Ten protokół opisuje unikalną metodę konstruowania ortotopowego modelu powierzchownego raka pęcherza moczowego.
Artykuł metodologiczny
Ustalenie mysiego modelu powierzchownego raka pęcherza moczowego za pomocą techniki dopęcherzowego podawania komórek
W tym artykule
Podsumowanie
Streszczenie
To badanie przedstawia innowacyjną metodę tworzenia ortotopowego modelu guza mysiego pęcherza moczowego o wysokiej skuteczności i precyzyjnej lokalizacji guza. Po znieczuleniu samic myszy C57BL/6J w pozycji leżącej, do pęcherza wprowadza się igłę dożylną o sile 24 G w celu usunięcia jej zawartości. Następnie przez cewnik wprowadza się igłę dozującą o wadze 34 G, obraca się ją pięć razy, aby spowodować ogniskowe uszkodzenie błony śluzowej kopuły pęcherza moczowego, a następnie usuwa. Zawiesina komórek MB49 jest zasysana i podłączana do igły dozującej 30 G, która jest wprowadzana do pęcherza moczowego za pośrednictwem cewnika. Komórki nowotworowe są wstrzykiwane podśluzówkowo do pęcherza moczowego pod ciśnieniem. Ta technika powoduje minimalny uraz myszy, wysoki wskaźnik wchłaniania guza i stałą lokalizację guza. Charakteryzuje się prostotą i doskonałą powtarzalnością. Model ten stanowi idealną platformę eksperymentalną do opracowywania dopęcherzowych terapii raka pęcherza moczowego, ułatwiając postęp i optymalizację strategii leczenia tego nowotworu.
Wprowadzenie
Rak pęcherza moczowego stanowi znaczące globalne obciążenie zdrowotne, z zauważalnymi różnicami w występowaniu i rokowaniach w zależności od płci. Ten nowotwór złośliwy charakteryzuje się odrębnymi podtypami molekularnymi, z których każdy jest związany z różnymi szlakami patogennymi. Cechy molekularne i patologiczne różnią się znacznie między nieinwazyjnym rakiem pęcherza moczowego (NMIBC) a inwazyjnym rakiem pęcherza moczowego (MIBC)1,2. NMIBC stanowi około 75% przypadków, w tym guzy pochodzenia nabłonkowego przejściowego, które pozostają zlokalizowane bez przerzutów lub rozprzestrzeniania się. I odwrotnie, MIBC charakteryzuje się infiltracją komórek rakowych do warstwy mięśniowej pęcherza moczowego, czemu towarzyszy wysokie ryzyko rozsiewu, co często wymaga cystektomii w praktyce klinicznej3.
W badaniach przedklinicznych modele, które dokładnie reprezentują powierzchowne stadium choroby, są niezbędne do oceny terapii lekowych. Opracowanie modelu powierzchownego raka pęcherza moczowego in situ ma zatem ogromne znaczenie, służąc jako kluczowe narzędzie badawcze dla rozwoju leków klinicznych i innowacyjnych terapii wkraplania.
Rozwój mysich modeli ortotopowego raka pęcherza moczowego tradycyjnie napotykał wyzwania. Modele indukowane chemicznie często zaczynają się jako powierzchowne guzy, ale mogą ewoluować w formy inwazyjne, ze zmiennością, która ogranicza ich użyteczność w eksperymentach na dużą skalę4. Tradycyjne modele implantacji ortotopowej, które polegają na wstrzykiwaniu komórek nowotworowych przez ścianę pęcherza moczowego5, mają trudności z wiernym odtworzeniem powierzchownego raka pęcherza moczowego. Alternatywne metody, w tym uszkodzenie błony śluzowej połączone z wkropleniem komórek nowotworowych6,7,8,9,10, zostały podjęte, ale są ograniczone przez wysokie wskaźniki śmiertelności i niskie wskaźniki przyjmowania nowotworów, co utrudnia ich szersze zastosowanie.
To badanie ma na celu opracowanie nowej metody konstruowania modelu powierzchownego raka pęcherza moczowego, który wykazuje większą stabilność, niższą śmiertelność i stałe umiejscowienie guza w porównaniu do istniejących modeli. Uzyskując bardziej precyzyjne odwzorowanie choroby we wczesnych stadiach, obecny model może poprawić rygorystyczną ocenę interwencji profilaktycznych i terapeutycznych, przyspieszając w ten sposób leczenie raka pęcherza moczowego.
Protokół
Wszystkie protokoły i procedury eksperymentalne na zwierzętach zostały zatwierdzone przez Komitet ds. Oceny Etycznej ds. Eksperymentów na Zwierzętach Uniwersytetu Medycznego w Tianjin, Tianjin, Chiny (numer zatwierdzenia SYXK: 2020-0010). Do tego badania wykorzystano sześcio- do ośmiotygodniowych samic myszy C57BL/6J. Zwierzęta były trzymane w kontrolowanych warunkach środowiskowych, w tym w 12-godzinnym cyklu jasnym i ciemnym, temperaturach w zakresie 21-25 °C, regulowanym poziomie wilgotności w zakresie 30%-70% oraz nieograniczonym dostępie do pożywienia i wody, chyba że określono inaczej. Szczegółowe informacje na temat stosowanych odczynników i sprzętu są wymienione w Tabeli Materiałów.
1. Przygotowanie komórek
- Hodowla linii komórkowej raka pęcherza moczowego MB49 w kompletnym zmodyfikowanym pożywce Dulbecco's Modified Eagle Medium (DMEM), uzupełnionej 10% płodową surowicą bydlęcą (FBS) w celu wsparcia optymalnego wzrostu.
- Utrzymywać hodowle komórkowe w normalnych warunkach w temperaturze 37 °C w wilgotnym inkubatorze z 5% CO2 . Odświeżaj pożywkę co 2-3 dni, aby zapewnić zdrowie i żywotność komórek.
- Zbierz komórki, stosując standaryzowaną procedurę trawienia trypsyny. Delikatnie odpipetować w celu usunięcia komórek z kolby hodowlanej po zastosowaniu trypsyny i inkubacji przez krótki okres.
- Policz pobrane komórki za pomocą hemocytometru, aby określić dokładną gęstość komórek. Przygotować zawiesinę jednokomórkową przez ponowne zawieszenie komórek do 2 x 103/μl w roztworze soli fizjologicznej buforowanej fosforanami (PBS). Utrzymuj tę zawiesinę na lodzie, aby utrzymać żywotność komórek.
2. Przygotowanie zwierząt
- Myszy są trzymane w grupach (5 myszy w klatce) w indywidualnie wentylowanych klatkach z poliwęglanu.
- Pozwól myszom zaaklimatyzować się przez 7 dni przed rozpoczęciem badania.
3. Generowanie modelu guza ortotopowego u zwierząt
- Podaj znieczulenie myszom poprzez wstrzyknięcie dootrzewnowe przy użyciu 2,5% roztworu Avertin (zgodnie z instytucjonalnie zatwierdzonymi protokołami).
- Poczekaj, aż myszy osiągną odpowiedni poziom znieczulenia do zabiegu, na co wskazuje spadek częstości oddechów wraz ze wzrostem głębokości, brak odruchów powiek i rogówki, zmniejszone napięcie mięśniowe i reakcje odruchowe oraz brak reakcji na uszczypnięcie ogona.
- Ustaw znieczuloną mysz w pozycji leżącej, aby ułatwić zabieg.
- Do zabiegu cewnikowania cewki moczowej należy użyć cewnika dożylnego 24 G z usuniętym sztyftem igłowym. Nałóż wystarczającą ilość smaru na cewnik, aby zminimalizować dyskomfort i ułatwić płynne wprowadzanie.
- Zidentyfikuj cewkę moczową, znajdującą się bezpośrednio za fałdami sromu i przed pochwą, utrzymując mysz w pozycji leżącej.
- Rozpocznij cewnikowanie, zbliżając się do cewki moczowej pod kątem 45 stopni, aby przejść pod kością łonową. Dostosuj do bardziej płytkiego kąta, aby poprowadzić cewnik przez cewkę moczową i do pęcherza.
- Unikaj stosowania nadmiernej siły przeciwko oporowi, ponieważ może to prowadzić do perforacji cewki moczowej lub pęcherza moczowego. Potwierdź położenie cewnika w świetle pęcherza, sprawdzając, czy w cewniku nie ma moczu.
- Delikatnie uciskaj dolną część brzucha myszy, aby ułatwić odpływ moczu z pęcherza. Upewnij się, że pęcherz jest całkowicie opróżniony, aby przygotować się do kolejnych etapów zabiegu.
- Delikatnie popchnąć cewnik dożylny 24 G w kierunku górnej części pęcherza moczowego. Upewnij się, że końcówka cewnika styka się z wierzchołkiem pęcherza.
- Po potwierdzeniu kontaktu zwolnij cewnik, pozwalając mu się lekko cofnąć. Utrzymuj cewnik w stałej pozycji względem myszy, aby zapewnić stabilność i zapobiec przemieszczeniu.
- Wprowadzić zmodyfikowaną igłę dozującą 34 G wzdłuż cewnika 24 G. Przesuwać igłę, aż dotrze do górnej części pęcherza.
- Po ustawieniu obróć igłę sześć razy, aby utworzyć miejscowe uszkodzenie błony śluzowej na wierzchołku pęcherza. Po zakończeniu obrotu ostrożnie wycofaj igłę wzdłuż cewnika.
- Podłączyć igłę dozującą 30 G do górnej części strzykawki o pojemności 1 ml. Upewnić się, że igła jest bezpiecznie połączona ze strzykawką.
- Po podłączeniu należy pobrać do strzykawki wstępnie przygotowaną zawiesinę komórek MB49 o pojemności 2 x 10³/μl, delikatnie odciągając tłok. Sprawdzić, czy zawiesina komórek jest zasysana do strzykawki bez pęcherzyków powietrza.
- Wprowadzić igłę dozującą 30 G wzdłuż cewnika 24 G. Upewnij się, że igła jest prawidłowo wyrównana i zabezpieczona w cewniku.
- Po umieszczeniu w pozycji należy nacisnąć tłok strzykawki o pojemności 1 ml w celu wstrzyknięcia zawartości (przygotowanej w kroku 1). Utrzymuj stały nacisk na tłok przez 60 sekund, aby upewnić się, że zawartość jest dostarczana bez znacznego zmniejszania objętości.
- Po upływie 60 s ostrożnie wyjąć strzykawkę i igłę dozującą 30 G z cewnika.
4. Monitorowanie pooperacyjne
- Umieść znieczuloną mysz w pozycji leżącej na poduszce grzewczej, aż powróci odruch prostowania.
- Upewnij się, że zwierzę nie jest pozostawione bez opieki, dopóki nie odzyska wystarczającej przytomności.
- Nie należy zwracać zwierzęcia do towarzystwa innych zwierząt, dopóki w pełni nie wyzdrowieje.
Wyniki
Skuteczność wstrzyknięć podśluzówkowych oceniono początkowo poprzez podanie błękitu trypanowego. Po wstrzyknięciu wyraźnie zwizualizowano rozprzestrzenianie się barwnika w warstwie podśluzowej, co potwierdziło precyzyjne i kontrolowane dostarczanie wstrzykiwanych substancji (Rysunek 1).
Proces rozwoju guza był skrupulatnie monitorowany. Około 14 dni po implantacji zaobserwowano znaczną częstotliwość występowania krwiomoczu, co jest krytycznym objawem wskazującym na nowotwór pęcherza moczowego. Stwierdzono, że guzy są trwale osadzone w warstwie podśluzowej pęcherza. Wczesny wzorzec wzrostu tych guzów charakteryzował się ekspansywnym, nieinwazyjnym rozrostem, co jest zgodne z klasyfikacją NMIBC. Badanie histologiczne potwierdziło brak naciekania mięśniowego, przy czym guzy były ograniczone do warstwy podśluzowej, co odpowiada kryteriom NMIBC (Rysunek 2).
Obserwacje makroskopowe dodatkowo potwierdziły proces tworzenia się guzów. Guzy były wyraźnie widoczne i wykazywały wzrost brodawkowaty o zróżnicowanych rozmiarach i kształtach (Rysunek 3). Ponadto guzy rosły stosunkowo powoli, co zapewniło wystarczającą ilość czasu na przeprowadzenie badań w ramach eksperymentu (Rysunek 4).
W niniejszym badaniu, w celu weryfikacji lokalizacji guza oraz wykluczenia zasiewu do cewki moczowej, zastosowano implantację komórek MB49-luc, po której wykonano obrazowanie zwierząt laboratoryjnych. Rysunek 5 przedstawia obrazy bioluminescencyjne in vivo wykonane 35 dni po wstrzyknięciu komórek nowotworowych, co wyraźnie pokazuje, że guz znajduje się w pęcherzu i nie ma dowodów na zasiew ektopowy, np. w cewce moczowej.
Tkanka nowotworowa staje się zazwyczaj wykrywalna 14 dni po implantacji. Według naszego doświadczenia u 70% lub więcej myszy występuje krwiomocz do 14. dnia. Procedura ta zazwyczaj nie powoduje śmiertelności. Bez interwencji eutanazja staje się konieczna do 60. dnia. Kryteria eutanazji obejmują letarg, kacheksję, zmierzwione futro, garbienie się, brak reakcji na bodźce lub utratę ≥20% początkowej masy ciała.
Rysunek 1: Skuteczność podania podśluzówkowego z błękitem trypanowym. Demonstracja skuteczności wstrzykiwania podśluzówkowego przy użyciu błękitu trypanowego. Strzałki wskazują miejsca wstrzyknięcia, w których pozostały widoczne ślady błękitu trypanowego nawet po trzykrotnym płukaniu roztworem PBS. Kliknij tutaj, aby zobaczyć powiększoną wersję tego rysunku.
Rysunek 2: Histologiczne potwierdzenie implantacji guza. Histologiczne potwierdzenie implantacji guza w podśluzówce przy użyciu barwienia H&E. Pasek skali: 50 µm. Aby zobaczyć powiększoną wersję tego rysunku, kliknij tutaj.
Rysunek 3: Bezpośrednia wizualizacja guzów pęcherza moczowego. Bezpośrednia wizualizacja guzów pęcherza moczowego, z zaznaczeniem wyraźnej proliferacji naczyniowej u podstawy guza. Pasek skali: 2 mm. Prosimy kliknąć tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.
Rysunek 4: Stan guza w 35. dniu po implantacji. Ocena stanu guza w 35. dniu po implantacji. Ściana pęcherza u podstawy guza wykazuje powiększone i zdezorganizowane naczynia krwionośne, którym towarzyszy szeroka podstawa guza. Pasek skali: 2 mm. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.
Rysunek 5: In vivo obrazowanie bioluminescencyjne raka pęcherza moczowego. Obrazy bioluminescencyjne in vivo myszy 35 dni po implantacji komórek raka pęcherza moczowego MB49-LUC. Obrazy są zakodowane kolorami w celu przedstawienia intensywności fluorescencji: kolor czerwony oznacza wysoką fluorescencję (wysoka aktywność guza), a niebieski niską fluorescencję (niska aktywność guza). W obszarze pęcherza moczowego wyznaczono obszary zainteresowania (ROI), aby ilościowo ocenić sygnał bioluminescencyjny specyficzny dla guza. Wyniki wykazują, że guzy są zlokalizowane w pęcherzu moczowym, bez dowodów na obecność ognisk ektopicznych, np. w cewce moczowej. Obszary o niskim sygnale mogą wynikać z rozproszonych sygnałów z obszarów o wysokiej intensywności przenikających przez tkankę i niekoniecznie wskazują na obecność komórek nowotworowych. Proszę kliknąć tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.
Rysunek 6: Schemat podania komórek nowotworowych drogą wewnątrz pęcherzową. Schematyczne przedstawienie podania komórek nowotworowych drogą wewnątrz pęcherzową w celu stworzenia ortotopowego modelu powierzchownego raka pęcherza moczowego. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.
Rycina 7: Konfiguracja zmodyfikowanych igieł dozujących. Konfiguracja zmodyfikowanych igieł dozujących wewnątrz cewnika 24 G. (A) Fotografia igły dozującej 34 G wewnątrz cewnika 24 G. (B) Fotografia igły dozującej 30 G wewnątrz cewnika 24 G. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.
Dyskusja
Badania nad rakiem pęcherza moczowego opierają się na modelach zwierzęcych, które są niezbędne zarówno w badaniach podstawowych, jak i stosowanych. Aby lepiej naśladować środowisko wzrostu guza, ortotopowe modele guza pęcherza moczowego zapewniają lepsze podejście w porównaniu z podskórnymi modelami guzów11.
Obecnie ortotopowe modele raka pęcherza moczowego można podzielić na dwa główne typy na dwa główne typy: te wykorzystujące myszy z niedoborem odporności, takie jak modele ksenoprzeszczepów pochodzących od pacjenta (PDX)1 i modele ksenoprzeszczepów pochodzących z linii komórkowych (CDX)5, oraz te wykorzystujące myszy immunokompetentne, takie jak modele wszczepienia syngenicznego12.
Model PDX polega na wszczepieniu tkanek nowotworowych pochodzących od pacjenta myszom z niedoborem odporności, co pozwala na spersonalizowaną ocenę odpowiedzi guza na leki chemioterapeutyczne. Jednak brak nienaruszonego układu odpornościowego u tych myszy stanowi znaczne ograniczenia w badaniu mechanizmów związanych z odpornością. Podobnie model CDX, który wykorzystuje linie komórek nowotworowych pochodzenia ludzkiego, oferuje wysokie tempo powstawania nowotworów, ale również cierpi z powodu braku mikrośrodowiska immunologicznego5.
W kontekście myszy immunokompetentnych podstawowa metoda konstruowania ortotopowych guzów pęcherza moczowego polega na wstrzykiwaniu mysich linii komórkowych MB49 do ściany pęcherza moczowego w celu utworzenia guzów pęcherza in situ 12. Procedura ta wymaga laparotomii i dopęcherzowego wstrzyknięcia komórek nowotworowych, co stanowi wyzwanie, takie jak potencjalny wyciek komórek nowotworowych i zasiew w przewodzie igłowym. W związku z tym trudno jest stworzyć powierzchowne guzy pęcherza moczowego, co utrudnia dokładną replikację progresji ludzkiego raka pęcherza moczowego od etapów nieinwazyjnych do inwazyjnych dla mięśni13.
Aby ustalić powierzchowne ortotopowe guzy pęcherza moczowego, tradycyjne techniki modelowania zazwyczaj obejmują indukowanie uszkodzenia błony śluzowej za pomocą środków takich jak roztwory kwasowo-zasadowe lub elektrokoagulacja, a następnie dopęcherzowe wkraplanie zawiesin komórek nowotworowych, z czasem retencji wynoszącym 2 godziny lub więcej 8,14. Metodyki te mają jednak kilka istotnych ograniczeń. Po pierwsze, nie zapewniają one jednolitości liczby i lokalizacji implantów nowotworowych w pęcherzu moczowym, co pogarsza odtwarzalność modelu. Co więcej, techniki te często powodują poważne uszkodzenie pęcherza moczowego, co prowadzi do wysokiej śmiertelności. Wynikające z tego bliznowacenie pęcherza moczowego i zmniejszona pojemność stanowią istotną przeszkodę dla badań nad nowymi środkami terapeutycznymi, które wymagają wielokrotnego wkraplania dopęcherzowego. To nie tylko podważa wiarygodność wyników eksperymentalnych, ale także budzi obawy etyczne dotyczące dobrostanu zwierząt.
W związku z tym opracowanie modelu zwierzęcego, który może dokładnie symulować powierzchownego ludzkiego raka pęcherza moczowego, zapewniłoby lepszą platformę eksperymentalną do zrozumienia proliferacji i progresji guza. Taki model byłby nieoceniony w badaniach nad nowymi dopęcherzowymi środkami terapeutycznymi i pogłębianiu naszej wiedzy na temat biologii raka pęcherza moczowego.
Badanie to przedstawia metodę implantacji in situ , która wykorzystuje igłę dozującą z końcówką do wstrzykiwania komórek nowotworowych podśluzówkowo pod ciśnieniem (ryc. 6). W badaniu wykorzystano linię komórkową MB49 i samice myszy C57BL/6J do skonstruowania modelu guza in situ .
Podczas budowy tego modelu warstwa ochronna na normalnej powierzchni błony śluzowej pęcherza moczowego stanowi poważne wyzwanie dla bezpośredniego wkraplania komórek nowotworowych, często uniemożliwiając skuteczne tworzenie się guza8. W związku z tym konieczne jest wywołanie miejscowego urazu w kopule pęcherza moczowego za pomocą igły 34 G, aby stworzyć odpowiednią "glebę" do implantacji komórek nowotworowych.
Igły dozujące 34 G i 30 G użyte w tym badaniu uległy częściowym modyfikacjom. Końcówka igły 34 G została zaciśnięta w celu utworzenia lekko nieregularnego końca, co zwiększa jej zdolność do powodowania uszkodzeń błony śluzowej. Punkty połączeń igieł 34 G i 30 G zostały przycięte, aby zapewnić, że odsłonięte części cewnika 24 G wynoszą odpowiednio od 0,3 mm do 0,5 mm (Rysunek 7A) i od 1 mm do 1,5 mm (Rysunek 7B).
Cała ta procedura może zostać zakończona w ciągu 10 minut, eliminując potrzebę laparotomii lub przedłużonego podwiązania cewki moczowej w celu wkraplania dopęcherzowego. Takie podejście ma jednak również ograniczenia. Ze względu na wiele etapów technicznych związanych z tą metodą modelowania - takich jak wprowadzanie cewnika na stałe przez cewkę moczową do pęcherza moczowego i obracanie igły 34 G w celu uzyskania odpowiedniego stopnia uszkodzenia błony śluzowej bez perforacji ściany pęcherza - eksperymentatorzy muszą ćwiczyć, aby zwiększyć wskaźnik powodzenia implantacji guza. Dodatkowo, jeśli nadmierna siła zostanie użyta podczas urazu błony śluzowej lub wstrzyknięcia komórek nowotworowych, może to prowadzić do perforacji pęcherza moczowego lub implantacji guza w warstwie mięśniowej.
Podsumowując, technika ta oferuje znaczące zalety w porównaniu z tradycyjnymi metodami, w tym skrócony czas zabiegu, niższą śmiertelność i lepszą spójność w lokalizacji i wzroście guza, bez konieczności stosowania inwazyjnych procedur lub przedłużonej retencji śródpęcherzowej. Korzyści te sprawiają, że jest to cenne narzędzie w badaniach przedklinicznych mających na celu ocenę nowych środków terapeutycznych w raku pęcherza moczowego.
Oświadczenia
Autorzy oświadczają, że nie mają sprzecznych interesów.
Podziękowania
To badanie było wspierane przez fundusz Tianjin Municipal Health Industry Key Project (grant nr. TJWJ2022XK014), fundusz Projektu Badań Naukowych Komisji Edukacji Miejskiej w Tiencinie (grant nr 2022ZD069), Program Finansowania Talentów Instytutu Urologii w Tianjin (grant nr MYSRC202310), fundusz Projektu Badawczego Medycyny Klinicznej Drugiego Szpitala Uniwersytetu Medycznego w Tiencinie (grant nr 2023LC03), Fundusz Młodzieżowy Drugiego Szpitala Uniwersytetu Medycznego w Tiencinie (grant nr 2022ydey15) oraz Projekt Kultywacji Talentów Oddziału Urologii Drugiego Szpitala Uniwersytetu Medycznego w Tiencinie (grant nr 2023 r. MNRC202313). Sponsorzy odegrali rolę w przygotowaniu, recenzji i zatwierdzeniu manuskryptu.
Materiały
| Nazwa | Firma | Numer katalogowy | Komentarze |
|---|---|---|---|
| Igła dozująca 34 G | Suzhou Haorun Fluid Technology Co., Ltd., Suzhou, Chiny | SGL-362 | |
| Igła dozująca 30 G | Suzhou Haorun Fluid Technology Co., Ltd., Suzhou, Chiny | SGL-362 | |
| Avertin | Sigma-Aldrich LLC | T48402 | |
| Trypan niebieski | Sigma-Aldrich LLC | 302643 |
Bibliografia
- Tran, L., Xiao, J. F., Agarwal, N., Duex, J. E., Theodorescu, D. Advances in bladder cancer biology and therapy. Nat Rev Cancer. 21 (2), 104-121 (2021).
- Dyrskjøt, L., et al. Bladder cancer. Nat Rev Dis Primers. 9 (1), 58(2023).
- Sim, W. J., et al. C-met activation leads to the establishment of a TGFβ-receptor regulatory network in bladder cancer progression. Nat Commun. 10 (1), 4349(2019).
- Overdevest, J. B., et al. CD24 expression is important in male urothelial tumorigenesis and metastasis in mice and is androgen-regulated. Proc Natl Acad Sci U S A. 109 (51), E3588-E3596 (2012).
- Theodorescu, D., Cornil, I., Fernandez, B. J., Kerbel, R. S. Overexpression of normal and mutated forms of HRAS induces orthotopic bladder invasion in a human transitional cell carcinoma. Proc Natl Acad Sci U S A. 87 (22), 9047-9051 (1990).
- Cohen, S. M. Comparative pathology of proliferative lesions of the urinary bladder. Toxicol Pathol. 30 (6), 663-671 (2002).
- Ninalga, C., Loskog, A., Klevenfeldt, M., Essand, M., Tötterman, T. H. Cpg oligonucleotide therapy cures subcutaneous and orthotopic tumors and evokes protective immunity in murine bladder cancer. J Immunother. 28 (1), 20-27 (2005).
- Chade, D. C., et al. Histopathological characterization of a syngeneic orthotopic murine bladder cancer model. Int Braz J Urol. 34 (2), 220-226 (2008).
- Chan, E. S., et al. Optimizing orthotopic bladder tumor implantation in a syngeneic mouse model. J Urol. 182 (6), 2926-2931 (2009).
- Kasman, L., Voelkel-Johnson, C. An orthotopic bladder cancer model for gene delivery studies. J Vis Exp. 82, e50181(2013).
- Puzio-Kuter, A. M., et al. Inactivation of p53 and PTEN promotes invasive bladder cancer. Genes Dev. 23 (6), 675-680 (2009).
- Tu, M. M., et al. Targeting DDR2 enhances tumor response to anti-PD-1 immunotherapy. Sci Adv. 5 (2), eaav2437(2019).
- Li, G., et al. Fluorinated chitosan to enhance transmucosal delivery of sonosensitizer-conjugated catalase for sonodynamic bladder cancer treatment post-intravesical instillation. ACS Nano. 14 (2), 1586-1599 (2020).
- Watanabe, T., et al. An improved intravesical model using human bladder cancer cell lines to optimize gene and other therapies. Cancer Gene Ther. 7 (12), 1575-1580 (2000).
Przedruki i uprawnienia
Ten artykuł został opublikowany
Film wkrótce dostępny