Przedstawiono uproszczony protokół do tworzenia modelu gojenia ran oparzeniowych u myszy za pomocą cyfrowego urządzenia grzewczego. Przypominające szachownicę miejsca eksperymentalne utworzone na skórze ułatwiają dalszą analizę funkcjonalną w teście gojenia się ran.
Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.
Artykuł metodologiczny
Szachownica gojącego rany po oparzeniach model myszy oparty na cyfrowym urządzeniu grzewczym
W tym artykule
Podsumowanie
Streszczenie
Poważne oparzenia należą do najbardziej traumatycznych i fizycznie wyniszczających stanów, wpływając na prawie każdy układ narządów i powodując znaczną zachorowalność i śmiertelność. Biorąc pod uwagę ich złożoność i zaangażowanie wielu narządów, stworzono różne modele zwierzęce, aby odtworzyć różne aspekty oparzeń. Metody stosowane do wytwarzania spalonych powierzchni różnią się w zależności od eksperymentalnych modeli zwierzęcych. W tym badaniu opisano prosty, opłacalny i przyjazny dla użytkownika model spalania myszy do tworzenia spójnych oparzeń o pełnej grubości za pomocą cyfrowego urządzenia grzewczego. Końcówkę tego urządzenia przykładano do grzbietu myszy przez 10 s w temperaturze 97 °C, aby ustalić oparzenie przypominające szachownicę i zbadać gojenie się ran pod wpływem eksperymentalnego opatrunku. Pobrano próbki skóry do analizy histologicznej, w tym barwienia hematoksyliną i eozyną (H&E) oraz barwienia Massona. Gojenie się ran oceniano poprzez analizę obszaru rany i badanie mikroskopowe nacieku zapalnego, reepitelializacji i tworzenia się ziarniny. Model oparzeń myszy może służyć jako podstawowe narzędzie w badaniu patofizjologii urazów termicznych i ocenie interwencji terapeutycznych.
Wprowadzenie
Oparzenia są uważane za jeden z krytycznych urazów skóry, spowodowanych ekspozycją na ciepło, elektryczność, materiały chemiczne i narażenie na promieniowanie1,2. Można go podzielić na cztery stopnie w zależności od głębokości urazu, począwszy od naskórka, a skończywszy na pełnej grubości skóry, a nawet mięśniach i kościach. Małe oparzenia mogą prowadzić do powstawania blizn i zwiększać ryzyko infekcji. Duży obszar oparzenia nie tylko powoduje miejscowe uszkodzenia, ale także stymuluje zaburzenia serca, nerek i innych narządów lub układów organizmu poprzez ciężkie i długotrwałe stany zapalne i odpowiedzi immunologiczne, co prowadzi do poważnych konsekwencji ogólnoustrojowych i wysokiej zachorowalności3. Większości osób, które przeżyły oparzenia, towarzyszy długotrwałe niepełnosprawność fizyczna, stres emocjonalny i obniżona jakość życia4,5. Dlatego ważne jest zbadanie patologicznego procesu oparzeń i mechanizmów regeneracji spalonej tkanki.
Zaangażowany w reakcje immunologiczne, regenerację tkanek i systematyczną homeostazę, badania in vitro nie mogły kompleksowo zbadać patologicznego procesu gojenia się ran oparzeniowych. W związku z tym w ciągu ostatnich dwóch dekad, w celu zbadania potencjalnych interwencji terapeutycznych, opracowano różne modele zwierzęce gojenia ran oparzeniowych, aby odtworzyć różne cechy urazów oparzeń6,7. Rany oparzeniowe powstają zwykle na powierzchni grzbietu świń, szczurów, myszy, królików i innych zwierząt po usunięciu włosów. Czas palenia może trwać od 3 s do 30 s, tworząc uszkodzenia termiczne o częściowej lub pełnej grubości w zakresie od 5% do 30% całkowitej powierzchni ciała (TBSA)8. Obecnie nie ma znormalizowanych modeli tych metod w badaniach nad oparzeniami na zwierzętach ze względu na dużą zmienność stosowanych technik. Metody stosowane do produkcji spalonych powierzchni różnią się w zależności od eksperymentalnych modeli zwierzęcych, w tym płomienia gazowego9, kąpiel z palącym etanolem10, wstępnie podgrzana pojedyncza metalowa płyta/bar11,12, wrząca lub gorąca woda13,14. Jednak technika zadawania oparzeń i wytwarzana głębokość oparzenia są często niespójne i słabo opisane we wcześniejszych badaniach, co ma kluczowe znaczenie dla określenia ciężkości oparzenia i sposobu leczenia oparzeń.
To badanie ma na celu opracowanie prostego, opłacalnego i przyjaznego dla użytkownika modelu zwierzęcego oparzeń myszy do tworzenia spójnych oparzeń pełnej grubości w symulowanych scenariuszach klinicznych. W tym protokole zastosowaliśmy wygodne cyfrowe urządzenie grzewcze do kontrolowania głębokości oparzenia poprzez regulację temperatury wywieranej na skórę. Końcówka tego urządzenia może być przełączana na różne rozmiary, aby wywołać oparzenia termiczne przy różnych zakresach TBSA. Pozwala to na stworzenie przypominającej szachownicę rany po oparzeniu na grzbiecie myszy, umożliwiając porównanie kilku eksperymentalnych i kontrolnych zabiegów na tym samym zwierzęciu. Obserwowaliśmy i rejestrowaliśmy proces zamykania się ran. Próbki skóry pobrano w celu oceny histologicznej (barwienie hematoksyliną i eozyną (H&E) oraz barwienie trichromem Massona) na różnych etapach gojenia się rany. Takie podejście zmniejsza liczbę zwierząt wykorzystywanych w doświadczeniu, a tym samym obniża koszty ekonomiczne, a jednocześnie jest bardziej zgodne z etyką zwierząt. Badanie to dostarczy naukowcom niezbędnych narzędzi, które ułatwią opracowanie nowych metod leczenia oparzeń i ujawnią patofizjologiczne mechanizmy gojenia się ran oparzeniowych.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Protokół
Wszystkie procedury na zwierzętach w tym badaniu zostały sprawdzone i zatwierdzone przez Komitet Etyczny Zachodniochińskiej Szkoły Stomatologii, Uniwersytetu Syczuańskiego (WCHSIRB-D-2024-499). Do niniejszego badania wykorzystano dwadzieścia cztery ośmiotygodniowe myszy C57BL/6 (samice, masa ciała 25-30 g). Szczegółowe informacje na temat odczynników i używanego sprzętu są wymienione w Tabeli materiałów.
1. Przygotowanie sprzętu i myszy przed oparzeniami
- Zdobądź zwierzęta i trzymaj je w klatkach przez 7 dni po przyjeździe, aby umożliwić im aklimatyzację w środowisku.
- Wysterylizuj obszar roboczy, spryskując i przecierając 70% etanolem (v/v). Przykryj stół operacyjny sterylnymi chłonnymi wkładkami chirurgicznymi.
- Ustaw temperaturę cyfrowego urządzenia grzewczego na 97 °C. Urządzenie grzewcze składa się z trzech części (Rysunek 1).
UWAGA: Temperaturę w zakresie 50-450 °C można regulować za pomocą regulatora temperatury (Rysunek 1A). Podstawa statywu służy do umieszczenia końcówki (Rysunek 1B), którą można zdemontować (Rysunek 1C) w celu wymiany różnych rozmiarów instrumentów. Zdezynfekuj końcówkę jodoforem lub alkoholem. - Znieczulaj mysz 5% izofluranem w 100% tlenu w komorze indukcyjnej przez 3 minuty (natężenie przepływu: 4 l/min), aż oddech ulegnie spowolnieniu. Oceń głębokość znieczulenia za pomocą testu szczypania palców u stóp.
UWAGA: Wdychanie izofluranu może prowadzić do senności i uszkodzić układ sercowo-naczyniowy. Konieczne jest noszenie sprzętu ochronnego i obchodzenie się z nim pod wyciągiem w dobrze wentylowanym pomieszczeniu. - Gdy mysz jest głęboko znieczulona, przenieś ją na podgrzewaną podkładkę w pozycji leżącej, aby utrzymać ciepło i zapobiec hipotermii podczas rekonwalescencji po znieczuleniu. Zmniejszyć stężenie izofluranu do 1. 5% tlenu do konserwacji przez stożek nosowy.
- Nałóż żel nawilżający na oba oczy myszy za pomocą bawełnianego wacika, aby zapobiec wysuszeniu rogówki.
2. Wywoływanie oparzeń pełnej grubości
UWAGA: Ogólny proces indukcji i analizy oparzeń jest pokazany w Rysunek 2.
- Ogol skórę myszy golarką elektryczną na obszarze o długości około 5 cm i szerokości 4 cm od szyi do ogona. Pracuj delikatnie, aby uniknąć zranienia skóry podczas golenia (Rysunek 3C).
- Użyj aplikatora z bawełnianą końcówką, aby nałożyć krem do depilacji na ogoloną skórę przez 3 minuty (Rysunek 3D).
UWAGA: Unikaj nakładania kremu do depilacji na inne części myszy, aby zapobiec oparzeniom, które mogą być trudne do wykrycia. Krem powodował wysypki skórne, jeśli był stosowany dłużej niż 5 minut. Dokładny czas trwania optymalnej skuteczności różni się w zależności od produktu i powinien być określony przez operatora. - Wytrzyj krem wilgotną gazą, aż krem i włosy nie zostaną wykryte. Zdezynfekuj obszar operacyjny peelingiem z chlorheksydyną, a następnie trzykrotnie dodaj 70% etanol (v/v). Oczyść i osusz obszar sterylną gazą.
- Użyj wysterylizowanej końcówki do pipety o pojemności 1 ml i średnicy 9 mm (Rysunek 3A) zanurzonej w wysterylizowanym tuszu, aby dokładnie określić pożądane miejsca zranienia. Mysia skóra grzbietowa charakteryzuje się nierówną topografią. Zdefiniowanie obszaru rany poza rdzeniem kręgowym myszy jest niezbędne do zapewnienia powtarzalności.
- Przykryj skórę wcześniej przyciętym sterylnym obłożeniem, pozostawiając wolne pole operacyjne (Ryc. 3). Załóż rękawice żaroodporne i sprawdź temperaturę cyfrowego urządzenia grzewczego. Przed i po indukcji oparzenia zdezynfekuj końcówkę urządzenia 70% etanolem (v/v).
- Przyłóż końcówkę urządzenia grzewczego do środka zlokalizowanych miejsc ran (97 °C przez 10 s), aby utworzyć sześć okrągłych ran o średnicy 4 mm (Rysunek 3B). Odstęp między sąsiednimi oparzeniami wynosi 0,5-1 cm. Określ liczbę oparzeń zgodnie z projektem eksperymentalnym.
UWAGA: Oparzenie jest spowodowane głównie przewodzeniem ciepła; Dlatego nie ma potrzeby wywierania nacisku na pręt, tj. utrzymywania go w kontakcie ze skórą pod wpływem grawitacji podczas indukcji oparzenia. W przypadku projektu eksperymentalnego było sześć oparzeń. Jest to maksymalna liczba ran oparzeniowych, jaką można zbudować w zależności od użytego przez nas urządzenia i obszaru grzbietu myszy. Na tej podstawie można uzyskać wielokrotne powtórzenia tej samej grupy doświadczalnej.
3. Pielęgnacja i pomiar po oparzeniu
- Nałóż lód na ranę po oparzeniu na 5 minut, aby zmniejszyć potencjalny ból w celu leczenia bólu (Rysunek 3G).
- Wyłącz izofluran i usuń stożek nosowy po oparzeniu. Przenieś mysz na poduszkę grzewczą, aż mysz będzie się normalnie poruszać (np. nie będzie kucać ani nie drżeć).
- Umieść każdą mysz w klatce odzyskiwania, aby zapobiec ich drapaniu. Zmiękcz niektóre granulki żywności, dodając 5-10 kropli wody pitnej do każdej granulki i umieść je na podłodze klatki, aby ułatwić karmienie.
UWAGA: Sterylizacja klatek poprzez spryskiwanie i wycieranie 70% etanolem (obj./obj.). Ściółkę należy regularnie wymieniać, aby myszy były ciepłe i wchłaniały mocz. - Buprenorfinę (0,1 mg/kg mc.) podaje się podskórnie w miejscu doogonowym dwa razy na dobę przez łącznie 3 dni, zapewniając co najmniej 8 godzin między wstrzyknięciami.
- Oczyść wszystkie rany sterylną gazą zwilżoną solą fizjologiczną po 24 godzinach od indukcji oparzenia. Osusz skórę gazą i nałóż niewielką ilość żelu przeciwbakteryjnego (hydrożelu TKH) za pomocą strzykawki, aby zakryć ranę po oparzeniu12,14. Powtórz tę procedurę w kolejnych dniach 3, 7 i 10.
- Użyj oddychającego, przezroczystego opatrunku, aby zakryć rany. Rozmiar opatrunku powinien pokrywać około 1 cm wokół rany i nie powinien zakrywać obszaru bez depilacji.
UWAGA: Opatrunek należy zmieniać co najmniej raz na 2 dni. Długotrwałe stosowanie opatrunku bez wymiany może prowadzić do zakażenia rany z tworzeniem się ropy, co skutkuje opóźnionym gojeniem się rany. - Przez cały okres obserwacji mierz wagę co 2-3 dni. Ogólnie rzecz biorąc, myszy, które tracą 15%-20% swojej początkowej masy ciała, powinny zostać poświęcone i usunięte z eksperymentu.
4. Zbieranie ran
- Po 0, 3, 7, 10 i 14 dniach należy oznaczyć ranę końcówką sterylnej końcówki do pipety o pojemności 1 ml i zarejestrować ją za pomocą aparatu cyfrowego.
- Poddaj myszy eutanazji przez przedawkowanie znieczulenia i zwichnięcie szyjki macicy (zgodnie z instytucjonalnie zatwierdzonymi protokołami).
UWAGA: Zachowaj ostrożność podczas zwichnięcia szyjki macicy, aby uniknąć nadmiernego ciągnięcia, które może uszkodzić rany grzbietowe. - Nożyczkami odizoluj miejsce rany i otaczającą je skórę, w tym mięśnie leżące pod nią (1 cm x 1 cm). Przygotować co najmniej trzy próbki dla każdej grupy.
- Utrwalić próbki skóry w 4% paraformaldehydzie (PFA) przez 24 godziny i przechowywać w temperaturze 4 °C. Objętość utrwalacza musi być 30 razy większa od objętości tkanki15,16.
UWAGA: PFA jest niebezpieczny. Upewnij się, że pracujesz w dobrze wentylowanym pomieszczeniu i używaj odpowiedniego sprzętu ochronnego.
5. Ocena gojenia się ran
- Tkankę rany należy dwukrotnie przemyć PBS i rozprowadzić ją bibułą filtracyjną, którą należy przyciąć do odpowiedniego rozmiaru (Rysunek 2H). Ze względu na obecność pewnej zawartości śluzu w warstwie tkanki podskórnej, przylega on do powierzchni bibuły filtracyjnej bez ruchu i zwijania się tkanki.
- Umieść bibułę filtracyjną i próbkę w kasecie na tkanki w celu odwodnienia parafiny, aby uzyskać stosunkowo gładkie próbki tkanek, a następnie osadź tissue15,16. Przechowywać próbki w temperaturze 4 °C.
UWAGA: Rozciągnij tkankę tak bardzo, jak to możliwe i unikaj fałdowania, ponieważ te fałdy staną się trwałe po utrwaleniu.
- Umieść bibułę filtracyjną i próbkę w kasecie na tkanki w celu odwodnienia parafiny, aby uzyskać stosunkowo gładkie próbki tkanek, a następnie osadź tissue15,16. Przechowywać próbki w temperaturze 4 °C.
- Pokrój próbki zatopione w parafinie na odcinki o grubości 5 μm i zabarwij szkiełka za pomocą H&E i trichromu Massona, aby ocenić zakres ziarniny, tworzenie angiogenezy i odkładanie kolagenu, dostarczając dowodów do oceny różnych etapów i postępu gojenia się ran17,18.
- Uchwyć obrazy wszystkich próbek za pomocą mikroskopu z obiektywem 40x.
- Użyj kompatybilnego oprogramowania, aby przeanalizować poplamiony wycinek skóry, w tym naskórek, skórę właściwą, tkankę podskórną i stan mięśni.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Wyniki
W niniejszym protokole, za pomocą cyfrowego urządzenia grzewczego, stworzono rany oparzeniowe w układzie szachownicy, stosując czas wypalania wynoszący 10 s w temperaturze 97 °C (Rysunek 1). Głowica urządzenia wykonana jest z czystej miedzi, która charakteryzuje się doskonałym przewodnictwem cieplnym i zdolnością do szybkiego nagrzewania. Uchwyt trzymany przez eksperymentatora wykonano z poliwęglanu, który zapewnia odporność termiczną i niepalność. W porównaniu do metod wykorzystujących wstę...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Dyskusja
W przypadku badań oparzeń modele in vitro zazwyczaj koncentrują się na hamującym wpływie miejscowych środków przeciwdrobnoustrojowych lub antybiotyków na bakterie związane z oparzeniami, takie jak Staphylococcus aureus i Pseudomonas aeruginosa19, a także na wpływie różnych biomateriałów (takich jak elastyna, jedwab i opatrunki hydrożelowe14,20) na komórkach zapalnych po oparzeniu (takich jak neutrofile, makrofagi...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Oświadczenia
Autorzy deklarują brak konfliktu interesów.
Podziękowania
Ta praca była wspierana przez Sichuan Science and Technology Program (23ZYZYTS0120), granty Zachodniochińskiego Szpitala Stomatologicznego Uniwersytetu Sichuan (RD-03-202011) oraz Sichuan Science and Technology Program (2022NSFSC0614). Figury zostały stworzone za pomocą BioRender. Com.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Materiały
| Nazwa | Firma | Numer katalogowy | Komentarze |
|---|---|---|---|
| Końcówka do pipety 1 ml | KIRGEN, USA | KG1333 | Służy do lokalizacji miejsc ran oparzeniowych |
| 3 M Folia Tegaderm | 3M, USA | 1624WCN 6 cm x 7 cm | Do pokrywania ran po indukcji oparzeń |
| 4% paraformaldehyd (PFA) | Biosharp, Chiny | BL539A | Służy do mocowania próbek skóry |
| Buprenorfina | Sigma-Aldrich, USA | PHR8955-50MG | Do leczenia bólu myszy |
| Myszy C57BL / 6 | Chengdu Dashuo eksperymentalna firma zwierzęca, Chiny | brak | Do ustanowienia modelu oparzeń |
| Krem do depilacji | Veet, Chiny | — | Do usuwania owłosienia z grzbietu myszy |
| Cyfrowe urządzenie grzewcze | Shenzhen Kapper Technology Company, Chiny | No.936D | Do indukcji oparzeń myszy |
| Golarka elektryczna | AUX, Chiny | AUX-A5 | Do usuwania włosów na grzbiecie myszy |
| Bibuła filtracyjna | — | — | Służy do rozkładania próbek skóry |
| Oprogramowanie GraphPad | — | Pryzmat GraphPad 9.5.0 | Do analizy obszaru rany oparzeniowej |
| Rękawice żaroodporne | — | — | Służy do przytrzymywania końcówki cyfrowego urządzenia grzewczego |
| Zestaw do barwienia hematoksyliny i eozyny | Solarbio, Chiny | G1120 | Do analizy histologicznej preparatów |
| Oprogramowanie ImageJ | — | ImageJ 1.54f | Do analizy obszaru rany oparzeniowej |
| Izofluran | RWD, Chiny | R510-22-10 | Do znieczulenia myszy |
| Masson's Trichrome Stain Kit | Solarbio, Chiny | G1340 | Do analizy histologicznej preparatów |
| Mikroskop | Olympus, Japonia | VS200 ASW | Służy do skanowania H& Szkiełka barwione E i Masson |
| Kaseta na tkanki | CITOTEST LABWARE MANUFACTURING Co., LTD, Chiny | 31050102W | Do odwadniania parafiny tkankowej i zatapiania parafiny |
Bibliografia
- Mofazzal Jahromi, M. A., et al. Nanomedicine and advanced technologies for burns: Preventing infection and facilitating wound healing. Adv Drug Deliv Rev. 123, 33-64 (2018).
- Burgess, M., Valdera, F., Varon, D., Kankuri, E., Nuutila, K. The immune and regenerative response to burn injury. Cells. 11 (19), 3073(2022).
- Arbuthnot, M. K., Garcia, A. V. Early resuscitation and management of severe pediatric burns. Sem Pediatr Surg. 28 (1), 73-78 (2019).
- Smolle, C., et al. Recent trends in burn epidemiology worldwide: A systematic review. Burns. 43 (2), 249-257 (2017).
- Jeschke, M. G., et al. Burn injury. Nat Rev Dis Primers. 6, 11(2020).
- Nomellini, V., Gomez, C. R., Gamelli, R. L., Kovacs, E. J. Aging and animal models of systemic insult: Trauma, burn, and sepsis. Shock. 31 (1), 11-20 (2009).
- Wong, V. W., Sorkin, M., Glotzbach, J. P., Longaker, M. T., Gurtner, G. C. Surgical approaches to create murine models of human wound healing. J Biomed Biotechnol. 2011, 969618(2011).
- Abdullahi, A., Amini-Nik, S., Jeschke, M. G. Animal models in burn research. Cell Mol Life Sci. 71 (17), 3241-3255 (2014).
- Katakura, T., Yoshida, T., Kobayashi, M., Herndon, D. N., Suzuki, F. Immunological control of methicillin-resistant Staphylococcus aureus (MRSA) infection in an immunodeficient murine model of thermal injuries. Clin Exp Immunol. 142 (3), 419-425 (2005).
- Dai, T., et al. Animal models of external traumatic wound infections. Virulence. 2 (4), 296-315 (2011).
- Tavares Pereira, D. D. S., Lima-Ribeiro, M. H. M., De Pontes-Filho, N. T., Carneiro-Leão, A. M. D. A., Correia, M. T. D. S. Development of animal model for studying deep second-degree thermal burns. J Biomed Biotechnol. 2012, 460841(2012).
- Gong, Y., et al. Exudate absorbing and antimicrobial hydrogel integrated with multifunctional curcumin-loaded magnesium polyphenol network for facilitating burn wound healing. ACS Nano. 17 (22), 22355-22370 (2023).
- Dahiya, P. Burns as a model of sirs. Front Biosci. 14 (13), 4962-4967 (2009).
- Yergoz, F., et al. Heparin mimetic peptide nanofiber gel promotes regeneration of full-thickness burn injury. Biomaterials. 134, 117-127 (2017).
- Rao, G., et al. Rat burn model to study full-thickness cutaneous thermal burn and infection. J Vis Exp. (186), e64345(2022).
- Yampolsky, M., Bachelet, I., Fuchs, Y. Reproducible strategy for excisional skin-wound-healing studies in mice. Nat Protoc. 19 (1), 184-206 (2024).
- Wang, C., et al. Engineering bioactive self-healing antibacterial exosomes hydrogel for promoting chronic diabetic wound healing and complete skin regeneration. Theranostics. 9 (1), 65-76 (2019).
- Papp, A., et al. The progression of burn depth in experimental burns: A histological and methodological study. Burns. 30 (7), 684-690 (2004).
- Barrett, J. P., et al. An in vitro study into the antimicrobial and cytotoxic effect of Acticoat dressings supplemented with chlorhexidine. Burns. 48 (4), 941-951 (2022).
- Lou, P., et al. Injectable self-assembling peptide nanofiber hydrogel as a bioactive 3D platform to promote chronic wound tissue regeneration. Acta Biomater. 135, 100-112 (2021).
- Gurtner, G. C., Werner, S., Barrandon, Y., Longaker, M. T. Wound repair and regeneration. Nature. 453 (7193), 314-321 (2008).
- Bielefeld, K. A., Amini-Nik, S., Alman, B. A. Cutaneous wound healing: Recruiting developmental pathways for regeneration. Cell Mol Life Sci. 70 (12), 2059-2081 (2013).
- Yildiz, S. C., Demir, C., Ayhanci, A. Examination of the effects of kefir on healing factors in a mice burn model infected with E. coli, S. aureus and P. aeruginosa using qRT-PCR. Burns. 49 (2), 425-431 (2023).
- Wang, Y., et al. Burn injury: Challenges and advances in burn wound healing, infection, pain and scarring. Adv Drug Deliv Rev. 123, 3-17 (2018).
- Chen, Y., et al. Research advances in smart responsive-hydrogel dressings with potential clinical diabetic wound healing properties. Mil Med Res. 10 (1), 37(2023).
- Ito, M., et al. Stem cells in the hair follicle bulge contribute to wound repair but not to homeostasis of the epidermis. Nat Med. 11 (12), 1351-1354 (2005).
- Ito, M., et al. Wnt-dependent de novo hair follicle regeneration in adult mouse skin after wounding. Nature. 447 (7142), 316-320 (2007).
- Chen, K., et al. Pullulan-collagen hydrogel wound dressing promotes dermal remodeling and wound healing compared to commercially available collagen dressings. Wound Repair Regen. 30 (3), 397-408 (2022).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Przedruki i uprawnienia
