Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Rozszerzone obrazowanie na żywo nisz komórek macierzystych linii zarodkowej Drosophila melanogaster

1.4K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/67389

⸱

20 grudnia 2024

 ,  , 
1Centro Andaluz de Biología del Desarrollo, CSIC/Universidad Pablo de Olavide/JA, 2Departamento de Genética, Facultad de Biología, Universidad de Sevilla

W tym artykule

Podsumowanie

Tutaj udostępniamy szczegółowy protokół do wykonywania na żywo obrazowania asymetrycznego podziału komórek macierzystych linii zarodkowej (GSC) w niszy jajnikowej Drosophila. Używamy linii transgenicznej, która wszechobecnie ulega ekspresji fuzji białka zielonej fluorescencji (GFP) białka spektrosomu Par-1.

Streszczenie

Metody obrazowania na żywo pozwalają na szczegółową analizę dynamicznych procesów komórkowych w czasie rzeczywistym. Jajnik Drosophila stanowi doskonały model do badania dynamiki niezliczonych procesów rozwojowych, takich jak podział komórek, łodyga, różnicowanie, migracja, apoptoza, autofagia, adhezja komórkowa itp., w czasie. W ostatnim czasie przeprowadziliśmy rozszerzoną hodowlę ex vivo i obrazowanie na żywo niszy samic Drosophila GSC. Wykorzystując na przykład linię Drosophila zawierającą transgen GFP::P ar-1, metoda ta pozwala na wizualizację asymetrycznego podziału GSC w ich niszy i opis zmian w morfologii spektrosomu wzdłuż cyklu komórkowego. W tym miejscu przedstawiamy szczegółowy protokół hodowli ex vivo Drosophila germaria, umożliwiający przedłużoną wizualizację żeńskiej niszy GSC. Co ważne, protokół ten ma szerokie zastosowanie do obrazowania na żywo GSC z wieloma fluorescencyjnie znakowanymi białkami, które są dostępne w ośrodkach i/lub w społeczności badawczej Drosophila.

Wprowadzenie

Obrazowanie procesów biologicznych na żywo jest kluczowe w uzyskiwaniu bezpośrednich dowodów eksperymentalnych. Połączenie zaawansowanej mikroskopii konfokalnej i optymalizacji metodologii pozwala na eksplorację wielu zdarzeń biologicznych z dużą precyzją. Optymalizacja etapów protokołów, takich jak manipulacja i sekcja tkanek, przygotowanie i konserwacja próbek oraz ustawienia pozyskiwania mikroskopii, ma kluczowe znaczenie dla maksymalizacji wiarygodności i odporności uzyskanych wyników. W tym miejscu przedstawiamy protokół monitorowania próbek do rozszerzonego obrazowania, który jest szczególnie skoncentrowany na jajnikach Drosophila melanogaster. Jajnik Drosophila melanogaster jest doskonałym systemem modelowym do analizy szerokiego zakresu procesów rozwojowych. Ten narząd rozrodczy muszki owocowej Drosophila melanogaster zawiera między innymi bardzo dobrze zdefiniowaną niszę dorosłych komórek macierzystych. Ta nisza GSC podtrzymuje rozwój gamet żeńskich w wieku dorosłym. Jajniki Drosophila składają się z około 18 jajników, w których w germarium rozwijają się komory jajowe. W końcówce każdego germarium 2-4 GSC są utrzymywane w somatycznej niszy komórkowej utworzonej głównie przez końcowe włókno 8-10 komórek, rozetę 5-8 komórek czapeczki i 2-3 przednie komórki eskortowe (Figura 1A). Ta nisza somatyczna zapewnia GSC niezbędne sygnały i fizyczne wsparcie, aby utrzymać ich macierzystość, kontrolować proliferację i zapobiegać różnicowaniu1,2,3,4,5.

GSC zwykle dzielą się asymetrycznie, aby wytworzyć nową komórkę macierzystą, która utrzymuje kontakt z niszą somatyczną i komórką potomną, cystoblastem (CB), który traci bezpośredni kontakt z komórkami czapeczki somatycznej i różnicuje się. GSC i CB zawierają wysoce dynamiczne i cytoplazmatyczne organelle, spektrosom, którego główną funkcją jest prawidłowa orientacja wrzeciona mitotycznego podczas mitozy6. CB dzieli się 4 razy z niepełną cytokinezą, aby wytworzyć torbiele 16-komórkowe, w których jedna z komórek linii rozrodczej określa się w oocycie, a pozostałe 15 komórek staje się komórkami pielęgniarskimi. Spektrosom CB rozrasta się w rozgałęzioną strukturę zwaną dymem, która łączy 16-komórkowe połączone ze sobą komórki linii rozrodczej. Spektrosom jest wzbogacony w małe pęcherzyki i białka szkieletowe, takie jak kinaza serynowo-treoninowa Par-1 i składnik błonowy Hu-li tai shao (Hts)7. Podczas cyklu komórkowego GSC spektrosom rośnie przez dodanie nowego materiału i zmienia swój kształt, co pozwala na identyfikację faz G1, S, G2 i M (Rysunek 1B)8,9.

Niedawno wdrożyliśmy metodę hodowli ex vivo germarium Drosophila, która pozwala na obrazowanie żywych GSC przez okres do 16 godzin. Ponieważ komórki te dzielą się średnio raz na 15,5 godziny8, metoda ta pozwala na filmowanie dużych fragmentów cyklu komórkowego GSC. Tak więc, w połączeniu z innymi narzędziami, nasza metoda hodowli pozwoliła na opisanie morfologii spektrosomów podczas cyklu komórkowego GSC oraz analizę czasu trwania różnych faz cyklu komórkowego in vivo8 (Rysunek 1C). W tym miejscu przedstawiamy szczegółowy protokół tej rozszerzonej metody obrazowania na żywo, poparty filmem instruktażowym krok po kroku, który opisuje metodologię (Rysunek 2).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

UWAGA: Krok 1.4 musi być wykonany co najmniej 2 dni wcześniej. Kroki 2.1 i 2.2 można wykonać 1 dzień wcześniej.

1. Konfiguracja przedeksperymentalna I

  1. Przygotować 100 μl porcji mieszaniny antybiotyków streptomycyny i penicyliny (10 000 j./ml penicyliny i 10 mg/ml streptomycyny) i przechowywać w temperaturze -20 °C do momentu użycia.
  2. Przygotować 15 ml następujących roztworów przy użyciu autoklawowanej czystej wody, przechowywać je w temperaturze 4 °C i zużyć w ciągu miesiąca: Wodorowęglan sodu (NaHCO3) 0,1 M pH 8,0 i 0,1% Tween 20.
  3. Przygotuj następującą pożywkę hodowlaną i roztwór w okapie z przepływem laminarnym, aby uniknąć zanieczyszczenia. Używaj wysterylizowanych końcówek i rurek filtra.
    1. Przygotować 2 ml porcji nierozcieńczonej płodowej surowicy bydlęcej (FBS) i przechowywać w temperaturze -20 °C do momentu użycia w warunkach aseptycznych.
    2. Przygotuj pożywkę Schneider's Drosophila uzupełnioną mieszanką antybiotyków 15% FBS i 0,6% streptomycyny i penicyliny. Przygotować 7 ml porcji i przechowywać w temperaturze 4 °C. Jedna porcja wystarcza na dwie płytki MatTek (patrz punkt 2).
      1. Przygotować roztwór Ringera (128 mM NaCl, 2 mM KCl, 1,8 mM CaCl2, 4 mM MgCl2, 35,5 mM Sacharozy, 5 mM Hepes w autoklawowanej czystej wodzie; pH 6,9). Przygotować 1 ml porcji i przechowywać w temperaturze -20 °C do momentu użycia.
  4. Zbierz 1-2 jednodniowe muchy wyrażające konstytutywnie i wszechobecnie białko Par-1 połączone z linią GFP (linia poli Ubiquitin-mGFP6::p ar-1) do nowej probówki z pokarmem dla much uzupełnionym proszkiem drożdżowym. Hodować je przez 2 dni w temperaturze 25 °C w inkubatorze przed rozbieraniem.
    UWAGA: Ten krok można wykonać z dowolnym interesującym Cię reporterem oznaczonym fluorescencyjnie.

2. Powlekanie i przygotowanie płyty szklanej

  1. Umieść 3 μl kropli specjalnego kleju Cell-Tak (zwanego dalej klejem komórkowym i tkankowym) na środku szkiełka nakrywkowego 35-milimetrowej płytki pokrytej poli-D-lizyną (naczynie ze szklanym dnem, patrz Tabela materiałów) bez ręcznego rozprowadzania. Używaj sterylnych końcówek.
    UWAGA: Klej do komórek i tkanek należy przechowywać w temperaturze 4 °C. W przypadku eksperymentów z dwoma chorobami genetycznymi (zazwyczaj kontrolnymi i zmutowanymi), umieść dwie pojedyncze, dobrze oddzielone krople kleju w tej samej szklanej płytce dolnej. Zapewni to, że oba tła genetyczne zostaną zobrazowane w tych samych warunkach.
  2. Natychmiast po tym należy ostrożnie dodać równą objętość (3 μl w tym układzie protokołu) 0,1 M NaHCO3 pH 8,0 do 3 μl kleju kropli zgodnie z zaleceniami producenta i wymieszać pipetując.
  3. W celu całkowitego odparowania należy inkubować płytkę w temperaturze pokojowej (RT) przez 20 minut, a następnie przechowywać w temperaturze 4 °C przez noc do użycia następnego dnia. Alternatywnie, inkubować przygotowaną płytkę w temperaturze 37 °C przez 25 minut, aż do całkowitego odparowania i przejść bezpośrednio do następnego etapu. W obu przypadkach należy utrzymać płytę wraz z jej pokrywą. Używaj sterylnych końcówek.
  4. Pozwól, aby przygotowane naczynie ze szklanym dnem osiągnęło RT, umieszczając je na stole na 15-20 minut przed użyciem.
  5. Dokładnie umyj 3 razy przygotowaną płytę. Unikaj dotykania i naruszania warstwy kleju. W każdym praniu dodaj 6 μl autoklawizowanej czystej wody, a następnie usuń wodę za pomocą czystej końcówki dla każdego z trzech płukań, aby usunąć pozostałości roztworu NaHCO3.
  6. Pozwól na całkowite odparowanie wody, umieszczając czystą i przygotowaną płytkę w temperaturze pokojowej podczas preparowania przez 5-10 minut pod przykryciem, aby uniknąć cząstek kurzu.

3. Rozwarstwienie jajnika Drosophila oraz izolacja i montaż jajnika

UWAGA: Sekcja jajnika jest przeprowadzana w roztworze Ringera (zamiast w pożywce Schneidera) bez FBS, aby zapobiec obecności białek, które mogłyby przeszkadzać w przywieraniu tkanki próbki do kleju.

  1. Przed rozpoczęciem wyczyść trzydołkowe naczynie preparacyjne, kleszcze i igły do rozwarstwiania 70% etanolem.
  2. Dodać odpowiednią objętość (~200 μl) roztworu Ringera do każdej z trzech studzienek.
  3. Wypreparuj jajniki 5 samic karmionych drożdżami w 200 μl roztworu Ringera w pierwszej studzience za pomocą dwóch par kleszczy zgodnie ze standardowymi procedurami10,11. Chwyć samicę Drosophila na skrzyżowaniu klatki piersiowej i brzucha jednym z kleszczy. Następnie delikatnie oderwij naskórek w tylnej części brzucha i pociągnij naskórek brzucha, aż oba jajniki zostaną odsłonięte.
  4. Przenieś wypreparowane jajniki do drugiej studzienki, aby zmniejszyć zanieczyszczenie resztkami innych tkanek lub resztkami powstałymi w wyniku sekcji.
  5. Usuń osłonkę mięśniową 15-20 jajników za pomocą mikroskopu stereoskopowego (zoom 8X-13,5X) z oświetleniem diodą elektroluminescencyjną (LED) i precyzyjnymi kleszczami. Użyj jednej pary kleszczy, aby zakotwiczyć całe ciało jajnika, a drugiej użyj drugiej, aby płynnie chwycić komorę jajową w późnym stadium i delikatnie rozciągnąć, aż mięsień pęknie i pozostanie w tyle.
    UWAGA: Istotne jest, aby uniknąć uszkodzenia zarodków tylko poprzez zmniejszenie kontaktu z tą częścią jajników. Usuń komory jaj starsze niż etapy 8-9.
  6. Przenieś kolejno 15-20 jajników wolnych od osłonek mięśniowych za pomocą kleszczy do trzeciego dołka zawierającego 200 μl pożywki Ringera.
  7. Wstępnie zwilż końcówkę o pojemności 20-200 μl z 0,1% Tween 20 przez pipetowanie. Zapobiega to przyleganiu jajników do plastikowych ścianek końcówki.
  8. Przenieść 6 μl roztworu Ringera zawierającego jajniki wolne od osłonek mięśniowych za pomocą wstępnie zwilżonej końcówki na przygotowaną płytkę adhezyjną (utrzymywaną w temperaturze RT).
    UWAGA: Unikaj wszelkiego kontaktu końcówki z warstwą kleju, aby zapobiec oderwaniu się kiełków po osadzeniu jajnika (następny krok). Około 30% german nie przylega zgodnie z oczekiwaniami.
  9. Aby upewnić się, że przeniesione jajniki przylegają do powierzchni kleju, ostrożnie dociśnij je do dna kropli Ringera, aż zetkną się z powierzchnią kleju za pomocą igły do wypreparowania lub kleszczy.
    UWAGA: Nie próbuj przestawiać jajników, gdy już się usiądą.
  10. Ostrożnie napełnij płytkę MatTek 3 ml pożywki Schneidera uzupełnionej 15% FBS i 0,6% mieszaniną antybiotyków streptomycyny/penicyliny (krok 1.3). Aby zapobiec odklejaniu się jajników, należy powoli dodawać po 1 ml wokół zewnętrznej krawędzi płytki.
  11. Przetransportować płytkę zawierającą jajniki wolne od osłonek mięśniowych na płaskiej powierzchni do stacji mikroskopowej.

4. Obrazowanie na żywo za pomocą mikroskopu konfokalnego

  1. Umieść płytkę na obiektywie 63x mikroskopu z wirującym dyskiem lub mikroskopu konfokalnego (można użyć podobnego sprzętu) i ustaw ostrość próbki. Wybierz środkową płaszczyznę z dla każdego germarium.
  2. Skonfiguruj następujące parametry eksperymentalne: typ przechwytywania: poklatkowy 3D, dostosuj moc lasera 70/100, długość fali wzbudzenia: 488 nm, zasięg stosu z: 30 μm i odległość między stosami Z: 1,2 μm, czas trwania: 17 godzin, odstęp między punktami czasowymi: co 10 minut.
  3. Jeśli to możliwe, korzystając z opcji wielopozycyjnej, ponownie zdefiniuj współrzędne XY próbek i wybierz płaszczyznę Z w środku każdego germarium, ponieważ stosy z zostaną wyśrodkowane w tej pozycji. Rozpocznij pobieranie.
    UWAGA: Ponieważ normalna szerokość germarium wynosi 30 μm, każdy stos Z będzie miał ~25-27 sekcji. W zależności od konfokalu w odstępach 10-minutowych można zobrazować co najmniej 25 germarii. Zwykle używane są obiektywy 40x/1,30 NA lub 63x/1,40 NA z korekcją planapo.
  4. Analizuj obrazy w czasie i osi Z, aby zobrazować określone zmiany w morfologii spektrosomu za pomocą oprogramowania Imaris lub ImageJ (Fiji)12,13. Wyświetlane są konkretne czasy ich obserwacji (Rysunek 1B'). Aby zamontować filmy, ręcznie wybierz najlepszą płaszczyznę Z w każdym punkcie czasowym.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Dzięki temu rozszerzonemu protokołowi obrazowania na żywo możemy rejestrować asymetryczną mitozę żeńskich GSC w ich niszy bez widocznych zakłóceń biologicznych. W tym celu wykorzystujemy germaria wykazujące powszechną ekspresję białka GFP::Par-1, które pozwala rozróżnić pięć odrębnych morfologii spektrosomów w cyklu komórkowym GSC: okrągłą (Round), korkową (Plug), pręcikową (Bar), zlewającą się (Fusing) oraz w kształcie wykrzyknika (Exclamation point) (Ryc. 1B,C). W bardziej...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Tutaj przedstawiamy protokół monitorowania niszy GSC Drosophila melanogaster przez dłuższy czas, do 16 godzin. Większość protokołów filmowania procesów biologicznych Drosophila ex vivo koncentruje się na krótszych oknach czasowych, a wiele przykładów można znaleźć dla wyimaginowanych krążków skrzydeł 15,16,17, gonad zarodków 18,19 lub jajników ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy oświadczają, że nie mają konkurencyjnych interesów finansowych.

Podziękowania

Dziękujemy Acaimo González Reyes i Maríi Olmedo López za pomocne komentarze do manuskryptu. Badanie to było wspierane przez PID2021-125480NB-I00 (H. S-G), "Ayudas a la contratación de personal Investigador Doctor" z Junta de Andalucía (J. G-M), "Ayuda a proyectos de investigación precompetitivos" z VI i VII PPIT-Sevilla University (P. R-R) oraz "Contrato de Acceso de I+D+i" z VI PPIT-Seville University (P. R-R). Składamy podziękowania firmie Company of Biologists Ltd za uprzejme udzielenie praw do udostępniania zdjęć zaadaptowanych z oryginalnej publikacji (doi:10.1242/DEV.199716).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
9-dołkowa szklana płytaCorning 7220-85n/a
Chlorek wapnia dwuwodnySigma AldrichC3881CaCl2· 2H2O; Aby przygotować roztwór Ringera
Cell-TakCorning 354240Klej do komórek i tkanek Służy do mocowania komórek lub skrawków tkanek do wielu rodzajów powierzchni, w tym plastiku, szkła, metalu, polimeru FEP i materiałów biologicznych.
Kleszcze Dumont #5 Kleszcze Finescience11252-20n/a
Dumont #55 Finescience11255-20Wymiary 0,05 mm x 0,02 mm i długość 11 cm
Surowica bydlęcapłodu Gibco10500-064Kwalifikowany, inaktywowany termicznie, zatwierdzony przez UE, pochodzenie z Ameryki Południowej 
Naczynia ze szklanym dnemMatTekP35GC-1.5-10-CTalerz 35 mm, nr 1.5 Szkiełko nakrywkowe, średnica szkła 10 mm,  Poli-D-lizyna
powlekana HEPESSigma AldrichH4034Do przygotowania roztworu Ringera
Chlorek magnezu Sigma AldrichM1028MgCl2; Aby przygotować roztwór Ringera
Uchwyt na igłęRoboz RS-6061Lekki, pusty uchwyt ze stali nierdzewnej; 4 3/4" długości.
Lornetka Nikon SMZ18 Nikonhttps://www.microscope.
healthcare.nikon.com/products/stereomicroscopes-macroscopes/smz25-smz18
Penicylina-StreptomycynaThermo Fisher Scientific1514012210 000 U/ml
Chlorek potasuSigma AldrichP3911KCl; Aby przygotować roztwór Ringera
Schneider's Drosophila MediumBiowest L0207Pożywka komórkowa do hodowli komórek owadów
Wodorowęglan soduSigma AldrichS8875 NaHCO3; ≥ 99,5%, proszek
Chlorek soduSigma AldrichS9888NaCl; Aby przygotować roztwór Ringera,
sacharozaSigma AldrichS9378≥ 99,5% (GC); Aby przygotować roztwór Ringera
Igła do rozwarstwiania wolframuRoboz RS-60640,25 mm, Ultra Fine, końcówka 1 mikrona (Pk 10)
Tween 20Sigma AldrichP9416do biologii molekularnej, lepka ciecz
Drożdże w proszkuSigma Aldrich51475n/a

Bibliografia

  1. Li, L., Xie, T. Stem cell niche: structure and function. Annu Rev Cell Dev Biol. 21, 605-631 (2005).
  2. Drummond-Barbosa, D. Local and physiological control of germline stem cell lineages in Drosophila melanogaster. Genetics. 213 (1), e234(2019).
  3. Eliazer, S., Buszczak, M. Finding a niche: studies from the Drosophila ovary. Stem Cell Res Ther. 2 (6), 45(2011).
  4. Rojas-Ríos, P., Guerrero, I., González-Reyes, A. Cytoneme-mediated delivery of Hedgehog regulates the expression of bone morphogenetic proteins to maintain germline stem cells in Drosophila. PLoS Biol. 10 (4), e1001298(2012).
  5. Rojas-Ríos, P., González-Reyes, A. Concise review: the plasticity of stem cell niches: a general property behind tissue homeostasis and repair. Stem Cells. 32 (4), 852-859 (2014).
  6. Deng, W., Lin, H. Spectrosomes and fusomes anchor mitotic spindles during asymmetric germ cell divisions and facilitate the formation of a polarized microtubule array for oocyte specification in Drosophila. Dev Biol. 189 (1), 79-94 (1997).
  7. Huynh, J. R., Shulman, J. M., Benton, R., St Johnston, D. PAR-1 is required for the maintenance of oocyte fate in Drosophila. Development. 128 (7), 1201-1210 (2001).
  8. Villa-Fombuena, G., Lobo-Pecellín, M., Marín-Menguiano, M., Rojas-Ríos, P., González-Reyes, A. Live imaging of the Drosophila ovarian niche shows spectrosome and centrosome dynamics during asymmetric germline stem cell division. Development (Cambridge). 148 (18), dev199716(2021).
  9. De Cuevas, M., Spradling, A. C. Morphogenesis of the Drosophila fusome and its implications for oocyte specification. Development. 125 (15), 2781-2789 (1998).
  10. Wong Li, C., Schedl, P. Dissection of Drosophila ovaries. J Vis Exp. (1), 52(2006).
  11. Merkle, J. A. Dissection, fixation, and standard staining of adult Drosophila ovaries. Methods Mol Biol. 2626, 49-68 (2023).
  12. Thévenaz, P., Ruttimann, U. E., Unser, M. A pyramid approach to subpixel registration based on intensity. IEEE Trans Image Process. 7 (1), 27-41 (1998).
  13. Miura, K. Bleach correction ImageJ plugin for compensating the photobleaching of time-lapse sequences. F1000Res. 9, 95(2020).
  14. Duan, T., Cupp, R., Geyer, P. K. Drosophila female germline stem cells undergo mitosis without nuclear breakdown. Curr Biol. 31 (7), 1602-1610 (2021).
  15. Aldaz, S., Escudero, L. M., Freeman, M. Live imaging of Drosophila imaginal disc development. Proc Natl Acad Sci U S A. 107 (32), 14217-14222 (2010).
  16. Dye, N. A. Cultivation and live imaging of Drosophila imaginal discs. Methods Mol Biol. 2540, 275-285 (2022).
  17. Sohr, A., Du, L., Roy, S. Ex vivo Drosophila wing imaginal disc culture and furin inhibitor assay. Bio Protoc. 9 (16), e3336(2019).
  18. Anllo, L., Plasschaert, L. W., Sui, J., DiNardo, S. Live imaging reveals hub cell assembly and compaction dynamics during morphogenesis of the Drosophila testis niche. Dev Biol. 446 (1), 25-34 (2019).
  19. Gärthner, S. M. K., Rathke, C., Renkawitz-Pohl, R., Awe, S. Ex vivo culture of Drosophila pupal testis and single male germ-line cysts: dissection, imaging, and pharmacological treatment. J Vis Exp. 91, e51868(2014).
  20. Wilcockson, S. G., Ashe, H. L. Drosophila ovarian germline stem cell cytocensor projections dynamically receive and attenuate BMP signaling. Dev Cell. 50 (3), 296-310 (2019).
  21. Jackson, J. A., Imran Alsous, J., Martin, A. C. Live imaging of nurse cell behavior in late stages of Drosophila oogenesis. Methods Mol Biol. 2626, 191-206 (2023).
  22. Díaz de la Loza, M. C., Díaz-Torres, A., Zurita, F., et al. Laminin levels regulate tissue migration and anterior-posterior polarity during egg morphogenesis in Drosophila. Cell Rep. 20 (1), 121-133 (2017).
  23. Christophorou, N., Rubin, T., Bonnet, I., Piolot, T., Arnaud, M., Huynh, J. R. Microtubule-driven nuclear rotations promote meiotic chromosome dynamics. Nat Cell Biol. 17 (11), 1388-1398 (2015).
  24. Bers, D. M. Cardiac excitation-contraction coupling. Nature. 415 (6868), 198-205 (2002).
  25. Morris, L. X., Spradling, A. C. Long-term live imaging provides new insight into stem cell regulation and germline-soma coordination in the Drosophila ovary. Development. 138 (11), 2207-2215 (2011).
  26. Zielke, N., Korzelius, J., van Straaten, M., et al. Fly-FUCCI: a versatile tool for studying cell proliferation in complex tissues. Cell Rep. 7 (2), 588-598 (2014).
  27. Hinnant, T. D., Alvarez, A. A., Ables, E. T. Temporal remodeling of the cell cycle accompanies differentiation in the Drosophila germline. Dev Biol. 429 (1), 118-131 (2017).
  28. Hsu, H. J., LaFever, L., Drummond-Barbosa, D. Diet controls normal and tumorous germline stem cells via insulin-dependent and -independent mechanisms in Drosophila. Dev Biol. 313 (2), 700-712 (2008).
  29. Andersen, D., Horne-Badovinac, S. Influence of ovarian muscle contraction and oocyte growth on egg chamber elongation in Drosophila. Development (Cambridge). 143 (8), 1375-1382 (2016).
  30. Hudson, A. M., Petrella, L. N., Tanaka, A. J., Cooley, L. Mononuclear muscle cells in Drosophila ovaries revealed by GFP protein traps. Dev Biol. 314 (2), 360-372 (2008).
  31. Ables, E. T., Drummond-Barbosa, D. Cyclin E controls Drosophila female germline stem cell maintenance independently of its role in proliferation by modulating responsiveness to niche signals. Development (Cambridge). 140, 4267-4276 (2013).
  32. Lin, H., Spradling, A. C. Germline stem cell division and egg chamber development in transplanted Drosophila germaria. Dev Biol. 159 (1), 140-152 (1993).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Linia zarodkowa Drosophilanisza komórek macierzystychhodowla ex vivokomórki macierzyste linii zarodkowejpodział asymetrycznydynamika spektrosomówmikroskopia konfokalnaznakowanie białkami fluorescencyjnymianaliza cyklu komórkowego
Rozszerzone obrazowanie na żywo nisz komórek macierzystych linii zarodkowej Drosophila melanogaster
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.