Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Porównawcza analiza kariotypu populacji ziół Lycoris aurea przy użyciu prążków fluorochromowych oraz 45S i 5S rDNA-FISH

760 wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/67363

⸱

29 listopada 2024

 ,  , 
1Key Laboratory of Research and Utilization of Ethnomedicinal Plant Resources of Hunan Province, Huaihua University, 2College of Biological and Food Engineering, Hunan University

W tym artykule

Podsumowanie

Ten protokół bada rozkład heterochromatyny w ośmiu populacjach zioła Lycoris aurea (L′Her), używając połączonego barwienia chromosomów PI i DAPI, fluorescencyjnej hybrydyzacji in situ (FISH) z regionami genu 18S-5.8-26S rRNA (regiony 45S rDNA) oraz sond rybosomalnego DNA 5S.

Streszczenie

Aby zrozumieć zmienność kariotypów w ośmiu populacjach, szczegółowo ustalono kariotypy za pomocą pomiarów chromosomów, pasm fluorescencyjnych i sygnałów rDNA FISH. Liczba miejsc rDNA 45S waha się od jednej do pięciu par na populację, przy czym najczęstszą liczbą na kariotyp są cztery pary. Locus 45S rDNA znajduje się głównie w krótkich ramionach i końcowych regionach chromosomów, podczas gdy locus 5S rDNA znajduje się głównie w krótkim ramieniu i regionach końcowych lub proksymalnych. Populacje HBWF, HNXN, HBBD i HNZX wykazywały podobny rozkład miejsc rDNA 45S, podobnie jak GXTL, HBFC i SCLS, co wskazuje na bliski związek między populacjami o podobnych rozkładach miejsc rDNA 45S. Kariotypy wszystkich badanych populacji są symetryczne, składają się ze stabilnych i metastabilnych centromerów lub wyłącznie stabilnych centromerów. Wykresy punktowe MCA i CVCL skutecznie odróżniają ich struktury kariotypowe. Analiza obejmuje sześć parametrów ilościowych (x, 2n, TCL, MCA, CVCL, CVCI). Ponadto wyniki wskazują, że PCoA oparty na tych sześciu parametrach jest solidną metodą określania biologicznych relacji kariotypów między ośmioma populacjami. Liczba chromosomów w populacjach Lycoris wynosi x = 6-8. Na podstawie aktualnych badań i piśmiennictwa omówiono zróżnicowanie genomowe tych populacji pod względem wielkości genomu, heterochromatyny, miejsc rDNA 45S i 5S oraz asymetrii kariotypu.

Wprowadzenie

Lycoris to rodzina, która obejmuje kilka ważnych roślin ogrodniczych1. Lycoris aurea (L'Hér.) Zioło. to tradycyjna chińska roślina lecznicza o długiej historii. Analiza fitochemiczna wykazała, że Lycoris aurea (L′Her.) Zioło zawiera galantaminę i inne alkaloidy, które mogą zwiększać wrażliwość na acetylocholinę i mieć potencjał w leczeniu choroby Alzheimera jako inhibitory cholinoesterazy2.

U roślin wyższych, analiza kariotypu jest kluczowa dla integracji map genetycznych i fizycznych, co ma znaczące praktyczne implikacje dla biologii roślin. Analiza ta pozwala na charakterystykę genomu na poziomie chromosomów, wyjaśnienie komórkowych relacji taksonomicznych między populacjami, identyfikację aberracji genetycznych i zrozumienie trendów ewolucji chromosomów3,4,5. Zazwyczaj opis kariotypu obejmuje liczbę chromosomów, bezwzględne i względne długości chromosomów, pierwotne i wtórne lokalizacje zwężeń, rozkład fragmentów heterochromatycznych, numery i lokalizacje miejsc rDNA oraz inne cechy sekwencji DNA, a także asymetrię kariotypu6,7,8. Wśród parametrów kariotypu asymetrię determinują zmiany długości chromosomów (asymetria międzychromosomowa) i położenia centromerów (asymetria wewnątrzchromosomowa). Asymetria kariotypu jest istotną cechą odzwierciedlającą morfologię chromosomów i jest szeroko stosowana w taksonomii komórek roślinnych9,10,11,12.

Często brak markerów chromosomowych ogranicza analizę kariotypu i utrudnia identyfikację poszczególnych chromosomów. W ostatnich latach barwienie Giemsa, pasmowanie fluorescencyjne i fluorescencyjna hybrydyzacja in situ (FISH) stały się popularne w analizie chromosomów roślin. Metody barwienia podwójnie fluorescencyjnego, takie jak barwienie CMA (chromomycyna A3) / DAPI (4, 6-diamino-2-fenyloindol) i barwienie PI (jodek propylu) / DAPI (znane jako barwienie CPD), ujawniają bogate w GC i AT heterochromatyczne regiony na chromosomach4,13. Podczas metafazy lub pachytenu mitozy roślin, powtarzające się sekwencje DNA lub długie segmenty DNA mogą generować specyficzne sygnały w populacjach roślin poprzez hybrydyzację FISH14,15,16.

Fluorescencyjne pasma i sygnały FISH dostarczają użytecznych markerów do identyfikacji chromosomów. Mierząc długość chromosomów, analizując charakterystykę pasm fluorescencyjnych i porównując różnice w sygnale FISH, można skonstruować szczegółowe molekularne kariotypy cytogenetyczne różnych plazm zarodkowych lub populacji roślin. Te kariotypy skutecznie wyświetlają morfologię chromosomów w różnych plazmach zarodkowych lub populacjach, umożliwiając porównanie dystrybucji heterochromatyny i lokalizacji sekwencji DNA oraz zachęcając do dalszych badań4,8,17. Porównania molekularnych kariotypów cytogenetycznych mogą dostarczyć cennych informacji na temat powiązań filogenetycznych i ewolucji chromosomów w powiązanych populacjach8,14,18,19.

Rodzaj Lycoris, różnorodna i intrygująca grupa w rodzinie Amaryllis, znana jest ze swoich wieloletnich cebulek. Składa się z około 20 gatunków, z których 15 jest endemicznych dla Chin, i prezentuje bogatą różnorodność biologiczną. Ten rodzaj występuje wyłącznie w ciepłych umiarkowanych i subtropikalnych regionach Azji Wschodniej, w tym w południowo-zachodnich Chinach, południowej Korei i Japonii, z kilkoma populacjami rozciągającymi się na północne Indie i Nepal20. Wczesne badania cytogenetyczne obejmowały przede wszystkim liczenie chromosomów w celu ustalenia podstawowej liczby chromosomów rodzaju i opisania morfologii chromosomów w określonych populacjach, koncentrując się głównie na Lycoris radiata21. Całkowita liczba chromosomów obserwowana w tym rodzaju waha się od 12 do 33 lub 44, reprezentując odpowiednio poziomy diploidalne, nieprawidłowe diploidalne, triploidalne, tetraploidalne i aneuploidalne. Podstawowe liczby chromosomów, x, to 6, 7, 8 i 11.

Lycoris aurea (L'Hér.) Zioło, godny uwagi gatunek z rodzaju Lycoris, jest szeroko rozpowszechniony w Chinach22. Rozwija się w zrelaksowanym, wilgotnym środowisku i rozmnaża się przez małe cebulki. Żarówki te, zawierające likoninę i galantaminę - dwa kluczowe związki lecznicze - były stosowane w tradycyjnej medycynie chińskiej od wieków. Lycoris aurea urzeka również ogrodników efektownymi czerwonymi kwiatami jesienią i wiecznie zielonymi liśćmi zimą. Jednak podobieństwo morfologiczne u wszystkich badanych Lycoris aurea (L'Hér.) Populacje ziół stanowią poważne wyzwanie dla identyfikacji chromosomów przy użyciu konwencjonalnych metod cytologicznych.

Klonowanie FISH, fosmid lub BAC (bakteryjne sztuczne chromosomy) z powtarzającymi się sekwencjami DNA i sondami oligonukleotydowymi na chromosomach metafazowych lub pachydermatycznych zostało użyte do analizy kariotypu23,24,25, porównawcza analiza cytogenetyczna26,27, budowa mapy cytogenetycznej28,29, oraz testy specyficzne dla chromosomów30. Ostatnio technika FISH została zastosowana do analizy chromosomów populacji Lycoris31. Chociaż liczba chromosomów i kariotyp różnią się w populacjach Lycoris, całkowita liczba chromosomów pozostaje stała, przy czym obserwuje się trzy podstawowe typy: centralny chromosom centromerowy (M-), dystalny chromosom centromerowy (T-) i proksymalny chromosom centromeru (A-). Ponadto w naturalnych populacjach obserwuje się różne kształty i rozmiary chromosomów32.

Fluorescencyjna hybrydyzacja in situ (FISH) jest przydatna do wykrywania zmian chromosomalnych, takich jak fuzja centromerów, inwersja, amplifikacja genów i delecja fragmentów. Technologia fluorescencyjnej hybrydyzacji in situ (RNA-FISH) umożliwia analizę wizualną chromosomów w wysokiej rozdzielczości w celu wykrycia i identyfikacji wielu złożonych zmian, w tym fuzji centralnych regionów chromosomów, tworzenia nowych struktur chromosomowych, odwrócenia regionów chromosomowych, amplifikacji genów lub fragmentów genów oraz utraty sekwencji genów w określonych regionach chromosomowych33. Pięć z 500 klonów wykazywało silne sygnały FISH w regionie centromeru centralnego chromosomu centromeru (M-), ale nie na dystalnym chromosomie centromeru (T-)34. Unikalny wzorzec dystrybucji sygnału FISH na każdym chromosomie umożliwił identyfikację pojedynczych chromosomów, co wcześniej stanowiło wyzwanie w populacjach Lycoris przy użyciu tradycyjnych metod barwienia31. Obecnie istnieje niewiele badań nad cytogenetyką molekularną Lycoris aurea (L'Hér.) Zioło, podkreślając pilną potrzebę dalszych badań w tej dziedzinie.

W tym badaniu, osiem dobrze zróżnicowanych chromosomów metafazowych Lycoris aurea (L'Hér.) Populacje ziół przygotowano przy użyciu metod zanurzenia enzymatycznego i suszenia płomieniowego (EMF). Do identyfikacji FISH użyto barwienia CPD oraz sond rDNA 45S i 5S. Szczegółowe molekularne kariotypy cytogenetyczne tych populacji zostały skonstruowane przy użyciu połączonych danych z pomiarów chromosomów, prążków fluorescencyjnych oraz sygnałów 45S i 5S rDNA FISH. Dla każdej populacji obliczono sześć różnych wskaźników asymetrii kariotypowej, aby zidentyfikować relacje kariotypowe między nimi. Ocena danych dotyczących kariotypu cytogenetycznego dostarczyła istotnych informacji na temat różnicowania genomowego i powiązań ewolucyjnych ośmiu populacji, potencjalnie zmieniając wiedzę na temat chromosomów Lycoris.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Odczynniki i sprzęt użyte w tym badaniu są szczegółowo opisane w Tabeli materiałów, podczas gdy użyte sondy są podane w Pliku uzupełniającym 1.

1. Przygotowanie chromosomów wierzchołkowych

  1. Zakorzenij się w hydroponice. Po wyjęciu nadziemnej części żarówki umieść ją w stożkowej butelce wypełnionej wodą, wymieniając wodę co 3 dni, zgodnie z metodą opisaną przez Song et al.35.
  2. Aktywnie rosnące wierzchołki korzeni, gdy osiągną około 1,0-2,0 cm długości, i traktować je nasyconym α-bromonaftalenem w temperaturze 28 °C przez 1,0 h.
  3. Przytnij końcówki korzeni do około 1 cm i umieść je w świeżo przygotowanej mieszaninie metanolu i lodowatego kwasu octowego w stosunku objętościowym 3:1 w temperaturze pokojowej (około 20-25 °C) na 2-3 godziny. Następnie przechowuj je w lodówce w temperaturze 4 °C, zgodnie z opisem She et al.36.
  4. Dokładnie umyj zamocowane końcówki korzeni (2-3 mm) w wodzie podwójnie destylowanej.
  5. Przygotować mieszaninę celulazy i hydrolazy pektynowej w 0,01 mM buforze kwasu cytrynowo-cytrynianu sodu o pH 4,5, z hydrolazą celulazy i pektyny po 1%. Umieść wstępnie przygotowane wierzchołki korzeni w mieszance i trawić w temperaturze 28 °C przez 1,0-1,5 godziny.
  6. Umyj strawione końcówki korzeni podwójnie destylowaną wodą, przenieś je na szklane szkiełko i dokładnie rozgnieć utrwalaczem za pomocą drobno spiczastych kleszczyków.
  7. Wysuszyć szkiełka nad płomieniem lampy alkoholowej, aż mgła wodna po prostu zniknie. Pod mikroskopem z kontrastem fazowym wybierz szkiełka z więcej niż pięcioma podzielonymi fazami i bez nakładających się chromosomów. Przechowywać szkiełka w temperaturze -20 °C do wykorzystania w przyszłości.

2. Barwienie CPD

  1. Przygotować roztwór CPD, dodając PI i DAPI do 30% (v/v) tłumika antyfluorescencji, gdzie stężenie PI wynosi 0,6 μg·mL-1, a stężenie DAPI wynosi 3 μg·mL-1.
  2. Suszyć szkiełko chromosomowe w temperaturze 65 °C przez 30 minut.
  3. Dodać 100 μl rozcieńczalnika RNazy A (roztwór do przechowywania RNazy A rozcieńczony 100 razy 2x SSC (sól fizjologiczna cytrynian sodu), co daje końcowe stężenie 100 μg / ml) na szkiełko chromosomowe. Przykryj szkiełko i podgrzej je w wilgotnej komorze o temperaturze 37 °C przez 30-60 min.
  4. Przemyć szkiełko chromosomowe 2x SSC w temperaturze pokojowej przez trzy odstępy po 5 minut każdy.
  5. Myj szkiełko chromosomowe w temperaturze pokojowej przez 1-2 minuty.
  6. Dodać 200 μl rozcieńczalnika pepsyny (roztwór do przechowywania pepsyny rozcieńczony 100 razy 0,01 N HCl, aby osiągnąć końcowe stężenie 5 μg/ml) na szkiełko chromosomowe. Przykryć szkiełko i inkubować je w wilgotnej komorze w temperaturze 37 °C przez 5-20 minut.
  7. Przemywać skrawki chromosomów ultraczystą wodą o temperaturze pokojowej przez 2 minuty, a następnie przemywać 2 xSSC w temperaturze pokojowej przez dwa odstępy czasu po 5 minut każdy.
  8. Utrwalić szkiełka metanolem: lodowatym roztworem kwasu octowego (3:1) przez 10 min.
  9. Umyć 2x SSC w temperaturze pokojowej przez trzy odstępy czasu po 5 min każde.
  10. Traktować 70%, 95% i 100% etanolem w temperaturze -20 °C przez 5 minut, a następnie wysuszyć w temperaturze pokojowej.
  11. Weź poddane działaniu i wysuszone szkiełka chromosomowe, dodaj 30 μl roztworu barwiącego CPD do każdego szkiełka, przykryj szkiełkiem nakrywkowym o wymiarach 24 mm x 50 mm i wybarwiaj w ciemności przez ponad 30 minut. Rozległy materiał chromosomowy należy wybarwić przez noc.
  12. Obserwuj szkiełka chromosomowe pod mikroskopem fluorescencyjnym, używając zielonego filtra wzbudzenia (WG) do barwienia PI i filtra ultrafioletowego (UV) do barwienia DAPI. Rób obrazy za pomocą kompatybilnego oprogramowania.
    1. Dostosuj czas ekspozycji za pomocą dwóch filtrów, aby uzyskać podobną intensywność czerwonej i niebieskiej fluorescencji podczas robienia zdjęcia. Obraz CPD uzyskuje się z obrazów w skali szarości wybarwionych za pomocą PI i DAPI. Pomiary chromosomów i obróbkę obrazu wykonano za pomocą programu Adobe Photoshop.

3. Fluorescencyjna hybrydyzacja in situ

  1. Przygotuj roztwór hybrydowy: FAD (10 μL), ssDNA (2 μL), 20× SSC (2 μL), 5S rDNA (1 μL), 45S rDNA (1 μL) i 50% siarczan glukanu (4 μL). Po przygotowaniu odwirować roztwór hybrydowy (2500 x g, 5-10 min, w temperaturze pokojowej) i umieścić go na lodzie.
  2. Zeskanowane szkiełka wkładamy do piekarnika nagrzanego do 65°C na 30-60 minut.
  3. Usuń upieczone szkiełka, dodaj 100 μl 70% roztworu denaturacyjnego FAD, przykryj szkłem nakrywkowym i poddaj denaturacji w piecu do hybrydyzacji molekularnej o temperaturze 85 °C przez 2,5 minuty.
  4. Zdejmij szkiełko nakrywkowe i natychmiast zanurz szkiełka w 70%, 90% i 100% zimnym etanolu, odwadniając kolejno przez 5 minut każde.
  5. Wyjmij szkiełka i pozostaw je do wyschnięcia w temperaturze pokojowej przez ponad 30 minut.
  6. Dodaj 20 μl roztworu hybrydowego do szkiełka podstawowego, delikatnie ułóż szkło nakrywkowe na wierzchu, aż płyn całkowicie się rozleje i pozostaw w temperaturze pokojowej na 10 minut, aby zwilżyć pokryty obszar szkiełka.
  7. Umieścić szkiełka w naczyniu hybrydowym nasączonym 2× SSC (szalka hybrydowa powinna być dużą szalką Petriego z pokrywką owiniętą folią aluminiową w celu ułatwienia pracy z dala od światła) i inkubować w temperaturze 37 °C przez noc (przez co najmniej 6 godzin).
  8. Przeciwbarwić chromosomy, montując je za pomocą 3 μg·mL-1 DAPI w 30% (v/v) roztworze Vectashield H-100. Przechwyć obraz za pomocą kompatybilnego oprogramowania, z niebieską fluorescencją DAPI wzbudzoną odpowiednio fioletowym światłem filtra i czerwoną fluorescencją PI wzbudzoną zielonym światłem.
    UWAGA: Hybrydyzację FISH przeprowadzono przy użyciu sond rDNA 45S i 5S na wcześniej wybarwionych preparatach CPD, zgodnie z metodą opisaną przez She et al.36.

4. Analiza kariotypu

  1. Wybierz pięć komórek mitotycznych metafazy dla każdej populacji, w której chromosomy są dobrze rozproszone (bez nakładania się) i umiarkowanie zagęszczone (chromosomy nie powinny być maksymalnie zagregowane, ale końce nie powinny być zlepione razem), zgodnie z metodologią opisaną przez She i wsp.4.
  2. Określ bezwzględną długość każdego chromosomu, wybierając pięć chromosomów o najwyższym stężeniu podczas podziału komórki.
  3. Skrupulatnie i precyzyjnie mierz długość długiego ramienia (L) i krótkiego ramienia (S) każdego chromosomu, a także rozmiar każdego fluorescencyjnego pasma pigmentowego na chromosomie.
  4. Oblicz następujące parametry: (1) względna długość chromosomu (RL, procent haploidalny); (2) stosunek ramienia (AR = L/S, długie ramię/krótkie ramię); (3) całkowita długość chromosomu haploidalnego (TCL; długość kariotypu); (4) średnia długość chromosomu (C); (5) wielkość pasma fluorescencji (procent pasma fluorescencji w stosunku do długości chromosomu); (6) odległość od centromeru do miejsca rDNA; (7) średni wskaźnik centromerów (CI, obliczany jako długość krótkiego ramienia każdego chromosomu podzielona przez całkowitą długość tego chromosomu, a następnie uśrednienie tych wartości); (8) cztery różne wskaźniki asymetrii kariotypu, w tym wskaźnik centromerów (CVCI), współczynnik zmienności (CV), współczynnik zmienności długości chromosomów (CVCL), średni współczynnik asymetrii centromerów (MCA) oraz kategoria asymetrii Stebbinsa.
    UWAGA: Zapoznaj się z metodami Paszko10 i Peruzzi et al.11, aby obliczyć wskaźnik asymetrii. Klasyfikuj chromosomy o różnych proporcjach ramion zgodnie z pięcioma metodami klasyfikacji Levana. Ułóż chromosomy Lycoris aurea (L'Hér.) Zioło w malejącej kolejności długości, zgodnie z opisem w protokole Han et al. 37.
  5. Zapewnienie precyzji i dokładności metodologii poprzez rysowanie wzorców kariotypów chromosomów na podstawie danych pomiarowych chromosomów w połączeniu z informacjami o prążku fluorescencji oraz położeniem i rozmiarem rDNA-FISH.
  6. Wizualizacja asymetrycznych relacji kariotypu w ośmiu populacjach jest kluczowym krokiem, który zapewnia jasny wgląd. Osiąga się to za pomocą dwuwymiarowych wykresów punktowych, które są używane do uzyskania ich MCA i CVCL.
  7. Przeprowadź analizę współrzędnych głównych (PCoA) przy użyciu współczynnika podobieństwa Gowera, kluczowego składnika, zgodnie z metodami She et al.38.
  8. Oblicz sześć parametrów ilościowych (x, 2n, TCL, MCA, CVCL, CVCI) w celu określenia kariotypów cytogenetycznych ośmiu populacji.
  9. Przeprowadzanie analiz statystycznych przy użyciu programu do analizy i wizualizacji danych w celu wygenerowania dendrogramu i wykresu punktowego PCoA opartego na UPGMA.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Stosując skrupulatną metodę zanurzenia w enzymach i suszenia płomieniem (EMF), uzyskano rozproszone i dobrze zróżnicowane chromosomy metafazowe Lycoris aurea (L'Hér.) uzyskano próbki roślin, a cytogenetyczny kariotyp chromosomowy Lycoris aurea został skonstruowany (Rycina 1). Chromosomy w fazie metafazy o najwyższym stopniu kondensacji są nieprzydatne do analizy kariotypu ze względu na zredukowane różnice morfologiczne. Jednakże, ponieważ całkowita długość chromosomów haplo...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Przygotowanie Lycoris aurea (L'Hér.) Chromosomy korzeni ziół obejmują kilka krytycznych etapów: (1) uprawę korzeni za pomocą hydroponiki, (2) traktowanie wierzchołków korzeni nasyconym α-bromonaftalenem, (3) utrwalanie korzeni za pomocą roztworu kwasu alkoholowo-octowego, (4) przeprowadzanie hydrolizy enzymatycznej na wierzchołkach korzeni roztworem enzymu oraz (5) dokładne zgniatanie strawionych korzeni i suszenie szkiełek nad płomieniem lampy alkoholowej.

Dokładny pomiar chromosomu ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy oświadczyli, że nie istnieją konkurencyjne interesy.

Podziękowania

Ta praca była wspierana przez Chińską Fundację Nauk Przyrodniczych (32070367).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
AlkoholSangon Biotech (Szanghaj) Co., Ltd.A500737-0005(70%,  90%,  100%)
1 i razy; TNTSangon Biotech (Szanghaj) Co., Ltd.B5481081&razy;, 10&razy;
2 razy; SSCSangon Biotech (Szanghaj) Co., Ltd.B5481092&razy;, 20&razy;
45S  rDNASangon Biotech (Szanghaj) Co., Ltd.TAMRA dodaje się na obu końcach (5 'i 3' końcach)
4'6-diamidyn-2-fenyloindol (DAPI)Sangon Biotech (Shanghai) Co., Ltd.E60730320ml
5S  rDNASangon Biotech (Szanghaj) Co., Ltd.5 'end plus 6-FAM(FITC)
Oprogramowanie Adobe PhotoshopAdobe Systems IncorporatedCS6
Alpha bromo-naftalenSangon Biotech (Shanghai) Co., Ltd.A602718Środek
przeciwdziałający wypaleniu zawodowemuSangon Biotech (Shanghai) Co., Ltd.Vectashield H-100010 ml
Shanghai Yiheng Scientific Instrument Co., LTDLRH-70
CellulaseSangon Biotech (Shanghai) Co., Ltd.A42606810 g
Kwas cytrynowySangon Biotech (Shanghai) Co., Ltd.A50170210 g
Dejonizowanego formamidu (FAD)Sangon Biotech (Shanghai) Co., Ltd.A600211-05000,7
Siarczan dekstranuSangon Biotech (Shanghai) Co., Ltd.A42822910 ml
Fluorescencyjny instrument do hybrydyzacji in situUSA/Abbott ThermoBriteS500-24
Mikroskop fluorescencyjnyOlympus  Chiny  Co.ltdBX60
Lodowaty kwas octowySangon Biotech (Shanghai) Co., Ltd.A501931500 ml
HClAladdin Reagent Co. Ltd. (Szanghaj)H399657500 ml
Maszyna do loduDan Ding Shanghai International Trade Co., Ltd.ST-70
LeicaNiemcy Leica Instrument Co., LTDDM6000B
Alkohol metylowySangon Biotech (Shanghai) Co., Ltd.A601617500 ml
Oprogramowanie MetMorphUrządzenia molekularneWersja 7.35
PiekarnikThermo Scientific™ Heratherm&handel;THM#51028152
PektynazaSangon Biotech (Szanghaj) Co., Ltd.A00429710 g
PepsinSangon Biotech (Shanghai) Co., Ltd.1.07185100 g
jodku propidyny (PI)Sangon Biotech (Shanghai) Co., Ltd.A4252591 g
RNaseASangon Biotech (Shanghai) Co., Ltd.R464210 mg
DNA nasienia łososia (ssDNA)Odczynnik Aladdin Co. Ltd. (Szanghaj)D1198711 g
Cytrynian soduAladdin Odczynnik Co. Ltd. (Szanghaj)S18918310 g
Statistica dla Windows 10.0 do analizy statystycznej
Inkubator biochemiczny Mikroskop biologiczny

Bibliografia

  1. Heywood, V., Casas, A., Ford-Lloyd, B., Kell, S., Maxted, N. Conservation and sustainable use of crop wild relatives. Agric Ecosyst Environ. 121 (3), 245-255 (2007).
  2. Rong, W., Sun, J., Zhang, H., Wang, H., Liu, H. Cloning and characterization of a tyrosine decarboxylase involved in the biosynthesis of galanthamine in Lycoris aurea. PeerJ. 7, e6729(2019).
  3. Guerra, M. Cytotaxonomy: The end of childhood. Plant Biosyst. 146 (3), 703-710 (2012).
  4. She, C. W., Qin, X., Lu, Y., Wang, H., Li, Y. Karyotype analysis of Lablab purpureus (L.) Sweet using fluorochrome banding and fluorescence in situ hybridization with rDNA probes. Czech J Genet Plant Breed. 51 (3), 110-116 (2015).
  5. Kadluczka, D., Grzebelus, E. Using carrot centromeric repeats to study karyotype relationships in the genus Daucus (Apiaceae). BMC Genomics. 22 (1), 508(2021).
  6. Levin, D. A. The role of chromosomal change in plant evolution. , Oxford Univ Press. 49-52 (2002).
  7. She, C. W., Qin, X., Lu, Y., Wang, H., Li, Y. Molecular cytogenetic characterization and comparison of the two cultivated Canavalia varieties (Fabaceae). Comp Cytogenet. 11 (4), 579-600 (2017).
  8. She, C. W., Qin, X., Lu, Y., Wang, H., Li, Y. Comparative molecular cytogenetic characterization of five wild Vigna varieties (Fabaceae). Comp Cytogenet. 14 (2), 243-264 (2020).
  9. Stebbins, G. L. Chromosomal evolution in higher plants. , Addison-Wesley. London. (1971).
  10. Paszko, B. A critical review and a new proposal of karyotype asymmetry indices. Plant Syst Evol. 258 (1-2), 39-48 (2006).
  11. Peruzzi, L., Eroglu, H. Karyotype asymmetry: Again, how to measure and what to measure. Comp Cytogenet. 7 (1), 1-9 (2013).
  12. Dehery, S. K., Tavakkoli, A., Jafari, M. Karyotype and chromosome pairing analysis in some Iranian upland cotton (Gossypium hirsutum). Nucleus. 64 (2), 167-179 (2021).
  13. Schweizer, D. Reverse fluorescent chromosome banding with chromomycin and DAPI. Chromosoma. 58 (4), 307-324 (1976).
  14. Moscone, E. A., Debat, H. J., Salguero, N. Quantitative karyotyping and dual color FISH mapping of 5S and 18S-25S rDNA probes in the cultivated Phaseolus varieties (Leguminosae). Genome. 42 (6), 1224-1233 (1999).
  15. Hasterok, R., Sliwinska, E., Kwasniewski, M. Ribosomal DNA is an effective marker of Brassica chromosomes. Theor Appl Genet. 103 (4), 486-490 (2001).
  16. Koo, D. H., Han, Y., Lee, H. Molecular cytogenetic mapping of GXTL and C. melo using highly repetitive DNA sequences. Chromosome Res. 18 (3), 325-336 (2010).
  17. De Moraes, A. P., Ferreira, J. P., Marques, R. Karyotype diversity and the origin of grapefruit. Chromosome Res. 15 (1), 115-121 (2007).
  18. Weiss-Schneeweiss, H., Kiefer, C., Schneider, H. Karyotype diversification and evolution in diploid and polyploid South American Hypochaeris (Asteraceae) inferred from rDNA localization and genetic fingerprint data. Ann Bot. 101 (7), 909-918 (2008).
  19. Siljak-Yakovlev, S., Peruzzi, L. Cytogenetic characterization of endemics: Past and future. Plant Biosyst. 146 (3), 694-702 (2012).
  20. Miaohua, Q., Wang, Y., Zheng, Y. Reciprocal natural hybridization between Lycoris aurea and Lycoris radiata (Amaryllidaceae) identified by morphological, karyotypic, and chloroplast genomic data. BMC Plant Biol. 24 (1), 14-27 (2024).
  21. Shi, S., Wang, Y., Yu, J. Phylogenetic relationships and possible hybrid origin of Lycoris varieties (Amaryllidaceae) revealed by its sequences. Biochem Genet. 44, 198-208 (2006).
  22. Yumai, J., Wang, Y., Zheng, H. Characterization, validation, and cross-species transferability of EST-SSR markers developed from Lycoris aurea and their application in genetic evaluation of Lycoris species. BMC Plant Biol. 20 (1), 522-528 (2020).
  23. Koo, D. H., Shin, D., Lee, J. Karyotype analysis of a Korean cucumber cultivar (Cucumis sativus L. cv. Winter Long) using C-banding and bicolor fluorescence in situ hybridization. Molecules Cells. 13 (3), 413-418 (2002).
  24. Waminal, N. E., Kim, H. H. Dual-color FISH karyotype and rDNA distribution analyses on four Cucurbitaceae species. Hortic Environ Biotechnol. 53 (1), 49-56 (2012).
  25. Xie, W. J., Yang, X., Wang, F. Localization of 45S and 5S rDNA sequences on chromosomes of 20 varieties of Cucurbitaceous plants. J South China Agric Univ. 40 (6), 74-81 (2019).
  26. Han, Y., Zhang, H., Zhu, C. Centromere repositioning in cucurbit varieties: Implication of the genomic impact from centromere activation and inactivation. Proc Natl Acad Sci USA. 106 (35), 14938-14941 (2009).
  27. Li, K. P., Yao, S., Li, Y. Cytogenetic relationships among Citrullus varieties in comparison with some genera of the tribe Benincaseae (Lycoris aurea (L' Hér.) Herb) as inferred from rDNA distribution patterns. BMC Evol Biol. 16, 85(2016).
  28. Ren, Y., Huang, H., Zhang, Z. An integrated genetic and cytogenetic map of the cucumber genome. PLoS One. 4 (6), e5795(2009).
  29. Han, Y., Wang, H., Liu, B. An integrated molecular cytogenetic map of Cucumis sativus L. chromosome. BMC Genet. 12, 18(2011).
  30. Han, Y., Zhang, H., Yu, C. Chromosome-specific painting in Cucumis varieties using bulked oligonucleotides. Genetics. 200 (3), 771-779 (2015).
  31. Liu, M. S., Zhang, S., Liu, Q. Chromosomal variations of Lycoris varieties revealed by FISH with rDNAs and centromeric histone H3 variant associated DNAs. PLoS One. 16 (9), e0258028(2021).
  32. Hayashi, A., Murota, K., Murata, J. Genetic variations in Lycoris radiate var. radiate in Japan. Genes Genet Syst. 80, 199-221 (2005).
  33. Nima, R. Fluorescence in situ hybridization: Methods and application in cancer diagnosis. Cancer Immunol. 2, 711-728 (2020).
  34. Liu, K., Yang, X., Wang, J. Cytogeography and chromosomal variation of the endemic East Asian herb Lycoris radiate. Ecol Evol. 9, 6849-6859 (2019).
  35. Song, Y. C., Zhang, L., Yan, B. Comparisons of G-banding patterns in six species of the Poaceae. Hereditas. 121, 31-38 (1994).
  36. She, C. W., Zhou, M., Zhang, L. CPD staining: An effective technique for detection of NORs and other GC-rich chromosomal regions in plants. Biotechnic Histochem. 81 (1), 13-21 (2006).
  37. Han, Y. H., Kim, J., Yoon, M. Distribution of the tandem repeat sequences and karyotyping in cucumber (Cucumis sativus L.) by fluorescence in situ hybridization. Cytogenet Genome Res. 122 (1), 90-98 (2008).
  38. Chao-Wen, S., Chen, Z., Wang, S. Comparative karyotype analysis of eight Cucurbitaceae crops using fluorochrome banding and 45S rDNA-FISH. Comp Cytogenet. 17, 31-58 (2023).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Przeglądaj więcej artykułów

miejsca 45S rDNAmiejsca 5S rDNAliczba chromosomówzmienność kariotypudyferencjacja genomuasymetria kariotypu

Ten artykuł został opublikowany

Film wkrótce dostępny

Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.