 
Poduszka grzewcza Thermo-peepK& H, Amazonka
Kleszczyki do tkanek 4¾ in. nierdzewne 1 x 2 zębyMckesson43-2-775
Vetbond (3 M)Saint Paul, MN1469SB

Bibliografia

  1. Mony, M. P., Harmon, K. A., Hess, R., Dorafshar, A. H., Shafikhani, S. H. An updated review of hypertrophic scarring. Cells. 12 (5), 678(2023).
  2. Limandjaja, G. C., Niessen, F. B., Scheper, R. J., Gibbs, S. Hypertrophic scars and keloids: Overview of the evidence and practical guide for differentiating between these abnormal scars. Exp Dermatol. 30 (1), 146-161 (2021).
  3. Cao, X., Sun, L., Luo, Z., Lin, X., Zhao, Y. Aquaculture derived hybrid skin patches for wound healing. Engineered Regeneration. 4 (1), 28-35 (2023).
  4. Ishise, H., et al. Hypertrophic scar contracture is mediated by the trpc3 mechanical force transducer via nfkb activation. Sci Rep. 5 (1), 11620(2015).
  5. Padmanabhan, J., et al. Allometrically scaling tissue forces drive pathological foreign-body responses to implants via rac2-activated myeloid cells. Nat Biomed Eng. 7 (11), 1419-1436 (2023).
  6. Kussie, H. C., et al. Avenanthramide and β-glucan therapeutics accelerate wound healing via distinct and nonoverlapping mechanisms. Adv Wound Care (New Rochelle). 13 (4), 155-166 (2024).
  7. Chen, K., et al. Disrupting biological sensors of force promotes tissue regeneration in large organisms. Nat Commun. 12 (1), 5256(2021).
  8. Chen, K., et al. Role of boundary conditions in determining cell alignment in response to stretch. Proc Natl Acad Sci USA. 115 (5), 986-991 (2018).
  9. Aarabi, S., et al. Mechanical load initiates hypertrophic scar formation through decreased cellular apoptosis. FASEB J. 21 (12), 3250-3261 (2007).
  10. Aarabi, S., Longaker, M. T., Gurtner, G. C. Hypertrophic scar formation following burns and trauma: New approaches to treatment. PLoS Med. 4 (9), e234(2007).
  11. He, J., et al. Mechanical stretch promotes hypertrophic scar formation through mechanically activated cation channel piezo1. Cell Death Dis. 12 (3), 226(2021).
  12. Weng, W., et al. Ellipsoidal porous patch with anisotropic cell inducing ability for inhibiting skin scar formation. Engineered Regeneration. 3 (3), 262-269 (2022).
  13. Lawrence, J. W., Mason, S. T., Schomer, K., Klein, M. B. Epidemiology and impact of scarring after burn injury: A systematic review of the literature. J Burn Care Res. 33 (1), 136-146 (2012).
  14. Ziolkowski, N., et al. Psychosocial and quality of life impact of scars in the surgical, traumatic and burn populations: A scoping review protocol. BMJ Open. 9 (6), e021289(2019).
  15. Gauglitz, G. G., Korting, H. C., Pavicic, T., Ruzicka, T., Jeschke, M. G. Hypertrophic scarring and keloids: Pathomechanisms and current and emerging treatment strategies. Mol Med. 17 (1-2), 113-125 (2011).
  16. Fu, X., et al. Oxygen atom-concentrating short fibrous sponge regulates cellular respiration for wound healing. Advanced Fiber Materials. 5 (5), (2023).
  17. Fu, X., et al. Living electrospun short fibrous sponge via engineered nanofat for wound healing. Advanced Fiber Materials. , (2022).
  18. Fomovsky, G. M., Holmes, J. W. Evolution of scar structure, mechanics, and ventricular function after myocardial infarction in the rat. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 298 (1), H221-H228 (2010).
  19. Macintyre, L., Baird, M. Pressure garments for use in the treatment of hypertrophic scars--a review of the problems associated with their use. Burns. 32 (1), 10-15 (2006).
  20. Brissett, A. E., Sherris, D. A. Scar contractures, hypertrophic scars, and keloids. Facial Plast Surg. 17 (4), 263-272 (2001).
  21. Chen, K., et al. Disrupting mechanotransduction decreases fibrosis and contracture in split-thickness skin grafting. Sci Transl Med. 14 (645), eabj9152(2022).
  22. Ogawa, R., et al. Clinical applications of basic research that shows reducing skin tension could prevent and treat abnormal scarring: The importance of fascial/subcutaneous tensile reduction sutures and flap surgery for keloid and hypertrophic scar reconstruction. J Nippon Med Sch. 78 (2), 68-76 (2011).
  23. Chen, K., Henn, D., Gurtner, G. C. Holy grail of tissue regeneration: Size. Bioessays. 44 (9), e2200047(2022).
  24. Sivaraj, D., et al. Nitric oxide-releasing gel accelerates healing in a diabetic murine splinted excisional wound model. Front Med (Lausanne). 10, 1060758(2023).
  25. Chen, K., et al. Pullulan-collagen hydrogel wound dressing promotes dermal remodelling and wound healing compared to commercially available collagen dressings. Wound Repair Regen. 30 (3), 397-408 (2022).
  26. Mascharak, S., et al. Preventing engrailed-1 activation in fibroblasts yields wound regeneration without scarring. Science. 372 (6540), eaba2374(2021).
  27. Fischer, K. S., et al. Protocol for the splinted, human-like excisional wound model in mice. Bio Protoc. 13 (3), e4606(2023).
  28. Wang, P. H., Huang, B. S., Horng, H. C., Yeh, C. C., Chen, Y. J. Wound healing. J Chin Med Assoc. 81 (2), 94-101 (2018).
  29. Azmat, C. E. Martha Council. Wound closure techniques. Statpearls. , StatPearls Publishing LLC. Treasure Island (FL). (2024).
  30. Tunca, M., et al. Cryosurgery to remove perichondrium for the rabbit ear hypertrophic scar model: A simplified method. Acta Dermatovenerol Alp Pannonica Adriat. 28 (2), 57-59 (2019).
  31. Sun, Q., et al. The effects of timing of postoperative radiotherapy on hypertrophic scar in a rabbit model. Med Sci Monit. 26, e921263(2020).
  32. Zu, W., Jiang, B., Liu, H. Establishment of a long-term hypertrophic scar model by injection of anhydrous alcohol: A rabbit model. Int J Exp Pathol. 102 (2), 105-112 (2021).
  33. Molina, E. A., et al. Angiogenic gene characterization and vessel permeability of dermal microvascular endothelial cells isolated from burn hypertrophic scar. Sci Rep. 12 (1), 12222(2022).
  34. Li, Z., et al. A highly simulated scar model developed by grafting human thin split-thickness skin on back of nude mouse: The remodeling process, histological characteristics of scars. Biochem Biophys Res Commun. 526 (3), 744-750 (2020).

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Gojenie ranodkształcenie mechaniczneblizna włóknistaobciążenie biomechaniczneregeneracja tkanekreakcja na ciało obceredukcja blizn
Mysi model napędzanych mechanotransdukcją, podobnych do ludzkich blizn przerostowych
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.