Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Multimodalne badanie przebudowy układu sercowo-naczyniowego u myszy: czterowymiarowe obrazowanie ultrasonograficzne i spektrometria mas

1.7K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/67347

⸱

10 stycznia 2025

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Mechanical, Aerospace, and Biomedical Engineering, University of Tennessee, 2Weldon School of Biomedical Engineering, Purdue University

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

Tutaj opisujemy protokół do wykorzystania w czterowymiarowym obrazowaniu ultrasonograficznym in vivo i obrazowaniu spektrometrii mas ex vivo do oceny biomechanicznych i biomolekularnych zmian w mysim układzie sercowo-naczyniowym. Technika ta jest stosowana do analizy przebudowy serca w chirurgicznie wywołanym zawale mięśnia sercowego i zmianach naczyniowych u starzejących się zwierząt.

Streszczenie

Choroby układu krążenia (CVD) są główną przyczyną zgonów w Stanach Zjednoczonych. Uszkodzenia układu sercowo-naczyniowego mogą być spowodowane narażeniem środowiskowym, urazem, toksycznością leków lub wieloma innymi czynnikami. W rezultacie tkanka serca i naczynia krwionośne ulegają zmianom strukturalnym i wykazują zmniejszoną funkcję. Uszkodzenie i wynikającą z niego przebudowę można wykryć i określić ilościowo za pomocą obrazowania ultrasonograficznego (US) na poziomie narządu i obrazowania spektrometrii mas (MSI) na poziomie molekularnym. Manuskrypt ten opisuje innowacyjną metodologię badania patofizjologii serca u myszy, sprzężenie czterowymiarowego (4D) obrazowania ultrasonograficznego in vivo i analizy z MSI serca wspomaganej matrycą ex vivo (MADLI). Ultrasonografia 4D może zapewnić dynamiczne pomiary objętościowe, w tym przemieszczenie promieniowe, odkształcenie powierzchni i odkształcenie podłużne przez cały cykl pracy serca. W układzie naczyniowym MSI i ultradźwięki są wykorzystywane do oceny składu ścian naczyń, hemodynamiki i dynamiki ścian naczyń. Metodologia może być dostosowana do badania niezliczonych chorób sercowo-naczyniowych poprzez dostosowanie interesujących wskaźników funkcjonalnych i/lub zmiany protokołu MALDI MSI do docelowych cząsteczek. MALDI MSI może być stosowany do badania lipidów, małych metabolitów, peptydów i glikanów. Protokół ten określa zastosowanie MALDI MSI do nieukierunkowanej analizy lipidomicznej oraz zastosowanie obrazowania ultradźwiękowego w hemodynamice i biomechanice układu sercowo-naczyniowego.

Wprowadzenie

Choroby układu krążenia (CVD) są główną przyczyną zgonów na całym świecie1. Zapobieganie i leczenie chorób układu krążenia wymaga dogłębnego zrozumienia adaptacji molekularnych do sił biomechanicznych i wynikających z nich zmian właściwości mechanicznych. W całym układzie sercowo-naczyniowym siły biomechaniczne odgrywają ważną rolę w funkcjonowaniu i strukturze tkanki2. Siły te wpływają na właściwości mechaniczne tkanki sercowo-naczyniowej (CV), co czyni je wskaźnikami zdrowia i choroby3,4,5,6. Aby zapobiegać, diagnozować i leczyć choroby układu krążenia, kluczowe jest opracowanie metod zrozumienia i obserwacji procesów inicjacji i progresji choroby. Obrazowanie biomedyczne odgrywa kluczową rolę w generowaniu wglądu fizjologicznego i mechanistycznego, a nowe technologie obrazowania i techniki analizy są stale rozwijane. Protokół ten przedstawia metodologię łączenia dwóch technik obrazowania i analizy układu sercowo-naczyniowego w celu walidacji potencjału tych metod obrazowania w chorobie niedokrwiennej serca i starzeniu się naczyń.

Badacze zajmujący się biomechaniką często podchodzą do badania biomechaniki poprzez kombinację metod in vivo, ex vivo i in silico. Wcześniejsze badania z zakresu biomechaniki molekularnej koncentrowały się głównie na białkach7 (w szczególności białkach macierzy zewnątrzkomórkowej, kolagenie i elastynie ze względu na ich wpływ na właściwości biomechaniczne), a prace nad połączeniem biomechaniki obrazowania in vivo z badaniami molekularnymi ograniczały się do histologii i immunohistochemii. Chociaż podejścia te mogą dostarczyć wielu wskaźników molekularnych i przyniosły proponowane mechanizmy przebudowy ECM i komórek, zazwyczaj ograniczają się one odpowiednio do obecnie dostępnych barwników lub przeciwciał. W tej dziedzinie badań brakuje dużych klas cząsteczek, np. lipidów. Chociaż te klasy molekularne mogą, ale nie muszą, być zaangażowane mechanicznie, ważne jest zrozumienie wynikających z nich adaptacji molekularnych, ponieważ cząsteczki te mogą być potencjalnymi celami zarówno dla markerów diagnostycznych, jak i terapii. Można stosować techniki chemii analitycznej, takie jak chromatografia cieczowa ze spektrometrią mas (LC-MS); Jednak orientacja przestrzenna cząsteczek w tych technikach zostaje utracona. Dzięki obrazowaniu metodą spektrometrii mas (MSI) rozkład przestrzenny cząsteczek pozostaje nienaruszony, a wiele typów analitów (klas cząsteczek) można obrazować za pomocą odcinków szeregowych. MSI to potężne narzędzie analityczne do badania rozkładów przestrzennych prawie wszystkich typów cząsteczek w tkance biologicznej, w tym metabolitów, lipidów, glikanów, peptydów i leków o małej masie cząsteczkowej8. Desorpcja/jonizacja laserowa wspomagana matrycą (MALDI) MSI to rodzaj MSI, który doskonale nadaje się do analizy mas cząsteczkowych w zakresie 50-8000 Da, opartej na odkryciach. MALDI-MSI to technika jonizacji, która nakłada na próbkę matrycę pochłaniającą energię lasera, aby wspomóc jonizację interesujących analitów. Takie podejście zapobiega ograniczeniu się do jednego celu molekularnego i może wykorzystywać narzędzia bioinformatyczne do określenia, które cząsteczki mają wpływ na właściwości biomechaniczne i przebudowę.

Ultrasonografia czterowymiarowa (4DUS) to nieinwazyjna metoda in vivo, przydatna zarówno do czasowej, jak i przestrzennej charakterystyki serca. 4DUS wykorzystuje serię pętli filmowych o wysokiej liczbie klatek na sekundę z różnych płaszczyzn, kompilując je w zestaw danych 3D, który zawiera informacje czasowe. Pozwala to na bezpośrednią wizualizację i kwantyfikację złożonych zmian kształtu 3D komór serca w cyklu pracy serca bez polegania na założeniach geometrycznych, jak jest to wymagane w tradycyjnej echokardiografii 2D. 4DUS pozwala na obliczanie wskaźników funkcjonalnych in vivo na podstawie złożonego kształtu i ruchu serca9,10, a MALDI MSI pozwala na przestrzenne badanie cząsteczek biologicznych w tkance serca ex vivo11. Aby w pełni zrozumieć zmiany w sercu związane z CVD, należy zbadać zarówno mechanizmy mechaniczne, jak i molekularne. W związku z tym zaproponowano połączoną metodologię badania patofizjologii mysiego serca, sprzężenie obrazowania i analizy 4DUS z MALDI MSI lipidów w sercu. Metodologia ta została zademonstrowana w mysim modelu zawału mięśnia sercowego.

Biomechanika naczyń krwionośnych również odgrywa kluczową rolę w regulacji funkcji układu krążenia2. Usztywnienie naczyń krwionośnych, które jest związane ze starzeniem się, jest czynnikiem ryzyka CVD12. Zmiany biomechaniczne i hemodynamiczne w naczyniach można obrazować za pomocą ultradźwięków. Skład molekularny ścianek naczyń jest ważnym składnikiem biomechaniki, a także jest wyjątkowo wrażliwy na siły hemodynamiczne. Na przykład oscylacyjne naprężenie ścinające ścianę jest związane z rozwojem blaszki miażdżycowej3. W dalszej kolejności zostaną przedstawione wstępne dane dotyczące mechaniki naczyń krwionośnych i hemodynamiki u zwierząt w podeszłym wieku.

Zespół jest zainteresowany związkiem między biomechaniką a składem molekularnym w różnych stanach chorobowych. Przedkliniczne obrazowanie ultrasonograficzne i MSI służą do określenia przestrzennego rozkładu zmian molekularnych w tkance i związanych z nimi zmian biomechanicznych, które zachodzą podczas progresji choroby. Niniejszy raport szczegółowo opisuje te metodologie i przedstawia wstępne dane dotyczące serca i układu naczyniowego głowy/szyi.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Opisane eksperymenty na zwierzętach zostały przeprowadzone za zgodą Institutional Animal Care and Use Committee Uniwersytetu Tennessee w Knoxville.

1. Obrazowanie ultradźwiękowe13

  1. Przygotowanie stanowiska i zwierzęcia
    1. Przed rozpoczęciem eksperymentu należy sprawdzić poziom izofluranu w narkozie i w razie potrzeby go uzupełnić. Przed włączeniem gazu należy sprawdzić poziom tlenu w zbiorniku. Zważyć węgiel aktywny i zapisać jego masę na pojemniku.
    2. Przygotować przestrzeń do obrazowania, rozmieszczając materiały w pobliżu platformy obrazującej. Materiały obejmują: wstępnie pocięte taśmy, krem do depilacji, gazę, patyczki bawełniane, wodę autoklawowaną, smar do rogówki, żel nawilżający, rektalną sondę temperatury, przewody elektrod, żel do USG, żel do elektrod (jeśli dotyczy) oraz lampę grzewczą (Rysunek 1A).
    3. Włączyć aparat USG i zainicjować silnik (system umożliwia również zbieranie danych obrazowych 4DUS). Skonfigurować nowy eksperyment w systemie USG: wybrać New Study lub New Series i wprowadzić informacje o myszy. Włączyć tablet do monitorowania parametrów fizjologicznych.
    4. Sprawdzić kurek, aby upewnić się, że przepływ jest otwarty do komory indukcyjnej i zamknięty do maski nosowej. Wstępnie napełnić komorę indukcji narkozy, ustawiając przepływ tlenu na 1 L/min na waporyzatorze i obracając pokrętło do wartości 3%-5%.
    5. Wyjąć mysz z klatki mieszkalnej.
    6. Umieścić mysz w komorze indukcyjnej do czasu pełnego znieczulenia izofluranem w stężeniu 3%-5%.
    7. Przełączyć kurek, aby zmienić kierunek przepływu na maskę nosową na platformie obrazowania USG. Ustawić pokrętło izofluranu w zakresie 1%-2%.
    8. Wyjąć mysz z komory indukcyjnej i zważyć zwierzę. Zapisać masę zwierzęcia.
    9. Umieścić mysz w pozycji grzbietowej na platformie obrazującej.
    10. Nanieść smar do rogówki na oczy zwierzęcia.
    11. W przypadku występowania futra, usunąć je z obszaru obrazowania za pomocą ogólnodostępnego kremu do depilacji i patyczków bawełnianych. Przetrzeć skórę wodą przy użyciu gąbek, aby usunąć nadmiar kremu do depilacji ze skóry i zapobiec oparzeniom.
    12. Wprowadzić podskórnie elektrody do elektrokardiografii (EKG) po obu stronach klatki piersiowej i kończyny tylnej, w zależności od ułożenia zwierzęcia.
      1. Po wprowadzeniu przymocować elektrody EKG za pomocą taśmy. Jeśli elektrody EKG nie są używane (tj. nie zostały wprowadzone), monitorować EKG za pomocą platformy obrazującej zwierzę.
      2. Aby zapewnić przewodnictwo elektryczne ze skóry do platformy, nanieść punktowo żel przewodzący na platformę i utrzymać kończyny zwierzęcia w pozycji.
    13. Unieruchomić kończyny zwierzęcia za pomocą taśmy lub opaski elastycznej umieszczonej wokół platformy i nad kończynami (Rysunek 1B).
    14. Użyć żelu nawilżającego do wprowadzenia rektalnej sondy temperatury i przymocować sondę taśmą.
    15. Sprawdzić sygnały EKG, oddychania i temperatury na tablecie. Upewnić się, że częstotliwość akcji serca wynosi ~350-600 bpm, oddychanie ~50-100 oddechów/min, a temperatura rektalna mieści się w zakresie 35-37 °C. Dostosować poziom izofluranu w razie potrzeby.
    16. Jeśli jest to wymagane, włączyć lampę grzewczą (np. żarówkę grzewczą podczerwoną 250 W)14 i dostosować jej wysokość, aby utrzymać temperaturę wewnętrzną (Rysunek 1C).
      1. Umieścić lampę grzewczą w odległości nie mniejszej niż 12 cali od zwierzęcia. Podczas wstępnych badań w celu określenia optymalnej odległości między żarówką a zwierzęciem, należy regulować wysokość i mierzyć temperaturę skóry za pomocą termometru podczerwonego; temperatura ta nie powinna przekraczać 42 °C15.
  2. Kardiologiczne USG 4D
    1. Umieścić przetwornik w uchwycie w pozycji częściowo zablokowanej.
    2. Zorientować wypukłą kropkę na przetworniku zgodnie z niebieską kropką na ekranie. Przyjęto konwencję umieszczania kropki w stronę prawej strony zwierzęcia.
    3. Obrócić przetwornik tak, aby był zorientowany wzdłuż płaszczyzny strzałkowej myszy, z wypukłym wcięciem skierowanym w kierunku ogonowym.
    4. Użyć dźwigni u podstawy platformy USG, aby przechylić zwierzę. Użyć dźwigni u podstawy przetwornika, aby dostosować kąt przetwornika.
    5. Nanieść obfitą ilość żelu do USG na powierzchnię brzuszna klatki piersiowej w celu sprzężenia akustycznego między powierzchnią skóry a przetwornikiem. Przed sprzężeniem upewnić się, że na skórze nie pozostało futro.
    6. Obniżyć przetwornik, aby nawiązał kontakt z żelem do USG.
    7. Wprowadzać mikroregulacje za pomocą pokręteł X/Y u podstawy platformy lub przesuwać całą platformę w przypadku dużych korekt.
    8. Upewnić się, że widok w osi długiej w przekroju parasternalnym obejmuje wierzchołek, drogi odpływu z lewej komory i aortę, a obraz jest wyrównany poziomo na ekranie, co zapewni dokładniejszy obraz w osi krótkiej (Rysunek 2A, B).
    9. Wybrać Name Image w dolnym rogu, aby zapisać obraz w bieżącej serii.
    10. Obrócić przetwornik o 90° zgodnie z ruchem wskazówek zegara, aby przełączyć na widok w osi krótkiej w przekroju parasternalnym (Rysunek 2C).
      UWAGA: Aby uzyskać najlepszą jakość obrazu 4D, użytkownicy powinni starać się wyrównać silnik krokowy wzdłuż osi długiej komory w przekroju parasternalnym, która nie zawsze jest bezpośrednio równoległa do mostka. Serce/LV często znajduje się pod kątem skierowanym w lewo i w dół.
    11. Upewnić się, że lewa komora jest widoczna po prawej stronie ekranu, a prawa komora po lewej stronie ekranu (Rysunek 2D).
    12. Jeśli mysz ma stabilny rytm oddechowy, kliknąć pole EKG box w górnym lewym rogu obrazu, aby włączyć synchronizację oddechową dla obrazu 4D. Jeśli rytm nie jest stabilny, wykonać ten krok podczas postprocesingu.
    13. Wybrać sześcian w górnym lewym rogu ekranu, aby skonfigurować obraz 4D.
    14. Zresetować przetwornik przed dostosowaniem pozycji Start i Stop przetwornika.
    15. Ustawić pozycję Start tuż poniżej wierzchołka, a pozycję Stop na łuku aorty.
    16. Ustawić Step Size na 0,08-0,13 mm i Frame Rate na 200-300 Hz.
      UWAGA: Mniejsze rozmiary kroku mogą zapewnić lepszą rozdzielczość obrazu do analizy, ale zwiększą czas akwizycji. Większe rozmiary kroku są dopuszczalne, jeśli dane są zbierane przy niemal idealnym wyrównaniu lewej komory i podczas analizy nie jest wymagana ponowna orientacja. W przypadku zwierząt o wyższej częstotliwości akcji serca (>450 bpm) rozważyć zwiększenie częstotliwości klatek.
    17. Przed rozpoczęciem skanowania upewnić się, że parametry życiowe i sygnał EKG są stale stabilne (>350 bpm i oddychanie powyżej 50 oddechów/min).
    18. Po zakończeniu skanowania i przetwarzania włączyć funkcje Save EKV/4D data for post-processing oraz Respiration Gating.
    19. Wybrać Name image w dolnym prawym rogu i uwzględnić w nazwie identyfikator myszy.
    20. Aby sprawdzić jakość obrazu, kliknąć More Controls i wybrać Load into 4D.
    21. Przejrzeć każdy widok płaszczyzny serca, upewniając się, że środek serca nie przemieszcza się w trakcie cyklu kardiologicznego. Ruch środka wskazuje na zmienność synchronizacji EKG i/lub oddechowej, co komplikuje proces analizy. W razie potrzeby ponownie dostosować monitory i powtórzyć skanowanie.
  3. Analiza kardiologicznego USG 4D
    1. Przejść do przeglądarki badań. Eksportować wszystkie obrazy 2D w trybie B do programu Vevo Lab oraz eksportować dane 4D jako inny typ pliku, wybierając format danych „.raw” na dysk twardy.
      UWAGA: Zestaw narzędzi graficznego interfejsu użytkownika 4D użyty w tej pracy nie jest obecnie publicznie dostępny. Aby uzyskać dostęp i szczegółowe instrukcje, należy skontaktować się z dr. Craigiem Goergenem z Uniwersytetu Purdue.
    2. Przeprowadzić alternatywną analizę danych 4D przy użyciu oprogramowania VevoLab. Aby skorzystać z tego rozwiązania, należy wyeksportować dane 4D z urządzenia do plików Vevo Lab.
  4. Obrazowanie naczyniowe
    1. W celu uzyskania obrazów tętnic szyjnych w trybie B, należy umieścić przetwornik USG równolegle do tętnic szyjnych, blisko linii środkowej.
    2. Po uzyskaniu widoczności tętnicy szyjnej, przesuwać przetwornik w kierunku górnym, aby znaleźć rozwidlenie tętnicy szyjnej.
    3. Po znalezieniu wyraźnego obrazu rozwidlenia tętnicy szyjnej, ustawić wzmocnienie na 35 dB i zarejestrować obraz w trybie B.
      1. Kątowanie przetwornika w lewo lub w prawo może poprawić obraz. Dostosować kąt przetwornika lub stołu tak, aby badane naczynie nie było bezpośrednio równoległe do przetwornika. Pozwala to utrzymać kąt Dopplera poniżej 60°. W przeciwnym razie może być potrzebne przesunięcie o +/- 15°.
    4. Przełączyć na pulsed-wave Doppler mode (tryb Dopplera impulsowego), aby uzyskać pomiary prędkości.
    5. Umieścić objętość próbkowania w centrum naczynia. Dostosować kąt kursora tak, aby był równoległy do tętnicy szyjnej. Następnie kliknąć play, aby rozpocząć pomiary prędkości, i save, aby je zapisać.
    6. W celu uzyskania obrazu żył szyjnych w trybie B, należy umieścić przetwornik USG równolegle do żył szyjnych. Żyły szyjne znajdują się przednio-bocznie w stosunku do tętnic szyjnych.
    7. Po zlokalizowaniu żyły szyjnej, przesunąć przetwornik do miejsca, w którym żyła szyjna wewnętrzna i zewnętrzna łączą się. Po znalezieniu wyraźnego obrazu, ustawić wzmocnienie na 35 dB i zarejestrować obraz w trybie B.
    8. Przełączyć na tryb pulsed-wave Doppler, aby uzyskać pomiary prędkości.
    9. Umieścić objętość próbkowania w centrum naczynia. Dostosować kąt kursora tak, aby był równoległy do żyły szyjnej. Następnie kliknąć play, aby rozpocząć pomiary prędkości, i save, aby je zapisać.
  5. Analiza naczyniowa USG
    1. Po zebraniu obrazów w trybie B i pomiarów Dopplera impulsowego, zmierzyć średnice i prędkości za pomocą oprogramowania.
    2. Po załadowaniu obrazów do oprogramowania, wybrać vascular package.
    3. Wybrać każdą stronę naczynia, aby uzyskać pełną średnicę.
    4. Dla tętnicy szyjnej wykonać pomiary średnicy w skurczu i rozkurczu, korzystając z opcji diameter w pakiecie naczyniowym.
    5. Wykonać pomiary prędkości, korzystając z opcji velocity w pakiecie naczyniowym.
    6. Dla tętnicy szyjnej wybrać najwyższy szczyt dla pomiaru prędkości w skurczu i najniższy szczyt dla pomiaru prędkości w rozkurczu.
    7. Użyć wartości średnic do obliczenia obwodowego komponentu tensora odkształcenia Greena-Lagrange'a za pomocą następującego równania,
      Równanie odkształcenia sprężystego \(E_{\theta\theta} = \frac{1}{2}(\frac{D_s^2}{D_d^2} - 1)\).     (1)
      gdzie Ds oznacza średnicę podczas skurczu, a Dd oznacza średnicę podczas rozkurczu.
    8. Dla żyły szyjnej wybrać dowolne punkty w cyklu, aby uzyskać pomiar prędkości.

2. Eutanazja i pobieranie tkanek

  1. Przygotować łóreczki z folii aluminiowej do szybkiego zamrażania tkanek (Rysunek 3).
  2. Po zakończeniu badania uśpić zwierzę poprzez przedawkowanie izofluranu w stężeniu 5% oraz zastosowanie obustronnego odmy opłucnowej lub zwichnięcia kręgów szyjnych (wyłącznie w przypadku badań serca).
  3. Używając pęsety do uniesienia skóry, przeciąć uniesioną skórę nożyczkami w okolicy szyi w celu odsłonięcia naczyń krwionośnych lub poniżej mostka w przypadku badania serca.
  4. Przeciąć warstwy skóry i mięśni, aby odsłonić naczynia krwionośne, lub przeciąć kości, aby odsłonić serce.
  5. Za pomocą tępej dyssekcji przy użyciu patyczków bawełnianych odizolować serce lub naczynia krwionośne od tkanek otaczających, w tym od tkanki tłuszczowej. Należy pamiętać o oddzieleniu tętnicy szyjnej od nerwu. Usunąć serce i naczynia za pomocą narzędzi chirurgicznych.
    UWAGA: Do usunięcia naczyń krwionośnych można zastosować szwy, zszywając je proksymalnie i dystalnie przed wycięciem naczyń.
  6. Umieścić tkankę w wcześniej oznakowanym łóreczku z folii aluminiowej, a następnie umieścić łóreczek w ciekłym azocie (Rysunek 3).
  7. Przechowywać tkankę w temperaturze -80 °C do momentu wykonania kriosekcji. Transportować tkankę w suchym lodzie w celu utrzymania temperatury.

3. Obrazowanie spektrometrią mas

  1. Kriosekcjonowanie i montowanie na szkiełkach przedmiotowych w medium OCT (optimal cutting temperature)
    1. Ustaw temperaturę kriostatu na -25 °C i włóż ostrze.
    2. Przygotować metalny uchwyt, nakładając OCT i pozwalając mu zamarznąć w kriosztacie.
    3. Przymocuj podstawę serca do przygotowanego metalowego uchwytu za pomocą OCT (Rycina 4A). Nie wolno dopuścić do kontaktu OCT z badanym obszarem próbki, ponieważ OCT zanieczyści widma masowe (zanieczyszczenie glikolem polietylenowym [PEG]) i osłabi sygnały interesujących nas lipidów.
      UWAGA: Możliwość zastosowania montowania w wodzie w celu uniknięcia zanieczyszczenia preparatu. Instrukcje znajdują się w poniższym dodatkowym protokole.
    4. Biorąc pod uwagę znaczenie dopasowania przestrzennego w tej metodologii, należy wykorzystać skalowaną cyfrową wizualizację serca wyświetlaną przez GUI programu MATLAB w celu przeprowadzenia sekcjonowania (Rycina 4B).
    5. Odlicz każdy obrót (10 µmpodczas seryjnego cięcia i zanotuj głębokość w milimetrach dla każdego skrawka, który ma zostać osadzony na szkiełku.
      UWAGA: Niezbędne jest monitorowanie konkretnych lokalizacji w sercu lub naczyniach krwionośnych, aby zapewnić dokładną zgodność z cyfrowym obrazowaniem danych ultradźwiękowych generowanym przez program MATLAB.
    6. odmrozić i zamontować skrawki tkanek (10 µm (grube) na szkiełka przedmiotowe.
      UWAGA: Rodzaj preparatów zależy od stosowanego spektrometru mas. Każdy preparat zawiera jeden przekrój z każdego regionu serca. Wymagane są co najmniej trzy preparaty (tryb jonów dodatnich, tryb jonów ujemnych, dodatkowy).
    7. Dla n = 1/grupa należy przekroić serce wzdłuż osi długiej, aby zobrazować zmiany molekularne od wierzchołka do podstawy.
    8. W przypadku naczyń krwionośnych tkankę należy zatopić w żelatynie i zamrozić gwałtownie przed wykonaniem skrawków.11.
    9. Przechowywać preparaty w pojemnikach transportowych do szkiełek w temperaturze -80°C aż do czasu przeprowadzenia eksperymentów z obrazowania spektrometrycznego.
    10. Jeśli przeprowadzana jest chromatografia cieczowa sprzężona ze spektrometrią mas (LC-MS) w celu dalszej identyfikacji i ilościowego oznaczenia lipidów lub metabolitów, należy wykonać seryjne cięcia tkanek o grubości ok. 60-100 µm i zebrać je do probówek o pojemności 0,5–2 ml przed zamrożeniem.
  2. Kriosekcjonowanie i montowanie tkanek w wodzie na szkiełkach przedmiotowych
    1. Napełnić zlewkę wodą do wysokosprawnej chromatografii cieczowej (HPLC) i odstawić wraz ze strzykawkami o objętości 5 ml i 1 ml.
    2. Ustaw temperaturę kriostatu na -25 °C i włożyć ostrze.
    3. Umieść pęsetę w kriotomacie w celu schłodzenia jej przed montażem.
    4. Pobrać 5 ml wody do HPLC do strzykawki i umieścić ją w kriostacie.
    5. Tuż przed całkowitym zamrożeniem strzykawki wylać wodę na uchwyt metalowy i poczekać do jej pełnego zamrożenia.
    6. Pobrać 1 ml wody do HPLC i umieścić strzykawkę w kriostacie.
    7. Po około 30–60 s nanieś małą kroplę częściowo zestalonej wody na środek uchwytu. Natychmiast chwyć serce pęsetą i umieść je w kropli, zanim woda całkowicie zamarznie. Przytrzymaj serce w tej pozycji, aż otaczająca je woda całkowicie zamarznie.
      UWAGA: Serce można zamocować wierzchołkiem lub podstawą, w zależności od obszaru zainteresowania. W niniejszym badaniu zamocowana zostanie podstawa, a wierzchołek będzie skierowany na zewnątrz.
    8. Wykonaj pozostałe etapy tej metody zgodnie z opisem w kroku 3.1.
  3. Aplikacja macierzy
    1. Wyjmij preparat z zamrażarki i umieść go w eksykatorze do czasu jego wyschnięcia.
    2. Włącz rozpylacz HTX M3+, otwórz aplikację HTX na laptopie i wybierz metoda na środku ekranu. Standardowe stężenia macierzy znajdują się w zapisanych metodach (metody po lewej stronie ekranu > OI_metodyużytkownika > macierz).
      1. W przypadku tej pracy ustaw temperaturę dyszy na 75 °C, prędkość przepływu do 100 µL/minoraz ciśnienie do 10 psi.
    3. Wprowadź nazwę próbki, polarność, macierz, rozpuszczalnik i stężenie do zeszytu laboratoryjnego. Oblicz ilość macierzy potrzebną dla każdego stężenia (np. 5 ml przy 10 mg/ml = 50 mg macierzy).
    4. Przygotować rozpuszczalnik (np. 70% MeOH).
      1. Do niniejszej pracy należy przygotować roztwór matrycy z kwasu 2,5-dihydroksybenzoowego (DHB) o stężeniu 40 mg/ml dla trybu dodatniego oraz roztwór matrycy z 9-aminoakrydyny (9AA) o stężeniu 10 mg/ml dla trybu ujemnego. Obie matryce należy sporządzić w 70% rozpuszczalniku MeOH. W przypadku innych powszechnie stosowanych matryc i parametrów rozpylania należy postępować zgodnie z krokami 3.3.2.
    5. Zważ matrycę i przełóż ją do stożkowatej probówki o pojemności 15 ml. Upewnij się, że ilość jest zbliżona do wartości obliczonej w kroku 3.3.3, jednak nie musi być ona dokładna. Oblicz ilość rozpuszczalnika na podstawie zmierzonej masy.
    6. Za pomocą pipety należy dodać rozpuszczalnik do probówki stożkowej.
      UWAGA: Objętość zależy od masy zmierzonej w kroku 3.3.5.
    7. Sonicuj mieszaninę przez 10 min. Podczas sonikacji matrycy wyjmij preparat ze słoika z desykatorem.
    8. Otwórz tackę natryskiwacza, umieść preparat w lewym dolnym rogu i przyklej krawędzie taśmą.
      UWAGA: Zagiąć jeden koniec taśmy, aby ułatwić jej usuwanie.
    9. Wybierz natrysk próbki obszar. Zamknij tackę.
    10. Za pomocą strzykawki i filtra przelać matrycę do strzykawki, a następnie przefiltrować ją przez strzykawkę do fiolki z czarną zakrętką znajdującej się po lewej stronie rozpylacza.
    11. Umieścić fiolkę z powrotem w gnieździe natryskiwacza i wprowadzić rurkę linii D do fiolki.
      UWAGA: Należy upewnić się, że probówka nie dotyka dna fiolki i jest całkowicie zanurzona w cieczy.
    12. Włączyć gaz obojętny i upewnić się, że manometr w atomizerze wskazuje wartość 10 psi. Nacisnąć Proszę wprowadzić tekst źródłowy do przetłumaczenia.Po osiągnięciu przez rozpylacz pożądanej temperatury, należy wybrać migający Proszę podać tekst źródłowy do tłumaczenia..
    13. Po zakończeniu rozpylania otwórz tackę, wyjmij próbkę i umieść ją w uchwycie do płytek MALDI lub z powrotem w deskryptorze (Rysunek 4C).
    14. Zeskanuj uchwyt na płytki MALDI oraz samą płytkę za pomocą skanera lub wykonaj zdjęcie telefonem. Zapisz zdjęcie na pamięci flash w celu wykorzystania go w MSI.
    15. Wybierz odpowiedni płukanie lub następne rozpylenie na natryskiwaczu. Jeśli przeprowadza się mycie, należy przenieść linię D z fiolki z matrycą do zlewka z odpadami.
    16. Spryskać tackę metanolem i przetrzeć w celu oczyszczenia. Wyłączyć dopływ azotu.
  4. MSI-MALDI
    1. W komputerze przejdź do programu Synapt, sprawdź, czy polaryzacja została zmieniona na tryb wymagany, a w przeciwnym razie dokonaj zmiany.
    2. Włóż preparat do urządzenia w obszarze źródła MALDI, a następnie kliknij załaduj przycisk na komputerze za pomocą oprogramowania.
    3. Przenieś obraz (krok 1.2.17) do Obrazy folder w Projekt folder
    4. Przejdź do sekcji HD Imaging i otwórz poprzedni projekt (ten, który wykorzystuje tę samą macierz).
    5. W zeszycie laboratoryjnym należy zapisać zakres masy, energię kolizyjną pułapkowania i transferu, energię lasera oraz tryb negatywny/pozytywny.
    6. W programie HD Imaging przejdź do ikony białej strony. Następnie kliknij strzałkę rozwijaną i wybierz nowa płytka.
    7. Przejrzyj zawartość, aby odnaleźć obraz w Folder projektu > Obrazy Folder i otwórz go.
    8. Zmień typ płytki na Standard MALDI oraz zdefiniuj krawędzie płytki (wybierz 4 narożniki zaznaczone poniżej czerwonymi znakami plus).
      UWAGA: Pole w lewym górnym rogu służy do nawigacji do każdego z narożników. Pole w prawym górnym rogu służy do wyboru narożników. Dolne pole służy wyłącznie do wizualizacji całego preparatu.
    9. Przejdź do małego wzór zakładka w lewym górnym rogu i kliknij ołówek lub inne opcje prostokąta lub koła do obrysowania tkanki. Obrysuj tkankę, używając lewego przycisku myszy, a następnie kliknij prawym przyciskiem, aby zakończyć.
    10. Domyślna wartość rozmiaru piksela to 50 µmZmienić w razie potrzeby.
    11. Kliknij Zapisz jako i nawiguj do folderu obrazowania projektu AcqFolder i oznacz jako nazwę slajdu (w formacie RRRRMMDD). Następnie zapisz.
    12. Kliknij Mass Lynx przycisk na górze pośrodku służący do eksportu do programu MassLynx.
    13. Przejdź do oprogramowania MassLynx.
    14. Kliknij w Plik > otwórz folder projektuZmień nazwę pliku i nazwę tekstową na slajdzie (format RRRRMMDD).
    15. Kliknij prawym przyciskiem myszy na pliku MS, przejdź do przeglądania i wybierz aktualny slajd.
    16. Ponownie kliknij prawym przyciskiem myszy na pliku MS i wybierz EdytujKliknij dwukrotnie lewym przyciskiem myszy w niebieski obszar.
    17. Przejdź do ustawień skanowania. Znajdź ustawienia źródła i zmień je na zdefiniowane przez użytkownika. Następnie przejdź do odpowiedniego folder projektu > folder z pozyskanymi danymi > aktualny slajd > Proszę przesłać tekst źródłowy do tłumaczenia..
    18. Zapisz, klikając w Zapisz jako or dołącz nazwę preparatu.
    19. Zkalibruj instrument, używając związku referencyjnego (np. czerwonego fosforu)
      1. Przejdź do sekcji Synapt (Kalibracja). Kliknij odtwarzaj przycisk rozpoczynający akwizycję danych. Oznaczyć jako RRRRMMDD_cal1 (np. 20230614_cal1).
      2. Należy upewnić się, że zakres mas jest taki sam, tj. 50–2000. Energia lasera może wynosić około 175.
      3. Laser Hit Fire odtwarzaj, a następnie kliknij przycisk dalej przycisk. Pozostawić do osiągnięcia wartości około 15 lub 20. Kliknąć czerwone stop.
      4. Przejdź do W Console.
      5. Utwórz kalibrację i kliknij Proszę podać tekst źródłowy do tłumaczenia.Pod edytor profilu kalibracji, kliknij Proszę o przesłanie tekstu źródłowego do tłumaczenia. > nowyTyp YYYYMMDD_kal1.
      6. Zmień zakres mas na zakres mas pożądany dla projektu (np. 50-2000).
      7. Wybierz kalibracja ręcznaWybierz tryb rozdzielczości i kliknij edytujWybierz czerwony fosfor jako związek referencyjny.
      8. Kliknij plik z surowymi danymi i przewiń na sam dół (powinny to być dane właśnie pozyskane).
      9. Przejdź do historii na dole, wybierz masa dokładna > Proszę o dostarczenie tekstu źródłowego do tłumaczenia. > Proszę o dostarczenie tekstu źródłowego do tłumaczenia..
      10. Klikaj dalej następny i Proszę o dostarczenie tekstu źródłowego do tłumaczenia. aż do Proszę podać tekst źródłowy do tłumaczenia. widoczny jest przycisk, który należy nacisnąć start.
      11. Przejdź do zielonego znacznika wyboru i sprawdź, których pików nie znaleziono.
    20. Przejdź do programu MassLynx (uruchom właściwy pomiar dla próbek doświadczalnych).
    21. Uderz w odtwarzaj przycisk i upewnij się, że liczba próbek jest prawidłowa
    22. Przejdź do obrazowania HD.
    23. Należy sprawdzić, czy rozmiar piksela nadal odpowiada wartości ustawionej pierwotnie.
    24. Przejdź do programu Synapt, aby sprawdzić polaryzację.
    25. Kliknij w kamera przycisk umożliwiający sprawdzenie, czy urządzenie się porusza i emituje wiązkę lasera.
    26. Należy sprawdzić i upewnić się, że urządzenie gromadzi dane. Uzyskane widmo mas powinno zostać wyświetlone na stronie Synapt.
  5. Analiza MS
    1. Do analizy należy wykorzystać oprogramowanie HD Imaging oraz MassLynx.
    2. Przetwarzanie danych obrazowych przy użyciu Proces zakładka w obrazowaniu HD.
    3. Wizualizuj obrazy jonów molekularnych, nazywane również obrazami MS, w funkcji HD Imaging w Analiza tab. Mapa ciepła obrazu jonu molekularnego przedstawia intensywność tego jonu m/z w danym obszarze (Rysunek 5). Należy wykorzystać nałożone obrazy MS, aby przedstawić przestrzenną dystrybucję cząsteczek (Rycina 6 i Rysunek 7).
    4. Znormalizuj dane, używając całkowitego sygnału jonowego (TIC) lub odpowiedniej metody normalizacji dla obrazowania.
    5. Zidentyfikuj piki m/z, które wykazują korelację przestrzenną z obszarami zainteresowania. Przeprowadź korelację przestrzenną (R > 0,65) w obrazowaniu HD Imaging w celu zidentyfikowania współlokalizujących się pików.
    6. Wyszukaj potencjalną identyfikację lipidów dla tych pików za pomocą LipidMaps16 oraz METASPACE17.
    7. Potwierdź adnotacje lipidów za pomocą późniejszych danych LC-MS. Użyj programu Metaboanalyst do analizy statystycznej danych LC-MS.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Opisane powyżej protokoły obrazowania zostały zastosowane w dwóch wstępnych badaniach: remodelingu po zawale mięśnia sercowego (MI) oraz starzeniu naczyniowym. W eksperymentach kardiologicznych przeprowadzono operację trwałego podwiązania tętnicy wieńcowej w celu wywołania ostrego zawału mięśnia sercowego18,19. Ultradźwięki 4D oraz MALDI MSI przeprowadzono sekwencyjnie na tej samej tkance, co pozwoliło ujawnić zmiany fizjologiczne i molekularne. Reprezentatywne o...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Obrazowanie w skali USA może być zależne od operatora, ale wykorzystanie anatomicznych punktów orientacyjnych i odpowiednie szkolenie może ograniczyć stronniczość użytkownika. Ultradźwięki 2D są szczególnie podatne na zmienność między użytkownikami, ponieważ widoki są zależne od kąta, podczas gdy 4DUS jest mniej podatny, ponieważ akwizycja obejmuje całą objętość i jest niezależna od kąta. Ustalono również, że odtwarzalność obrazu jest łatwiejsza do osiągnięcia dzięki regulowanej platformie dla zwierząt i uchwytowi przetw...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Craig J. Goergen jest płatnym konsultantem FUJIFILM VisualSonics.

Podziękowania

Allison Jones jest wspierana przez University of Tennessee, Wydział Mechaniki, Lotnictwa i Inżynierii Biomedycznej Graduate Fellowship. Badania opisane w tej publikacji (Conner Earl) były wspierane przez National Heart, Lung, and Blood Institute of the National Institutes of Health F30HL162452. Wyłączną odpowiedzialność za treść ponoszą autorzy i nie muszą one reprezentować oficjalnych poglądów National Institutes of Health.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Kwas 2,5-dihydroksybenzoesowy (DHB)Supelco,  >99,0% (HPLC)85707-10MG-FSubstancja o matrycy DHB dla MALDI-MS; https://www.sigmaaldrich.com/US/en/product/sigma/85707?cm_sp=Insite-_-wimsShippingEmailRecs_wims
EmailAPI_wimsGruCrossEntropy-_-wimsEmailAPI10-3
9-aminoakrydyna (9AA)Supelco,  ≥ 99,5% (HPLC)92817-1GSubstancja o matrycy 9-aminoakrydynowej dla MALDI-MS; https://www.sigmaaldrich.com/US/en/product/sial/92817?srsltid=AfmBOooiQjQ4pWv_XxITkU
4Lkm0UnHXKekGS_
dFl7V40V9QLWoPpNLoc
Aquasonic Żel do ultradźwiękówParker LaboratoriesParker 01-02Żel do ultradźwięków; https://www.parkerlabs.com/products/aquasonic-100-ultrasound-transmission-gel/
Stołowe kolby DewaraTermoNaukowy 4150-2000Pojemnik na ciekły azot; https://www.thermofisher.com/order/catalog/product/4150-4000?gclid=Cj0KCQjwpvK4BhDUARIsA
DHt9sQVc2f-NxN04Nb5Mv
F6TZ7GLHWWDEeqDYmEvtKJSQ
YHDeVgZ9qylvYaAs27EALw_wcB
& source=google_shopping& ISO_
KOD=nas& LANG_CODE=en& ef_id
=Cj0KCQjwpvK4BhDUARIsADHt9
sQVc2f-NxN04Nb5MvF6TZ7GLHWWDE
eqDYmEvtKJSQYHDeVgZ9qylvYa
As27EALw_wcB:G:s& s_kwcid=AL!3652
!3!716188292869!!! g!2366243726129
!! 21787513085!171591181194& ev_chn
=sklep& cid=0se_gaw_30092024_
PBYTXL& źródło=google_shopping
& ISO_CODE=nas& LANG_CODE=
en& _source=1
CryostatLeica Biosystemsserii CMhttps://www.leicabiosystems.com/us/histology-equipment/cryostats/
EksykatorVWR 89054-052https://us.vwr.com/store/product/9104882/desiccator-plastic-ace-glass-incorporated
Epredia MX35 Premier Jednorazowy niskoprofilowy  Mikrotom  OstrzaFisher Scientific3052835Ostrze kriostatu; https://www.fishersci.com/shop/products/mx35-premier-disposable-low-profile-microtome-blades/3052835
Falcon 15 mL Stożkowe probówki wirówkoweFisher Scientific14-959-53AProbówki stożkowe; https://www.fishersci.com/shop/products/falcon-15ml-conical-centrifuge-tubes-5/1495953A?gclid=Cj0KCQjwpvK4BhDUARIsA
DHt9sSBcy5n-lhShligJUOX5KKVGn0bt87
8AB2_muOD2PPTue1phpZgeqwa
AqgiEALw_wcB& ef_id=Cj0KCQjw
pvK4BhDUARIsADHt9sSBcy5n-lhS
hligJUOX5KKVGn0bt878AB2_muO
D2PPTue1phpZgeqwaAqgiEALw_
wcB:G:s& ppc_id=PLA_goog_20861
45674_81843405034_1495953A__
386247001345_165426395473886
37329& ev_chn=sklep& s_kwcid=AL!4428!3
!386247001345!!! g!856907751004!&
_source=1
Probówki do mikrowirówek Flex-TubesEppendorf EP022364120Probówki wirówkowe; https://www.sigmaaldrich.com/US/en/product/sigma/ep022364120?utm_source=google%2Cgoogle&utm
_medium=organicshopping%2Ccpc& utm
_campaign=21043330280& utm_
content=& gclid=Cj0KCQjwpv
K4BhDUARIsADHt9sTHRD35k
CHPtfI2A41axodnMVr6a1eBKk
zM4bSUYQAyfEKo3UgTAEQa
Ap7wEALw_wcB
Gaz AzotAirgasN/A
Szkiełka mikroskopoweMikroskopia elektronowa Sciences71873-02https://www.emsdiasum.com/positive-charge-microscope-slides
Ciekły azot GazpowietrznyNie dotyczy
Spektrometr masowyWodySynapt G2-Sihttps://www.waters.com/waters/en_US/SYNAPT-G2-Si-Mass-Spectrometry/nav.htm?locale=en_mkcid=1000251Foodety%3C/a%3E&cid=134740653&bcid=
134528734
Opryskiwacz matrycowyHTX TechnologiesM3+https://www.htximaging.com/htx-m3-sprayer
Metanol (HPLC), >99,9%Fisher Chemical A4524Metanol; https://www.fishersci.com/shop/products/methanol-hplc-fisher-chemical-9/A4524?crossRef=A4524#?keyword=A4524
Przedkliniczny system ultrasonograficzny FUJIFILM VisualSonicsVevo 3100https://www.visualsonics.com/product/imaging-systems/vevo-3100; Vevo F2 zastąpił Vevo 3100 w produkcji. System zawiera parownik izofluranu i pudełko indukcyjne.
ReynoldsWrap N/AN/AFolia aluminiowa
Signagel  Żel elektrodowyParker LaboratoriesParker 15-60Żel przewodzący elektrody; https://www.parkerlabs.com/products/signagel-electrode-gel/
Sterylna galaretka smarującaMedline MDS032273ZŻel smarujący; https://www.medline.com/ce/product/Sterile-Lubricating-Jelly/Lubricating-Jelly/Z05-PF03664?sku=MDPMDS032273H
Narzędzia chirurgiczne: nożyczki, kleszcze/pęsety, szwyNarzędzia Fine Science11252-00, 11050-10, 14016-14, 14084-08, 15000-08info@finescience.com
Gąbki chirurgiczne 200 sztuk – Gaziki Niesterylne -Gąbka opatrunkowa do opatrunku pierwszej pomocy – Tkana medyczna nieprzywierająca, nieprzywierająca siatka do szorowaniaMedpride B08RZGQ5GWGaza; https://www.amazon.com/Medpride-Surgical-Sponges-200-Pack/dp/B08RZGQ5GW/ref=asc_df_B08RZGQ5GW/?tag=hyprod-20&linkCode=df0&h
vadid=693270340506& hvpos=
& hvnetw=g& hvrand=960915122
2290977669& hvpone=& hvptwo=
& hvqmt=& hvdev=c& hvdvcmdl=&
hvlocint=& hvlocphy=9192978& HV
targid=PLA-1245491514869& psc=
1& mcid=33f4d647c88630c79116
888d565a63b0
Tissue-Plus Związek OCT Fisher Scientific23-730-571PAŹDZIERNIK; https://www.fishersci.com/shop/products/tissue-plus-o-c-t-compound-2/23730571
Bawełniane waciki i aplikatory z drewnianą rękojeściąFisherbrand 22-363-160Wacik bawełniany; https://www.fishersci.com/shop/products/wood-handled-cotton-swabs-applicators-8/p-7146852

Bibliografia

  1. Tsao, C. W., et al. Heart disease and stroke statistics-2022 update: A report from the American Heart Association. Circulation. 145 (8), E153-E639 (2022).
  2. Kassab, G. S. Biomechanics of the cardiovascular system: The aorta as an illustratory example. J R Soc Interface. 3 (11), 719-740 (2006).
  3. Moore, J. E., Xu, C., Glagov, S., Zarins, C. K., Ku, D. N. Fluid wall shear stress measurements in a model of the human abdominal aorta: Oscillatory behavior and relationship to atherosclerosis. Atherosclerosis. 110 (2), 225-240 (1994).
  4. Nerem, R. M. Vascular fluid mechanics, the arterial wall, and atherosclerosis. J Biomech Eng. 114 (3), 274(1992).
  5. Cecchi, E., et al. Role of hemodynamic shear stress in cardiovascular disease. Atherosclerosis. 214 (2), 249-256 (2011).
  6. Good, B. The influence of blood composition and loading conditions on the behavior of embolus analogs. J Mech Behav Biomed Mater. 140, 105738(2023).
  7. Bao, G., et al. Molecular biomechanics: The molecular basis of how forces regulate cellular function NIH public access. Mol Cell Biomech. 3 (2), 91-105 (2010).
  8. Schwamborn, K., Caprioli, R. M. Molecular imaging by mass spectrometry-looking beyond classical histology. Nat Rev Cancer. 10 (9), 639-646 (2010).
  9. Soepriatna, A. H., Kevin Yeh, A., Clifford, A. D., Bezci, S. E., O'Connell, G. D., Goergen, C. J. Three-dimensional myocardial strain correlates with murine left ventricular remodelling severity post-infarction. J R Soc Interface. 16 (160), 20190570(2019).
  10. Damen, F. W., et al. High-frequency 4-dimensional ultrasound (4DUS): A reliable method for assessing murine cardiac function. Tomography. 3 (4), 180-187 (2017).
  11. McDonald, R., Poulos, D., Gutzwiller, L., Sheth, R. A., Good, B., Crouch, A. C. A MALDI mass spectrometry imaging sample preparation method for venous thrombosis with initial lipid characterization of lab made and murine clots. J Am Soc Mass Spectrom. 34 (9), 1879-1889 (2023).
  12. Benetos, A., et al. Influence of age, risk factors, and cardiovascular and renal disease on arterial stiffness: Clinical applications. Am J Hypertens. 15 (12), 1101-1108 (2002).
  13. Pistner, A., Belmonte, S., Coulthard, T., Blaxall, B. C. Murine echocardiography and ultrasound imaging. J Vis Exp. (42), v2100(2010).
  14. Bellantuono, I., et al. A toolbox for the longitudinal assessment of healthspan in aging mice. Nat Protoc. 15 (2), 540-574 (2020).
  15. Henriques, F. C. Jr, Moritz, A. R. Studies of thermal injury: I. The conduction of heat to and through skin and the temperatures attained therein. A theoretical and an experimental investigation. Am J Pathol. 23 (4), 530(1947).
  16. Conroy, M. J., et al. LIPID MAPS: Update to databases and tools for the lipidomics community. Nucleic Acids Res. 52 (D1), D1677-D1682 (2024).
  17. Palmer, A., et al. FDR-controlled metabolite annotation for high-resolution imaging mass spectrometry. Nat Methods. 14 (1), 57-60 (2016).
  18. Michael, L. H., et al. Myocardial ischemia and reperfusion: A murine model. Am J Physiol. 269 (6 Pt 2), H2147-H2154 (1995).
  19. Clark, J. E., Flavell, R. A., Faircloth, M. E., Davis, R. J., Heads, R. J., Marber, M. S. Post-infarction remodeling is independent of mitogen-activated protein kinase kinase 3 (MKK3). Cardiovasc Res. 75 (3), 523-530 (2007).
  20. Hattori, Y., Konno, H., Abe, M., Miyoshi, H., Goto, T., Makabe, H. Synthesis, determination of the absolute configuration of tonkinelin, and inhibitory action with bovine heart mitochondrial complex I. Bioorg Med Chem. 15 (8), 3026-3031 (2007).
  21. Golam Mostofa, M., et al. CLIP and cohibin separate rDNA from nucleolar proteins destined for degradation by nucleophagy. J Cell Biol. 217 (8), 2675-2690 (2018).
  22. Chan, J. N. Y., Poon, B. P. K., Salvi, J., Olsen, J. B., Emili, A., Mekhail, K. Perinuclear cohibin complexes maintain replicative life span via roles at distinct silent chromatin domains. Dev Cell. 20 (6), 867-879 (2011).
  23. Dann, M. M., et al. Quantification of murine myocardial infarct size using 2-D and 4-D high-frequency ultrasound. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 322 (3), H359-H372 (2022).
  24. Kaya, I., Sämfors, S., Levin, M., Borén, J., Fletcher, J. S. Multimodal MALDI imaging mass spectrometry reveals spatially correlated lipid and protein changes in mouse heart with acute myocardial infarction. J Am Soc Mass Spectrom. 31 (10), 2133-2142 (2020).
  25. Tressler, C., et al. Factorial design to optimize matrix spraying parameters for MALDI mass spectrometry imaging. J Am Soc Mass Spectrom. 32 (12), 2728(2021).
  26. Zhang, L., et al. Vascular lipidomics analysis reveals increased levels of phosphocholine and lysophosphocholine in atherosclerotic mice. Nutr Metab. 20 (1), 1-16 (2023).
  27. Kohno, M., et al. Induction by lysophosphatidylcholine, a major phospholipid component of atherogenic lipoproteins, of human coronary artery smooth muscle cell migration. Circulation. 98 (4), 353-359 (1998).
  28. Crouch, A. C., Batra, A., Greve, J. M. Hemodynamic response to thermal stress varies with sex and age: A murine MRI study. Int J Hyperthermia. 39 (1), 69-80 (2022).
  29. Crouch, A. C., Scheven, U. M., Greve, J. M. Cross-sectional areas of deep/core veins are smaller at lower core body temperatures. Physiol Rep. 6 (16), e13839(2018).
  30. Crouch, A. C., Castle, P. E., Fitzgerald, L., Scheven, U. M., Greve, J. M. Assessing structural and functional response of murine vasculature to acute β-adrenergic stimulation in vivo during hypothermic and hyperthermic conditions. Int J Hyperthermia. 36 (1), 1136-1145 (2019).
  31. Crouch, A. C., Manders, A. B., Cao, A. A., Scheven, U. M., Greve, J. M. Cross-sectional area of the murine aorta linearly increases with increasing core body temperature. Int J Hyperthermia. 34 (7), 1121-1133 (2018).
  32. Clift, C. L., Mehta, A., Drake, R. R., Angel, P. M. Multiplexed imaging mass spectrometry of histological staining, N-glycan and extracellular matrix from one tissue section: A tool for fibrosis research. Methods Mol Biol. 2350, 313-329 (2021).
  33. Salehi, H. S., et al. Coregistered photoacoustic and ultrasound imaging and classification of ovarian cancer: Ex vivo and in vivo studies. J Biomed Opt. 21 (4), 046006(2016).
  34. Verbeeck, N., et al. Connecting imaging mass spectrometry and magnetic resonance imaging-based anatomical atlases for automated anatomical interpretation and differential analysis. Biochim Biophys Acta. 1865 (7), 967-977 (2017).
  35. Yang, E. Y., et al. Real-time co-registration using novel ultrasound technology: Ex vivo validation and in vivo applications. J Am Soc Echocardiogr. 24 (7), 720(2011).
  36. Maris, L., et al. Method for co-registration of high-resolution specimen PET-CT with histopathology to improve insight into radiotracer distributions. EJNMMI Phys. 11 (1), 1-20 (2024).
  37. Lin, B. J., et al. MSIr: Automatic registration service for mass spectrometry imaging and histology. Anal Chem. 95 (6), 3317-3324 (2023).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Serce mysiebiomechanika sercaMALDI MSIanaliza lipidomicznaobrazowanie tkanki sercadynamika ścian naczyńzawał mięśnia sercowego
Multimodalne badanie przebudowy układu sercowo-naczyniowego u myszy: czterowymiarowe obrazowanie ultrasonograficzne i spektrometria mas
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.