Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Modelowanie i ocena modelu mysiej kardiomiopatii cukrzycowej

2.2K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/67189

⸱

29 listopada 2024

 ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Cardiology, West China Hospital, Sichuan University, 2Laboratory of Cardiac Structure and Function, Institute of Cardiovascular Diseases, West China Hospital, Sichuan University, 3Cardiac Structure and Function Research Key Laboratory of Sichuan Province, West China Hospital, Sichuan University

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

Ten protokół przedstawia metodę wywoływania kardiomiopatii cukrzycowej poprzez połączenie diety wysokotłuszczowej i wstrzykiwania streptozotocyny. Podejście to ma na celu zapewnienie wiarygodnych ram dla badań naukowych nad kardiomiopatią cukrzycową oraz zbadanie potencjalnych możliwości zastosowań leczenia klinicznego.

Streszczenie

Podstawowe mechanizmy patofizjologiczne kardiomiopatii cukrzycowej (DbCM), głównej przyczyny śmiertelności wśród pacjentów z cukrzycą typu 2 (T2DM), pozostają słabo poznane. Toksyczność mięśnia sercowego związana z cukrzycą typu 2 DM przypisuje się takim czynnikom, jak lipotoksyczność, glukotoksyczność, stres oksydacyjny, zmniejszona wydolność serca i lipoapoptoza. W porównaniu ze szczurami, myszy oferują większą dostępność, opłacalność i szersze zastosowanie w eksperymentach na zwierzętach. Insulinooporność i upośledzone wydzielanie insuliny są kluczowymi czynnikami w patofizjologii cukrzycy typu 2. Wprowadzamy nowy, niegenetyczny model mysią, który replikuje progresję ludzkiego DbCM indukowaną przez połączenie karmienia dietą wysokotłuszczową (HFD) i wstrzyknięciem streptozotocyny (STZ). W tym badaniu wykorzystaliśmy myszy C57BL / 6J typu dzikiego, podając schemat HFD przez 12 tygodni, a następnie dootrzewnowe wstrzyknięcia STZ przez dodatkowe 12 tygodni w celu wywołania charakterystycznych objawów cukrzycy typu 2. Przeprowadziliśmy doustne testy tolerancji glukozy i zmierzyliśmy stężenie insuliny w surowicy, aby potwierdzić rozwój insulinooporności i niedostatecznego wydzielania insuliny. Strukturę i funkcję serca rygorystycznie oceniano za pomocą nieinwazyjnej echokardiografii przezklatkowej. Cechy patologiczne oceniano za pomocą barwienia trichromem Massona i barwienia aglutyniną z kiełków pszenicy (WGA), ujawniając cechy patologiczne związane z DbCM. Dlatego zapewniamy solidną i wszechstronną metodę ustanawiania niegenetycznego mysiego modelu DbCM.

Wprowadzenie

Cukrzyca typu 2 (T2DM) jest stopniowo rosnącym globalnym problemem zdrowotnym, stanowiąc główną przyczynę zachorowalności i śmiertelności wśród osób dotkniętych chorobą. Występowanie cukrzycy typu 2 jest ściśle związane z rosnącą epidemią otyłości1,2. Ponad jedna trzecia pacjentów z cukrzycą typu 2 wykazuje wyraźny fenotyp sercowo-naczyniowy określany jako kardiomiopatia cukrzycowa (DbCM), charakteryzujący się dysfunkcją mięśnia sercowego, która występuje niezależnie od choroby wieńcowej, nadciśnienia tętniczego i choroby zastawek serca3. Pojawiające się dowody sugerują, że około 20% pacjentów z cukrzycą jest predysponowanych do rozwoju niewydolności serca3, stan ściśle związany z ich rokowaniem4. Zaproponowano kilka patofizjologicznych mechanizmów DbCM, w tym stan zapalny5, przebudowa i dysfunkcja serca6, dysfunkcja mitochondriów7, stres oksydacyjny8 oraz zaburzenia metaboliczne9. Pomimo szeroko zakrojonych badań, pełne spektrum mechanizmów i ich indywidualny wkład w DbCM pozostaje nie do końca poznany10. W związku z tym dobrze ugruntowane przedkliniczne modele zwierzęce są niezbędne do postępu w badaniach nad tym schorzeniem.

T2DM charakteryzuje się insulinoopornością i postępującą niewydolnością insuliny11, przy czym większość z nich to osoby z nadwagą lub otyłością12. W tym badaniu ustalamy stabilny i zmodyfikowany mysi model DbCM w oparciu o wcześniejsze badania, łącząc karmienie dietą wysokotłuszczową (HFD) i wstrzyknięcie streptozotocyny (STZ). W cukrzycy typu 2 insulinooporność i niszczenie komórek β trzustki przyczyniają się do patofizjologii choroby12. Model ten wykorzystuje dwa główne czynniki ryzyka cukrzycy typu 2. W szczególności u myszy karmionych HFD rozwija się insulinooporność, a kolejne wstrzyknięcia STZ dodatkowo upośledzają funkcję β komórek wysp trzustkowych, co znacząco prowadzi do progresji patofizjologii podobnej do T2DM. STZ, wyizolowany ze Streptomyces achromogenes, został po raz pierwszy opisany w 1963 roku ze względu na selektywne niszczenie komórek β wysp trzustkowych i właściwości cukrzycowe13. Istnieją dwa modele leczenia STZ: podanie stosunkowo wysokiej dawki STZ powoduje krótkotrwały model kardiomiopatii, podczas gdy powtarzające się zastrzyki STZ o niskiej dawce indukują model T2DM, który w naturalny sposób postępuje do DbCM. W wyniku tej ostatniej metody u zwierząt rozwija się hiperglikemia, polidypsja i wielomocz, z których wszystkie są charakterystyczne dla ludzkiej cukrzycy typu 2 i naturalnie rozwijają DbCM.

To badanie wykazało, że myszy C57BL/6J typu dzikiego karmione HFD, a następnie dootrzewnowe zastrzyki STZ (30 mg/kg) wykazywały czynność, morfologię i histologię serca zgodne z charakterystyką DbCM pod koniec eksperymentu. Takie podejście zapewnia skuteczną metodę ustanawiania mysiego modelu DbCM.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Wszystkie procedury były zgodne z instytucjonalnymi wytycznymi dotyczącymi badań nad zwierzętami, zgodnie z Guide for the Care and Use of Laboratory Animals opracowanym przez US National Institutes of Health (NIH Publication No. 85-23, wersja z 1996 r.). Wszystkie eksperymenty na zwierzętach zostały zatwierdzone przez Komitet Etyki ds. Opieki nad Zwierzętami oraz Komitet Etyki Uniwersytetu w Sichuan. Samce myszy C57BL/6J zakupiono w Beijing Vital River Laboratory Animal Technology Co. (Chiny). Przez cały czas trwania eksperymentu myszy przebywały w kontrolowanych warunkach przy temperaturze 24 °C i regulowanym 12 h cyklu światło/ciemność, z nielimitowanym dostępem do pożywienia i wody.

Schemat harmonogramu badania na myszach, ND vs. HFD/STZ, OGTT, insulina, cytrynian, STZ, układ doświadczalny.
Rysunek 1: Schematyczny harmonogram eksperymentu. Myszy wykorzystane w grupach HFD/STZ oraz ND miały około 7-8 tygodni. Masa ciała oraz poziom glukozy we krwi każdego zwierzęcia były rejestrowane co tydzień. W 12. i 24. tygodniu karmienia oceniano fenotyp metaboliczny myszy za pomocą doustnego testu tolerancji glukozy (OGTT) oraz pomiaru poziomu insuliny w surowicy. Dodatkowo przeprowadzano badanie echokardiograficzne w punkcie wyjścia (tydzień 0), w 12. oraz 24. tygodniu. Po 24-tygodniowym okresie karmienia myszy poddano eutanazji. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

1. Karmienie dietą HFD

  1. Karmy samce myszy C57BL/6J (w wieku 7-8 tygodni) dietą normalną (ND) lub dietą wysokotłuszczową (HFD, 60% kcal z tłuszczu) przez 24 tygodnie w celu wywołania otyłości.
  2. Co 4 tygodnie zapisujemy masę ciała każdej myszy. Należy upewnić się, że krzywa masy ciała wykazuje podobny trend wzrostowy przed 12 tygodniem, przy czym w grupie HFD powinno być obserwowane bardziej strome nachylenie.

2. Przygotowanie i wstrzyknięcie roztworu STZ

UWAGA: Przechowywać STZ w temperaturze -20 °C, aby zapobiec degradacji ze względu na wysoką niestabilność związku w temperaturze pokojowej (RT). Wymieszać STZ z buforem cytrynianowym bezpośrednio przed iniekcją, w czasie nieprzekraczającym 5 min.

  1. Przygotuj bufor cytryczanowy. Odważ 2,1 g kwasu cytrynowego (masa cząsteczkowa względna: 210,14) i rozpuść go całkowicie w 100 mL wody destylowanej, aby przygotować roztwór A; odważ 2,94 g cytrynianu sodu (masa cząsteczkowa względna: 294,10) i rozpuść go całkowicie w 100 mL wody destylowanej, aby przygotować roztwór B. Zmieszaj roztwór A i B w stosunku 1: 1,32, aby otrzymać roboczy roztwór kwasu cytrynowego. Odfiltruj zanieczyszczenia za pomocą membrany filtrującej 0,45 µm.
  2. Odważ 1 g STZ i rozpuść go całkowicie w 100 mL przygotowanego mieszanego roboczego roztworu kwasu cytrynowego. Przechowuj otrzymany roztwór STZ w temperaturze 4 °C. W miarę możliwości upewnij się, że wstrzyknięcie roztworu STZ następuje w ciągu 30 min.
  3. Za pomocą strzykawki 1 mL wykonuj codzienne iniekcje doszpikowe roztworu zawierającego 30 mg/kg STZ przez 7 kolejnych dni u myszy w grupie HFD/STZ, podając równą objętość buforu cytryczanowego (0,1 mmol/L, pH = 4,5) myszom w grupie ND.
  4. Oznacz poziom glukozy we krwi 1 tydzień po ostatniej iniekcji. Myszy wykazujące losowe stężenia glukozy we krwi przekraczające 16,7 mmol/L zakwalifikuj jako myszy z T2DM.
    1. Ostrożnie umieść mysz w urządzeniu stabilizującym, upewniając się, że ogon jest całkowicie wysunięty na zewnątrz.
    2. Przed pobraniem krwi dokładnie zdezynfekuj miejsce pobrania krwi z ogona za pomocą wacika nasączonego 70% alkoholem, zachowując sterylność i czystość.
    3. Za pomocą igły z ostrym końcem wprowadź ją do żyły ogonowej, przesuwając od końcówki w stronę nasady na głębokość 3-4 mm. Gdy igła zostanie bezpiecznie umieszczona, delikatnie ściśnij górną część ogona, aby wspomóc przepływ krwi.
    4. Pobierz około 10 µL krwi z myszy i ostrożnie nanieś pobraną krew na dedykowany pasek testowy. Po wchłonięciu krwi glukometr bezzwłocznie wyświetli odczyt glukozy we krwi.

3. Doustny test obciążenia glukozą (OGTT)14

  1. Przed przeprowadzeniem OGTT poddać każdą mysz 14-godzinnej głodówce przez noc, zapewniając jej nieograniczony dostęp do wody.
  2. Przygotować około 10 mL 20% roztworu glukozy. Podczas OGTT podać każdej myszy dawkę 1 g/kg glukozy drogą zgłębnika do żołądka.
  3. Monitorować poziom glukozy we krwi w kilku punktach czasowych: bezpośrednio przed podaniem (0 min) oraz 15 min, 30 min, 60 min i 120 min po podaniu.

4. Echokardiograficzna ocena funkcji serca

  1. Przeprowadź echokardiografię każdego myszy w punkcie wyjściowym (0 tygodni), w 12. tygodniu oraz w 24. tygodniu po podawaniu diety HFD lub ND.
  2. Przed echokardiografią uśpij mysz poprzez inhalację 3% izofluranu podawanego z 100% tlenem za pomocą aparatury anestezjologicznej. Upewnij się, że mysz nie wykazuje reakcji na uszczypnięcie skóry ząbkowaną pęsetą lub stymulację palców stóp i ogona. Na oczy nałóż maść weterynaryjną, aby zapobiec ich wysychaniu podczas znieczulenia.
  3. Umieść mysz na podgrzewanej podkładce w celu utrzymania temperatury ciała i przymocuj pazury do elektrody, aby zapewnić stabilną pozycję na plecach. Dostosuj stężenie izofluranu w zakresie 1%-2% w celu podtrzymania znieczulenia i utrzymania docelowej częstotliwości akcji serca na poziomie około 450 uderzeń na minutę.
  4. Usuń sierść myszy za pomocą kremu depilacyjnego i nałóż żel ultradźwiękowy na klatkę piersiową. Po zakończeniu echokardiografii usuń krem depilacyjny i żel ultradźwiękowy za pomocą sterylnej soli fizjologicznej.
  5. Oceń funkcję serca i parametry strukturalne za pomocą głowicy 50 MHz.
    1. Aby uzyskać optymalny obraz długiej osi lewej komory (LV), umieść głowicę po lewej stronie klatki piersiowej zwierzęcia.
    2. W zależności od indywidualnej anatomii obróć głowicę przeciwnie do ruchu wskazówek zegara o 15° do 45° względem lewej linii przymostkowej, z wcięciem skierowanym w stronę prawego barku. Dostosuj oś x i oś y w trybie B-mode15.
      UWAGA: Odpowiedni obraz długiej osi LV powinien obejmować (i) zastawkę aortalną i pierścień aortalny; (ii) komorę LV umieszczoną w centrum obrazu; (iii) oś od podstawy do wierzchołka równoległą do przetwornika16.
    3. Naciśnij M-mode 2x, aby wyświetlić linię pomiarową. Ustaw tę linię na poziomie mięśnia papilarnego. Następnie wykonaj pomiary dla co najmniej trzech kolejnych uderzeń serca, aby zapewnić dokładność. Stuknij Save Clip, aby zapisać pętlę filmową w serii.
    4. Zidentyfikuj wymiar końcowo-skurczowy jako fazę zbieżną z załamkiem T w EKG i określ wymiar końcowo-rozkurczowy jako fazę odpowiadającą załamkowi R w EKG.
    5. Przechyl podkładkę roboczą tak, aby górny lewy róg był najniżej, a dolny prawy najwyżej. Ustaw głowicę tak, aby penetrowała wzdłuż kierunku wierzchołka serca myszy, równolegle do długiej osi serca, aby uzyskać obraz transapikalny czterojamowy.
    6. Kolejno wybieraj tryby C (Color Doppler) i PW (PW Doppler>), umieść objętość próbkowania w punkcie najwyższej prędkości, dostosuj kierunek próbkowania tak, aby odpowiadał kierunkowi przepływu krwi i zarejestruj informacje hemodynamiczne zastawki mitralnej (fala E i A)16. Stuknij Save Clip, aby zapisać pętlę filmową w serii.
  6. Przerwij inhalację izofluranu, aby myszy odzyskały przytomność. Przenieś zwierzęta do klatek w kontrolowanym środowisku z 12-godzinnym cyklem światła/ciemności po upływie 0 i 12 tygodni. Po 24-tygodniowej ocenie echokardiograficznej poddaj myszy humanitarnej eutanazji poprzez zwichnięcie karku po inhalacji izofluranu.
  7. Przeprowadź analizę frakcji wyrzutowej (EF), frakcji skrócenia (FS), tylnej ściany lewej komory (LVPW), wewnętrznej średnicy lewej komory (LVID), przegrody międzykomorowej (IVS) oraz stosunku E/A przy użyciu klucza sprzętowego stacji roboczej.

5. Barwienie histologiczne

  1. Po zakończeniu analizy echokardiograficznej w 24. tygodniu, uśmierć mysz poprzez zwichnięcie kręgów szyjnych po uprzednim podaniu izofluranu drogą wziewną.
  2. Przeprowadź sekcję myszy, używając nożyczek okulistycznych i pęsety. Ostrożnie przetnij żebra, aby zapewnić pełną ekspozycję serca.
  3. Przeprowadź perfuzję serca przez wierzchołek solą fizjologiczną, aż wątroba stanie się blada, co świadczy o prawidłowym przebiegu perfuzji. Wyjmij serce i dokładnie wypłucz je w soli fizjologicznej, aby całkowicie usunąć krew.
  4. Wykonaj zatopienie w parafinie17.
    1. Utrwal serce w 4% formalinie w temperaturze pokojowej (RT) przez co najmniej 24 h.
    2. Umieść kasetkę do odwodnienia zawierającą serce w dehydratorze w celu przeprowadzenia stopniowego procesu odwodnienia z wykorzystaniem gradientu alkoholi i wymiany na wosk w temperaturze 65 °C.
  5. Przygotuj skrawki tkanek17.
    1. Umieść przyciętą kostkę woskową zawierającą mięsień brodawkowy w mikrotomie w celu wykonania skrawków o grubości 4 µm i przechowuj w temperaturze pokojowej (RT) do barwienia patomorfologicznego.
  6. Wykonaj barwienie trichromem Massona18 oraz barwienie aglutyniną z zarodków pszenicy (WGA)19.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

W badaniu zastosowano randomizację myszy do dwóch grup: grupy ND oraz grupy HFD/STZ, po 6 myszy w każdej grupie. Po wykonaniu końcowego badania echokardiograficznego oraz testów OGTT w 24. tygodniu karmienia, myszy poddano eutanazji w celu pobrania tkanek serca do oceny histologicznej.

Dieta HFD/STZ spowodowała wyraźny przyrost masy ciała, który osiągnął szczyt w 12. tygodniu i był znacząco wyższy w porównaniu z grupą ND. Po podaniu STZ zaobserwowano zauważalny spadek masy ciała u myszy w grup...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Biorąc pod uwagę powszechne występowanie cukrzycy i związanych z nią powikłań sercowo-naczyniowych na całym świecie, istnieje pilna potrzeba odkrycia podstawowych mechanizmów molekularnych i opracowania strategii zapobiegawczych i terapeutycznych dla tego schorzenia20. Patogeneza DbCM, jednego z powikłań sercowo-naczyniowych u pacjentów z cukrzycą typu 2, pozostaje niejasna, nie ma skutecznych metod zapobiegania i leczenia21. Brak wiarygodnych modeli przedklinicznych, które...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Ta praca była wspierana przez Narodową Fundację Nauk Przyrodniczych Chin (numery grantów: U23A20395, 81900258 i 82170375); Kluczowy Projekt Badawczo-Rozwojowy Departamentu Nauki i Technologii Prowincji Syczuan (2022ZDZX0020); Projekt Specjalnego Funduszu Badań Klinicznych Oddziału Sercowo-Naczyniowego Chińskiego Towarzystwa Medycznego (CSC) (CSCF2020B04); 1· 3· 5 projekt Szpitala Zachodniochińskiego, Uniwersytet Syczuański (ZYGD23021). Podziękowania dla Qing Yang (Animal Imaging Core Facilities, West China Hospital, Sichuan University) za pomoc w ultrasonografii małych zwierząt.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
System ultrodźwiękowy dla zwierzątFujifilm Visual SonicsVEVO 3100Echokardiografia
Glukometrkrwi YuwellGU100Oceń poziom glukozy we krwi
Kwas cytrynowySigma-Aldrich251275
IsofluranRWD life scienceR510-22Znieczulenie
Waporyzator izofluranowyRWD life scienceR500znieczulenie
Zestaw ELISA insuliny myszy (INS)Wuhan Feiyue Biotechnology Co.,Ltd FY-EM14029Oceń poziom insuliny w surowicy
Krem do depilacjiNair Nair255gUsuń sierść myszy
Dieta dla gryzoni z 60% tłuszczu kcalResearch Diets IncD12492Karmienie dietą wysokotłuszczową
Cytrynian soduSigma-AldrichS4641
Sterylny filtrMerck MilliporeSLHV033N
StreptozocinSolarbioS8050
Żel ultradźwiękowyKepplerKL-250Echokardiografia
Stacja roboczaDongle Fujifilm Visual SonicsVevo LABEchokardiograficzna analiza danych

Bibliografia

  1. Defronzo, R. A., et al. Type 2 diabetes mellitus. Nat Rev Dis Primers. 1, 15019(2015).
  2. Htay, T., et al. Mortality and cardiovascular disease in type 1 and type 2 diabetes. Curr Cardiol Rep. 21 (6), (2019).
  3. Jia, G., Hill, M. A., Sowers, J. R. Diabetic cardiomyopathy: An update of mechanisms contributing to this clinical entity. Circ Res. 122 (4), 624-638 (2018).
  4. Kenny, H. C., Abel, E. D. Heart failure in type 2 diabetes mellitus. Circ Res. 124 (1), 121-141 (2019).
  5. Biernacka, A., et al. Smad3 signaling promotes fibrosis while preserving cardiac and aortic geometry in obese diabetic mice. Circ Heart Fail. 8 (4), 788-798 (2015).
  6. Van Linthout, S., et al. Reduced MMP-2 activity contributes to cardiac fibrosis in experimental diabetic cardiomyopathy. Basic Res Cardiol. 103 (4), 319-327 (2008).
  7. Ni, R., et al. Therapeutic inhibition of mitochondrial reactive oxygen species with mito-tempo reduces diabetic cardiomyopathy. Free Radic Biol Med. 90, 12-23 (2016).
  8. Tan, Y., et al. Diabetic downregulation of Nrf2 activity via erk contributes to oxidative stress-induced insulin resistance in cardiac cells in vitro and in vivo. Diabetes. 60 (2), 625-633 (2011).
  9. Maack, C., et al. Heart failure and diabetes: Metabolic alterations and therapeutic interventions: A state-of-the-art review from the translational research committee of the heart failure association-european society of cardiology. Eur Heart J. 39 (48), 4243-4254 (2018).
  10. Ho, K. L., et al. structural and biochemical changes in diabetes and the development of heart failure. Diabetologia. 65 (3), 411-423 (2022).
  11. Saisho, Y. Beta-cell dysfunction: Its critical role in prevention and management of type 2 diabetes. World J Diabetes. 6 (1), 109-124 (2015).
  12. Galicia-Garcia, U., et al. Pathophysiology of type 2 diabetes mellitus. Int J Mol Sci. 21 (17), 6275(2020).
  13. Junod, A., et al. Studies of the diabetogenic action of streptozotocin. Proc Soc Exp Biol Med. 126 (1), 201-205 (1967).
  14. Einwallner, E., Nagy, C. Study of in vivo glucose metabolism in high-fat diet-fed mice using oral glucose tolerance test (OGTT) and insulin tolerance test (ITT). J Vis Exp. (131), e56672(2018).
  15. Wang, Q., et al. Induction of right ventricular failure by pulmonary artery constriction and evaluation of right ventricular function in mice. J Vis Exp. (147), e59431(2019).
  16. Zacchigna, S., et al. Towards standardization of echocardiography for the evaluation of left ventricular function in adult rodents: A position paper of the ESC working group on myocardial function. Cardiovasc Res. 117 (1), 43-59 (2021).
  17. Paraffin sides experiment report. , Servicebio. At https://www.servicebio.com/data-detail?id=5556&code=BLZPSYBG (2022).
  18. staining experiment report. , Servicebio. At https://www.servicebio.com/data-detail?id=5588&code=RSSYBG (2022).
  19. Paraffin WGA staining protocol. , Servicebio. At https://www.servicebio.com/data-detail?id=5041&code=MYYGSYBG (2022).
  20. Guariguata, L., et al. Global estimates of diabetes prevalence for 2013 and projections for 2035. Diabetes Res Clin Pract. 103 (2), 137-149 (2014).
  21. Tan, Y., et al. Mechanisms of diabetic cardiomyopathy and potential therapeutic strategies: Preclinical and clinical evidence. Nat Rev Cardiol. 17 (9), 585-607 (2020).
  22. Prasad, M., et al. A comprehensive review on high -fat diet-induced diabetes mellitus: An epigenetic view. J Nutr Biochem. 107, 109037(2022).
  23. Zhang, Y., et al. Positional cloning of the mouse obese gene and its human homologue. Nature. 372 (6505), 425-432 (1994).
  24. Adingupu, D. D., et al. Sglt2 inhibition with empagliflozin improves coronary microvascular function and cardiac contractility in prediabetic ob/ob(-/-) mice. Cardiovasc Diabetol. 18 (1), 16(2019).
  25. Huynh, K., et al. Coenzyme q10 attenuates diastolic dysfunction, cardiomyocyte hypertrophy and cardiac fibrosis in the db/db mouse model of type 2 diabetes. Diabetologia. 55 (5), 1544-1553 (2012).
  26. Moellmann, J., et al. Empagliflozin improves left ventricular diastolic function of db/db mice. Biochim Biophys Acta Mol Basis Dis. 1866 (8), 165807(2020).
  27. Ramirez, E., et al. Eplerenone attenuated cardiac steatosis, apoptosis and diastolic dysfunction in experimental type-ii diabetes. Cardiovasc Diabetol. 12, 172(2013).
  28. Fuentes-Antras, J., et al. Updating experimental models of diabetic cardiomyopathy. J Diabetes Res. 2015, 656795(2015).
  29. Riehle, C., Bauersachs, J. Of mice and men: Models and mechanisms of diabetic cardiomyopathy. Basic Res Cardiol. 114 (1), 2(2018).
  30. Zhao, S., Kusminski, C. M., Scherer, P. E. Adiponectin, leptin and cardiovascular disorders. Circ Res. 128 (1), 136-149 (2021).
  31. Parilla, J. H., Willard, J. R., Barrow, B. M., Zraika, S. A mouse model of beta-cell dysfunction as seen in human type 2 diabetes. J Diabetes Res. 2018, 6106051(2018).
  32. Wang, B., Chandrasekera, P. C., Pippin, J. J. Leptin- and leptin receptor-deficient rodent models: Relevance for human type 2 diabetes. Curr Diabetes Rev. 10 (2), 131-145 (2014).
  33. Vasanji, Z., Cantor, E. J., Juric, D., Moyen, M., Netticadan, T. Alterations in cardiac contractile performance and sarcoplasmic reticulum function in sucrose-fed rats is associated with insulin resistance. Am J Physiol Cell Physiol. 291 (4), C772-C780 (2006).
  34. Wright, J. J., et al. Mechanisms for increased myocardial fatty acid utilization following short-term high-fat feeding. Cardiovasc Res. 82 (2), 351-360 (2009).
  35. Flister, K. F. T., et al. Long-term exposure to high-sucrose diet down-regulates hepatic endoplasmic reticulum-stress adaptive pathways and potentiates de novo lipogenesis in weaned male mice. J Nutr Biochem. 62, 155-166 (2018).
  36. Kanwal, A., Pillai, V. B., Samant, S., Gupta, M., Gupta, M. P. The nuclear and mitochondrial sirtuins, sirt6 and sirt3, regulate each other's activity and protect the heart from developing obesity-mediated diabetic cardiomyopathy. FASEB J. 33 (10), 10872-10888 (2019).
  37. Winzell, M. S., Ahren, B. The high-fat diet-fed mouse: A model for studying mechanisms and treatment of impaired glucose tolerance and type 2 diabetes. Diabetes. 53 Suppl 3, S215-S219 (2004).
  38. Poucher, S. M., et al. Effects of saxagliptin and sitagliptin on glycaemic control and pancreatic beta-cell mass in a streptozotocin-induced mouse model of type 2 diabetes. Diabetes Obes Metab. 14 (10), 918-926 (2012).
  39. Islam, M. S., Loots Du, T. Experimental rodent models of type 2 diabetes: A review. Methods Find Exp Clin Pharmacol. 31 (4), 249-261 (2009).
  40. Heydemann, A. An overview of murine high fat diet as a model for type 2 diabetes mellitus. J Diabetes Res. 2016, 2902351(2016).
  41. Surwit, R. S., Kuhn, C. M., Cochrane, C., Mccubbin, J. A., Feinglos, M. N. Diet-induced type ii diabetes in c57bl/6j mice. Diabetes. 37 (9), 1163-1167 (1988).
  42. Clee, S. M., Attie, A. D. The genetic landscape of type 2 diabetes in mice. Endocr Rev. 28 (1), 48-83 (2007).
  43. Lee, J. Y., Kim, M. J., Moon, C. K., Chung, J. H. Degradation products of streptozotocin do not induce hyperglycemia in rats. Biochem Pharmacol. 46 (11), 2111-2113 (1993).
  44. Ozturk, N., Uslu, S., Ozdemir, S. Diabetes-induced changes in cardiac voltage-gated ion channels. World J Diabetes. 12 (1), 1-18 (2021).
  45. Bohne, L. J., Johnson, D., Rose, R. A., Wilton, S. B., Gillis, A. M. The association between diabetes mellitus and atrial fibrillation: Clinical and mechanistic insights. Front Physiol. 10, 135(2019).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Model mysidieta wysokotłuszczowawstrzyknięcie streptozotocynyinsulinoopornośćdoustny test tolerancji glukozyechokardiografia przezklatkowadysfunkcja sercabarwienie trichromem Massonainsulina w surowicy
Modelowanie i ocena modelu mysiej kardiomiopatii cukrzycowej
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.