Artykuł metodologiczny

Chirurgiczny model przeszczepu brunatnej tkanki tłuszczowej na powierzchni serca u myszy

683 wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/67289

⸱

11 lipca 2025

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Cardiovascular Surgery, The Second Xiangya Hospital of Central South University, 2National Clinical Research Center for Metabolic Diseases, Hunan Provincial Key Laboratory of Metabolic Bone Diseases, and Department of Metabolism and Endocrinology, The Second Xiangya Hospital of Central South University, 3Department of Radiology, the Second Xiangya Hospital, Central South University

W tym artykule

Podsumowanie

Opracowano unikalny model chirurgiczny do szczepienia brązowej tkanki tłuszczowej na powierzchnię serca u myszy. Model ten może przyczynić się do lepszego zrozumienia wpływu tkanki tłuszczowej nasierdzia (EAT) na choroby serca oraz kardioprotekcyjnej roli brązowienia EAT.

Streszczenie

Mysi model do badania parakrynnych efektów brązowienia tkanki tłuszczowej nasierdzia (EAT) na tętnice wieńcowe i mięsień sercowy powinien zostać opracowany. Ze względu na swoje specjalne położenie anatomiczne i bezpośrednie połączenie z powierzchnią serca, EAT jest uważany nie tylko za narząd magazynujący energię, ale także za niezbędny regulator parakrynny zaangażowany w wiele chorób sercowo-naczyniowych. Kilka badań wykazało, że brązowienie EAT ma obiecujący potencjał terapeutyczny w chorobach sercowo-naczyniowych między innymi poprzez przeciwzapalną zmianę fenotypu, uwalnianie czynników kardioprotekcyjnych i pęcherzyków zewnątrzkomórkowych. Wrodzony niedobór EAT w modelach gryzoni ogranicza badania eksperymentalne nad jego funkcją w chorobach sercowo-naczyniowych. Wcześniejsze badania wykorzystywały przeszczep tkanki tłuszczowej do zbadania wzajemnych oddziaływań endokrynologicznych i parakrynnych między tkanką tłuszczową a innymi narządami. Podkreśla to potrzebę opracowania chirurgicznego modelu przeszczepiania brunatnej tkanki tłuszczowej (BAT) na powierzchnię serca myszy w celu zbadania jej parakrynnego wpływu na choroby sercowo-naczyniowe i zbadania potencjalnych korzyści ochronnych brązowienia EAT. W tym badaniu badanie ustanawia unikalną procedurę chirurgiczną przeszczepiania brązowej tkanki tłuszczowej na powierzchnię serca u myszy i ocenia przeżycie przeszczepu i żywotność biorcy cztery tygodnie po operacji. Model ten może być zastosowany w przyszłych eksperymentach w celu zbadania brązowienia EAT.

Wprowadzenie

Tkanka tłuszczowa nasierdzia (EAT) to niejednorodny i wielofunkcyjny magazyn tłuszczu znajdujący się na powierzchni serca, bezpośrednio przylegający do mięśnia sercowego i otaczający główne tętnice wieńcowe bez tkanki łącznej między nimi1. Ze względu na anatomiczną bliskość mięśnia sercowego i tętnic wieńcowych, EAT może aktywnie wydzielać liczne i różnorodne bioczynniki w sposób zależny od parafin w celu regulacji chorób sercowo-naczyniowych, takich jak migotanie przedsionków, miażdżyca i niewydolność serca2,3,4. EAT może być czynnikiem ryzyka chorób sercowo-naczyniowych i uważa się, że EAT może stać się nowym celem terapeutycznym dla leków kardiometabolicznych5.

Jednak w przeciwieństwie do ludzi, na powierzchni serca myszy prawie nie ma zauważalnego EAT. Rzeczywiście, większość eksperymentów nad EAT przeprowadzono in vitro ze względu na brak eksperymentalnego modelu zwierzęcego do obserwacji funkcji EAT in vivo6. W związku z tym naukowcy mogą oczyszczać i analizować sekretomy EAT tylko in vitro i nie ma odpowiedniego modelu eksperymentalnego, aby w pełni obserwować rzeczywiste funkcje EAT in vivo. Ustalenie mysiego modelu z EAT będzie zatem korzystne w wyjaśnieniu, w jaki sposób EAT wywiera swój unikalny wpływ na proksymalny mięsień sercowy i tętnice wieńcowe.

Brązowa tkanka tłuszczowa (BAT) posiada wrodzoną zdolność termogeniczną i poprawia metabolizm glukozy7. Niedawno naukowcy odkryli, że BAT może funkcjonować jako tkanka kardioprotekcyjna w chorobach serca. Małe pęcherzyki zewnątrzkomórkowe wydzielane przez BAT biorą udział w kardioprotekcji wywołanej wysiłkiem fizycznym poprzez dostarczanie kardioprotekcyjnych miRNA do serca8. BAT może uwalniać 12,13-diHOME i NOS1 w celu poprawy funkcji serca poprzez regulację obiegu wapnia9. Brązowa FGF21 pochodząca z tkanki tłuszczowej łagodzi nadciśnieniową przebudowę serca poprzez aktywację receptoraA2A10. Co więcej, BAT może uwalniać BMP3b, który zmniejsza uszkodzenie mięśnia sercowego w urazie niedokrwienno-reperfuzyjnym (I/R) 11.

Te badania wskazują, że BAT odgrywa kardioprotekcyjną rolę w chorobach sercowo-naczyniowych poprzez mechanizmy endokrynne. Istnieją również dowody sugerujące, że zaobserwowano udane modele przeszczepu BAT, w których BAT od normalnej myszy jest przeszczepiany do obszaru międzyłopatkowego myszy na diecie wysokotłuszczowej, w celu zwiększenia metabolizmu glukozy i wrażliwości na insulinę, zmniejszenia masy tłuszczowej i poprawy otyłości u myszy biorcy. Przeszczepienie BAT może wywierać korzystne skutki poprzez różne mechanizmy, w tym endokrynne uwalnianie cytokin związanych z BAT, aktywację współczulnego układu nerwowego, zwiększony wychwyt trójglicerydów BAT oraz poprawę tolerancji glukozy i insulinooporności u otyłych myszy12,13. Przeszczepianie BAT może zatem służyć jako potencjalne podejście terapeutyczne w przypadku chorób serca.

Jednakże, ze względu na różnice międzygatunkowe, myszy nie mają EAT na sercu, co sprawia, że parakrynne działanie BAT na serce jest niejasne. Ponadto nie wiadomo, czy przeszczepienie BAT in situ na powierzchnię serca zapewnia większe korzyści w porównaniu z innymi strategiami.

Aby ocenić działanie BAT na serce i wyjaśnić jego parakrynny wpływ na kardiomiocyty i tętnice wieńcowe, nasz zespół zamierza krok po kroku opisać procedurę tworzenia mikrochirurgicznego modelu do szczepienia in situ BAT na sercu myszy. W przeciwieństwie do przeszczepu podskórnego, który może jedynie symulować endokrynologiczne wpływy BAT, takie podejście pozwala na badanie bezpośrednich interakcji parakrynnych. Rutynowe pooperacyjne wskaźniki obserwacyjne zostaną wykorzystane w celu potwierdzenia udanej kolonizacji i przeżycia przeszczepów BAT poprzez ustanowienie dopływu krwi z powierzchni serca myszy.

Protokół

Eksperymentalne protokoły pozyskiwania tkanki tłuszczowej zostały przejrzane i zatwierdzone przez Central South University Institutional Review Board. Wymieniony poniżej protokół wykorzystania zwierząt został poddany przeglądowi i zatwierdzony przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki nad Zwierzętami i Wykorzystania (Zatwierdzenie nr 20230188) w Drugim Szpitalu Xiangya, Central South University, Chiny, zgodnie z Protokołem nr 2024054. Wszystkie eksperymenty zostały przeprowadzone w ścisłym przestrzeganiu wytycznych dotyczących bezpieczeństwa zwierząt i humanitarnej opieki. Do tego badania wykorzystano trzy- do ośmiotygodniowych samców myszy typu dzikiego C57 / BL6 o wadze 12-25 g. Zwierzętom biorcom podawano znieczulenie prewencyjne buprenorfiną w dawce 0,1 mg/kg podskórnie na 1 godzinę przed zabiegiem. U zwierząt biorców buprenorfinę podawano ponownie w tej samej dawce po przeszczepieniu i w razie potrzeby ponowną dawkę w ciągu pierwszych 48 godzin po operacji. Szczegółowe informacje na temat stosowanych odczynników i sprzętu są wymienione w Tabeli materiałów.

1. Pobieranie brązowej tkanki tłuszczowej (BAT) od dawcy

  1. Znieczulij mysz dawcy w wieku od 3 do 8 tygodni, umieszczając ją w komorze indukcyjnej wypełnionej 2% izofluranem zmieszanym z 0,5-1,0 l/min 100%O2. Aby sprawdzić prawidłową głębokość znieczulenia, należy przyłożyć do łożyska paznokcia myszy lub wykonać test odruchu szczypania palców u stóp.
  2. Umieść mysz w pozycji leżącej na poduszce grzewczej i zabezpiecz jej kończyny taśmą klejącą.
  3. Zidentyfikuj dół łopatki, przesuwając się około 1 cm w dół wzdłuż linii środkowej od skóry szyi, aby zlokalizować wgłębienie.
  4. Ogol włosy w tym miejscu i trzykrotnie zdezynfekuj skórę jodowidonem.
  5. Wykonaj podłużne nacięcie o długości około 1 cm, aby odsłonić tkankę tłuszczową w obrębie dołu łopatki. Ostrożnie oddziel powierzchowną białą tkankę tłuszczową i warstwę mięśniową, aby odsłonić leżący pod spodem BAT, który z jednej strony wydaje się brązowo-czerwony. Zebrać 30 mg BAT do przeszczepu.
  6. Umyj BAT, aby usunąć krew i zanieczyszczenia, za pomocą sterylnego roztworu soli fizjologicznej.
  7. Za pomocą nożyczek okulistycznych pociąć BAT na małe kawałki (5 × 5 mm, około 20 mg) i przechowywać je w kompletnym podłożu do hodowli tkankowej w temperaturze 37 °C, przygotowując mysz biorcę.

2. Przygotowanie do przeszczepu

  1. Wysterylizuj narzędzia mikrochirurgiczne za pomocą sterylizatora w autoklawie i załóż sterylne rękawiczki.
    UWAGA: Wymagane są następujące narzędzia chirurgiczne: nożyczki, mikronożyczki, mikrokleszcze, grubo zakrzywione kleszcze (×2), cienkie kleszcze pod kątem 45° (×2), kątowe nożyczki sprężynowe, zwijacz klatki piersiowej, szwy wchłanialne 2-0, szwy prolenowe 7/0 i uchwyt na igłę.
  2. Zdezynfekować pole operacyjne 75% alkoholem izopropylowym.
  3. Utrzymuj normalną temperaturę ciała i stabilne tętno podczas operacji za pomocą poduszki grzewczej ustawionej na 37 °C ± 1 °C.
  4. Przygotuj bawełniane aplikatory do użycia w przypadku krwawienia.

3. Przygotowanie i intubacja myszy

  1. Usuń sierść od dekoltu do połowy klatki piersiowej myszy biorcy za pomocą kremu do depilacji.
  2. Znieczulij mysz, umieszczając ją w komorze indukcyjnej wypełnionej 2% izofluranem zmieszanym z 0,5-1,0 l/min 100%O2. Po odpowiednim uspokojeniu utrzymuj znieczulenie 1,7% izofluranem zmieszanym z 0,7 l/min 100%O2.
  3. Umieść mysz w pozycji leżącej na poduszce grzewczej i zabezpiecz jej kończyny taśmą klejącą.
  4. Zdezynfekuj pole operacyjne złożonym roztworem jodu, a następnie 70% alkoholem. Powtórz ten proces trzy razy.
  5. Przykryj mysz sterylnym obłożeniem, odsłaniając tylko pole operacyjne, aby zapobiec zakażeniu.
  6. Użyj nowego zestawu sterylnych rękawiczek dla każdej myszy z osobna.
  7. Umieść gumkę na przednich zębach, aby rozciągnąć szyję. Używając zakrzywionych kleszczy w jednej ręce, delikatnie manipuluj językiem w bok, a drugą ręką wkładaj rurkę intubacyjną PE-90. Upewnij się, że główka myszy znajduje się na poziomie rurki, aby zapewnić prawidłowe umieszczenie.
  8. Upewnij się, że rurka jest włożona do tchawicy, a nie do przełyku. Wykonaj podłużne nacięcie (~6-7 mm) w skórze szyjki macicy, aby odsłonić tchawicę, jeśli to konieczne do weryfikacji.
  9. Podłącz rurkę dotchawiczą do respiratora dla gryzoni z cyklem objętościowym, ustawiając parametry na 140 oddechów/min i objętość oddechową 0,2 ml. Zabezpiecz tubę taśmą klejącą.
    UWAGA: Wskaźniki skutecznej wentylacji mechanicznej - Ruchy klatki piersiowej myszy powinny być regularne i zsynchronizowane z częstością oddechów respiratora.

4. Szczepienie EAT

  1. Wykonaj nacięcie mostka w linii środkowej, zaczynając od wcięcia nadmostkowego. Wykonaj 1 cm nacięcie wzdłuż linii środkowej mostka (biała linia na przedniej ścianie klatki piersiowej myszy), aby odsłonić przednią ścianę serca. Cofnij mostek za pomocą retraktora klatki piersiowej pod mikroskopem operacyjnym. Podczas zabiegu należy unikać uszkodzenia płuc i tętnicy piersiowej wewnętrznej.
  2. Użyj kleszczyków z cienką końcówką pod kątem 45°, aby delikatnie oddzielić i wyciąć błonę śluzową nasierdzia wokół serca.
  3. Otwórz osierdzie na przedniej ścianie lewej komory. Umieść czysty, mały kawałek BAT bogaty w naczynia krwionośne na powierzchni serca. Użyj szwu prolenowego 7/0 z dwoma węzłami chirurgicznymi, aby mechanicznie przymocować BAT do powierzchni lewej komory. Unikaj przebijania ściany serca.
  4. Wyjmij zwijacz klatki piersiowej i ściśnij odpływ respiratora na 2 sekundy, aby ponownie napompować płuca.
  5. Użyj wchłanialnego szwu 2-0 z przerwanym wzorem szwów, aby zamknąć klatkę piersiową.
  6. Użyj wchłanialnego szwu 2-0 z ciągłym wzorem szwów, aby zamknąć warstwę skóry.

5. Opieka pooperacyjna

  1. Po operacji należy podać dootrzewnowo 0,3 ml soli fizjologicznej w celu uzupełnienia płynów.
  2. Buprenorfinę (0,1 mg/kg mc.) podawać podskórnie w celu złagodzenia bólu po nacięciu oraz enrofloksacynę (5 mg/kg mc.) w celu zapobiegania zakażeniu.
  3. Umieść mysz pod lampą grzewczą, aż obudzi się ze znieczulenia i powróci do pozycji leżącej mostka, umożliwiając swobodny ruch. Następnie przenieś mysz do osobnej klatki z jedzeniem i wodą. Zapewnij źródło pokarmu żelatynowego na podłodze klatki, aby zapewnić łatwy dostęp ze względu na tymczasowy niewielki ruch krępujący klatkę piersiową.
  4. Obserwuj mysz biorcę przez 1 godzinę po operacji przed powrotem do klatki. Sprawdzaj mysz trzy razy dziennie przez pierwsze 24 godziny, aby monitorować aktywność i przyjmowane składniki odżywcze. Monitoruj oznaki bólu i niepokoju przez pierwsze 72 godziny. Codziennie sprawdzaj stan zwierzęcia i waż je co tydzień.
  5. Skonsultuj się z lekarzem weterynarii, jeśli jakiekolwiek myszy wykazują oznaki bólu, niepokoju lub zmniejszonego spożycia paszy.
    UWAGA: Jeśli to konieczne, rozważ wczesną eutanazję. Technika eutanazji polega na przedawkowaniu CO2 przez 7 minut, a następnie zwichnięciu szyjki macicy (zgodnie z instytucjonalnie zatwierdzonymi protokołami). Martwica, wchłanianie lub odrzucenie autoprzeszczepu BAT definiuje się jako specyficzny punkt końcowy powodujący eutanazję.

Wyniki

Na podstawie obserwacji wyników przedoperacyjnych, okołoperacyjnych i pooperacyjnych pomyślnie opracowano ten model mysi do przeszczepiania brunatnej tkanki tłuszczowej (BAT) na powierzchnię serca. BAT pobrano z obszaru łopatkowego myszy dawcy, przy czym każdy przeszczep BAT ważył około 0.1 g.

Barwienie hematoksyliną i eozyną potwierdziło skład i strukturę przeszczepu jako BAT. Przy małym powiększeniu zaobserwowano dużą liczbę brunatnych adipocytów tworzących struktury płacikowe w luźnej tkance łącznej, bogatej w naczynia włosowate. Cytoplazma brunatnych adipocytów zawierała liczne małe wakuole, a ich jądra były okrągłe i rozmieszczone centralnie. Przy dużym powiększeniu brunatne adipocyty wykazywały podobieństwo morfologiczne do białych adipocytów, lecz miały mniejszą średnicę. Jądra brunatnych adipocytów były okrągłe lub owalne i znajdowały się centralnie lub ekscentrycznie w komórce. Cytoplazma była eozynofilna i zawierała liczne krople lipidów o różnej wielkości, rozmieszczone w całej cytoplazmie. Pomiędzy brunatnymi adipocytami widoczne były również naczynia włosowate i nerwy. Przeszczepiona tkanka tłuszczowa została dodatkowo zidentyfikowana jako brunatna tkanka tłuszczowa poprzez barwienie immunohistochemiczne na ekspresję UCP1 (Rysunek 1). Przeszczep BAT został pomyślnie utrwalony na przedniej ścianie lewej komory (Rysunek 2).

Cztery tygodnie po transplantacji BAT nie odnotowano istotnych zmian w diecie, aktywności ani masie ciała myszy biorcy. Nacięcie klatki piersiowej zagoiło się prawidłowo i zostało całkowicie pokryte normalną sierścią. Myszy biorcy dokonano eutanazji (zgodnie z wytycznymi etycznymi), a serce wraz z epikardialnym przeszczepem BAT usunięto do badania histologicznego. Barwienie hematoksyliną i eozyną wykazało, że przeszczep BAT pozostał żywotny, wykazując typowe cechy histologiczne BAT i tworząc mikrokrążenie z przyległym mięśniem sercowym. Nie stwierdzono oznak istotnej infiltracji komórek zapalnych ani upłynnienia tłuszczu. Barwienie trichromem Massona ujawniło powstanie włóknistej tkanki łącznej wokół szwów użytych do utrwalenia przeszczepionej tkanki w mięśniu sercowym. Włóknista tkanka łączna była obserwowana zarówno wokół, jak i wewnątrz przeszczepu, jednak nie stwierdzono wyraźnej kompartymentalizacji ani zaburzeń strukturalnych tkanki tłuszczowej. Barwienie immunohistochemiczne na CD31 i UCP1 dodatkowo wskazało na powstanie nowych mikonaczyń wewnątrz przeszczepionego BAT i potwierdziło przeżycie części brązowych adipocytów w przeszczepie (Rycina 3).

analiza uszkodzenia mięśni szczura, sekcja anatomiczna, próbki tkanek, obraz histologiczny z barwieniem komórkowym
Rycina 1: Izolacja i identyfikacja brunatnej tkanki tłuszczowej z myszy dawcy. (A,B) Brunatna tkanka tłuszczowa (BAT) (wskazana białymi strzałkami) pobrana z myszy dawcy w celu transplantacji. (C) Reprezentatywne barwienie immunohistochemiczne ekspresji UCP1 w brunatnej tkance tłuszczowej (pasek skali = 100 µm). Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

Schemat procedury chirurgicznej, sekcja myszy z użyciem narzędzi do badań anatomicznych i naukowych.
Rycina 2: Ustanowienie modelu zwierzęcego. Na tej rycinie przedstawiono procedurę ustanawiania modelu zwierzęcego. Wykonuje się torakotomię pośrodkową, aby odsłonić przednią ścianę serca przy użyciu rozwieracza mostka. Przeszczep brunatnej tkanki tłuszczowej (BAT) jest mocowany do powierzchni serca. Następnie nacięcie zamyka się za pomocą szwów przerywanych w warstwie mięśniowej i skórnej. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

Przekroje histologiczne tkanek z zastosowaniem technik barwienia, obraz mikroskopowy, analiza struktury komórkowej.
Rycina 3: Ocena przyjęcia się przeszczepu brunatnej tkanki tłuszczowej na sercu myszy w czwartym tygodniu po transplantacji. (A) Blizna po środkowym przednim nacięciu klatki piersiowej (biała strzałka). (B,C) Przeszczep brunatnej tkanki tłuszczowej (BAT) utrwalony na szczycie serca (biała strzałka). (D) Reprezentatywne obrazy barwienia hematoksyliną i eozyną (H&E) allograftu BAT i mięśnia sercowego w czwartym tygodniu po transplantacji (pasek skali = 100 µm). Pełny czarny trójkąt oznacza mięsień sercowy, * oznacza przeszczep BAT, a czarne strzałki wskazują naczynia włosowate. (E) Reprezentatywne obrazy barwienia trichromem Massona allograftu BAT i mięśnia sercowego w czwartym tygodniu po transplantacji (pasek skali = 200 µm). (F) Barwienie immunohistochemiczne ekspresji CD31 w allograftcie BAT i mięśniu sercowym w czwartym tygodniu po transplantacji. Czarne strzałki wskazują pozytywną ekspresję CD31 w allograftcie (pasek skali = 100 µm). (G) Barwienie immunohistochemiczne ekspresji UCP1 w allograftcie BAT i mięśniu sercowym w czwartym tygodniu po transplantacji (pasek skali = 50 µm). Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

Dyskusja

W tym badaniu udało się ustalić chirurgiczny model przeszczepu brunatnej tkanki tłuszczowej (BAT) na powierzchnię mięśnia sercowego. Tkanka tłuszczowa nasierdzia (EAT) to unikalny magazyn tłuszczu, który bezpośrednio łączy się z mięśniem sercowym i tętnicami wieńcowymi, dzieląc wspólne mikrokrążenie i ułatwiając ścisłą komunikację między nimi. Wcześniejsze badania wykazały, że EAT jest związany z wieloma chorobami serca, w tym chorobą wieńcową, migotaniem przedsionków i przerostem mięśnia sercowego. Jednakże, podczas gdy badania te wykazały, że objętość EAT koreluje z zakresem i ciężkością choroby serca, mechanizmy, za pomocą których EAT wpływa na patologię serca, pozostają do wyjaśnienia 1,2,3,4,5,14,15,16.

Z drugiej strony uważa się, że BAT odgrywają naturalną rolę w ochronie ssaków przed hipotermią. Jego cytoplazma zawiera wiele małych, wielopunktowych kropelek lipidowych i jest wzbogacona w mitochondria. BAT to termogeniczna tkanka tłuszczowa, która reguluje wydatek energetyczny i utrzymuje homeostazę glukozy i lipidów, co czyni ją potencjalnym celem terapeutycznym w chorobach metabolicznych i sercowo-naczyniowych 17,18,19. Niektóre badania kliniczne wykazały, że objętość BAT jest ujemnie skorelowana z chorobami sercowo-naczyniowymi. Osoby z większą objętością BAT mają niższe wskaźniki występowania cukrzycy typu 2, choroby wieńcowej, dyslipidemii, zastoinowej niewydolności serca, choroby naczyń mózgowych i nadciśnieniatętniczego 7,20,21.

Poprzednie badanie wykazało, że małe pęcherzyki zewnątrzkomórkowe (sEV) pochodzące z BAT są wychwytywane przez kardiomiocyty, hamując aktywację szlaku MAPK związanego z niedokrwieniem/reperfuzją mięśnia sercowego (MI/R). Inne badanie wykazało, że BAT uwalnia sEV zawierające kardioprotekcyjne mikroRNA, które przyczyniają się do kardioprotekcji związanej z wysiłkiem fizycznym22. Odkrycia te ilustrują mechanizmy leżące u podstaw przesłuchu BAT-kardiomiocytów i podkreślają BAT sEV i ich zawartość mikroRNA jako potencjalnych kandydatów do kardioprotekcji wywołanej wysiłkiem fizycznym. Ponadto wykazano, że neuregulina 4 pochodząca z BAT (Nrg4) łagodzi zapalenie śródbłonka i miażdżycę u samców myszy23, co dodatkowo dowodzi ochronnych funkcji endokrynologicznych BAT w zdrowiu sercowo-naczyniowym.

Co więcej, analizy transkrypcyjne wykazały, że ludzki EAT wykazuje wysoką ekspresję markerów BAT, takich jak UCP-1, PRDM16 i PGC-1α, na poziomach wyższych niż te znalezione w innych magazynach tłuszczu 5,6,24,25. Sugeruje to, że EAT może częściowo funkcjonować jako BAT. Odkrycia te potwierdzają hipotezę, że brązowienie EAT może chronić mięsień sercowy i tętnice wieńcowe przed hipotermią i służyć jako mechanizm obronny przed niedokrwieniem lub niedotlenieniem. Łącznie badania te wskazują, że BAT uwalnia wiele czynników bioaktywnych i wywiera korzystny i ochronny wpływ na układ sercowo-naczyniowy6.

W poprzednich badaniach modele przeszczepiania BAT stosowano do różnych modeli chorób w celu wyjaśnienia wpływu BAT na występowanie i progresję choroby. Należą do nich badania nad wpływem przeszczepu BAT w zespole policystycznych jajników (PCOS)26, jego regulacyjną rolą w starzeniu się jajników27 oraz wpływem na metabolizm całego organizmu28,29. Jednak patofizjologiczne skutki przeszczepu BAT na serce nie zostały jeszcze zbadane.

Jako narząd zdolny do wydzielania licznych cząsteczek sygnałowych, BAT wpływa przede wszystkim na patofizjologię układu krążenia w normalnym organizmie poprzez szlaki endokrynne, dostarczając te cząsteczki do serca lub naczyń krwionośnych11. Nie jest jednak jasne, czy BAT może bezpośrednio regulować patofizjologię serca za pośrednictwem szlaków parakrynnych. Opracowanie odpowiedniego i wiarygodnego modelu przeszczepiania BAT na powierzchni serca ułatwiłoby badanie bezpośrednich interakcji między BAT a sercem.

Biorąc pod uwagę, że BAT jest anatomicznie zlokalizowany w obszarze międzyłopatkowym myszy, jego wzajemne oddziaływanie z innymi narządami opiera się przede wszystkim na krążeniu ogólnoustrojowym poprzez sygnalizację hormonalną. Co więcej, niektóre badania sugerują, że tkanka tłuszczowa nasierdzia (EAT) może potencjalnie ulegać przemianie brązowienia. Różne interwencje dietetyczne, środowiskowe i farmakologiczne okazały się obiecujące w wywoływaniu brązowienia EAT u pacjentów z otyłością i/lub chorobą wieńcową (CAD). To przejście może pomóc złagodzić niedotlenienie i stan zapalny mikrośrodowiska, które pogarsza uszkodzenia naczyń krwionośnych i przyspiesza miażdżycę tętnic wieńcowych 4,24,30. Potrzebne są jednak dalsze badania, aby zidentyfikować konkretne czynniki i szlaki zaangażowane w brązowienie EAT. Ponadto potrzebne są eksperymentalne modele zwierzęce do zbadania związku między fenotypem EAT a wynikami sercowo-naczyniowymi związanymi z jego niezrównoważonym profilem zapalnym.

Jednym z głównych ograniczeń w badaniu EAT jest to, że gryzonie prawie nie mają zauważalnego EAT. U ludzi badanie świeżego EAT jest również trudne ze względu na trudności w uzyskaniu próbek, ponieważ wymaga to torakotomii. W poprzednich badaniach wykorzystano model, w którym tkanka tłuszczowa pochodząca od myszy na diecie wysokotłuszczowej została przeszczepiona do jamy brzusznej myszy z zawałem mięśnia sercowego, aby wykazać, że cukrzycowa tkanka tłuszczowa może pogorszyć uszkodzenie niedokrwienno-reperfuzyjne31. Zastosowanie modeli przeszczepu tkanki tłuszczowej umożliwia zbadanie wpływu BAT na serce poprzez sygnalizację parakrynną.

Głównym celem opracowania tego modelu jest zbadanie potencjalnych efektów terapeutycznych BAT jako podobnego do EAT narządu parakrynnego dla mięśnia sercowego i tętnic wieńcowych. W przyszłości model ten może zostać wykorzystany do badania kardioprotekcyjnego działania BAT w hamowaniu progresji blaszki miażdżycowej, łagodzeniu uszkodzenia niedokrwiennego mięśnia sercowego i łagodzeniu migotania przedsionków. Dodatkowo może dostarczyć poszlak potwierdzających korzyści płynące z promowania brązowienia EAT.

W 2013 roku zespół badawczy z Harvard Medical School przeszczepił BAT do jamy trzewnej myszy biorców, łącząc tkankę z poduszeczką tłuszczową najądrza, aby ocenić poprawę homeostazy metabolicznej poprzez zwiększenie masy BAT32. We wcześniejszym badaniu z lat 60. naukowcy wyizolowali BAT z obszaru międzyłopatkowego dawcy i przeszczepili go pod torebkę nerkową biorcy na okres 1-2 tygodni. Ponadto w innym badaniu BAT przeszczepiono do przedniej komory oka chomików, a analizę histologiczną wykorzystano do oceny, czy przeszczepiony BAT przeżył12. Jednak wykonalność i przeżywalność przeszczepu BAT w okolicy nasierdzia gryzoni pozostają nieznane.

Chirurgia nasierdzia u myszy jest obecnie rutynową procedurą indukowania modeli zawału mięśnia sercowego. Co ciekawe, zespół badawczy z powodzeniem dostarczył środki farmakologiczne do przestrzeni osierdzia/płynu w modelu świni, który został wykorzystany do zbadania migotania przedsionków, względnych okresów oporności na leczenie i kardiomiopatii niedokrwiennej. Na podstawie tych badań uzasadnione jest opracowanie modelu gryzoni do przeszczepu BAT w nasierdziu za pomocą zabiegów chirurgicznych.

Na podstawie wyników eksperymentów oddzielono dwa kawałki BAT z przestrzeni międzyłopatkowej myszy dawcy. BAT był pokryty podskórną tkanką tłuszczową (SAT) i wykazywał ciemniejszy kolor niż SAT, z bogatym ukrwieniem. Barwienie BAT hematoksyliną i eozyną (H&E) ujawniło, że brązowe adipocyty zawierały mniejsze wielopunktowe kropelki lipidów i były silnie unaczynione, z czerwonymi krwinkami obecnymi w świetle naczyń włosowatych. Każdy zebrany segment BAT ważył około 30–40 mg. Jednak przeszczepiony przeszczep BAT był ograniczony do około 20 mg, ponieważ dalsze powiększenie przeszczepu prowadziło do śmiertelności myszy w ciągu 1-2 dni po operacji. Możliwą przyczyną tego wyniku jest ograniczona przestrzeń między jamą piersiową a przednią ścianą serca. Stosunkowo duży przeszczep może wywierać nadmierny nacisk, potencjalnie prowadząc do tamponady serca.

Znieczulenie utrzymywano poprzez intubację tchawicy, a głębokość znieczulenia monitorowano, obserwując amplitudę i rytm wahań klatki piersiowej u myszy. Wybrano torakotomię pośrodkową, aby odsłonić przednią ścianę serca, co ułatwiło przeszczep BAT. Biorąc pod uwagę, że EAT jest bezpośrednio połączony z mięśniem sercowym i tętnicami wieńcowymi bez oddzielającej ich tkanki łącznej, protokół obejmował otwarcie osierdzia, wprowadzenie BAT na powierzchnię serca, a następnie zszycie osierdzia.

Cztery tygodnie po przeszczepie myszy biorcy zostały poddane eutanazji (zgodnie z wytycznymi etycznymi), a jamy klatki piersiowej zostały otwarte w celu oceny integracji BAT i przeżycia. Wyniki te potwierdzają, że przeszczep allogeniczny BAT przetrwał pomyślnie.

Podsumowując, udało się opracować chirurgiczny model szczepienia BAT na powierzchni serca u myszy. Model ten może przyczynić się do lepszego zrozumienia wpływu EAT na choroby serca i kardioprotekcyjnego potencjału brązowienia EAT.

Oświadczenia

Autorzy deklarują brak sprzecznych interesów.

Podziękowania

Ta praca była wspierana przez Narodową Fundację Nauk Przyrodniczych Chin (nr 81870623, 81770881, 81900286, 82100494, 82100944 i 82070910), Kluczowy Plan Badawczo-Rozwojowy Prowincji Hunan (2020SK2078) oraz Fundację Nauk Przyrodniczych Prowincji Hunan (2022JJ70055, 2021JJ40842 i 2022JJ40721)

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
1% penicylina/streptomycynaGibco, Invitrogen, Nowy Jork, USA03-031-1BCSKonserwacja tkanek do przeszczepu
10% płodowa surowica bydlęca (FBS)Bovogen, Nowa Zelandia, Australia1907BKonserwacja tkanek do przeszczepu
2-0 Szwy wchłanialneShanghai Pudong Jinhuan Medical Products Company17Y1204JZamknięcie skóry
- do 8-tygodniowych samców myszyC57BL/6JSJA Laboratory Animal Co., Ltd (Hunan, Chiny) 
7/0 Szwy prolenoweShanghai Pudong Jinhuan Medical Products CompanyR731Mocowanie brązowej tkanki tłuszczowej do serca
Alizaryna Roztwór do barwienia czerwieniąServicebio, Wuhan, ChinyCR2203058Alizaryna Czerwone barwienie do przeszczepu
Kątowe nożyczki sprężynoweInstrument chirurgiczny Jinzhong FirmaY3C040Sekcja i separacja tkanek
Blunt nożyczkiInstrument chirurgiczny Jinzhong FirmaJ22010Sekcja i separacja tkanek
Retraktor klatki piersiowejTIGERGENE FirmaTG-CK-07PKChowanie i mocowanie klatki piersiowej
Kleszcze zakrzywione kursuInstrument chirurgiczny Jinzhong FirmaJD1060Sekcja i separacja tkanek
DMEM: F12 (1:1) średniGibco, Invitrogen, Nowy Jork, USAC11330500BTKonserwacja tkanek do przeszczepu
Fine 45° kleszcze kątoweInstrument chirurgiczny Jinzhong FirmaY4E040Sekcja i separacja tkanek
IsofluraneShenzhen RuiWoDe Life Technology Co., LTDR510-22Znieczulenie gazem dla myszy
MikrokleszczeInstrument chirurgiczny Jinzhong FirmaJD1050Sekcja i separacja tkanek
MikronożyczkiInstrument chirurgiczny Jinzhong FirmaY00030Sekcja i separacja tkanek
Uchwyt igłyInstrument chirurgiczny Jinzhong FirmaY3G150Igła do trzymania do zamknięcia
Nożyczki okulistyczneInstrument chirurgiczny Jinzhong FirmaY3C060Sekcja i separacja tkanek
Mikroskop chirurgicznyMurzider CompanyMSD203Do chirurgicznego przeszczepu brązowej tkanki tłuszczowej
Z cyklem objętościowym wentylator dla gryzoniNanjing KEWBASIS Biotechnology Co.LTDKW-MZJ-ZZnieczulenie gazowe dla myszy
6

Bibliografia

  1. Iacobellis, G. Epicardial adipose tissue in contemporary cardiology. Nat Rev Cardiol. 19 (9), 593-606 (2022).
  2. Zobel, E. H., et al. Relation of cardiac adipose tissue to coronary calcification and myocardial microvascular function in type 1 and type 2 diabetes. Cardiovasc Diabetol. 19 (1), 16(2020).
  3. Packer, M. Epicardial adipose tissue may mediate deleterious effects of obesity and inflammation on the myocardium. J Am Coll Cardiol. 71 (20), 2360-2372 (2018).
  4. Napoli, G., et al. Epicardial and pericoronary adipose tissue, coronary inflammation, and acute coronary syndromes. J Clin Med. 12 (23), jcm12237212(2023).
  5. Villasante Fricke, A. C., Iacobellis, G. Epicardial adipose tissue: Clinical biomarker of cardio-metabolic risk. Int J Mol Sci. 20 (23), ijms20235989(2019).
  6. Doukbi, E., et al. Browning epicardial adipose tissue: Friend or foe. Cells. 11 (6), 11060991(2022).
  7. Becher, T., et al. Brown adipose tissue is associated with cardiometabolic health. Nat Med. 27 (1), 58-65 (2021).
  8. Zhao, H., et al. Small extracellular vesicles from brown adipose tissue mediate exercise cardioprotection. Circ Res. 130 (10), 1490-1506 (2022).
  9. Pinckard, K. M., et al. A novel endocrine role for the BAT-released Lipokine 12,13-diHOME to mediate cardiac function. Circulation. 143 (2), 145-159 (2021).
  10. Ruan, C. C., et al. A(2A) receptor activation attenuates hypertensive cardiac remodeling via promoting brown adipose tissue-derived FGF21. Cell Metab. 28 (3), 476-489.e5 (2018).
  11. Martí-Pàmies, Íal, et al. Brown adipose tissue and BMP3b decrease injury in cardiac ischemia-reperfusion. Circ Res. 133 (4), 353-365 (2023).
  12. White, J. D., Dewal, R. S., Stanford, K. I. The beneficial effects of brown adipose tissue transplantation. Mol Aspects Med. 68, 74-81 (2019).
  13. Bartelt, A., et al. Brown adipose tissue activity controls triglyceride clearance. Nat Med. 17 (2), 200-205 (2011).
  14. Rosito, G. A., et al. Pericardial fat, visceral abdominal fat, cardiovascular disease risk factors, and vascular calcification in a community-based sample: the Framingham heart study. Circulation. 117 (5), 605-613 (2008).
  15. Piché, M. E., Poirier, P., Lemieux, I., Després, J. P. Overview of epidemiology and contribution of obesity and body fat distribution to cardiovascular disease: An update. Prog Cardiovasc Dis. 61 (2), 103-113 (2018).
  16. Shaihov-Teper, O., et al. Extracellular vesicles from epicardial fat facilitate atrial fibrillation. Circulation. 143 (25), 2475-2493 (2021).
  17. Cypess, A. M., et al. Identification and importance of brown adipose tissue in adult humans. N Engl J Med. 360 (15), 1509-1517 (2009).
  18. Maliszewska, K., Kretowski, A. Brown adipose tissue and its role in insulin and glucose homeostasis. Int J Mol Sci. 22 (4), ijms22041530(2021).
  19. Fernández-Verdejo, R., Marlatt, K. L., Ravussin, E., Galgani, J. E. Contribution of brown adipose tissue to human energy metabolism. Mol Aspects Med. 68, 82-89 (2019).
  20. Takx, R. A., et al. Supraclavicular brown adipose tissue 18F-FDG uptake and cardiovascular disease. J Nucl Med. 57 (8), 1221-1225 (2016).
  21. Chen, H. J., Meng, T., Gao, P. J., Ruan, C. C. The role of brown adipose tissue dysfunction in the development of cardiovascular disease. Front Endocrinol (Lausanne). 12, 652246(2021).
  22. Icli, B., Feinberg, M. W. MicroRNAs in dysfunctional adipose tissue: Cardiovascular implications. Cardiovasc Res. 113 (9), 1024-1034 (2017).
  23. Shi, L., et al. Brown adipose tissue-derived Nrg4 alleviates endothelial inflammation and atherosclerosis in male mice. Nat Metab. 4 (11), 1573-1590 (2022).
  24. González, N., Moreno-Villegas, Z., González-Bris, A., Egido, J., Lorenzo, Ó Regulation of visceral and epicardial adipose tissue for preventing cardiovascular injuries associated to obesity and diabetes. Cardiovasc Diabetol. 16 (1), 44(2017).
  25. Rossi, V. A., Gruebler, M., Monzo, L., Galluzzo, A., Beltrami, M. The different pathways of epicardial adipose tissue across the heart failure phenotypes: From pathophysiology to therapeutic target. Int J Mol Sci. 24 (7), ijms24076838(2023).
  26. Fang, Y. Q., Zhang, H. K., Wei, Q. Q., Li, Y. H. Brown adipose tissue-derived exosomes improve polycystic ovary syndrome in mice via STAT3/GPX4 signaling pathway. Faseb J. 38 (18), e70062(2024).
  27. Chen, L. J., et al. Single xenotransplant of rat brown adipose tissue prolonged the ovarian lifespan of aging mice by improving follicle survival. Aging Cell. 18 (6), e13024(2019).
  28. Quan, Y., Lu, F., Zhang, Y. Use of brown adipose tissue transplantation and engineering as a thermogenic therapy in obesity and metabolic disease. Obes Rev. 25 (3), e13677(2024).
  29. Dewal, R. S., et al. Transplantation of committed pre-adipocytes from brown adipose tissue improves whole-body glucose homeostasis. iScience. 27 (2), 108927(2024).
  30. Horckmans, M., et al. Pericardial adipose tissue regulates granulopoiesis, fibrosis, and cardiac function after myocardial infarction. Circulation. 137 (9), 948-960 (2018).
  31. Gan, L., et al. Small extracellular microvesicles mediated pathological communications between dysfunctional adipocytes and cardiomyocytes as a novel mechanism exacerbating ischemia/reperfusion injury in diabetic mice. Circulation. 141 (12), 968-983 (2020).
  32. Stanford, K. I., et al. Brown adipose tissue regulates glucose homeostasis and insulin sensitivity. J Clin Invest. 123 (1), 215-223 (2013).

Przedruki i uprawnienia

Tagi

t uszczka epikardialnaprzeszczep tkanki t uszczowejmysi model sercaefekty parakrynnymchoroby uk adu sercowo naczyniowegotransplantacja tkanekbrunatnienie EATfenotyp przeciwzapalnyczynniki kardioprotekcyjne

Ten artykuł został opublikowany

Film wkrótce dostępny

Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.