Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Produkcja kolagenu o wzorzystym kształcie nanofibrylarnym dla inżynierii tkankowej

1.5K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/67165

⸱

20 września 2024

 ,  , 
1Department of Biomedical Engineering, Oregon Health & Science University, 2Department of Orthopaedics and Rehabilitation, Oregon Health & Science University

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

Poniższy protokół przedstawia metodę wytłaczania opartą na ścinaniu do produkcji hydrożeli kolagenowych z nanoskalowymi wzorzystymi włókienkami, które mogą być stosowane w szerokim zakresie zastosowań inżynierii tkankowej.

Streszczenie

Biomateriały regeneracyjne są zaprojektowane tak, aby ułatwiać interakcje komórka-materiał, aby kierować naprawą uszkodzonych tkanek i organów. Materiały te mają na celu naśladowanie właściwości biofizycznych tkanki rodzimej, zapewniając komórkowe wskazówki fenotypowe i morfologiczne, które przyczyniają się do odbudowy niszy tkanki regeneracyjnej. Kolagen, rozpowszechnione białko macierzy zewnątrzkomórkowej, jest powszechnym składnikiem tych regeneracyjnych biomateriałów ze względu na swoją biokompatybilność i inne korzystne właściwości. Obecne badanie opisuje nowatorską i prostą metodę wytwarzania zmodyfikowanego kolagenu nanofibrylarnego z ukierunkowanym wzorem włókienek. Poprzez manipulację naprężeniami ścinającymi, temperaturą i pH, fibrylogeneza i wyrównanie kolagenu są precyzyjnie kontrolowane bez konieczności stosowania specjalistycznego sprzętu. Takie podejście pozwala na tworzenie nanofibrylarnych biomateriałów kolagenowych, które naśladują natywną strukturę tkanek wykazujących cechy anizotropowe lub izotropowe. Elastyczność modelowania nanowłókien kolagenowych nie tylko ułatwia badanie wzorców nanoskalowych na zachowaniu komórek, ale także oferuje różnorodne możliwości zastosowań w inżynierii tkankowej.

Wprowadzenie

Celem medycyny regeneracyjnej jest poprawa regeneracji i gojenia tkanek poprzez zastosowanie zaawansowanych środków terapeutycznych. Jedno z podejść polega na wytwarzaniu konstruktów biomateriałowych, które ściśle naśladują skład i strukturę tkanek natywnych. Podczas projektowania tych konstrukcji kluczową kwestią jest natywna podstawowa macierz zewnątrzkomórkowa (ECM), która dostarcza wskazówek instruktażowych dotyczących proliferacji, migracji i różnicowania komórek, ostatecznie napędzając regenerację tkanek1,2. Natywny ECM składa się głównie z fibrillar collagen3,4. W wysoce zorganizowanych tkankach, takich jak mięśnie szkieletowe i ścięgna, te ECM wykazują wyrównany wzór, który jest kluczem do wspierania przenoszenia siły przez tkankę, a także funkcji motorycznych5,6.

Użyteczność kolagenu jako biomateriału do zastosowań w inżynierii tkankowej wykracza poza jego szerokie rozpowszechnienie w tkankach natywnych, ponieważ wykazuje on również dobrą biokompatybilność, biodegradowalność i powinowactwo komórkowe7,8,9. Ostatnie postępy w rozwoju biomateriałów na bazie kolagenu skupiły się na udoskonaleniu właściwości biofizycznych, aby lepiej kierować mechanicznymi i biochemicznymi sygnałami, które są niezbędne do regeneracji określonych tkanek. Tworzenie biomateriałów kolagenowych o strukturze fibrylarnej in vitro jest stosunkowo proste, ponieważ rozpuszczalne w kwasach cząsteczki kolagenu są zdolne do samoorganizacji w nanofibryle pod wpływem wysokich temperatur i neutralnego pH10,11. Jednak bez sterowanej manipulacji włókna te uformują się w losowe sieci, co sprawi, że nie będą odpowiednie do zastosowań w anizotropowej inżynierii tkankowej. Techniki zdolne do wytwarzania wyrównanych włókien obejmują elektroprzędzenie i przędzenie na mokro, wraz z innymi technikami wytłaczania roztworu12,13, liofilizacja14, produkcja elektrochemiczna lub magnetyczna15,16, osadzanie metodą ścinania17, krystalizacja wywołana przepływem18, wytłaczanie żelu19, wyrównanie wywołane odkształceniem20, oraz wyrównanie sterowane siłą poprzez manipulację przepływem płynu21,22. Jednak wiele z tych metod albo nie jest wysoce kompatybilnych z kolagenem, albo powoduje wyrównanie w mikroskali, ale nie w nanoskali, albo wymaga dodatkowych etapów przetwarzania końcowego w celu wywołania wyrównania i stabilności, albo wymaga wysoce specjalistycznego sprzętu i odczynników, co sprawia, że ich powszechne zastosowanie jest wyzwaniem.

Obecne badanie przedstawia łatwą metodę wytwarzania kolagenu nanofibrylarnego opartą na ścinaniu, z wyrównanym lub losowo zorientowanym wzorem włókienek, bez potrzeby stosowania specjalistycznego sprzętu, takiego jak pompy strzykawkowe czy elektroprzędzarki. Technika ta wykorzystuje zależność fibrylogenezy kolagenu od pH. Zastosowanie siły ścinającej do kwaśnego kolagenu monomerycznego w buforze neutralizującym sprzyja wyrównanej fibrylogenezie wzdłuż kierunku ścinania. Podobnie kolagen może zostać nakłoniony do fibrylogenezy przy braku ścinania, które wytwarza fibryle o losowych wzorach. Powstałe w ten sposób paski kolagenu 3D, składające się z wyrównanego lub losowo wzorzystego kolagenu nanofibrylarnego, mogą służyć jako narzędzia do badania wpływu wzorców w nanoskali na zachowanie komórek. Ponadto oferują różnorodne możliwości zarówno dla anizotropowych, jak i izotropowych zastosowań inżynierii tkankowej23,24,25,26,27. Wzór można dostosować do struktury interesującej nas tkanki natywnej. Paski kolagenu mogą być również łączone w wiązki o różnych rozmiarach, aby służyć jako przeszczepiony środek terapeutyczny w różnych rozmiarach i kształtach urazów.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

1. Przygotowanie dializowanego kolagenu ( Rysunek 1)

  1. Przyciąć rurkę dializacyjną na długość około 3 cali. Używaj rurek o następujących specyfikacjach: płaska szerokość 32 mm, napompowana średnica 20 mm i rozmiar porów 4.8 nm.
  2. Nawodnij rurki dializacyjne w ultraczystej wodzie.
  3. Przymocuj jeden koniec rurki za pomocą zacisku do rurki do dializy.
  4. Przenieś 5-6 ml kolagenu typu I z ogona szczura (stężenie: 9-10 mg/ml w 0,02 N kwasu octowego) do rurki za pomocą strzykawki o pojemności 10 ml wyposażonej w igłę 18 G. Przypnij drugi koniec rurki, aby zamknąć.
  5. Umieść warstwę płatków glikolu polietylenowego (PEG) o grubości 0,5-1 cm na dnie szklanego naczynia, a następnie umieść rurkę dializacyjną wypełnioną kolagenem na wierzchu warstwy PEG.
    UWAGA: Szklane naczynie o wymiarach 13 cali x 9 cali x 2 cale może zazwyczaj pomieścić rząd 4-5 probówek wypełnionych kolagenem. Wielkość naczynia można dostosować w zależności od potrzebnej objętości kolagenu.
  6. Dodaj więcej płatków PEG, aby całkowicie przykryć rurkę i umieść tackę w lodówce o temperaturze 4 °C.
  7. Co 10-15 minut usuwaj mokre płatki PEG z powierzchni rurki do dializy i ponownie przykryj rurkę świeżą warstwą suchego PEG. Włóż naczynie do lodówki o temperaturze 4 °C.
  8. Powtórz krok 1.7 jeszcze dwa razy, a po 30-35 minutach spłucz mokre płatki PEG wodą z kranu.
  9. Jeszcze raz przepłucz rurkę ultraczystą wodą i osusz rurkę chusteczką.
  10. Odpiąć jeden koniec rurki i przenieść dializowany kolagen (końcowe stężenie: ~30 mg/ml) do probówek do mikrowirówek. Za pomocą miniwirówki (2 000 x g, ≤30 s, temperatura pokojowa [RT]) na krótko odwirować pęcherzyki powietrza w kolagenie i przechowywać w temperaturze 4°C do późniejszego wykorzystania.
  11. Dzień przed użyciem załaduj kolagen do strzykawek.
    1. Za pomocą igły o rozmiarze 16 pobrać ~1 ml dializowanego kolagenu do strzykawki o pojemności 1 ml.
      UWAGA: Kolagen jest substancją lepką. Może być konieczne wstępne napełnienie główki igły kolagenem przed pobraniem większej ilości kolagenu. Zdjąć igły i w razie potrzeby usunąć duże kieszenie powietrzne
    2. Wyjąć igłę i owinąć głowicę strzykawki parafilmem.
    3. Strzykawkę wypełnioną kolagenem należy przechowywać w pozycji pionowej w temperaturze 4°C przez noc, aby umożliwić pęknięcie małych pęcherzyków powietrza.

2. Przygotowanie wiórów szklanych ( Rysunek 1)

UWAGA: Korzystaj z ochrony oczu w tej części protokołu.

UWAGA: Specjalnie powlekane szkiełka hydrofobowe są używane do eksperymentów z hodowlą komórkową. Prowadnice muszą być trzymane za krawędzie, aby zapobiec usunięciu powłoki powierzchniowej. Procedurę cięcia szkła należy wykonać na odpowiedniej powierzchni do cięcia.

  1. Zmierz i zaznacz żądane wymiary wióra szklanego za pomocą markera permanentnego
    1. W przypadku tworzenia rusztowań 8-pasmowych należy zaznaczyć odstępy co około 1 cm wzdłuż dłuższej krawędzi zjeżdżalni. W razie potrzeby dostosuj wymiary w oparciu o żądany rozmiar rusztowania.
  2. Używając prostej krawędzi (tj. krawędzi płytki z 6 dołkami), przesuń nóż do szkła w dół długości pierwszego pomiaru, aby naciąć szkło.
  3. Szkiełko albo samo przełamie się wzdłuż naciętej linii, albo przewróci szkiełko na tkankę (hydrofobową stroną do dołu) i ręcznie wywrze nacisk na nacięty obszar.
  4. Zaznaczyć powlekaną stronę szkiełka hydrofobowego za pomocą markera na bazie etanolu.
  5. Opłucz szklany wiór w ultraczystej wodzie, aby usunąć resztki szklanego pyłu.
  6. Wysuszyć wióry szklane za pomocą dyszy stołowej do sprężonego powietrza lub układając je pod kątem w okapie.
  7. Powtórz w razie potrzeby dla wymaganej liczby żetonów. Przechowuj chipsy w RT. Aby uzyskać najlepsze wyniki hodowli komórkowych, użyj przygotowanych chipsów w ciągu 7 dni.

3. Przygotowanie 10x soli fizjologicznej buforowanej fosforanami (PBS)

  1. Napełnij szklaną butelkę 500 ml ultraczystej wody.
  2. Dodać 10 tabletek PBS do butelki.
    UWAGA: Ten protokół zakłada, że proporcja tabletek dla 1x PBS wynosi 1 tabletkę na 500 ml. Dostosuj liczbę tabletek zgodnie z potrzebami, jeśli używasz tabletu o innym rozmiarze lub marce.
  3. Dodaj mieszadło do butelki i umieść na talerzu mieszającym, aż tabletki się rozpuszczą.
  4. W dniu wytworzenia hydrożelu przenieś potrzebną objętość 10x PBS do stożkowych probówek o pojemności 50 ml.
  5. Umieść probówki wypełnione PBS w łaźni wodnej o temperaturze 37 °C na co najmniej 15 minut przed wytwarzaniem kolagenu.

4. Wytwarzanie wyrównanych nanowłókien kolagenowych (Rysunek 2)

  1. Wyjmij strzykawkę z kolagenem z lodówki i przymocuj igłę 22 G.
  2. Umieść szklane szkiełko w pokrywce płytki 4-dołkowej.
  3. Przykryj szkiełko wystarczającą ilością podgrzanego 37 °C 10x PBS, aby je zanurzyć (30-50 ml).
  4. Trzymając strzykawkę pod kątem około 30-45°, ręcznie wytłaczaj cienkie paski kolagenu na szklany chip z prędkością ~340 mm/s i natężeniem przepływu ~3,2 ml/min.
    UWAGA: Zakończ wytłaczanie kolagenu w ciągu 30-60 s od dodania podgrzanego PBS, aby upewnić się, że PBS nie ostygnie nadmiernie.
  5. Odczekaj 1-2 minuty, aby kolagen zakończył fibrylogenezę lub do momentu, gdy kolagen zmieni kolor na nieprzezroczysty biały.
  6. Użyj kleszczy, aby przyciąć paski kolagenu na długość. Upewnij się, że paski są wystarczająco długie, aby można było złożyć 3-5 mm pod dowolnym końcem chipa.
  7. Pojedynczo delikatnie ułóż paski kolagenu wzdłuż (równolegle do naciętego obszaru) na przygotowanym chipsie szklanym. Wsuń krawędzie pod chip.
  8. Kontynuuj układanie pasków kolagenowych, aż do uzyskania pożądanych wymiarów.
  9. Umieść nowo utworzony hydrożel kolagenowy w dwóch dołkach 12-dołkowej płytki. Umożliwia to przepływ powietrza podczas procesu suszenia i zapobiega przywieraniu końców kolagenu do niepożądanych powierzchni.
  10. Pozostaw hydrożele na blacie do wyschnięcia na 1-3 godziny lub do momentu, gdy kryształki soli PBS pokryją 50%-90% powierzchni hydrożelu.
    UWAGA: Czas schnięcia będzie się różnić w zależności od wielkości hydrożelu i obecności nadmiaru płynu.
  11. Zanurz każdy hydrożel w 1x PBS na około 30-60 s lub do momentu, gdy kryształki soli się rozpuszczą.
  12. Delikatnie zetrzyj nadmiar PBS chusteczką.
  13. Umieść hydrożele z powrotem na płytce studzienki i pozostaw do wyschnięcia na noc w dygestorium.
  14. Wysuszone hydrożele należy przechowywać w temperaturze pokojowej przez około 1 tydzień.

5. Wytwarzanie losowych nanowłókien kolagenowych (Rysunek 3)

  1. Wyjmij strzykawkę z kolagenem z lodówki i przymocuj igłę 22 G.
  2. Wytłaczaj kolagen w tempie ~ 3,2 ml / min na suchy szklany wiór. Wytłacz wystarczającą ilość kolagenu, aby uzyskać podobne wymiary do wyrównanych hydrożeli kolagenowych. W razie potrzeby zapobiegaj gromadzeniu się pęcherzyków powietrza.
  3. Wyciśnij dodatkowy kolagen, aby owinąć się wokół krawędzi szklanego chipa. Minimalizuje to ryzyko przypadkowego odłączenia.
  4. Użyj kleszczy, aby zanurzyć wytłaczany kolagen w probówce o pojemności 50 ml z podgrzanym 10x PBS.
  5. Poczekaj 45-60 s, aż kolagen zakończy fibrylogenezę lub aż kolagen zmieni kolor na nieprzezroczysty biały.
  6. Delikatnie zetrzyj nadmiar PBS chusteczką.
  7. Wykonaj kroki 4.9-4.14, aby spłukać i wysuszyć hydrożele

6. Sterylizacja i ponowne nawodnienie

UWAGA: Wykonaj wszystkie poniższe kroki w komorze bezpieczeństwa biologicznego.

  1. Sterylizuj hydrożele kolagenowe i otaczającą płytkę studzienki w 70% etanolu przez 15 minut.
    1. Na krótko podnieś hydrożele w połowie sterylizacji za pomocą kleszczy, aby upewnić się, że zarówno spód szklanego wióra, jak i hydrożel mają kontakt z etanolem.
  2. Usuń etanol i pozostaw hydrożele do wyschnięcia na powietrzu przez 10 minut.
  3. Umyj hydrożele 3 razy w sterylnym 1x PBS, po 10 minut każdy, aby usunąć resztki etanolu i ponownie nawodnić hydrożele. Hydrożele są teraz gotowe do użycia (hodowla komórkowa itp.). Hydrożele można na krótko pozostawić w PBS po ostatnim etapie mycia, jeśli nie są one natychmiast gotowe do użycia.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Niniejszy protokół opisuje prostą technikę ekstruzji opartą na ścinaniu, służącą do wytwarzania hydrożeli kolagenowych składających się z nanofibryli zorientowanych albo równolegle (Rycina 2), albo w sposób losowy (Rycina 3). Wzorowanie nanofibryli opiera się na precyzyjnej kontroli sił ścinania, co osiąga się poprzez jednoczesną modulację prędkości strzykawki i szybkości ekstruzji kolagenu. Optymalne wartości indukujące wyrównanie fibryli zostały wcześniej okre...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Krytyczne etapy protokołu można podzielić na trzy główne części: 1) fibrylogenezę kolagenu, 2) montaż hydrożelu i 3) mycie. Proces fibrylokenezy kolagenu zachodzi spontanicznie w warunkach neutralizujących i polega na samoorganizacji pojedynczych cząsteczek kolagenu w większe ustabilizowane struktury fibrylarne10,11. Osiąga się to poprzez zastosowanie neutralizującego buforowanego podłoża, takiego jak 10x PBS, które jest podgrzewane do 37 °C i ma kluczowe znaczen...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Nie ma żadnych konfliktów interesów, które można by zadeklarować.

Podziękowania

To badanie było częściowo wspierane przez fundusze Alliance for Regenerative Rehabilitation Research & Training, MTF Biologics, Oregon Health & Science University Foundation oraz Collins Medical Trust. K.M.H. był wspierany przez National Science Foundation Graduate Research Fellowship (DGE-1937961) oraz Oregon Students Learn and Experience Research (OSLER) Fellowship (5TL1TR2371-8). K.H.N. był wspierany przez granty z NIH/NHLBI (R00HL136701) oraz NIH/NIAMS (R01AR080150).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Kolagen I, Wysokie stężenie, Ogon szczuraCorningCB354249
Eclipse TE-2000-Umikroskop NikonTE-2000-U Mikroskop odwrócony
Bardzo grube szkiełka mikroskopoweFisher Scientific22-267-005Działa dobrze na powierzchni wytłaczania kolagenu
FEI Helios G3 NanoLab DualBeamThermo Fisher ScientificSkaningowy mikroskop elektronowyN/A
Zestaw narzędzi do cięcia szkła 2mm-20mm Ołówek w stylu ołówka Końcówka z węglika spiekanegoAmazon / MOARMORB07Y1D243HOpcja dla noża do szkła
Hamilton Kel-F Hub Blunt Point Needles (Luer Lock, 22 G)Fisher Scientific14-815-574Igły do wytłaczania kolagenu
Nexterion Slide H 3-DSchottNC0782819Szkiełka hydrofobowe
Tabletki PBSThermo Fisher Scientific18912014
Glikol polietylenowy 8000Fisher BioReagentsBP233-1
Bezszwowe rurki do dializy celulozowej Fisher ScientificS25645G
Klipsy do dializy SnakeSkinThermo Fisher ScientificPI68011
Synthware Nóż do szkłaSynthware31-501-927Opcja do noża do szkła

Bibliografia

  1. Padhi, A., Nain, A. S. ECM in differentiation: A review of matrix structure, composition and mechanical properties. Ann Biomed Eng. 48 (3), 1071-1089 (2020).
  2. Schlie-Wolter, S., Ngezahayo, A., Chichkov, B. N. The selective role of ECM components on cell adhesion, morphology, proliferation and communication in vitro. Exp Cell Res. 319 (10), 1553-1561 (2013).
  3. Ricard-Blum, S. The collagen family. Cold Spring Harb Perspect Biol. 3 (1), a004978(2011).
  4. Shoulders, M. D., Raines, R. T. Collagen structure and stability. Annu Rev Biochem. 78, 929-958 (2009).
  5. Gillies, A. R., Lieber, R. L. Structure and function of the skeletal muscle extracellular matrix. Muscle Nerve. 44 (3), 318-331 (2011).
  6. Silver, F. H., Freeman, J. W., Seehra, G. P. Collagen self-assembly and the development of tendon mechanical properties. J Biomech. 36 (10), 1529-1553 (2003).
  7. Friess, W. Collagen-biomaterial for drug delivery. Eur J Pharm Biopharm. 45 (2), 113-136 (1998).
  8. Lee, C. H., Singla, A., Lee, Y. Biomedical applications of collagen. Int J Pharm. 221 (1-2), 1-22 (2001).
  9. Liu, X., Zheng, C., Luo, X., Wang, X., Jiang, H. Recent advances of collagen-based biomaterials: Multi-hierarchical structure, modification and biomedical applications. Mater Sci Eng C. 99, 1509-1522 (2019).
  10. Harris, J. R., Reiber, A. Influence of saline and pH on collagen type I fibrillogenesis in vitro: Fibril polymorphism and colloidal gold labelling. Micron. 38 (5), 513-521 (2007).
  11. Williams, B. R., Gelman, R. A., Poppke, D. C., Piez, K. A. Collagen fibril formation. Optimal in vitro conditions and preliminary kinetic results. J Biol Chem. 253 (18), 6578-6585 (1978).
  12. Zhong, S., et al. An aligned nanofibrous collagen scaffold by electrospinning and its effects on in vitro fibroblast culture. J Biomed Mater Res A. 79A (3), 456-463 (2006).
  13. Malladi, S., et al. Continuous formation of ultrathin, strong collagen sheets with tunable anisotropy and compaction. ACS Biomater Sci Eng. 6 (7), 4236-4246 (2020).
  14. Lowe, C. J., Reucroft, I. M., Grota, M. C., Shreiber, D. I. Production of highly aligned collagen scaffolds by freeze-drying of self-assembled, fibrillar collagen gels. ACS Biomater Sci Eng. 2 (4), 643-651 (2016).
  15. Torbet, J., Ronzière, M. C. Magnetic alignment of collagen during self-assembly. Biochem J. 219 (3), 1057-1059 (1984).
  16. Provenzano, P. P., Eliceiri, K. W., Inman, D. R., Keely, P. J. Engineering three-dimensional collagen matrices to provide contact guidance during 3d cell migration. Curr Protoc Cell Biol. Chpater 10 (Unit 10.17), (2010).
  17. Saeidi, N., Sander, E. A., Zareian, R., Ruberti, J. W. Production of highly aligned collagen lamellae by combining shear force and thin film confinement. Acta Biomater. 7 (6), 2437-2447 (2011).
  18. Paten, J. A., et al. Flow-induced crystallization of collagen: A potentially critical mechanism in early tissue formation. ACS Nano. 10 (5), 5027-5040 (2016).
  19. Yunoki, S., Hatayama, H., Ebisawa, M., Kondo, E., Yasuda, K. A novel method for continuous formation of cord-like collagen gels to fabricate durable fibers in which collagen fibrils are longitudinally aligned. J Biomed Mater Res B Appl Biomater. 107 (4), 1011-1023 (2019).
  20. Vader, D., Kabla, A., Weitz, D., Mahadevan, L. Strain-induced alignment in collagen gels. PLoS One. 4 (6), e5902(2009).
  21. Ahmed, A., et al. Local extensional flows promote long-range fiber alignment in 3d collagen hydrogels. Biofabrication. 14 (3), (2022).
  22. Su, C. Y., et al. Engineering a 3D collective cancer invasion model with control over collagen fiber alignment. Biomaterials. 275, 120922(2021).
  23. Nakayama, K. H., et al. Bilayered vascular graft derived from human induced pluripotent stem cells with biomimetic structure and function. Regen Med. 10 (6), 745-755 (2015).
  24. Nakayama, K. H., et al. Nanoscale patterning of extracellular matrix alters endothelial function under shear stress. Nano Lett. 16 (1), 410-419 (2016).
  25. Nakayama, K. H., et al. Rehabilitative exercise and spatially patterned nanofibrillar scaffolds enhance vascularization and innervation following volumetric muscle loss. NPJ Regen Med. 3, 16(2018).
  26. Nakayama, K. H., et al. Treatment of volumetric muscle loss in mice using nanofibrillar scaffolds enhances vascular organization and integration. Commun Biol. 2 (1), 170(2019).
  27. Alcazar, C. A., Hu, C., Rando, T. A., Huang, N. F., Nakayama, K. H. Transplantation of insulin-like growth factor-1 laden scaffolds combined with exercise promotes neuroregeneration and angiogenesis in a preclinical muscle injury model. Biomater Sci. 8 (19), 5376-5389 (2020).
  28. Lai, E. S., Huang, N. F., Cooke, J. P., Fuller, G. G. Aligned nanofibrillar collagen regulates endothelial organization and migration. Regen Med. 7 (5), 649-661 (2012).
  29. Huang, N. F., et al. Spatial patterning of endothelium modulates cell morphology, adhesiveness and transcriptional signature. Biomaterials. 34 (12), 2928-2937 (2013).
  30. Weadock, K. S., Miller, E. J., Bellincampi, L. D., Zawadsky, J. P., Dunn, M. G. Physical crosslinking of collagen fibers: Comparison of ultraviolet irradiation and dehydrothermal treatment. J Biomed Mater Res. 29 (11), 1373-1379 (1995).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Przeglądaj więcej artykułów

Nanowłóknisty kolagenwzorcowanie kolagenufibrillogeneza kolagenumacierz pozakomórkowarurka dializacyjnanaprężenie ścinającehydrożel kolagenowyorientacja komórkowabiomateriały regeneracyjne
Produkcja kolagenu o wzorzystym kształcie nanofibrylarnym dla inżynierii tkankowej
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.