Napady negatywnie wpływają na różne funkcje i jakość życia. Robaki Planaria były wystawione na działanie różnych stężeń chemoconvulsantów w celu oceny ich fenotypów napadowych i ruchliwości destrukcyjnej. W badaniu tym zaproponowano wykorzystanie robaków wypławkowych jako modelu ostrych napadów padaczkowych u ludzi i ma znaczenie w opracowywaniu leków na padaczkę.
Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.
Artykuł metodologiczny
Wypławka jako model zwierzęcy do eksperymentalnego ostrego napadu padaczkowego
W tym artykule
Podsumowanie
Streszczenie
Epilepsja należy do najczęstszych zaburzeń neurologicznych charakteryzujących się nawracającymi napadami spontanicznymi. Napady stanowią kliniczny przejaw niekontrolowanej, nadmiernie zsynchronizowanej aktywności komórek nerwowych. Stopień uszkodzenia mózgu w wyniku napadów zależy od ich czasu trwania i intensywności. Niestety, nie istnieje skuteczny lek na epilepsję. Celem niniejszego badania jest ocena, czy planaria Dugesia dorotocephala może służyć jako model pomagający w identyfikacji i opracowywaniu metod leczenia epilepsji ukierunkowanych na ostre napady. Obecnie do oceny leków przeciwdrgawkowych (ASM) stosuje się różne modele, takie jak modele mysie. Są one jednak bardzo kosztowne i budzą zastrzeżenia etyczne. Alternatywnie, modele bezkręgowców oferują kosztowo efektywną możliwość badawczą w procesie odkrywania leków ASM. Planaria należą do rodziny płazińców i zamieszkują środowiska morskie, słodkowodne oraz lądowe. Dugesia dorotocephala jest dominującym gatunkiem wodnych planari w Ameryce Północnej. D. dorotocephala stanowi odpowiedni bezkręgowy model do badań nad epilepsją ze względu na niskie koszty, neurony podobne do tych u kręgowców oraz mierzalne zachowania, w przeciwieństwie do innych bezkręgowców lub większych zwierząt. Były one wykorzystywane w różnych badaniach farmakologicznych i toksykologii środowiskowej związanych z wiekiem, pamięcią i regeneracją. W niniejszym badaniu planaria zostały poddane działaniu różnych stężeń pilokarpiny, powszechnego chemokonwulsanta, w celu zbadania ich zachowania po ekspozycji. Po obserwacji planaria zostały uśpione i utrwalone w formaldehydzie lub roztworze Golgiego do oceny neurohistologicznej. Zaobserwowano sześć odrębnych fenotypów behawioralnych u planarii: oscylacje grzbietowe, oscylacje głowy, rozszerzenie grzbietowe ogona, kształt litery C, drgania głowy oraz drgania ogona. Częstotliwość oscylacji grzbietowych była znacznie wyższa w grupach doświadczalnych w porównaniu z grupą kontrolną i wykazywała zależność od dawki. Dodatkowo pilokarpina zaburzyła ruchliwość planarii. Napady indukowane pilokarpiną u planarii mogą służyć jako model do oceny ostrych napadów i leków przeciwdrgawkowych, co jest kluczowe w opracowywaniu interwencji terapeutycznych dla pacjentów cierpiących na epilepsję.
Wprowadzenie
Padaczka, charakteryzująca się dwoma lub więcej napadami w ciągu 24 godzin bez wyraźnej przyczyny, dotyka ~50 milionów ludzi na całym świecie1. Wśród nich 10-15 milionów osób ma padaczkę lekooporną2. Dlatego tak ważne jest badanie leków na padaczkę. Stan ten pociąga za sobą krótkie epizody częściowych lub uogólnionych ruchów mimowolnych, od pustego wpatrywania się w sztywnienie i drżenie ciała, i jest związany z gwałtownym wzrostem aktywności elektrycznej w mózgu3.
Historycznie rzecz biorąc, badania nad epilepsją opierały się na gryzoniach i innych ssakach ze względu na ich ewolucyjne podobieństwo do ludzi. Jednak metody te mogą być czasochłonne i kosztowne, co wymaga alternatywnego podejścia4,5. Stworzenia niebędące ssakami, takie jak muszki owocowe, pijawki, kijanki, danio pręgowany i glisty, zostały wykorzystane w badaniach i wykazały obiecujące wyniki6. Ponadto wykazano, że planaria może zapewnić porównawczy model badań genomowych między genomami bezkręgowców i ludzi, a także możliwość testowania leków prodrgawkowych, przeciwpadaczkowych (ASM) i wzorców zachowań6. Planaria (Gromada Platyhelminthes), znane jako płazińce i należące do klasy Turbellaria, są znane przede wszystkim ze swoich zdolności regeneracyjnych; Jednak badanie to koncentruje się na ich reakcji na substancje wywołujące drgawki.
Planaria dzielą z ludźmi podstawowe mechanizmy neurologiczne, takie jak reakcja na serotoninę i dopaminę, wykazując 95% podobieństwo do genów związanych z układem nerwowym w mózgu ssaków i posiadając rozpoznawalną strukturę mózgu7. Ponadto wykazują obserwowalne ruchy w warunkach laboratoryjnych i są opłacalne, efektywne czasowo i etyczne w porównaniu z gryzoniami lub innymi ssakami. Te obserwowalne zachowania, takie jak ruchy przypominające, C i orzecha włoskiego, są szeroko udokumentowane od dziesięcioleci i są związane z substancjami takimi jak kokaina, nikotyna, dopamina i pilokarpina7,8,9,10,11,12,13,14. Stąd też planaria stają się realnym modelem do badań nad lekami na padaczkę u ludzi.
Ta metoda ma na celu scharakteryzowanie neuronów planarii, które zostały wystawione na działanie pilokarpiny za pomocą barwienia Golgiego. Barwienie Golgiego służy do wizualizacji neuronów pod mikroskopem świetlnym i zostało wykorzystane do zbadania, czy zmiana morfologii jest związana z napadami15,16,17. Obecna literatura nie ma dowodów na to, że barwienie Golgiego było wykonywane na wypławkach mózgów. Chociaż poprzednie badania udokumentowały efekty farmakologiczne poprzez obserwację fenotypów behawioralnych, ten manuskrypt jest pierwszym, który charakteryzuje neurony wypławków narażonych na pilokarpinę za pomocą barwienia Golgiego11,18. Technika ta okazuje się cenna w wizualizacji i zrozumieniu zmian morfologicznych związanych z napadami. W badaniu tym stwierdzono znaczny wzrost częstości oscylacji grzbietowej u robaków wypławkowych wraz ze wzrostem stężenia pilokarpiny.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Protokół
UWAGA: Ogólny schemat doświadczenia przedstawiono na Rysunku 1.
1. Analiza fenotypu behawioralnego
- Przygotować roztwory pilokarpyny o stężeniach 1 mM i 2 mM rozpuszczone w wodzie źródlanej oraz próbkę kontrolną zawierającą samą wodę źródlaną.
- Pipetować 3 mL każdego roztworu do płytki z 12 studniami (układ 4 x 3), tak aby każdy rząd odpowiadał innemu stężeniu pilokarpyny.
- Do każdej z 12 studni umieścić jednego hodowanego w laboratorium planarię Dugesia dorotocephala w wieku około 2 tygodni, używając pipety transferowej z odciętą końcówką.
UWAGA: Odciąć końcówkę tak, aby otwór był wystarczająco szeroki, by pomieścić planarię bez uszkadzania jej. - Rejestrować zachowanie planarii przez 1 h za pomocą dowolnej kamery, która dobrze utrwala ruchy i jest widoczna dla ludzkiego oka, ustawionej nad płytką 4 x 3 w normalnych warunkach oświetlenia wnętrza.
- Powtórzyć kroki 1.1–1.4 dla stężeń pilokarpyny 3 mM, 4 mM i 6 mM rozpuszczonej w wodzie źródlanej.
2. Analiza ruchliwości
UWAGA: Zachowania planariów rejestrowano w otworach o średnicy 2,5 cm. Nagrania wideo o długości 1 h podzielono na 30-minutowe części i przycięto za pomocą komercyjnego oprogramowania, aby analizować poszczególne planaria indywidualnie.
- Rozpocznij nowy eksperyment, korzystając z oprogramowania do zautomatyzowanej analizy zachowań. Otwórz ulepszony system automatycznego śledzenia zachowań. Kliknij New w sekcji New experiment. Nazwij eksperyment.
- Skonfiguruj ustawienia eksperymentu zgodnie z poniższym opisem.
- Kliknij Experiment Settings w menu. Upewnij się, że ustawienia są domyślne: video source (z pliku wideo), Number of Arenas (1), Tracked Features (Center-point detection), Body Point Detection Technique (Contour-based), Analysis Options (none), Units (cm, s, deg).
- Skonfiguruj ustawienia areny zgodnie z poniższym opisem.
- Kliknij Arena Settings w zakładce Arena Settings w lewym górnym panelu Setup. Gdy pojawi się prośba o przesłanie filmu, wybierz nagranie planariów z zapisanej lokalizacji pliku. Po wybraniu filmu kliknij Grab.
- Postępuj zgodnie z instrukcjami w prawym górnym panelu ekranu. Kliknij 1. Draw Scale to Calibrate. Na obrazie wideo z dołka przeciągnij linię skali od krawędzi do krawędzi dołka z okazem. Wpisz rzeczywistą odległość dołka (2.5 cm).
- Kliknij 2. Select Shape and Draw Arena. Upewnij się, że w prawym panelu wybrana jest Arena 1. Przesuń kursor myszy na górny środek ekranu i kliknij Circle Icon.
- Utwórz okrąg na przesłanym obrazie wideo, przeciągając kursor od jednego obwodu areny do drugiego. Upewnij się, że arena znajduje się w pomarańczowej strefie. Dopasuj kształt tak, aby odpowiadał arenie. Upewnij się, że etykieta Arena 1 znajduje się w obrębie areny.
- Na dole prawego panelu zmień Shape, Size i Position (Width:2.75, Height:2.75, X:0, Y:0) na żądane wymiary.
- Kliknij 3. Select Shape and Draw Zones (Optional). Teraz wybrana zostanie Zone Group 1 w prawym panelu. Przesuń kursor myszy na górny środek ekranu i wybierz Circle Icon. Utwórz mniejszy okrąg na obrazie areny, przeciągając go wewnątrz.
- W dolnym prawym panelu zmień Shape, Size i Position na żądane wymiary (Width:1.75, Height:1.75, X:0, Y:0).
- Kliknij przycisk Add Zone Label na tym samym pasku menu, co okrąg. Kliknij Within the Center of the Smaller Circle. Kliknij prawym przyciskiem myszy znacznik Zone 1 w prawym panelu, aby zmienić nazwę na Zone Center.
- Ponownie kliknij przycisk Add Zone Label. Kliknij Perimeter of the Arena, Outside of the Center Zone. Kliknij prawym przyciskiem myszy Zone 2 w prawym panelu, aby zmienić nazwę strefy na Perimeter.
- Kliknij 4. Validate Setup, aby potwierdzić poprawne ustawienia areny (Valid Arena Settings).
- Skonfiguruj ustawienia sterowania próbami (Trial control) zgodnie z poniższym opisem.
- Kliknij Trial Control Settings w zakładce Trial Control Settings w lewym górnym panelu Setup. Pojawi się sześć pól komponentów. Kliknij Settings w czwartym polu opisanym jako Condition, które zawiera Time (1) oraz Infinite time (warunek nigdy nie zostanie spełniony).
- Kliknij Bubble beside After, a następnie wpisz czas trwania (30 min) w prawym polu tekstowym. Po prawej stronie pola tekstowego czasu znajduje się menu rozwijane do wyboru jednostek h, min i s.
UWAGA: Ustawienia detekcji dla nagranego materiału będą zależeć od jakości nagrania. Poniższe metody mogą być modyfikowane w celu uzyskania najlepszych rezultatów, specyficznych dla każdego nagrania.
- Skonfiguruj ustawienia detekcji zgodnie z poniższym opisem.
- Kliknij Detection Settings w zakładce Detection Settings w lewym górnym panelu Setup. Kliknij przycisk Select Video w prawym górnym panelu. Prześlij wybrany film, na podstawie którego zostaną ustawione parametry detekcji.
- Kliknij zakładkę Advanced w tym samym prawym panelu. Teraz w zakładce Method upewnij się, że wybrano Gray Scaling. Zmień zakres (0 - 100).
- W zakładce Smoothing prawego panelu upewnij się, że Video pixel smoothing jest ustawione na None, Dropped frames correction na Off oraz Track noise reduction na Off.
- W zakładce Subject Contour prawego panelu dostosuj ustawienie sekwencji i zmień wartości Erosion, Dilation oraz Erosion odpowiednio na 1, 1 i 0.
- W zakładce Subject Size zmień Minimum (0) i Maximum (125000). Kliknij Save w prawym dolnym rogu.
- Ustaw sekwencję prób wideo do obserwacji zgodnie z poniższym opisem.
- Kliknij Trial List w lewym górnym panelu Setup. Prześlij nagrania wideo okazów w żądanej kolejności, klikając Ellipses w kolumnie System Video file. Aby dodać więcej prób, kliknij Add Trials w górnej lewej części panelu Trial List.
- Skonfiguruj ustawienia akwizycji.
- Kliknij Acquisition w lewej górnej zakładce Acquisition. W ustawieniach Acquisition w prawym panelu kliknij Track all planned trials.
- Aby rozpocząć akwizycję, kliknij Red Button w dolnej środkowej części ekranu obok napisu Ready for Start. Rozpocznie się akwizycja wideo, która potrwa określony czas w zależności od liczby i długości przesłanych prób wideo.
- Skonfiguruj ustawienia analizy zgodnie z poniższym opisem.
- Kliknij Analysis Profile w zakładce Analysis w lewym panelu. Kliknij domyślnie wybrane zmienne zależne: Velocity oraz Distance Moved i usuń je.
- W panelu zmiennych zależnych, w zakładce Location, kliknij In Zone. Zaznacz pola Center oraz Perimeter Zone.
- Kliknij zakładkę Trial Statistics w polu In Zone. Odznacz Latency to First. Kliknij Add.
- W zakładce Body kliknij Rotation button. Wybierz Clockwise, pozostawiając Threshold (50.00 degrees) oraz minimum distance moved (2.00 cm) na wartościach domyślnych. Kliknij Add.
- Ponownie kliknij przycisk Rotation i wybierz Counterclockwise. Kliknij Add.
- Analizuj ścieżki zgodnie z poniższym opisem.
- W zakładce Results kliknij Track Visualization. W prawym panelu, w sekcji Filter, odznacz Last. Pasek sterowania odtwarzaniem w dolnym środkowym panelu ekranu wyświetli wizualizację ścieżek okazów w określonych czasach obserwacji.
- Analizuj i eksportuj wyniki. Wyniki znajdują się w pozostałych zakładkach dolnego lewego panelu. Aby wyeksportować dane, kliknij Raw Data lub Statistics w sekcji Export w lewym panelu.
3. Eutanazja
- Przygotować 22 mM roztwór eugenolu w wodzie źródlanej. Za pomocą pipety transferowej z odciętym końcem przenieść planarie do naczyń Petri zawierających 9 mL 22 mM roztworu eugenolu, zachowując oddzielenie poszczególnych stężeń. Euthanizować przez 3 min lub do momentu całkowitego ustania ruchów.
- Przenieść planarie do czystego naczynia Petri wypełnionego 9 mL wody źródlanej w celu wypłukania (1x-2x), a następnie umieścić je albo w opisanym poniżej roztworze Golgiego (barwienie metodą Golgiego), albo w 4% paraformaldehydzie (barwienie immunofluorescencyjne).
4. Analiza histologiczna
- Barwienie metodą Golgi
- Po uśmierceniu planariów umieścić je w zlewce lub czalce Petri wypełnionej mieszaniną roztworów A i B z zestawu do barwienia metodą Golgi w stosunku 1:1. Następnego dnia wymienić roztwory A i B, przenosząc planarie do nowej zlewki wypełnionej mieszaniną roztworów A i B.
- Pozostawić planarie w roztworach A i B na 1 tydzień.
- Wyjąć planarie z roztworów A i B i przenieść je do roztworu C w innej zlewce. Następnego dnia wymienić roztwór C. Pozostawić planarie w roztworze C przez minimum 72 h, maksymalnie do 1 tygodnia.
- Wyjąć planarie z roztworu C za pomocą pipety transferowej i zatopić w medium, nakładając niewielką ilość związku OCT na uchwyt, dodając planarię, a następnie otaczając ją związkiem OCT. Przeciąć planarię poprzecznie na sekcje o grubości 5 µM za pomocą kriotoma w temperaturze -24° C.
- Zamontować sekcje planarii na szkiełkach pokrytych żelatyną, używając pipety transferowej i roztworu C, a następnie pozostawić do wyschnięcia w ciemności w RT przez maksymalnie 3 dni.
- Zabarwić preparaty, używając roztworu barwiącego (1 część roztworu D, 1 część roztworu E, 2 części wody źródlanej), zanurzając szkiełka w zlewkach z roztworami w następującej kolejności: roztwór barwiący przez 10 min, następnie w wodzie źródlanej 2x po 4 min, potem w 50% etanolu przez 4 min, następnie w 75% etanolu przez 4 min, potem w 95% etanolu przez 4 min, następnie w 100% etanolu 4x po 4 min i na koniec w ksylenie 3x po 4 min.
- Przykryć szkiełka dewizytorem i zastosować histologiczne medium montażowe, a następnie obserwować tkankę pod mikroskopem w świetle przechodzącym.
- Barwienie immunofluorescencyjne
- Po uśmierceniu planariów umieścić je w 4% paraformaldehydzie przez co najmniej 24 h. Po tym kroku próbki można przechowywać w lodówce.
- Przenieść planarie z 4% PFA do 20% sacharozy i pozostawić w niej na 1 dzień. Wyjąć planarie z sacharozy i umieścić w buforze PBS na 5 min.
- Przepłukać, wykonując 3-4 mycia buforem PBS, i przenieść do 20% sacharozy w celu przechowywania do momentu barwienia.
- Umieścić w roztworach alkoholu 70%, 95% i 100% po 1 min w każdym.
- Umieścić w 95% i 70% alkoholu po 1 min w każdym. Przenieść do buforu PBS 3x po 5 min. Umieścić w roztworze metanolu i nadtlenku wodoru w stosunku 60:40 na 10-15 min.
- Przepłukać w PBS 3x po 5 min. Dodać do tego buforu PBS taką objętość 4% paraformaldehydu, jaka była użyta wcześniej w punkcie 4.2.1.
- Przepłukać w PBS 3x po 5 min. Blokować przez 1 h za pomocą mleka w proszku, pokrywając nim planarie.
- Rozcieńczyć przeciwciało pierwszorzędowe (1H6) w PBS do stężenia 5 µg/mL i inkubować szkiełka przez noc w 4°C w roztworze przeciwciał. Następnego dnia przepłukać planarie w PBS przez 10 min.
- Rozcieńczyć przeciwciało drugorzędowe (kozie anty-mysie IgG) w PBS do stężenia 1 µg/mL i inkubować szkiełka przez noc w RT w roztworze przeciwciał. Następnego dnia przepłukać planarie w PBS przez 15 min.
UWAGA: Różne przeciwciała mają różne optymalne stężenia; należy je określić przed rozpoczęciem eksperymentu. - Zamontować całe planarie na szkiełku, przykryć dewizytorem, zabezpieczyć wodnym medium montażowym i obserwować tkankę pod mikroskopem fluorescencyjnym.
5. Analiza obrazu
- Uruchom otwartoźródłową aplikację do analizy obrazów. Zainstaluj wtyczkę colour_deconvolution2.jar w aplikacji do analizy obrazów, przeciągając plik wtyczki do programu.
- Wybierz obraz do analizy i przeciągnij go do otwartoźródłowej aplikacji do analizy obrazów. Przejdź do karty Image. Kliknij color. Kliknij Colour Deconvolution2 v2.1.
- W opcji vectors kliknij H DAB. W opcji output kliknij 8bit_Transmittance. Upewnij się, że zaznaczone są opcje Simulated LUTs, Cross product for Colour 3, Show matrices oraz Hide legend. Kliknij OK.
- Wybierz opcję Image in Black and White, aby zapewnić efektywną analizę obrazu przez aplikację.
- Przejdź do karty Image. Kliknij Adjust. Kliknij Threshold. Dostosuj próg tak, aby barwienie DAB lub pierwszy plan miały kolor czerwony na białym tle. W przypadku kwantyfikacji wielu obrazów upewnij się, że próg jest taki sam dla każdego z nich.
- Kliknij Analyze. Kliknij Set Measurements. Zaznacz Area, Min & max gray value, Limit to threshold, Display label, Median oraz Mean gray value. Kliknij OK. Kliknij Analyze. Kliknij Measure. Odczytaj wynik.
- Powtarzaj kroki od 1.2 do 1.6, aż wszystkie obrazy zostaną poddane kwantyfikacji. Kliknij Results Image. Kliknij File. Kliknij Save As. Zapisz plik jako arkusz kalkulacyjny i wyświetl dane w programie do arkuszy kalkulacyjnych.
6. Analiza statystyczna
- Oblicz średnią oraz błędy standardowe średniej (SEM) dla zachowania planariów, wykorzystując analizę wariancji (ANOVA) oraz test t-Studenta w celu określenia istotności statystycznej (p < 0,05).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Wyniki
U planarii wystawionych na działanie różnych stężeń pilokarpiny zaobserwowano następujące zachowania:
Oscylacje grzbietowe: formowanie się struktury przypominającej pęcherzyk, która przemieszcza się od końca głowowego do końca ogonowego ciała planarii.
Oscylacje głowy: formowanie się struktury przypominającej pęcherzyk w obrębie głowy planarii, co nadaje jej wygląd przypominający kijanka.
Kształt litery C: ruch głowy zgodnie z kierunkiem wskazówek zegara i ruchu ogona przeciwnie do kierunku wskazówek zegara, ...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Dyskusja
Badanie to wykazało zachowanie wywołane pilokarpiną w wypławkach w różnych stężeniach. Najbardziej istotnym zachowaniem było oscylacyjne rozszerzenie grzbietowe, ponieważ zachowanie to nie zostało udokumentowane w innych badaniach dotyczących zachowań podobnych do napadów w wypławkach 9,10,11,12. Mechanizm, za pomocą którego pilokarpina wywołuje zachowania podobne do napadów padaczkowych w wypł...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Oświadczenia
Autorzy nie mają nic do zadeklarowania.
Podziękowania
Chcielibyśmy podziękować EVMS Research Incentive Fund (PI: A.E. Musto) i Dr. Jorge Jacot za pomocne sugestie dotyczące optymalizacji protokołu immunofluorescencji.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Materiały
| Nazwa | Firma | Numer katalogowy | Komentarze |
|---|---|---|---|
| 1,5 ml probówki | |||
| 4% roztwór paraformaldehydu | Himedia | TCL119 | |
| Wodne media | montażowe Clini Sciences | NB-47-02240-30ML | |
| Zlewki (po jednej dla każdego badanego stężenia) | |||
| Carolina Springwater | carolina | 132450 | |
| Kriostat | |||
| Rozcieńczone przeciwciała | |||
| Etanol (100%) | sigma Aldrich | ||
| EthosVision XT 16 | noldus | ||
| Fiji Wersja 2.9.0 | |||
| Szkiełka powlekane żelatyną | sigma Aldrich | 643203 | |
| Golgi Przeciwciało 1H6 | DSHB | AB_2619608 | |
| Barwienie Golgiego kit_ | Neuroscience Associate | PK 401/401A | |
| Nadtlenek | |||
| wodoru Metanol | |||
| Media montażowe | thermo fischer naukowy | ||
| związek | |||
| Bufor PBS | sigma Aldrich | P4417 | |
| Mleko w proszku | |||
| Folia | |||
| Pipety transferowe | |||
| Ksylen |
Bibliografia
- World Health Organization. Epilepsy. , (2024).
- Dalic, L., Cook, M. J. Managing drug-resistant epilepsy: challenges and solutions. Neuropsychiatr Dis Treat. 12, 2605-2616 (2016).
- Mayo Clinic. Seizures - Symptoms and causes. , (2023).
- Shomrat, T., Levin, M. An automated training paradigm reveals long-term memory in planarians and its persistence through head regeneration. J Exp Biol. 216 (20), 3799-3810 (2013).
- Moreira-Lobo, D. C., et al. Eugenol modifies the excitability of rat sciatic nerve and superior cervical ganglion neurons. Neurosci Lett. 472 (3), 220-224 (2010).
- Johan Arief, M. F., Choo, B. K. M., Yap, J. L., Kumari, Y., Shaikh, M. F. A systematic review on non-mammalian models in epilepsy research. Front Pharmacol. 9, 655(2018).
- Mineta, K., et al. Origin and evolutionary process of the CNS elucidated by comparative genomics analysis of planarian ESTs. Proc Natl Acad Sci U S A. 100, 7666-7671 (2003).
- Wu, J. P., Lee, H. L., Li, M. H. Cadmium neurotoxicity to a freshwater planarian. Arch Environ Contam Toxicol. 67 (4), 639-650 (2014).
- Kim, A., Rawls, S. M. Nicotine-induced C-shape movements in planarians are reduced by antinociceptive drugs: Implications for pain in planarian paroxysm etiology. Brain Res. 1778, 147770(2022).
- Reho, G., Lelièvre, V., Cadiou, H. Planarian nociception: Lessons from a scrunching flatworm. Front Mol Neurosci. 15, 935918(2022).
- Pagán, O. R., et al. Planarians require an intact brain to behaviorally react to cocaine, but not to react to nicotine. Neuroscience. 246, 265-270 (2013).
- Raffa, R. B., Holland, L. J., Schulingkamp, R. J. Quantitative assessment of dopamine D2 antagonist activity using invertebrate (Planaria) locomotion as a functional endpoint. J Pharmacol Toxicol Methods. 45 (3), 223-226 (2001).
- Bhatt, P., Reitz, A. B., Tallarida, C. Mephedrone ("bath salt") pharmacology: insights from invertebrates. Neuroscience. 208, 79-84 (2012).
- Neufeld, T., Carniello, T., Dotta, B. A single hypoxic event ameliorates pilocarpine-induced hyperkinetic movements in Planaria. Nat Sci. 14, 149-156 (2022).
- Rossini, L., et al. Dendritic pathology, spine loss, and synaptic reorganization in human cortex from epilepsy patients. Brain. 144 (1), 251-265 (2021).
- Owuor, K., et al. LGI1-associated epilepsy through altered ADAM23-dependent neuronal morphology. Mol Cell Neurosci. 42 (4), 448-457 (2009).
- Dubey, V., et al. Dendritic reorganization in the hippocampus, anterior temporal lobe, and frontal neocortex of lithium-pilocarpine induced Status Epilepticus (SE). J Chem Neuroanat. 133, 102329(2023).
- Löscher, W. Critical review of current animal models of seizures and epilepsy used in the discovery and development of new antiepileptic drugs. Seizure. 20 (5), 359-368 (2011).
- Musto, A. E., Walker, C. P., Petasis, N. A., Bazan, N. G. Hippocampal neuro-networks and dendritic spine perturbations in epileptogenesis are attenuated by neuroprotectin D1. PLoS One. 10 (1), e0116543(2015).
- Omuro, K. G., et al. Novel monoclonal antibodies to study tissue regeneration in planarians. BMC Dev Biol. 15 (2), (2015).
- Keenan, C. L., et al. Cytoarchitecture of primitive brains: Golgi studies in flatworms. J Comp Neurol. 195, 4(1981).
- Pronin, A. N., Wang, Q., Slepak, V. Z. Teaching an old drug new trick: Agonism, antagonism, and biased signaling of pilocarpine through M3 muscarinic acetylcholine receptor. Mol Pharmacol. 92 (5), 601-612 (2017).
- Im, K., Mareninov, S., Diaz, M. F. P., Yong, W. H. An introduction to performing immunofluorescence staining. Methods Mol Biol. 1897, 299-311 (2019).
- Vogt, R. V., Phillips, D. L., Henderson, L. O., Whitfield, W., Spierto, F. W. Quantitative differences among various proteins as blocking agents for ELISA microtiter plates. J Immunol Meth. 101 (1), 43-50 (1987).
- Duhamel, R. C., Johnson, D. A. Use of nonfat dry milk to block nonspecific nuclear and membrane staining by avidin conjugates. J Histochem Cytochem. 33 (7), 711-714 (1985).
- Chen, T. S., Huang, T. H., Lai, M. C., Huang, C. W. The role of glutamate receptors in epilepsy. Biomedicines. 11 (3), 783(2023).
- Kreshchenko, N. Immunocytochemical identification of serotoninergic neurons in Planaria Girardia tigrina. Biochem. Moscow Suppl Ser A. 11, 68-76 (2017).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Przedruki i uprawnienia
