Artykuł metodologiczny

Opracowanie nowatorskiego systemu perfuzji płuc ex vivo dla płuc szczurów po śmierci krążeniowej

1.6K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/67168

⸱

18 października 2024

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1China-Japan Friendship Institute of Clinical Medicine, 2Department of Thoracic Surgery, China-Japan Friendship Hospital, 3Department of Biochemistry and Molecular & Cellular Biology, Georgetown University School of Medicine

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

Celem jest opracowanie nowego modelu perfuzji płuc ex vivo (EVLP) u szczurów, który może utrzymać stałą czynność płuc przez 4 godziny przez cały czas trwania EVLP i dostarczyć branży specyfiki implementacji, która zapewni solidną metodę stosowania EVLP na modelach gryzoni

.

Streszczenie

Rosnący niedobór płuc dawców do przeszczepów wzbudził znaczne zainteresowanie wykorzystaniem narządów pobranych od dawców po śmierci sercowej (DCD). Pozostaje jednak krytyczne wyzwanie polegające na maksymalizacji liczby żywotnych płuc, które spełniają rygorystyczne kryteria zastosowania klinicznego. Perfuzja płuc ex vivo (EVLP) jawi się jako obiecująca technologia pozwalająca ocenić i potencjalnie poprawić funkcję płuc pobranych od dawców. W artykule opisano rozwój opłacalnej i powtarzalnej platformy doświadczalnej dla małych zwierząt, zaprojektowanej specjalnie do badań EVLP. Platforma ta oferuje wysoki stopień personalizacji, umożliwiając naukowcom dostosowanie parametrów eksperymentalnych do konkretnych pytań badawczych w dziedzinie EVLP. Zespół stworzył model szczura do symulacji DCD i wdrożył dwuetapowe podejście do konserwacji. Płuca poddano statycznemu przechowywaniu w niskiej temperaturze przy użyciu roztworu perfuzatu w temperaturze 4 °C przez 4 godziny, a następnie normotermicznemu EVLP przez kolejne 4 godziny. Naukowcy ocenili różne parametry funkcji płuc, w tym opór naczyniowy płuc, podatność dynamiczną płuc, gazometrię perfuzatu i apoptozę komórek w tkankach płucnych. Badanie pokazuje, że EVLP może znacznie poprawić wydajność funkcjonalną płuc DCD w porównaniu ze zwykłym przechowywaniem w chłodni w temperaturze 4 °C, co sugeruje, że EVLP może potencjalnie łagodzić uszkodzenie niedokrwienne i reperfuzyjne i poprawiać funkcję przeszczepu po śmierci krążeniowej, zwiększając w ten sposób pulę płuc do przeszczepu.

Wprowadzenie

Transplantacja płuc (LTx) pozostaje jedynym ostatecznym sposobem leczenia pacjentów ze schyłkową niewydolnością płuc. Powodzenie przeszczepu płuc zależy od dostępności wysokiej jakości płuc dawcy o odpowiedniej funkcji. Jednak na całym świecie pojawiła się rosnąca lista oczekujących na przeszczep płuc z powodu krytycznego niedoboru płuc od dawców1. Wielu pacjentów znajdujących się na liście oczekujących doświadcza pogorszenia stanu zdrowia, a nawet śmierci w oczekiwaniu na odpowiednie płuco dawcy w rozsądnym czasie2. Dlatego tak ważne jest poszerzenie puli potencjalnych przeszczepów, aby zaspokoić potrzeby pacjentów znajdujących się na liście oczekujących na przeszczep. Dawstwo po zgonie sercowo-krążeniowym (DCD)1,3 i perfuzja płuc ex vivo (EVLP)4,5 to dwie obiecujące strategie zwiększania liczby dostępnych płuc do przeszczepu. Obecnie dawstwo po śmierci mózgu (DBD)6 jest głównym źródłem przeszczepów płuc. Jednak ze względu na obecny niedobór przeszczepów, DCD zyskuje na popularności. Zmiana ta jest spowodowana ograniczeniami przeszczepów DBD, w przypadku których zmiany w przepływie krwi, wentylacji mechanicznej, infekcji i aspiracji mogą pogorszyć jakość przeszczepu. Jakość przeszczepu ma bezpośredni wpływ na wyniki leczenia i długoterminowe przeżycie po przeszczepie. Proces perfuzji płuc ex vivo (EVLP) skutecznie zwiększył liczbę dostępnych przeszczepów płuc poprzez ponowną ocenę przeszczepów płuc od dawców po śmierci sercowej (DCD), co dało podobne wyniki zarówno w perspektywie krótko-, jak i długoterminowej7,8. Celem tego badania było opracowanie pozaustrojowego systemu perfuzji płuc u szczurów z cyklicznie martwymi płucami i dokładna ocena dawców DCD. Aby zmniejszyć prawdopodobieństwo pierwotnej dysfunkcji przeszczepu (PGD), szkody dla dawców DCD9 można zminimalizować za pomocą diagnostyki molekularnej10 i stosując specjalistyczne terapie celowane.

EVLP to technika, która odtwarza naturalne środowisko płuc na zewnątrz ciała, utrzymując normalną temperaturę fizjologiczną. Pozwala na ciągłe monitorowanie i ocenę płuc11,12, wydłuża czas przechowywania przeszczepów13 i wykorzystuje zewnętrzną perfuzję, wentylację i leki w celu poprawy jakości brzeżnych płuc, dzięki czemu nadają się do przeszczepu14. Pierwsze udane zastosowanie płuc dawcy brzeżnego do przeszczepu płuc za pomocą EVLP zostało zgłoszone przez Steena i wsp. w 2007 r. 15. Od tego czasu zastosowanie technologii EVLP stopniowo włącza się do praktyki klinicznej16,17. Zespół z Toronto następnie dostosował podejście EVLP, wykorzystując wentylację o niskiej objętości oddechowej i niskie natężenia przepływu w połączeniu z idealną strategią ochrony płuc pompy odśrodkowej; Skutkowało to stałą perfuzją przez czas 12 h18.

EVLP oferuje kilka korzyści, w tym zmniejszenie ryzyka niepowodzenia pierwotnego przeszczepu, zminimalizowanie obrzęku płuc, złagodzenie stanu zapalnego związanego ze śmiercią mózgu, przygotowanie układu odpornościowego biorcy do przeszczepu oraz zapobieganie infekcjom płuc, aspiracji, zatorowości płucnej i urazom niedokrwienno-reperfuzyjnym14,19,20. Chociaż EVLP oferuje znaczące korzyści, istnieje potrzeba ulepszenia metod w celu poprawy jakości przeszczepów.

Obecnie nie ma zgody co do konkretnych ustawień perfuzji i wentylacji na platformie EVLP dla szczurów. Ohsumi et al.21 opracowali nowy model do badania, w jaki sposób płuca dawcy, które zostały poddane długim okresom zimnego niedokrwienia (CIT), mogą zachować funkcję płuc podczas procesu perfuzji płuc ex vivo (EVLP) i po przeszczepie. Na całym świecie podjęto kilka prób stworzenia modeli perfuzji płuc ex vivo (EVLP) u szczurów22,23,24,25,26,27 w celu uzyskania bardziej niezawodnej i precyzyjnej perfuzji. Dlatego tak ważne jest opracowanie opłacalnego, wysoce powtarzalnego i ściśle kontrolowanego systemu EVLP dla małych zwierząt, aby ułatwić dalsze badania w tej dziedzinie. Istniejące systemy EVLP dla małych zwierząt są często drogie i mają ograniczoną elastyczność w zakresie modyfikowania warunków pracy dla różnych potrzeb badawczych. W niniejszym artykule zaproponowano opłacalny i elastyczny projekt systemu EVLP. Ponadto zawiera szczegółowe wyjaśnienie kroków technicznych i chirurgicznych wymaganych do jego wdrożenia. Zastosowaliśmy model wykorzystujący martwe szczury w zatrzymaniu krążenia, aby wykazać, że EVLP poprawia jakość płuc DCD, zwiększając w ten sposób pulę żywotnych dawców płuc do przeszczepu. Naszym celem jest podzielenie się naszym udanym doświadczeniem, aby pomóc innym badaczom w stworzeniu łatwo dostępnej platformy EVLP dla małych zwierząt po śmierci krążeniowo-krążeniowej.

Protokół

Zwierzęta doświadczalne to samce szczurów SD o wadze 250-400 g. Szczury trzymano w standardowych warunkach doświadczalnych w temperaturze 18-22 °C z kontrolowanym 12-godzinnym cyklem światło-ciemność i miały swobodny dostęp do pożywienia i wody. Komitet ds. Opieki nad Zwierzętami i Wykorzystania Zwierząt Instytutu Badań Klinicznych Szpitala Przyjaźni Chińsko-Japońskiej zatwierdził eksperymenty na zwierzętach i przeprowadził je zgodnie z wytycznymi. Wszystkie operacje wykonywane były w znieczuleniu ogólnym. Rysunek 1 przedstawia schemat ideowy oraz rzeczywisty obraz systemu EVLP w celach informacyjnych. Konkretna marka i model wszystkich używanych przyrządów i urządzeń są szczegółowo opisane w Tabeli Materiałów

1. Budowa aparatury

UWAGA: Plastik wydrukowany w 3D wydaje się być obiecującym wyborem dla tego urządzenia. Jednak w oparciu o nasze ograniczone doświadczenie trudno jest regulować siłę podczas wiązania węzłów z tworzyw sztucznych; Zbyt mała siła może spowodować ześlizgnięcie się rurki, a zbyt duża siła może zablokować plastikową rurkę. Sztywne rurki metalowe pozwalają uniknąć tych problemów i są stosunkowo trwałe, dlatego są tutaj używane.

  1. Podłącz moduł do plastikowej rury i użyj żelaznej ramy, stojaka i regulowanej platformy podnoszącej, aby ustawić wszystkie części na odpowiedniej wysokości. Dodaj 150 ml perfuzji do zbiornika do przechowywania cieczy, otwórz pompę perystaltyczną i ustaw natężenie przepływu na 20 ml / min, aby perfuzja wypełniła rurkę.
  2. 1.2Szlifować okrągły rowek do intubacji dotchawiczej. Przygotować mieszaninę gazów zawierającą 8%O2, 6% CO2 i 86% N2 jako gaz hipoksyjny. Przepuść hipoksyjny gaz do perfuzji przez sztuczne płuco membranowe. Wentylować czystym tlenem przez 5 minut przed pomiarem gazometrii.
  3. Wykonaj tętnicę płucną i kaniule przedsionkowe z pustych rurek ze stali nierdzewnej 304, które są zakrzywione, aby pasowały do anatomii szczurów (Rysunek 2A). Szlifuj okrągły rowek do intubacji tętnicy. Wykonaj otwór na dystalnym końcu ściany kaniuli przedsionkowej i wypoleruj pierścieniowy rowek na ścianie zewnętrznej (Rysunek 2C). Ustaw urządzenie wydechowe przed rurką do rurki perfuzyjnej tętnicy płucnej.
  4. Podłącz zawór trójdrogowy do zewnętrznego układu cyrkulacji łaźni wodnej i reguluj temperaturę zbiornika, komory narządowej i perfuzatu tętnicy płucnej. Zminimalizować długość rury przyłączeniowej kąpieli bezwodnej i kontrolować błąd temperatury we wszystkich punktach urządzenia w zakresie ± 0,2 °C. Pożądana temperatura dla projektu badania to 37 °C.
  5. Napełnij przewód monitorowania ciśnienia solą fizjologiczną i ustaw urządzenie do monitorowania ciśnienia na tej samej wysokości, co płuco dawcy. Otwórz zawór, aby połączyć linię monitorowania ciśnienia z linią perfuzji tętnicy płucnej i żyły, uruchom kolektor danych i ustaw zero. Monitoruj ciśnienie perfuzji tętniczej i ciśnienie powrotne w żyłach w czasie rzeczywistym.

2. Znieczulenie szczurów

  1. Nosić środki ochrony osobistej: maski chirurgiczne, rękawiczki i jednorazowe kombinezony przed kontaktem ze szczurami i tkankami szczurów.
  2. Zważ szczury i zapisz ich wagę. Napełnić strzykawkę 1000 j./kg heparyny i wstrzyknąć ją do żyły ogonowej za pomocą igły.
  3. Umieść szczury w zamkniętej komorze indukcyjnej i znieczulij je 3% gazem izofluranowym. Zaciśnij palce u nóg szczurów; Jeśli nie ma odpowiedzi, oznacza to, że szczury osiągnęły pożądaną głębokość znieczulenia. W przeciwnym razie kontynuuj wydłużanie czasu znieczulenia. Zastosuj sterylną maść okulistyczną, aby zapobiec wysuszeniu oczu.
  4. Przygotuj szwy wielokrotne (3-0 lub 4-0). Przenieś szczury na stół operacyjny, ułóż je w pozycji leżącej, zabezpiecz szwami i zdezynfekuj je sprayem nasączonym alkoholem.

3. Pobieranie płuc od dawcy

  1. Umieść głowę szczura w masce anestezjologicznej i utrzymuj znieczulenie, dostarczając powietrze zawierające 1,5% izofluranu. Zaciśnij palce u nóg szczurów; Jeśli nie ma odpowiedzi, oznacza to, że szczury osiągnęły pożądaną głębokość znieczulenia.
  2. Wykonaj 2-3 cm podłużne nacięcie nożyczkami chirurgicznymi dla gryzoni wzdłuż linii środkowej szyi przed tchawicą, przeciąć skórę, wypreparować tkankę mięśniową przed tchawicą i całkowicie odsłonić tchawicę.
  3. Zwolnij przestrzeń za tchawicą, przełóż przez nią szew 3-0 i zawiąż luźny węzeł do późniejszego wykorzystania. Wykonaj nacięcie w kształcie litery V 0,5 cm nożyczkami chirurgicznymi dla gryzoni powyżej węzła w tchawicy, włóż rurkę dotchawiczą (14G) do tchawicy, zaciśnij węzeł szwu i zabezpiecz rurkę tchawicy (Rysunek 3A).
  4. Podłącz rurkę dotchawiczą do respiratora, włącz ją i rozpocznij wentylację płuc.
  5. Często monitoruj i rejestruj parametry życiowe, aby zapewnić znieczulenie i zmiany parametrów życiowych do momentu potwierdzenia zgonu.
  6. Rozpocząć manewry rekrutacji płuc, wznowić wentylację mechaniczną w trybie kontrolowanym ciśnieniem i wietrzyć przez 5 minut. Należy użyć następujących parametrów: PEEP 3 cmH2O, wdech: stosunek wydechowy (I:E) 1:2, częstość oddechów 40 oddechów/min i FiO2 0,5.
  7. Zacisnąć tchawicę i pozwolić płucom przejść 1 godzinę ciepłego czasu niedokrwiennego (WIT). Po okresie WIT należy pobrać płuca zgodnie z poniższym opisem i losowo podzielić je na trzy grupy: (1) bezpośrednie zbieranie płuc, (2) 4-godzinna konserwacja statyczna w niskiej temperaturze (CS) i (3) 4-godzinna ocena EVLP.
  8. W celu bezpośredniego pobrania płuc należy pobrać próbki z uzyskanych płuc dawcy bez żadnego leczenia do różnych testów. W celu 4-godzinnego przechowywania ładunków elektrostatycznych w niskiej temperaturze (CS) płuca dawcy należy przechowywać w lodówce w temperaturze 4 °C przez 4 godziny, a następnie pobrać próbkę do wykrycia. 4 h oceny EVLP. Aby uzyskać 4-godzinną ocenę EVLP, wykonaj krok 5.
  9. Ustaw stół operacyjny w pozycji nachylonej pod kątem 45° z głową na wysokości i stopami.
  10. Usuń włosy golarką ze środka klatki piersiowej i brzucha szczura, zdezynfekuj je jodem 3x i udrapuj ręcznikiem chirurgicznym.
  11. Wykonaj 6-7 cm podłużne nacięcie wzdłuż linii środkowej brzucha nożyczkami chirurgicznymi dla gryzoni, przeciąć skórę, otworzyć ścianę brzucha do jamy brzusznej i odsłonić narządy jamy brzusznej. Za pomocą bawełnianego wacika delikatnie przepchnij jelita na prawą stronę jamy brzusznej, aby odsłonić żyłę główną dolną za nimi.
  12. Za pomocą strzykawki wstrzyknąć roztwór 1000 j./kg heparyny do żyły głównej dolnej. Odczekać 5 minut, aby zapewnić odpowiednią heparynizację krwi. Heparyna zapobiega tworzeniu się mikroskrzeplin w tętnicy płucnej.
  13. Przetnij dolną żyłę główną szczura nożyczkami, wykrwawiając ją. Wentylację mechaniczną płuc należy rozpocząć od początkowych ustawień respiratora przy objętości oddechowej 3 ml/kg, dodatnim ciśnieniu końcowo-wydechowym (PEEP) 2cmH2O, częstości oddechów 60 oddechów/min i stosunku I:E 1:2.
  14. Użyj kleszczy, aby podnieść wyrostek mieczykowaty; wykonaj podłużne nacięcie wzdłuż mostka od dołu do góry. Użyj rozpieracza żeber, aby odsłonić jamę klatki piersiowej. Usuń tkankę grasicy, aby odsłonić serce i główne naczynia krwionośne pod nim.
    UWAGA: Płuca szczura są delikatne; Unikaj dotykania ich lub narządów jamy brzusznej metalowymi narzędziami. Aby uzyskać lepszą widoczność, delikatnie odepchnij płuca na bok bawełnianym wacikiem.
  15. Uwolnij aortę szczura i przestrzeń za tętnicą płucną, przeprowadź przez nią szew 3-0 i zawiąż luźny węzeł do późniejszego wykorzystania.
  16. Wykonaj nacięcie w kształcie litery V o średnicy 2-3 mm na przedniej powierzchni drogi odpływu prawej komory, wprowadź kaniulę tętnicy płucnej do tętnicy płucnej przez nacięcie i zaciśnij wstępnie zawiązany szew, aby zabezpieczyć kaniulę (Ryc. 3B).
  17. Przeciąć końcówkę serca szczura, włożyć kleszcze hemostatyczne do lewej komory, zakłócić zastawki między lewą komorą a lewym przedsionkiem i upewnić się, że droga odpływu lewego przedsionka jest czysta
    18. .
  18. Podłącz kaniulę tętnicy płucnej do obwodu perfuzyjnego i przepłucz pozostałą krew z szybkością 0,6-1 ml/min za pomocą 15 ml roztworu o niskiej zawartości potasu. Spłukiwać, aż płuca staną się białe lub aż płyn perfuzyjny wychodzący z lewej komory zmieni kolor na biały.
  19. Umieść szew za sercem i okrąż komorę; wprowadź kaniulę lewej komory przez nacięcie w lewej komorze; i zaciśnij wstępnie zawiązany szew, aby zabezpieczyć kaniulę (Rysunek 3C).
  20. Odetnij tchawicę nad rurką dotchawiczą, podnieś tchawicę i użyj nożyczek, aby oddzielić tkankę łączną za tchawicą w dół do poziomu przepony.
  21. Odetnij żyłę główną dolną i główną tętnicę płucną powyżej przepony; usuń serce i płuca (Ryc. 3D).
  22. Aby utrzymać płuca napompowane, natychmiast zaciśnij dolną trzecią część tchawicy pod koniec wdechu, zbierz serce i płuca i umieść je w roztworze o niskiej zawartości potasu w celu konserwacji.
  23. Umieść serce i płuca w wyznaczonej pozycji obwodu EVLP i podłącz kaniulę lewej komory do obwodu perfuzyjnego (Rysunek 4A).

4. Inicjalizacja systemu perfuzji płuc ex vivo

  1. Zmontuj obwód EVLP: podłącz rurkę, natleniacz, zbiornik, pompę perystaltyczną i komorę organową.
  2. Napełnij obwód EVLP 120 ml roztworu naprawczego do perfuzji płuc, który zawiera 1000 jednostek heparyny sodowej, 50 mg cefoperazonu i 50 mg metyloprednizolonu przed perfuzją. Pozbądź się wszelkich pęcherzyków powietrza w przewodach, aby skorzystać z urządzenia wydechowego na końcu perfuzji tętnicy płucnej.
  3. Ustaw łaźnię wodną na temperaturę pokojową i rozpocznij cyrkulację ciepłej wody, aby ogrzać cały obwód EVLP.
  4. Otwórz program do zbierania danych w komputerze i podłącz czujnik ciśnienia w tętnicy płucnej, czujnik masy płuc, czujnik prędkości pompy i czujnik temperatury do obwodu EVLP i rejestratora.
  5. Napełnij rurkę monitorującą ciśnienie krwi zwykłą solą fizjologiczną, dostosuj wysokość stołu do wysokości dostarczonego płuca, podłącz rurkę do monitorowania ciśnienia do tętnicy płucnej i rurki perfuzyjnej żylnej, otwórz zawór, uruchom kolektor danych i wyzeruj system.
  6. Otwórz zawór gazu hipoksycznego, przepuść gaz hipoksyjny przez płuco membranowe przez 10 minut, aż roztwór perfuzyjny osiągnie stabilny stan niedotlenienia, zamknij zawór gazowy i wstrzymaj pompę perystaltyczną, czekając na przybycie płuca dawcy w celu perfuzji płuc ex vivo.
  7. Przygotuj stół operacyjny i narzędzia chirurgiczne w pobliżu platformy EVLP dla małych zwierząt i wstępnie wysterylizuj je za pomocą sterylizacji parowej pod wysokim ciśnieniem.

5. Perfuzja płuc ex vivo

  1. Napełnij pułapkę pęcherzykową wystarczającą ilością roztworu perfuzyjnego, aby zapobiec przedostawaniu się pęcherzyków do płuc (powodując zator powietrzny).
  2. Umieść jednostkę krążeniowo-oddechową w komorze narządu, podłącz ją do urządzenia EVLP, włącz respirator i pompę perystaltyczną, a następnie rozpocznij perfuzję EVLP (Rysunek 4B).
  3. Rozpocznij perfuzję przy 20% docelowego natężenia przepływu; stopniowo zwiększaj natężenie przepływu do docelowego natężenia przepływu w ciągu 1 godziny; oblicz docelowe natężenie przepływu jako 20% pojemności minutowej serca (75 ml/min/250 g masy dawcy).
  4. Ustawić wymiennik ciepła na 40 °C, aby utrzymać temperaturę płuc 37,5 °C. W ciągu 20 minut temperatura roztworu perfuzyjnego wzrasta z 25°C do 37°C.
  5. Zdejmij zacisk dotchawiczy 20 minut po rozpoczęciu perfuzji. Wentylację mechaniczną należy rozpocząć przy częstości oddechów (RR) wynoszącej 60 uderzeń na minutę, dodatnim ciśnieniu końcowo-wydechowym (PEEP) wynoszącym 3cmH2O i początkowej objętości oddechowej (VT) wynoszącej 4 ml/kg, osiągając maksymalną objętość oddechową 6 ml/kg w ciągu 10 minut.
  6. Rozpocznij przepływ hipoksycznego gazu (8%CO2, 6% O2 i 86% N2), aby utrzymać roztwór perfuzyjny PCO2 wchodzący do tętnicy płucnej między 35 a 45 mmHg jednocześnie podczas wentylacji.
  7. Podczas perfuzji należy stale monitorować szybkość przepływu roztworu perfuzyjnego, ciśnienie tętniczo-żylne, szczytowe ciśnienie w drogach oddechowych i parametry funkcji płuc.

Wyniki

Aby określić, w jakim stopniu EVLP zachowała płuca dawców DCD, konieczna jest ocena liczby komórek apoptotycznych wykrytych metodą barwienia TUNEL, poziomu markerów zapalnych (wykrytych w perfuzacie przy użyciu zestawu testowego QAH-INF-1) oraz ogólnego wyglądu fizycznego (barwienie hematoksyliną i eozyną (H&E)) bijących płuc dawców we wszystkich grupach. Wszystkie płuca dawców DCD poddano 4-godzinnej perfuzji. Większość płuc wykazała stabilną podatność, przy czym w ciągu 4 godzin zaobserwowano stopniowy spadek (Rycina 5B). Nie stwierdzono istotnych różnic w oporze naczyniowym i poziomach oksygenacji przeszczepów płucnych wśród płuc dawców DCD (Rycina 5A,C). Poziomy glukozy w perfuzacie spadały z czasem, nie obserwując istotnych różnic między poszczególnymi szczurami (Rycina 5D). Poziomy elektrolitów w perfuzacie pozostały podobne we wszystkich grupach (Rycina 5E-F).

Barwienie TUNEL wykonano metodą znakowania końców 3' za pomocą terminalowej transferazy deoksynukleotydylowej (dUTP nick end labeling) z wykorzystaniem zestawu do wykrywania apoptozy, zgodnie z instrukcjami producenta dotyczącymi wykrywania apoptozy jąder komórkowych. Barwienie TUNEL zastosowano w celu ilościowego określenia poziomu apoptozy (programowanej śmierci komórki) komórek nabłonka pęcherzyków płucnych w płucach dawców DCD w różnych warunkach konserwacji. Ślepa analiza liczby komórek apoptotycznych wykazała istotnie większą liczbę komórek pozytywnych w grupie dawców w porównaniu z pozostałymi grupami. Dodatkowo, w grupie konserwacji na zimno odnotowano większą liczbę komórek pozytywnych w porównaniu do płuc dawców DCD poddanych perfuzji EVLP (Rysunek 6). Do oceny przekrojów patologicznych barwionych H&E wykorzystano pięć niezależnych zmiennych: 1) naciek komórek zapalnych w przestrzeni pęcherzyków płucnych, 2) pogrubienie przegród pęcherzyków płucnych, 3) krwawienie wewnątrzpęcherzykowe i zewnątrz pęcherzykowe, 4) obrzęk wewnątrzpęcherzykowy oraz 5) tworzenie błon szklistych. Zmienne oceniano w skali 0-4: 0 = brak, 1 = lekki, 2 = umiarkowany, 3 = wysoki i 4 = ciężki. Suma punktów uzyskanych dla tych zmiennych pozwoliła wyznaczyć całkowity wskaźnik uszkodzenia płuc. Wskaźnik uszkodzenia płuc był istotnie niższy w grupie EVLP niż w grupie statycznej konserwacji na zimno oraz w grupie kontrolnej (Rysunek 7A). Pogrubienie ścian pęcherzyków płucnych oraz krwawienie pęcherzykowe można zaobserwować w grupie statycznej konserwacji na zimno przez 4 h (Rysunek 7B). W grupie EVLP zachowana jest prawidłowa struktura pęcherzyków płucnych (Rysunek 7C).

Układ krążenia pozaustrojowego, oksygenacja membranowa, schemat, metoda eksperymentalna.
Rysunek 1: Schemat i zdjęcie układu do perfuzji płuc ex vivo (EVLP) u małych zwierząt. Litery na schemacie odpowiadają literom na zdjęciu, opisując funkcję każdego komponentu. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

Komponenty systemu chromatograficznego; schemat metalowych złączy, przymiotowań i części rurek.
Rysunek 2: Kanule wykonane na zamówienie. (A) Kanula tętnicy płucnej. (B) Kanula tchawicy. (C) Kanula lewego przedsionka. (D) Zestaw kanul do perfuzji płuc szczura ex vivo. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

Schemat zabiegu chirurgicznego u gryzoni przedstawiający etapy sekcji układu sercowo-naczyniowego i odsłaniania organów.
Rycina 3: Izolacja płuca szczura. (A) Kaniulę tchawicy umieszcza się w odpowiedniej pozycji i mocuje szwem jedwabnym. (B) Tętnicę płucną kaniuluje się i wiąże wcześniej przygotowanym szwem jedwabnym. (C) Kaniulę lewego przedsionka mocuje się szwem jedwabnym. (D) Tkankę łączną rozdziela się tępym sposobem, aby usunąć blok serce-płuco. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

Układ eksperymentalny perfuzji organu; A: połączenia rurek, B: organ w komorze konserwującej do badań.
Rycina 4: Układ perfuzji płuc szczura. (A) Blok serce-płuca umieszczony w obiegu perfuzji płuc ex vivo. (B) Płuco prawidłowo wentylowane i perfundowane, podłączone do obiegu EVLP. Kliknij tutaj, aby wyświetlić większą wersję tej ryciny.

Wykresy parametrów fizjologicznych w czasie: PaO2/FiO2, CDyn, PVR, glukoza, sód, potas.
Rycina 5: Funkcja płuc podczas protokołu EVLP u szczurów. (A-F) Funkcja płuc i analiza gazometryczna płuc donora poddawanych procedurze EVLP po 1 h ciepłego czasu niedokrwienia (WIT). (A) Wskaźnik oksygenacji płuc. (B) Dynamiczna podatność płuc (Cdyn). (C) Opór naczyniowy płuc (PVR). (D) Poziom glukozy w perfuzacie 4 h po EVLP. (E) Poziom sodu w perfuzacie 4 h po EVLP. (F) Poziom potasu w perfuzacie 4 h po EVLP. Słupki błędu oznaczają odchylenie standardowe. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

Schemat testu TUNEL z barwieniem DAPI, porównujący warunki DCD, DCD+COLD i DCD+EVLP.
Rysunek 6: Reprezentatywne obrazy testu TUNEL dla różnych przypadków. Komórki TUNEL-dodatnie: zielona fluorescencja wskazuje komórki apoptotyczne; DAPI: niebieska fluorescencja reprezentuje jądro komórkowe; Merge: wszystkie komórki, w tym komórki przechodzące programowaną śmierć komórkową (apoptozę); DCD odnosi się do grupy bezpośredniego pobrania płuc; DCD+COLD odnosi się do grupy 4 h zimnej konserwacji statycznej; DCD+EVLP odnosi się do grupy 4 h perfuzji płuc ex vivo (EVLP). Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

Wykres słupkowy oceny uszkodzenia płuc i histologiczna analiza tkanki płucnej, przedstawienie wyników eksperymentalnych.
Rycina 7: Ocena uszkodzenia płuc i znaleziska histologiczne. (A) Ocena uszkodzenia płuc w grupie kontrolnej, grupie SCS oraz grupie EVLP (*, p <0.05). (B) Reprezentatywne przekroje tkanek dawców poddanych zimnej konserwacji statycznej (SCS) barwione hematoksyliną i eozyną (H&E). Czarna strzałka wskazuje rozerwanie nabłonka naczyń włosowatych płuc, a niebieskie strzałki wskazują pogrubienie ścian pęcherzyków płucnych. (C) Reprezentatywne przekroje tkanek dawców poddanych EVLP barwione H&E. Czerwona strzałka wskazuje naciek komórek zapalnych. (D) Reprezentatywne przekroje tkanek dawców z pobrania bezpośredniego (kontrola) barwione H&E. Czarne strzałki wskazują rozerwanie i krwawienie nabłonka naczyń włosowatych płuc. Słupki błędu oznaczają odchylenie standardowe, analiza istotności została przeprowadzona za pomocą jednoczynnikowej analizy wariancji (ANOVA). Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

Dyskusja

W niniejszym badaniu przedstawiono opłacalną i modułową konstrukcję platformy EVLP dla małych zwierząt oraz walidację skuteczności tej platformy w szczurzym modelu DCD. Wyniki wskazują, że EVLP może znacznie poprawić jakość płuc od zmarłych dawców, rozszerzając w ten sposób pulę potencjalnych dawców do przeszczepu płuc. Niedobór płuc dawców do przeszczepów pozostaje poważnym wyzwaniem. Aby rozwiązać ten problem, niektóre kraje rozpoczęły wdrażanie programów DCD28. Takie podejście stanowi cenną strategię zwiększania liczby żywotnych przeszczepów narządów. Warto zauważyć, że liczne badania wykazały, że wskaźniki długoterminowego przeżycia po przeszczepieniu wątroby przy użyciu narządów DCD są porównywalne z tymi przy użyciu narządów z DBD29,30. Jednak wykorzystanie płuc od dawców DCD pozostaje ograniczone ze względu na rozległe uszkodzenia spowodowane przedłużonym niedokrwieniem31. Skuteczna ocena i wykorzystanie ograniczonych zasobów płuc uzyskanych od dawców DCD ma ogromny potencjał w zakresie złagodzenia niedoboru płuc nadających się do przeszczepu. EVLP to obiecująca technika, która może poprawić jakość płuc i wydłużyć czas ich zachowania przed przeszczepem. Aby zweryfikować skuteczność EVLP w porównaniu z przechowywaniem w chłodni w temperaturze 4 °C, zastosowaliśmy szczurzy model śmierci krążeniowej. Stawiamy hipotezę, że nasza technika perfuzji może złagodzić uszkodzenia spowodowane uszkodzeniem niedokrwienno-reperfuzyjnym i poprawić czynność płuc po śmierci krążeniowej. Nasze wyniki eksperymentalne są zgodne z ostatnimi odkryciami przedstawionymi przez Wang et al.32 oraz Hasenauer et al.33.

Utrzymanie stałej temperatury w całym obiegu perfuzyjnym ma kluczowe znaczenie dla optymalnego funkcjonowania EVLP. Jednak wiele istniejących systemów EVLP nie ma niezawodnych i elastycznych mechanizmów kontroli temperatury. Pojedyncze systemy wymiany ciepła często wymagają regulacji, które zmieniają temperaturę w określonych miejscach. Ta fluktuacja temperatury może wpływać na skład płynu perfuzyjnego, zakłócać pomiary wskaźnika natlenienia i ostatecznie zagrozić dokładności wyników eksperymentalnych. Aby przezwyciężyć tę trudność, stworzono system EVLP i wyposażono go w trzy oddzielne wymienniki ciepła w kąpieli wodnej, które umieszczono w zbiorniku, strefach perfuzji tętnicy płucnej i komorze narządowej. Dodatkowo system wykorzystuje minimalną ilość rurociągów, aby zminimalizować straty ciepła i zapewnić precyzyjną kontrolę temperatury w zakresie 4-40 °C. Taka konfiguracja pozwala na bardzo dokładną kontrolę temperatury, przy czym zmierzone temperatury w każdym segmencie obwodu nie różnią się o więcej niż ± 0,2 °C od wartości zadanej. Konstrukcja skutecznie spełnia rygorystyczne wymagania dotyczące kontroli temperatury dla eksperymentów EVLP.

Małe modele zwierzęce, ze względu na mniejsze narządy, są szczególnie podatne na obrzęk płuc i niedodmę34. Powikłania te znacznie utrudniają przeprowadzanie długotrwałych eksperymentów perfuzyjnych. Aby sprostać temu wyzwaniu i zapewnić optymalną ochronę płuc podczas perfuzji, przyjęliśmy podejście Toronto, które jest obecnie złotym standardem w praktyce klinicznej. Metoda ta polega na stopniowym zwiększaniu zarówno natężenia przepływu perfuzyjnego, jak i wentylacji w określonym przedziale czasowym35. Perfuzję rozpoczynano przy 10% docelowej szybkości przepływu (20% pojemności minutowej serca = 75 ml/min/250 g masy ciała dawcy) i stopniowo zwiększano w ciągu 1 godziny. Podobnie wentylację rozpoczęto z niską szybkością (4 ml / kg), a objętość oddechową stopniowo zwiększano do maksimum 6 ml / kg w ciągu 10 minut. Badania podkreślają również korzyści płynące z dodania albuminy surowicy bydlęcej (BSA) do perfuzatu. Suplementacja BSA podnosi ciśnienie osmotyczne koloidu, zmniejszając w ten sposób obrzęk tkanek36. W EVLP małych zwierząt istnieją dwie podstawowe konfiguracje perfuzji oparte na kaniulacji przedsionków: pętla zamknięta i pętla otwarta. Systemy zamkniętej pętli utrzymują stałe, niskie ciśnienie w przedsionkach, naśladując warunki fizjologiczne i ułatwiając dokładne pomiary gazometrii krwi. Badanie przeprowadzone przez Linacr i wsp. wykazało, że utrzymanie określonego ciśnienia przedsionkowego podczas perfuzji może poprawić czynność płuc i zmniejszyć obrzęk34. Jednak skoki ciśnienia mogą wystąpić, jeśli mięsień przedsionkowy blokuje obwód. Dodatkowo, przywiązanie przedsionka i obecność pęcherzyków powietrza może zagrozić wynikom eksperymentalnym ze względu na potencjalne uszkodzenie włókien mięśnia sercowego i niespójne odczyty ciśnienia7. Aby przezwyciężyć te ograniczenia i uzyskać skuteczną perfuzję w pętli zamkniętej, wykonano specjalnie zaprojektowaną kaniulę przedsionkową. Ta kaniula jest wyposażona w wystającą ortezę na końcu, aby zapobiec niedrożności mięśnia przedsionkowego. Dodatkowo pierścieniowe rowki wzdłuż korpusu kaniuli ułatwiają bezpieczne umieszczenie ligatury. Ponadto system zawiera pułapki bąbelkowe i techniki wstępnej perfuzji w celu wyeliminowania zatoru powietrznego i utrzymania stałego ciśnienia perfuzyjnego.

Platformy EVLP dla małych zwierząt są faworyzowane w badaniach naukowych ze względu na ich liczne zalety: kontrolowane warunki na zwierzętach, opłacalność, przyjmowanie dużych próbek i niskie zużycie płynu perfuzyjnego. Dodatkowo, użycie pojedynczego szczepu małych zwierząt (np. szczurów w tym badaniu, ale także świnek morskich i królików 24,35,36) pozwala na skrupulatną kontrolę zarówno diety, jak i warunków eksperymentalnych. Wszechstronność systemu umożliwia adaptację do wszystkich tych gatunków poprzez dostosowanie parametrów oddychania i szybkości przepływu perfuzji. Towarzyszące filmy szczegółowo opisują model zwierzęcy i procedury EVLP, zapewniając naukowcom kompleksowe zrozumienie. Postępując zgodnie z tymi protokołami, naukowcy mogą zwiększyć sukces eksperymentu, zminimalizować cierpienie zwierząt i zmniejszyć ogólne wykorzystanie zwierząt.

Chociaż badania doprowadziły do opracowania niedrogiego, modułowego i przyjaznego dla użytkownika systemu EVLP dla małych zwierząt, który przewyższa opcje komercyjne pod względem stabilności, jakości perfuzji i możliwości regulacji, konieczne są dalsze badania w celu optymalizacji protokołów EVLP, w tym parametrów perfuzji i wentylacji, oraz zidentyfikowania najskuteczniejszych leków chroniących płuca. Ta przyjazna dla użytkownika i wydajna technologia umożliwiła pomyślne przeprowadzenie testów na wielu płucach dawców z wykorzystaniem infrastruktury. Obecne wysiłki badawcze koncentrują się na odbudowie i konserwacji płuc od dawców.

Oświadczenia

Autorzy deklarują brak sprzecznych interesów.

Podziękowania

Ta praca była wspierana przez National High-Level Hospital Clinical Research Funding oraz projekt Elite Medical Professionals ze Szpitala Przyjaźni Chiny-Japonii (numery grantów[2022-NHLHCRF-LX-03-0303] i [ZRJY2021-GG07]).

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Rurki aseptyczne medyczne 3,0 mmZhifang Pump industry Co., LTD, Hebei, Chiny3,0 mmW krążeniu krwi, a nie w naczyniach krwionośnych
Albumina surowicy bydlęcejSigma-Aldrich Trading Co.Ltd, Szanghaj, ChinyBSAV-ROZwiększ koloidalne ciśnienie osmotyczne perfuzji
BP-100/102 Wewnątrznaczyniowy przetwornik ciśnienia krwiiWorx Systems, Inc, New Hampshire, USABP-100/102Zapisy ciśnienia naczyniowego w płucach u szczurów
CefazolinBeijing psaitong Biotechnology Co., Ltd, Pekin, ChinyPHR1291Infekcja przeciwbakteryjna
DeoksygenatorDongguan Kewei Medical Instrument, Guangdong, ChinyBrak specyfikacji modeluWymień funkcję płuc szczura Wymiana gazowa we krwi
F500 Maszyna do znieczulenia ogólnego dla małych zwierzątBeijing Yi Zejia Technology Co., LTD, Pekin, ChinyF500Podaj znieczulenie gazowe w celu zapewnienia znieczulenia
Mieszanina gazów (6% O2, 8% CO2, 86% N2)Beijing Oriental Medical Gas Co., LTD, Pekin, ChinyBrak specyfikacji modeluUtrzymuj równowagę kwasowo-zasadową we krwi, symuluje fizjologię naczyń płucnych
Wymiennik ciepłaChanghong Precision Instrument Center, Shenzhen, ChinyDHC-05-BKontrola temperatury w obwodzie perfuzyjnym
heparynaBeijing psaitong Biotechnology Co., Ltd, Pekin, ChinyH0200000Zakrzepica przeciw mikro
IsofluraneRWD Life Science Co., Ltd, Shenzhen, ChinyR510-22Znieczulone szczury
Komora izolacyjnaRęcznie wykonane z Shanghai Leighton Industrial Co., LTD, Szanghaj, ChinyBrak specyfikacji modeluPrzechowywanie płuc szczura
Przenośny analizator kliniczny i-STAT 1point of care, Inc, NJ, USA300GAnaliza gazometrii krwi w perfuzji
Rejestrator iWorx RA-834iWorx Systems, Inc, New Hampshire, USARA-834Wyjście sygnału ciśnienia w naczyniach krwionośnych płuc
Wielokanałowa pompa perystaltyczna LabMateZhifang Pump industry Co., LTD, Hebei, ChinyLabMate2Dostarcza energię do procesu krążenia perfuzyjnego
PERFADEX PlusXVIVO Perfusion, Göteborg, SzwecjaNAPłuco od dawcy szczura zostało poddane płukaniu wstępnemu; roztwór o niskiej zawartości potasu 
Kaniula płucnaWykonana ze stali nierdzewnej304 stal nierdzewna / SUS3042,0 / 2,5 mm
Kaniula żyły płucnejWykonana ze stali nierdzewnej304 stal nierdzewna / SUS3044,0 mm
Zestaw testowy QAH-INF-1Innopsys, Parcd'Activité s Activestre
R415 Respirator dla małych zwierzątRWD Life Science Co., Ltd, Shenzhen, ChinyR415Wentylacja zbiornika płuc szczura
Shanghai Leighton Industrial Co., LTD, Szanghaj, ChinyPojemność 1 LMagazyn perfuzyjny
SOLU-MEDROLBeijing psaitong Biotechnology Co., Ltd, Pekin, ChinyCzujnik temperatury M0639NA
(TM-100)iWorx Systems, Inc, New Hampshire, USATM-100Rekordowa temperatura perfuzji płuc
Abbott

Bibliografia

  1. Domínguez-Gil, B., et al. Expanding controlled donation after the circulatory determination of death: Statement from an international collaborative. Intensive Care Med. 47 (3), 265-281 (2021).
  2. Valapour, M., et al. Optn/srtr 2020 annual data report: Lung. Am J Transplant. 22 Suppl 2, 438-518 (2022).
  3. Holm, A. M., Courtwright, A., Olland, A., Zuckermann, A., Van Raemdonck, D. ISHLT position paper on thoracic organ transplantation in controlled donation after circulatory determination of death (cdcd). J Heart Lung Transplant. 41 (6), 671-677 (2022).
  4. Chiu, S., Mills, S. E. A., Bharat, A. Expanding the lung donor pool and improving outcomes: Ex vivo lung perfusion. JAMA Surg. 154 (12), 1151(2019).
  5. Nakajima, D., Date, H. Ex vivo lung perfusion in lung transplantation. Gen Thorac Cardiovasc Surg. 69 (4), 625-630 (2021).
  6. Furukawa, M., et al. Lung transplantation from donation after circulatory death, evolution, and current status in the United States. Clin Transplant. 37 (3), e14884(2023).
  7. Valenza, F., et al. Ex vivo lung perfusion to improve donor lung function and increase the number of organs available for transplantation. Transpl Int. 27 (6), 553-561 (2014).
  8. Divithotawela, C., et al. Long-term outcomes of lung transplant with ex vivo lung perfusion. JAMA Surg. 154 (12), 1143-1150 (2019).
  9. Egan, T. M., et al. Donation after circulatory death donors in lung transplantation. J Thorac Dis. 13 (11), 6536-6549 (2021).
  10. Kanou, T., et al. Cell-free DNA in human ex vivo lung perfusate as a potential biomarker to predict the risk of primary graft dysfunction in lung transplantation. J Thorac Cardiovasc Surg. 162 (2), 490-499.e492 (2021).
  11. Loor, G., et al. Portable normothermic ex vivo lung perfusion, ventilation, and functional assessment with the organ care system on donor lung use for transplantation from extended-criteria donors (expand): A single-arm, pivotal trial. Lancet Respir Med. 7 (11), 975-984 (2019).
  12. Cypel, M., et al. Normothermic ex vivo lung perfusion in clinical lung transplantation. N Engl J Med. 364 (15), 1431-1440 (2011).
  13. Yeung, J. C., et al. Outcomes after transplantation of lungs preserved for more than 12 h: A retrospective study. Lancet Respir Med. 5 (2), 119-124 (2017).
  14. Cypel, M., Keshavjee, S. The clinical potential of ex vivo lung perfusion. Expert Rev Respir Med. 6 (1), 27-35 (2012).
  15. Steen, S., et al. First human transplantation of a nonacceptable donor lung after reconditioning ex vivo. Ann Thorac Surg. 83 (6), 2191-2194 (2007).
  16. Lindstedt, S., et al. Comparative outcome of double lung transplantation using conventional donor lungs and non-acceptable donor lungs reconditioned ex vivo. Interact Cardiovasc Thorac Surg. 12 (2), 162-165 (2011).
  17. Wallinder, A., et al. Early results in transplantation of initially rejected donor lungs after ex vivo lung perfusion: A case-control study. Eur J Cardiothorac Surg. 45 (1), discussion 44-45 44-45 (2014).
  18. Cypel, M., et al. Technique for prolonged normothermic ex vivo lung perfusion. J Heart Lung Transplant. 27 (12), 1319-1325 (2008).
  19. Frank, J. A., et al. Physiological and biochemical markers of alveolar epithelial barrier dysfunction in perfused human lungs. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 293 (1), L52-L59 (2007).
  20. Inci, I., et al. Fibrinolytic treatment improves the quality of lungs retrieved from non-heart-beating donors. J Heart Lung Transplant. 26 (10), 1054-1060 (2007).
  21. Ohsumi, A., et al. A method for translational rat ex vivo lung perfusion experimentation. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 319 (1), L61-L70 (2020).
  22. Nelson, K., et al. Method of isolated ex vivo lung perfusion in a rat model: Lessons learned from developing a rat evlp program. J Vis Exp. (96), e52309(2015).
  23. Bassani, G. A., et al. Ex vivo lung perfusion in the rat: Detailed procedure and videos. PLoS One. 11 (12), e0167898(2016).
  24. Cleveland, W. J., et al. Design and implementation of a rat ex vivo lung perfusion model. J Vis Exp. (195), e64740(2023).
  25. Oliveira, P., Yamanashi, K., Wang, A., Cypel, M. Establishment of an ex vivo lung perfusion rat model for translational insights in lung transplantation. J Vis Exp. 10 (199), e65981(2023).
  26. Nelson, K., et al. Animal models of ex vivo lung perfusion as a platform for transplantation research. World J Exp Med. 4 (2), 7-15 (2014).
  27. Van Zanden, J. E., Leuvenink, H. G. D., Verschuuren, E. aM., Erasmus, M. E., Hottenrott, M. C. A translational rat model for ex vivo lung perfusion of pre-injured lungs after brain death. PLoS One. 16 (12), e0260705(2021).
  28. Choi, K., et al. Early national trends of lung allograft use during donation after circulatory death heart procurement in the United States. JTCVS Open. 16, 1020-1028 (2023).
  29. Krutsinger, D., et al. Lung transplantation from donation after cardiocirculatory death: A systematic review and meta-analysis. J Heart Lung Transplant. 34 (5), 675-684 (2015).
  30. Sabashnikov, A., et al. Long-term results after lung transplantation using organs from circulatory death donors: A propensity score-matched analysis. Eur J Cardiothorac Surg. 49 (1), 46-53 (2016).
  31. Zhao, J., et al. The low utilization rate of donor lungs in china: A single-center experience. Ann Transplant. 26, e931409(2021).
  32. Wang, W., Qian, J., Zhu, M., Wang, Y., Pan, Y. Normothermic ex vivo lung perfusion outperforms conventional cold preservation in a deceased rat lung. Ann Transl Med. 10 (2), 99(2022).
  33. Hasenauer, A., et al. Effects of cold or warm ischemia and ex-vivo lung perfusion on the release of damage associated molecular patterns and inflammatory cytokines in experimental lung transplantation. J Heart Lung Transplant. 40 (9), 905-916 (2021).
  34. Linacre, V., et al. Importance of left atrial pressure during ex vivo lung perfusion. J Heart Lung Transplant. 35 (6), 808-814 (2016).
  35. Pêgo-Fernandes, P. M., et al. Experimental model of isolated lung perfusion in rats: First brazilian experience using the il-2 isolated perfused rat or guinea pig lung system. Transplant Proc. 42 (2), 444-447 (2010).
  36. Pacheco-Baltazar, A., Arreola-Ramírez, J. L., Alquicira-Mireles, J., Segura-Medina, P. Isolated lung perfusion system in the rabbit model. J Vis Exp. (173), e62734(2021).

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Transplantacja płuca szczuramodel zgonu krążeniowegokonserwacja płucaopór naczyniowy płucpodatność dynamicznapomiar gazometrii krwiuszkodzenie niedokrwienno-reperfuzyjneapoptyczna śmierć komórekobwód perfuzyjny
Opracowanie nowatorskiego systemu perfuzji płuc ex vivo dla płuc szczurów po śmierci krążeniowej
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.