Artykuł metodologiczny

Sztuczne urządzenie płucne do szczepienia powierzchni wiązki włókien in situ

DOI:

10.3791/67271

⸱

28 marca 2025

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Chemistry and Chemical & Biomedical Engineering, University of New Haven, 2Advanced Respiratory Technologies, LLC, 3Department of Biomedical Engineering, Carnegie Mellon University, 4Department of Cardiac Surgery, Vanderbilt University Medical Center, 5Auburn University

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

To badanie badało działanie przeciwporostowe sztucznych pustych włókien płuc pokrytych przez zalewanie urządzenia płucnego. Chociaż to podejście polegające na modyfikacji powierzchni włókien jest praktyczne, skuteczność procesu powlekania zależy od pokrycia przeszczepem na warstwach maty włóknistej w wiązce.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Chociaż wysoki stosunek powierzchni do objętości wiązki włókien płucnych zwiększa wymianę gazową, duża powierzchnia, gęste ułożenie i chemia powierzchni włókien są głównymi czynnikami przyczyniającymi się do zakrzepicy. Aby temu zapobiec, konieczna jest jednolita modyfikacja składu chemicznego powierzchni, aby skutecznie zmniejszyć niespecyficzne zanieczyszczenie białkami, co może pomóc w ograniczeniu zakrzepicy i zmniejszyć ryzyko choroby zakrzepowo-zatorowej lub krwawienia spowodowanego przez ogólnoustrojowe leki przeciwzakrzepowe.

W tym badaniu badaliśmy zastosowanie i właściwości przeciwporostowe szczepów polimerowych na wiązkach włókien polipropylenowych. Proces szczepienia polegał na zalaniu sztucznego płuca obojoobojnymi cząsteczkami polisulfobetyiny i łącznikami polidopaminy do powlekania in situ. Skuteczność przeciwporostową oceniano za pomocą standardowego testu immunoenzymatycznego fibrynogenu (ELISA) i testów zanieczyszczenia dehydrogenazą mleczanową płytkową. Rentgenowska spektroskopia fotoelektronów potwierdziła powłokę powierzchniową i zaobserwowano znaczne zmniejszenie zanieczyszczenia na włóknach powlekanych w porównaniu z włóknami niepowlekanymi, co świadczy o użyteczności procesu szczepienia i obietnicy jego działania przeciwporostowego.

Jednak różnice w wyglądzie powłoki na włóknach w pakiecie zostały zauważone w procesie powlekania przez gruntowanie, co mogło wpłynąć na ogólną skuteczność przeciwporostową. Rozwiązanie tego problemu może jeszcze bardziej zwiększyć skuteczność przeciwporostową wiązek włókien płucnych zmodyfikowanych poprzez szczepienie in situ.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Sztuczne włókna płucne, znane również jako membrany z pustych włókien, są niezbędnymi materiałami do produkcji urządzeń do pozaustrojowego natleniania membranowego (ECMO), które zapewniają wspomaganie oddychania krytycznie chorym pacjentom. Wiele warstw tych włókien tworzy gęstą wiązkę, która służy jako jednostka wymiany gazowej. Powierzchnia włókna polimerowego aktywuje jednak kaskadę krzepnięcia krwi - prowadząc do tworzenia się skrzepów (zakrzepicy). Zakrzepica na sztucznych powierzchniach jest napędzana przede wszystkim przez aktywację kaskady krzepnięcia, złożonej serii reakcji enzymatycznych, które prowadzą do powstania skrzepu krwi. Gdy krew wchodzi w kontakt z ciałami obcymi, takimi jak te w wyrobach medycznych (np. sztuczne płuca, stenty, cewniki), wyzwalana jest kaskada krzepnięcia1,2. Proces ten rozpoczyna się od wystawienia krwi na powierzchnię sztucznego materiału, który aktywuje wewnętrzną ścieżkę kaskady. Ta aktywacja prowadzi do wytworzenia trombiny, kluczowego enzymu, który przekształca fibrynogen w fibrynę, tworząc strukturalną podstawę skrzepu. Jednocześnie płytki krwi są aktywowane i agregują się w tym miejscu, dodatkowo wzmacniając skrzep. Rezultatem jest zakrzepica, która może utrudniać przepływ krwi i prowadzić do poważnych powikłań, takich jak udar lub zawał mięśnia sercowego.

Aby zapobiec zakrzepicy na sztucznych powierzchniach, powszechnie stosuje się tradycyjne antykoagulanty, takie jak heparyna, warfaryna i nowsze bezpośrednie doustne antykoagulanty (DOAC)3,4. Leki te działają poprzez zakłócanie różnych etapów kaskady krzepnięcia. Na przykład heparyna zwiększa aktywność antytrombiny III, naturalnego inhibitora trombiny, podczas gdy warfaryna hamuje syntezę czynników krzepnięcia zależnych od witaminy K. Jednak stosowanie antykoagulantów wiąże się z kilkoma wyzwaniami. Po pierwsze, zwiększają ryzyko krwawienia, które w niektórych sytuacjach może zagrażać życiu. Po drugie, skuteczność leków przeciwzakrzepowych może być zmienna, co wymaga regularnego monitorowania i dostosowywania dawki, szczególnie w przypadku warfaryny. Ponadto długotrwałe stosowanie leków przeciwzakrzepowych wiąże się z działaniami niepożądanymi, takimi jak osteoporoza i martwica skóry. Konieczność ogólnoustrojowego leczenia przeciwzakrzepowego ogranicza również stosowanie wyrobów medycznych u pacjentów, którzy są narażeni na wysokie ryzyko krwawienia.

Ponieważ zakrzepica może utrudniać wymianę gazową przez membranę z pustych włókien, na włókna płuc nałożono powłoki przeciwporostowe przy użyciu różnych metod, takich jak powlekanie zanurzeniowe i elektroprzędzenie, aby zapobiec biofoulingowi5,6. Producenci sztucznych płuc zazwyczaj przetwarzają puste włókna, które są komercyjnie pozyskiwane od producentów włókien i łączą je w płuca poprzez etapy, w tym wiązanie włókien wokół stałego rdzenia, zalewanie (klejenie) końców wiązek, włączanie zalewowych wiązek do kapsuły obudowy z kanałami przepływu gazu i krwi oraz czyszczenie po montażu. Podczas gdy powłoka włókien, które nie zostały wszczepione do płuc, może być bardziej elastyczna, modyfikacja powierzchni na etapie przed wiązaniem będzie poddana kilku etapom produkcyjnym, które wymagają mechanicznych i chemicznych interakcji między powłoką powierzchniową a dalszymi środowiskami procesu, co może prowadzić do ogołocenia włókien w urządzeniu, w którym wysokie pokrycie powłoką jest niezbędne do ograniczenia zakrzepicy. Alternatywnie powłokę można nałożyć na doniczkową wiązkę. Zaletą możliwości powlekania gotowych płuc jest to, że jest to praktyczne i łatwe podejście do modyfikacji inżynierii powierzchniowej urządzenia do sztucznego płuca i wielu innych urządzeń. Ale ogólnie rzecz biorąc, metoda nakładania powłok, czy to poprzez natryskiwanie, czy powlekanie zanurzeniowe, jest mniej krytyczna dla zapobiegania zakrzepicy niż skuteczność samej powłoki. Na przykład puste włókna stosowane w wyrobach medycznych mogą być powlekane zanurzeniowo podczas wytłaczania, a następnie dziane w maty, zwijane w wiązki i włączane do gotowego urządzenia do sztucznego płuca. Alternatywnie powłoki można nakładać po wyprodukowaniu urządzenia. Kluczowymi czynnikami są jednak skuteczne zastosowanie, trwałość i skuteczność powłoki przeciwzakrzepowej5. Dzieje się tak dlatego, że przy braku ogólnoustrojowej antykoagulacji, funkcja tych powłok jest istotnym elementem układanki zapobiegającej tworzeniu się skrzepów, co wymaga zastosowania wysoce skutecznych i długotrwałych właściwości przeciwporostowych, aby zapewnić skuteczną profilaktykę zakrzepicy.

Pomimo stosowania powłok przeciwzakrzepowych i jednoczesnego podawania niskich dawek antykoagulantów, moduł sztucznego płuca musi być wymieniony dopiero po stosunkowo krótkim okresie użytkowania, od dni do 3 tygodni7,8, z powodu zakrzepicy. Wydajność wymiany gazowej ich membran włóknistych pogarsza się po stosunkowo krótkim czasie z powodu zanieczyszczenia błoniastą strukturą skrzepu krwi (składającą się z fibryny, pojedynczych komórek i klastrów komórek), która pokrywa duże obszary włókien, zwiększając ich barierę dyfuzyjną gazu9. Ogólnie rzecz biorąc, rodzaj powłoki i metoda aplikacji10,11,12,13,14,15,16,17,18 stosowany zależy od pożądanych właściwości, takich jak biokompatybilność i trwałość. Na sztucznych włóknach płuc zastosowano kilka przykładów powłok przeciwporostowych. Należą do nich silikon, który jest szeroko stosowany ze względu na swoją biokompatybilność19, trwałość i odporność na biofouling; poliuretan (PU) ze względu na jego biokompatybilność i odporność na biofouling20; Chitozan ze względu na swoje właściwości biokompatybilne i przeciwdrobnoustrojowe21,< klasa SUP = "xref">22, heparyna, która inaktywuje trombinę23,< klasa SUP = "XREF">8, oraz hydrofilowe< klasa SUP = "xref">24 powłoki na bazie polimerów, w tym poli(glikol etylenowy)25,26, poli (akrylan 2-metoksyetylu)27 i fosforylcholina28,29.

Powłoki jonowe stanowią obiecującą strategię zmniejszania zakrzepicy na sztucznych powierzchniach bez potrzeby stosowania ogólnoustrojowej antykoagulacji5,6. Powłoki te składają się z cząsteczek o ładunkach dodatnich i ujemnych, które równoważą się nawzajem i dają wysoce hydrofilową, niezabrudzoną powierzchnię. Obudnio-jonowy charakter tych powłok zmniejsza adsorpcję białek i adhezję płytek krwi, które są krytycznymi etapami inicjacji kaskady krzepnięcia. Zapobiegając początkowej interakcji między białkami krwi a sztuczną powierzchnią, obojno-jonowe powłoki skutecznie hamują aktywację kaskady krzepnięcia i zmniejszają ryzyko zakrzepicy. Takie podejście nie tylko minimalizuje zapotrzebowanie na ogólnoustrojowe antykoagulanty, ale także oferuje bardziej biokompatybilne rozwiązanie dla długotrwałego stosowania wyrobów medycznych.

W tym badaniu oceniliśmy skuteczność gruntowania sztucznego płuca powłoką z ultra nisko zanieczyszczającego, obojkowo-jonowego poliakrylanu (metakrylanu sulfobetainy) (pSBMA) w połączeniu z warstwą adhezyjną z polidopaminy (pDOPA). Po zagruntowaniu urządzenia, było ono ustawiane na boki co 10 minut przez 2 godziny podczas procesu powlekania. Aby ocenić potencjalne różnice w powłoce na wiązce włókien, zmierzyliśmy zanieczyszczenie fibrynogenem i płytkami krwi na włóknach znajdujących się na powierzchni i w wiązce. Dodatkowo przeanalizowaliśmy wpływ przepływu na działanie przeciwporostowe, porównując dane dotyczące zanieczyszczenia z płuc przed i po ekspozycji na przepływ. W przypadku długotrwałych zastosowań przeciwporostowych obejmujących złożony przepływ mediów, powłoki jonowe muszą nie tylko hamować zanieczyszczenie krwi pełnej - co jest trudnym zadaniem - ale także utrzymywać swoją skuteczność w warunkach stresu hemodynamicznego przez cały okres aplikacji. Powłoki te muszą zapewniać silne odpychanie steryczne przed niespecyficzną adsorpcją białek i osiągać odpowiednią gęstość upakowania powierzchni, aby utworzyć barierę filmu hydratacyjnego między podłożem a złożonymi mediami. Ponadto muszą one pozostać bezpiecznie przymocowane do powierzchni bez odczepiania się łączników zakotwiczających powłokę do podłoża30. Opisany tutaj protokół ma na celu zapewnienie stosowania powłok, które spełniają te krytyczne wymagania dotyczące skutecznej i trwałej ochrony powierzchni.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Protokół jest zgodny z wytycznymi komisji etyki badań na ludziach Uniwersytetu New Haven.

1. Powłoka obwodu sztucznego płuca

UWAGA: Sztuczny obwód płuc został pokryty dwuetapowym metodą szczepienia metodą zwitterionic DOPA-SBMA. Szczegóły wiązki światłowodów/dotleniacza są informacjami zastrzeżonymi. W eksperymentach, w których skupiono się na wpływie przepływu na działanie przeciwporostowe powlekanego płuca, dotleniacz i obwód rurki (rurka Tygon 5/16" z sprzężonymi łącznikami poliwęglanowymi) poddano 24-godzinnemu przepływowi soli fizjologicznej buforowanej fosforanami (PBS; pH 7,34, temp. ~37 °C) ograniczonemu maksymalnym natężeniem przepływu naszej pompy wynoszącym 1,22 l/min. Dla porównania, dokładne natężenia przepływu w oksygenatorach zależą od potrzeb pacjenta i konkretnej sytuacji klinicznej, ale zazwyczaj wahają się od 2 do 7 l/min u dorosłych pacjentów. PBS został użyty w tym przypadku, aby umożliwić łatwe ilościowe określenie kluczowego markera krzepnięcia krwi zanieczyszczającego włókna powlekane po przepływie. Wszelkie zakłócające skutki zanieczyszczenia krwi pełnej, gdyby do oceny wpływu szybkości ścinania na aktywność przeciwporostową włókien powlekanych, zostały wyeliminowane przy użyciu PBS. Do pokrycia sztucznego płuca zastosowano następujące etapy:

  1. Oczyść obwód płuc poprzez recyrkulację 30% metanolu w wodzie dejonizowanej (DI) przez 20 minut, a następnie recyrkulację 10% metanolu w wodzie dejonizowanej i wodzie demineralizowanej przez 20 minut.
  2. Osuszyć obwód przefiltrowanym powietrzem domowym o niskim przepływie przez 2 godziny przed ekspozycją na plazmę ozonolizy ultrafioletowej (UVO).
  3. Umieść oczyszczony obwód płuc w generatorze plazmy UVO (UVO-Cleaner), zamknij go i włącz przyrząd generatora plazmy UVO do interakcji plazmy z urządzeniem na 20 minut.
  4. Po ekspozycji na plazmę urządzenie powinno niezwłocznie przejść do etapu powlekania, aby ograniczyć przegrupowanie łańcucha powierzchniowego i ukrywanie reaktywnych miejsc powstałych w wyniku interakcji plazmy.
  5. Podczas modyfikacji powierzchni urządzenia należy przygotować świeży roztwór powłoki. W 600 ml buforu TRIS (pH 8,5) rozpuść 1,2 g dopaminy-HCl, a następnie rozpuść monomer metakrylanu sulfobetainy (SBMA) w stosunku 1:15 DOPA:SMBA.
  6. Dodać 5 mM kropelek periodianu sodu (20 μl) do roztworu powlekającego i wymieszać. Użyj szklanej zlewki, mieszadła magnetycznego i płytki mieszającej przy 150 obr./min, aby ułatwić mieszanie.
    UWAGA: Roztwór powlekający należy dodać do urządzenia nie później niż 20 minut po przygotowaniu. Dlatego, jeśli powlekanych jest wiele płuc, pomocny może być łatwy sposób zalewania urządzeń - na przykład użycie pomp do zalewania.
  7. Zalać urządzenie płucne roztworem powlekającym za pomocą strzykawki o dużej objętości (60 cm³) w celu pobrania i napełnienia obwodu. Po zaciśnięciu jednego końca obwodu, zalać go od drugiego, upewniając się, że pęcherzyki powietrza mogą być wyprowadzone z obwodu przez złącze dostępu do obwodu.
  8. Po całkowitym zalaniu umieść urządzenie pod źródłem światła UV na 2 godziny i mieszaj roztwór, zmieniając orientację końców zalanego urządzenia w górę iw dół co 10 minut.
  9. Po obróbce światłem UV opróżnij obwód i delikatnie przepłucz wszystkie próbki wodą dejonizowaną (DI), zalewając strzykawką o pojemności 60 ml i kilkakrotnie opróżniając. Gdy ścieki z płukanki DI są czyste, przechowuj urządzenie zalane wodą DI w lodówce o temperaturze 4 °C do autopsji i analizy powierzchni.

2. Sekcja zwłok płuc

  1. Opróżnij i osusz obieg płuc z przefiltrowanym i delikatnym przepływem powietrza w kapturze chemicznym.
  2. Wykonaj autopsję urządzenia, mocując je w imadle stołowym z obrotową podstawą. Za pomocą piły taśmowej przeciąć połączenia wlotowe/wylotowe z obudową urządzenia oraz przednią i tylną płytą czołową obudowy, ostrożnie przecinając wzdłuż ich obwodów za pomocą przemysłowego noża X-acto i młotka.
  3. Po zdjęciu płyt czołowych dostępne są warstwy maty z włókna. Ostrożnie przekrój włókna, aby uzyskać dostęp do próbek maty włóknistej w dowolnym miejscu w wiązce (np. na powierzchni i wewnątrz). Chwytaj próbki pęsetą na ich krawędziach i przenieś je do probówek o pojemności 60 ml wypełnionych wodą dejonizowaną, aby ograniczyć zanieczyszczenie próbki.

3. Ocena zanieczyszczenia białek na powlekanych materiałach obwodów płucnych

  1. Test adsorpcji fibrynogenu.
    1. Inkubować standaryzowane próbki matowe z włókien w 1 ml 3 mg/ml fibrynogenu w dołkach przez ponad 90 minut w temperaturze 37 °C z mieszaniem przy 60 obr./min.
    2. Przemyć (3x) próbki buforem PBS, przenieść je do nowych studzienek i dodać 1 ml 1 mg/ml albuminy surowicy bydlęcej (BSA) do każdej studzienki. Inkubować przez kolejne 90 minut, a następnie ponownie przemyć buforem PBS (3x) i przenieść próbki do nowych studzienek.
    3. W nowych studzienkach dodać 1 ml rozcieńczenia 1:1000 przeciwciała fibrynogenu sprzężonego z peroksydazą chrzanowa (HRP) w PBS do każdej studzienki i inkubować przez 30 minut. Następnie przepłukać (3x) próbki buforem PBS i przenieść je do nowych studzienek.
    4. W nowych studzienkach dodać 500 μl 1 mg/ml o-fenylenodiaminy (OPD) do 0,1 M buforu cytrynianowo-fosforanowego z 0,03% nadtlenkiem wodoru, pH 5,0 w odstępach 30 s i inkubować z dala od światła przez 30 minut.
    5. Zatrzymać reakcję peroksydazy i OPD, dodając 500 μl 1 N HCL do każdego dołka.
    6. Usunąć i przenieść supernatant z każdej studzienki do kuwety. Zmierzyć absorbancję supernatantu za pomocą spektrofotometru UV widzialnego przy długości fali 492 nm.
  2. Test adhezji płytek krwi.
    1. Rozmrażać zestaw do oznaczania dehydrogenazy mleczanowej (LDH) przez 20 minut.
    2. Podczas rozmrażania należy przygotować zbiorcze osocze dorosłego człowieka w celu uzyskania osocza bogatego w płatki (PRP).
    3. Aby przygotować PRP, odwiruj rozmrożone probówki z próbkami ludzkiego osocza przy twardym wirowaniu przy 483 x g, aby rozdzielić osocze na dwa regiony, w których dolna jedna trzecia to PRP, a górne dwie trzecie probówki będą zawierać osocze ubogie w płytki krwi (PPP).
    4. Usunąć granulki płytek krwi utworzone na dnie probówki, jak również górne dwie trzecie odwirowanego osocza krwi i rozproszyć osad w górnych dwóch trzecich osocza, delikatnie potrząsając probówkami.
    5. Dodać chlorek wapnia (0,2 M) do PRP (1:1 v/v), aby odwrócić działanie cytrynianów przed badaniem.
    6. Próbki inkubować (~1 cm x 1 cm) w 500 μl PRP przez 90 minut w temperaturze 37 °C, następnie trzykrotnie przepłukać buforem PBS i przenieść je do nowych studzienek.
    7. Dodać 300 μl PBS i 10 μl 10x buforu do lizy i inkubować przez 45 minut.
    8. Dodać 50 μl mieszaniny reakcyjnej i inkubować przez 30 minut z dala od światła.
    9. Dodaj 50 μl HCL, aby zatrzymać dobre reakcje.
    10. Aby wykryć aktywność LDH lizatów z zaadsorbowanych płytek krwi, należy zmierzyć absorbancję światła za pomocą opracowanych roztworów studzienkowych o długości fali 490 nm i 680 nm i odjąć odczyt 680 nm od 490 nm, aby przeanalizować adhezję płytek krwi.

4. Wpływ przepływu na działanie przeciwporostowe

  1. Zalać obwód sztucznego płuca PBS i upewnić się, że nie ma wycieków. Następnie przymocuj obwód do pompy rolkowej i recyrkuluj PBS przez 24 godziny
    UWAGA: Przepływ na poziomie 1,22 l/min był najwyższym możliwym do osiągnięcia.
  2. Aby zasymulować normotermiczną temperaturę krwi, która przepływałaby przez urządzenie płucne, należy inkubować sztuczne płuco w łaźni wodnej o temperaturze 37 °C podczas recyrkulacji.
  3. Następnie należy przeprowadzić autopsję płuc i badania prowokacyjne zanieczyszczenia białkami, jak opisano powyżej.
    UWAGA: Jednoczynnikowa analiza wariancji została użyta do określenia, czy istnieją statystycznie istotne różnice między średnimi grup niezależnych, a HSD Tukeya użyto do określenia, które konkretne grupy się różnią.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Przedstawiono protokół szczepienia sztucznego obwodu płuc z polimeru jonowego przez zalewanie, demontaż urządzenia do pobierania próbek włókien powlekanych oraz ocenę przeciwporostową przekrojonych włókien. W Rysunek 1, zilustrowana jest powierzchowna modyfikacja podejścia do obwodu sztucznego płuca. Płuca wystawiono na działanie plazmy UVO w celu interakcji rodnikowego singletu tlenowego z włóknami, po czym następowały etapy zwitterionowego powlekania sztucznych płuc pSBMA poprzez gruntowan...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Włókna polipropylenowe (PP) powlekane PDMS w sztucznym płucu wykazały związek między ekspozycją na ozon a strukturą włókien, ustalając granicę uczulenia dla plazmy ultrafioletowej ozonu. Limit ten określa czasy ekspozycji potrzebne do wytworzenia rodników powierzchniowych do szczepienia materiałów powłokowych, w szczególności polidopaminy i metakrylanu polisulfobetyny. Gdy włókna były wystawione na działanie plazmy ozonowej ultrafioletowej przez mniej niż 20 minut, nie zaobserwowano żadnych znaczących zmian strukturalnyc...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy deklarują brak sprzecznych interesów finansowych. Dr Keith Cook i dr David Skoog posiadają udziały w ART LLC.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ta praca została częściowo sfinansowana przez umowę o świadczenie usług w ramach NIH 1R01HL140231-01A1.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
ZlewkiThermo Fisher Scientifichttps://www.thermofisher.com/search/browse/category/us/en/90094065Używany w eksperymentach
Wirówka Beckman Coulter Allegra X-30R BeckmanCoulterhttps://www.mybeckman.in/centrifuges/general-purpose/allegra-x-30Do wirowania
Kaptur ochronny Biochemguard BSL2 Osłona ochronnaBiochemguardhttps://bakerco.com/images/uploads/assets/BiochemGARD_220v_Web_0.pdfUżywany jako źródło światła UV w powłoce przeszczepu
Surowica albuminy bydlęcej (BSA)Sigma-Aldrichhttps://www.sigmaaldrich.com/US/en/substance/bovineserumalbumin123459048468Materiały do oznaczania fibrynogenu
Cytrynowane osocze krwi męskiejZenBiohttps://www.zen-bio.com/products/serum/human-blood-products.phpUżywany do eksperymenty
Bufor cytrynianowo-fosforanowySigma-Aldrichhttps://www.sigmaaldrich.com/US/en/search/citrate-phosphate-buffer?focus=products&page=1&perpage=30&sort=relevance&term=citrate-phosphate%20buffer&type=productMateriały do oznaczania fibrynogenu
Chlorowodorek dopaminySigma-Aldrichhttps://www.sigmaaldrich.com/US/en/product/aldrich/h60255Do powlekania
Chlorowodorek dopaminySigma-AldrichN/AMateriały do oznaczania fibrynogenu
Immunoglobulina kozia sprzężona z fluoresceiną G (IGG)Sigma Aldrichhttps://www.sigmaaldrich.com/US/en/product/mm/aq303fdo pomiarów natężenia światła fluorescencyjnego
Przeciwciało antyfibrynogenowe sprzężone z peroksydazą chrzanowąSigma-Aldrichhttps://www.sigmaaldrich.com/US/en/search/horseradish-peroxidase-conjugated-anti-fibrinogen?focus=products&page=1&perpage=30&sort=relevance&term=horseradish%20peroxidase%20conjugated%20anti-fibrinogen&type=productMateriały do oznaczania fibrynogenu
Płyta grzejnaThermo Fisher Scientifichttps://www.thermofisher.com/in/en/home/life-science/lab-equipment/hot-plates-stirrers/lab-hot-plates.htmlUżywany w eksperymentach
Ludzki fibrynogen w proszkuSigma-Aldrichhttps://www.sigmaaldrich.com/US/en/search/human-fibrinogen?focus=products&page=1&perpage=30&sort=relevance&term=human%20fibrinogen&type=productMateriały do oznaczania fibrynogenu
Jelight UVO-Cleaner model 144AXJelighthttps://www.jelight.com/uvo-cleaner/Używany do plazmowej obróbki materiałów wyrobów medycznych
Zestaw testowy LDHABCAMhttps://www.abcam.com/en-us/products/assay-kits/ldh-assay-kit-lactate-dehydrogenase-assay-kit-colorimetric-ab102526Do testu LDH
O-fenylenodiamina (OPD)Sigma-Aldrichhttps://www.sigmaaldrich.com/US/en/product/sigma/p9029Materiały do oznaczania fibrynogenu
Włókna polipropylenowe powlekane PDMSART LLCN/ACzęść sztucznych materiałów płucnych
Sól fizjologiczna buforowana fosforanami (PBS)Sigma-Aldrichhttps://www.sigmaaldrich.com/US/en/product/sigma/p4417Materiały do oznaczania fibrynogenu
Czytnik płytek (BioTek)BioTekhttps://www.agilent.com/en/product/cell-analysis/real-time-cell-metabolic-analysis/plate-reader-metabolic-assaysDo odczytu Fluorescencja Natężenie światła
Polidimetylosiloksan (PDMS)ART LLCN/ACzęść sztucznych materiałów płucnych
Periodynian sodu (NaIO4)Sigma-Aldrichhttps://www.sigmaaldrich.com/US/en/substance/sodiummetaperiodate213897790285Dla powłoka
Wieloprzepływowa pompa rolkowa Stockert ShileySorin BiomedicalN/ADo eksperymentów przepływowych
Metakrylan sulfobetainy (SBMA)Sigma-Aldrichhttps://www.sigmaaldrich.com/US/en/search/sulfobetaine-methacrylate-(sbma)Do powlekania
soli fizjologicznej buforowanej TRIS (pH 8,5)Sigma-Aldrichhttps://www.sigmaaldrich.com/US/en/product/sigma/t8793Przygotowane w laboratorium z saszetek TRIS
Rurki TygonART LLCN/ACzęść sztucznych materiałów płucnych

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Kumar, V., Abbas, A. K., Aster, J. C., Robbins, S. L. Robbins and Cotran Pathologic Basis of Disease. 9th. , 9th ed, Elsevier. Philadelphia, PA. (2015).
  2. Davie, E. W., Kulman, J. D. An overview of the structure and function of thrombin. Semin Thromb Hemost. 32 (S 1), 003-015 (2006).
  3. Hirsh, J., O'Donnell, M., Weitz, J. I. New anticoagulants. Blood. 105 (2), 453-463 (2005).
  4. Mekaj, Y. H., Daci, F. T., Mekaj, A. Y. New insights into the mechanisms of action of aspirin and its use in the prevention and treatment of arterial and venous thromboembolism. Ther Clin Risk Manag. 11, 1449-1456 (2015).
  5. Li, Q., et al. Zwitterionic biomaterials. Chem Rev. 122 (23), 17073-17154 (2022).
  6. Shao, Q., Jiang, S. Molecular understanding and design of zwitterionic materials. Adv Mater. 27 (1), 15-26 (2015).
  7. Demarest, C. T., et al. The time course of clinical oxygenator failure due to clot formation. medRxiv. , (2020).
  8. ECMO anticoagulation: it's still the biggest challenge. Maul, T. M. ASAIO 61st Annual Conference, , (2015).
  9. Camboni, D., Philipp, A., Arlt, M., Pfeiffer, M., Hilker, M., Schmid, C. First experience with a paracorporeal artificial lung in humans. Asaio J. 55 (3), 304-306 (2009).
  10. Gaylor, J. D., Mockros, L. F. Novel method for fabricating capillary membrane oxygenators. Med Biol Eng Comput. 16, 369-378 (1978).
  11. Naito, N., et al. Combination of polycarboxybetaine coating and factor XII inhibitor reduces clot formation while preserving normal tissue coagulation during extracorporeal life support. Biomaterials. 272, 120778(2021).
  12. Amoako, K. A., Sundaram, H. S., Suhaib, A., Jiang, S., Cook, K. E. Multimodal, biomaterial-focused anticoagulation via superlow fouling zwitterionic functional groups coupled with anti-platelet nitric oxide release. Adv Mater Interfaces. 3 (6), 1500646(2016).
  13. Hong, D., et al. Achieving ultralow fouling under ambient conditions via surface-initiated ARGET ATRP of carboxybetaine. ACS Appl Mater Interfaces. 9 (11), 9255-9259 (2017).
  14. Sundaram, H. S., et al. Achieving one-step surface coating of highly hydrophilic poly (carboxybetaine methacrylate) polymers on hydrophobic and hydrophilic surfaces. Adv Mater Interfaces. 1 (6), 1400071(2014).
  15. Srinivasan, S., Chhatre, S. S., Mabry, J. M., Cohen, R. E., McKinley, G. H. Solution spraying of poly (methyl methacrylate) blends to fabricate microtextured, superoleophobic surfaces. Polymer. 52 (14), 3209-3218 (2011).
  16. Steele, A., Bayer, I., Loth, E. Inherently superoleophobic nanocomposite coatings by spray atomization. Nano Lett. 9 (1), 501-505 (2009).
  17. Wang, Y. B., Shi, K. H., Jiang, H. L., Gong, Y. K. Significantly reduced adsorption and activation of blood components in a membrane oxygenator system coated with crosslinkable zwitterionic copolymer. Acta Biomater. 40, 153-161 (2016).
  18. El-Ferzli, G. T., et al. A nitric oxide-releasing self-assembled peptide amphiphile nanomatrix for improving the biocompatibility of microporous hollow fibers. Asaio J. 61 (5), 589-595 (2015).
  19. Belanger, A., Decarmine, A., Jiang, S., Cook, K., Amoako, K. A. Evaluating the effect of shear stress on graft-to zwitterionic polycarboxybetaine coating stability using a flow cell. Langmuir. 35 (5), 1984-1988 (2018).
  20. Kim, S., et al. A biostable, anti-fouling zwitterionic polyurethane-urea based on PDMS for use in blood-contacting medical devices. J Mater Chem B. 8 (36), 8305-8314 (2020).
  21. Kimmel, J. D., Arazawa, D. T., Ye, S. H., Shankarraman, V., Wagner, W. R., Federspiel, W. J. Carbonic anhydrase immobilized on hollow fiber membranes using glutaraldehyde activated chitosan for artificial lung applications. J Mater Sci Mater Med. 24, 2611-2621 (2013).
  22. Fischer, S., et al. Bridge to lung transplantation with the novel pumpless interventional lung assist device NovaLung. J Thorac Cardiovasc Surg. 131 (3), 719-723 (2006).
  23. Ukita, R., et al. Zwitterionic poly-carboxybetaine coating reduces artificial lung thrombosis in sheep and rabbits. Acta Biomater. 92, 71-81 (2019).
  24. Gupta, S., Amoako, K. A., Suhaib, A., Cook, K. E. Multi-modal, surface-focused anticoagulation using poly-2-methoxyethylacrylate polymer grafts and surface nitric oxide release. Adv Mater Interfaces. 1 (8), 1400012(2014).
  25. Wang, W., et al. Hemocompatibility and oxygenation performance of polysulfone membranes grafted with polyethylene glycol and heparin by plasma-induced surface modification. J Biomed Mater Res B Appl Biomater. 105 (7), 1737-1746 (2017).
  26. Abednejad, A. S., Amoabediny, G., Ghaee, A. Surface modification of polypropylene blood oxygenator membrane by poly ethylene glycol grafting. Adv Mater Res. 816, 459-463 (2013).
  27. Kocakulak, M., Özgürtaş, T., Ayhan, H. Effect of poly (2-methoxyethyl acrylate)-coated oxygenators on haemolysis. J Biomater Sci Polym Ed. 17 (4), 449-460 (2006).
  28. Pieri, M., et al. A new phosphorylcholine-coated polymethylpentene oxygenator for extracorporeal membrane oxygenation: a preliminary experience. Perfusion. 28 (2), 132-137 (2013).
  29. De Somer, F., et al. Phosphorylcholine coating of extracorporeal circuits provides natural protection against blood activation by the material surface. Eur J Cardiothorac Surg. 18 (5), 602-606 (2000).
  30. Zhang, Y., et al. Anti-fouling surfaces for extracorporeal membrane oxygenation by surface grafting of hydrophilic sulfoxide polymers. Biomacromolecules. 23 (10), 4318-4326 (2022).
  31. Melchior, R. W., Sutton, S. W., Harris, W., Dalton, H. J. Evolution of membrane oxygenator technology for utilization during pediatric cardiopulmonary bypass. Pediatr Health Med Ther. 7, 45-56 (2016).
  32. Amoako, K., et al. Zwitterionic polysulfobetaine coating and antiplatelet liposomes reduce fouling in artificial lung circuits. Macromol Biosci. 23 (4), 2200479(2023).
  33. Amoako, K., et al. PULM3: The effects of a two-step coating process and flow on artificial lung fiber fouling. Asaio J. 69 (Supplement 2), 88(2023).
  34. Lee, H., Scherer, N. F., Messersmith, P. B. Single-molecule mechanics of mussel adhesion. Proc Natl Acad Sci U S A. 103 (35), 12999-13003 (2006).
  35. Krogsgaard, M., Behrens, M. A., Pedersen, J. S., Birkedal, H. Self-healing mussel-inspired multi-pH-responsive hydrogels. Biomacromolecules. 14 (2), 297-301 (2013).
  36. Ryu, J. H., Lee, Y., Kong, W. H., Kim, T. G., Park, T. G., Lee, H. Catechol-functionalized chitosan/pluronic hydrogels for tissue adhesives and hemostatic materials. Biomacromolecules. 12 (7), 2653-2659 (2011).
  37. Ou, X., et al. Structure and sequence features of mussel adhesive protein lead to its salt-tolerant adhesion ability. Sci Adv. 6 (39), eabb7620(2020).
  38. Nobili, M., Sheriff, J., Morbiducci, U., Redaelli, A., Bluestein, D. Platelet activation due to hemodynamic shear stresses: damage accumulation model and comparison to in vitro measurements. Asaio J. 54 (1), 64-72 (2008).
  39. Toomasian, J. M., Bartlett, R. H. Hemolysis and ECMO pumps in the 21st century. Perfusion. 26 (1), 5(2011).
  40. Jiang, S., Cao, Z. Ultralow-fouling, functionalizable, and hydrolysable zwitterionic materials and their derivatives for biological applications. Adv Mater. 22 (9), 920-932 (2010).
  41. Lee, H., Dellatore, S. M., Miller, W. M., Messersmith, P. B. Mussel-inspired surface chemistry for multifunctional coatings. Science. 318 (5849), 426-430 (2007).
  42. Ding, Y. H., Floren, M., Tan, W. Mussel-inspired polydopamine for bio-surface functionalization. Biosurface Biotribology. 2 (4), 121-136 (2016).
  43. Lynge, M. E., van der Westen, R., Postma, A., Städler, B. Polydopamine-a nature-inspired polymer coating for biomedical science. Nanoscale. 3 (12), 4916-4928 (2011).
  44. Khan, N. U., Al-Aloul, M., Shah, R., Yonan, N. Early experience with the Levitronix Centrimag® device for extra-corporeal membrane oxygenation following lung transplantation. Eur J Cardiothorac Surg. 34 (6), 1262-1264 (2008).
  45. Werkkala, K., et al. Clinical durability of the CARMEDA bioactive surface in EXCOR ventricular assist device pumps. Asaio J. 62 (2), 139-142 (2016).
  46. Mahoney, C. B. Heparin-bonded circuits: clinical outcomes and costs. Perfusion. 13 (3), 192-204 (1998).
  47. Koster, A., et al. Heparin antibodies and thromboembolism in heparin-coated and noncoated ventricular assist devices. J Thorac Cardiovasc Surg. 121 (2), 331-335 (2001).
  48. Wendel, H. P., Scheule, A. M., Eckstein, F. S., Ziemer, G. Haemocompatibility of paediatric membrane oxygenators with heparin-coated surfaces. Perfusion. 14 (1), 21-28 (1999).
  49. Stenach, N., Korn, R. L., Fisher, C. A., Jeevanandam, V., Addonizio, V. P., et al. The effects of heparin bound surface modification (Carmeda® Bioactive Surface) on human platelet alterations during simulated extracorporeal circulation. J Extracorporeal Technol. 24 (3), 97-102 (1992).
  50. Korn, R. L., et al. The effects of Carmeda Bioactive Surface on human blood components during simulated extracorporeal circulation. J Thorac Cardiovasc Surg. 111 (5), 1073-1084 (1996).
  51. Wendel, H. P., Heller, W., Gallimore, M. J., Hoffmeister, H. E. Heparin-coated oxygenators significantly reduce contact system activation in an in vitro cardiopulmonary bypass model. Blood Coagul Fibrinolysis. 5 (5), 673-678 (1994).
  52. Ueda, T., Oshida, H., Kurita, K., Ishihara, K., Nakabayashi, N. Preparation of 2-methacryloyloxyethyl phosphorylcholine copolymers with alkyl methacrylates and their blood compatibility. Polym J. 24 (11), 1259-1269 (1992).
  53. Preston, T. J., et al. Modified surface coatings and their effect on drug adsorption within the extracorporeal life support circuit. J Extracorporeal Technol. 42 (3), 199-202 (2010).
  54. Reser, D., et al. Retrospective analysis of outcome data with regards to the use of Phisio®-, Bioline®-or Softline®-coated cardiopulmonary bypass circuits in cardiac surgery. Perfusion. 27 (6), 530-534 (2012).
  55. Ask, A., Holt, D., Smith, L. In vivo comparison study of FDA-approved surface-modifying additives and poly-2-methoxyethylacrylate circuit surfaces coatings during cardiopulmonary bypass. J Extracorporeal Technol. 38 (1), 27-32 (2006).
  56. Montoya, J. P., Shanley, C. J., Merz, S. I., Bartlett, R. H. Plasma leakage through microporous membranes: Role of phospholipids. Asaio J. 38 (3), M399-M405 (1992).
  57. Musch, G., et al. Small pore size microporous membrane oxygenator reduces plasma leakage during prolonged extracorporeal circulation: a case report. Int J Artif Organs. 19 (3), 177-180 (1996).
  58. Mottaghy, K., et al. Technical aspects of plasma leakage prevention in microporous capillary membrane oxygenators. Asaio J. 35 (3), 640-643 (1989).
  59. Bragard, I., et al. Breaking bad news in the emergency department: a randomized controlled study of a training using role-play simulation. Crit Care. 22 (Suppl. 1), (2018).
  60. Bertini, P., et al. ECMO in COVID-19 patients: a systematic review and meta-analysis. J Cardiothorac Vasc Anesth. 36 (8), 2700-2706 (2022).
  61. Alessandri, F., Di Nardo, M., Ramanathan, K., Brodie, D., MacLaren, G. Extracorporeal membrane oxygenation for COVID-19-related acute respiratory distress syndrome: a narrative review. J Intensive Care. 11 (1), 5(2023).
  62. Doolittle, R. F. Fibrinogen and fibrin. Annu Rev Biochem. 53 (1), 195-229 (1984).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Szczepienie wi zek w kienszczepione polimery zwitterionowemodyfikacja powierzchnipow oka przeciwodk adaj caobr bka plazmowatesty fibrynogenuosadzanie si p ytek krwiabsorpcja bia ekcznik z polidopaminy

Powiązane artykuły