Artykuł metodologiczny

Zwiększenie wydajności i wydajności znakowania radioligandów węgla-11 w badaniach klinicznych z wykorzystaniem metody pętli

2.1K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/67406

⸱

20 grudnia 2024

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Radiology, New York University Grossman School of Medicine

W tym artykule

Podsumowanie

Ten protokół przedstawia szczegółową procedurę przygotowania czterech radioznaczników węgla-11 za pomocą "metody pętlowej" [11C]metylacji. Opisujemy procedurę syntezy [11C]ER-176, z danymi dla trzech dodatkowych radioznaczników: [11C]MRB, [11C]mHED i [11C]PiB. Metoda pętlowa zapewnia wydajną syntezę ze zwiększoną wydajnością radiochemiczną w porównaniu z tradycyjną metylacją naczynia reakcyjnego [11C].

Streszczenie

Udany program obrazowania pozytonowej tomografii emisyjnej z udziałem radioznaczników węgla-11 wymaga szybkich, wydajnych i niezawodnych metod syntezy, wymagających na miejscu grupy cyklotronowej i radiochemicznej, a także personelu klinicznego przeszkolonego do działania w unikalnych ograniczeniach radionuklidu węgla-11. W niniejszym badaniu przeanalizowano zalety i zalety metody "pętlowej" rozpuszczalnika w niewoli, polegającej na znakowaniu radioizotopem czterech znaczników radionuklidem węgla-11, w wyniku czego powstają radioligandy [11C]ER-176, [11C]MRB, [11C]mHED i [11C]PiB.

'Metoda pętli' jest porównywana z tradycyjną metodą metylacji węgla-11 opartą na reaktorze w trakcie syntezy tych samych radioznaczników na identycznej zautomatyzowanej platformie. Ponadto przedstawiono pełny przegląd przygotowań do badań klinicznych radioznacznika [11C]ER-176. Jak wykazano na przykładzie produkcji [11C]ER-176, metoda "pętli" heterogenicznej alkilacji z użyciem rozpuszczalnika w niewoli okazała się bardziej wydajna, o doskonałej czystości radiochemicznej (99,6 ± 0,6%, n = 25), wyższej i bardziej spójnej wydajności radiochemicznej (koniec syntezy (EOS) = 5,4 ± 2,2 GBq, n = 25) w porównaniu z metodą reaktorową (EOS = 1,6 ± 0,5 GBq, n = 6), zwiększona aktywność molowa (metoda pętlowa = 194 ± 66 GBq/μmol, n = 25; metoda reaktorowa = 132 ± 78 GBq/μmol, n = 6), wraz ze średnio o 5 minut krótszą sekwencją reakcji.

Wprowadzenie

Wśród modalności obrazowania molekularnego pozytonowa tomografia emisyjna (PET) wyróżnia się sposobem rozdzielczości procesów biochemicznych związanych z konkretnymi celami fizjologicznymi lub obszarami zainteresowania1,2. Charakterystyczna czułość i nieinwazyjny charakter PET są wykorzystywane do wizualizacji i kwantyfikacji patofizjologii chorób in vivo, często ujawniając cele niewidoczne w bardziej anatomicznych technikach obrazowania, takich jak tomografia komputerowa (CT)3 czy obrazowanie rezonansem magnetycznym (MRI)4. Współczesne obrazowanie molekularne opiera się na połączeniu PET z CT lub MRI (odpowiednio PET/CT lub PET/MR), wykorzystując wysoką rozdzielczość kontrastową PET oraz kwantyfikowalne parametry obrazowania do zapewnienia bardzo dokładnych map korekcji atenuacji (PET/CT) i poprawionej rozdzielczości przestrzennej (PET/MR)5, co pozwala pokonać niektóre trudności wynikające ze zmienności wyższych energii kinetycznych pozytonów pochodzących z radionuklidów, takich jak gal dopływowy-68 i rubid-826. Te dwumodalne techniki obrazowania łączą kluczowe cechy każdej z poszczególnych modalności, dostarczając klinicystom lub badaczom bogatego zbioru zarejestrowanych wspólnie danych anatomicznych i biochemicznych na temat badanego obiektu5.

Kliniczne zastosowanie tej techniki obrazowania jest ogromne, oferując wizualizację i pomiar procesów fizjologicznych na poziomie molekularnym, tak zróżnicowanych jak metabolizm glukozy7,8, wiązanie receptorów neurotransmiterów9, perfuzja mięśnia sercowego10 oraz różne schorzenia neurologiczne11. Poza zastosowaniami klinicznymi, immanentne cechy PET sprawiają, że odgrywa on istotną rolę w diagnostyce i opracowywaniu leków terapeutycznych, umożliwiając kwantyfikację takich parametrów jak potencjał wiązania (BP), biodystrybucja, objętość dystrybucji (VT) oraz stopień zajęcia receptorów przez lek (RO%) poprzez bezpośrednią obserwację oddziaływań między farmakologią, farmakokinetyką a farmakodynamiką. Z kolei przyczynia się to do określenia m.in. tego, czy związek dociera do celu w stężeniu odpowiadającym dawce efektywnej (ED50), stopnia efektywnego przenikania przez barierę krew-mózg, stabilności metabolicznej związku oraz odpowiedniej dawki i odstępów między dawkami11.

W procesie opracowywania użytecznej sondy do obrazowania PET, po zidentyfikowaniu odpowiedniego biomarkera i wyborze powiązanego z nim ligandu, znakowanie radiologiczne biomolekuły odpowiednim radionuklidem PET pozwala na uzyskanie radiotracerowej sondy do badania PET. Wśród radionuklidów PET wykorzystywanych do badania zagadnień biologicznych, farmakologicznych lub medycznych, węgiel-11 oferuje połączenie wszechstronności syntetycznej i korzystnych właściwości fizycznych, co umożliwia jego szerokie zastosowanie w przypadku różnych biomolekuł i odpowiednich ligandów6. Dzięki emisji pozytonów na poziomie 99,8% i okresowi półtrwania wynoszącemu 20,4 minuty12, węgiel-11 pozwala na wielokrotne podawanie preparatu badanym w krótkich odstępach czasu, dopuszczając jednocześnie prowadzenie wieloetapowych syntez. Zalety te wymagają jednak posiadania zaplecza z cyklotronem na miejscu oraz możliwości prowadzenia radiochemii5.

Tego typu placówki wymagają niezawodnych, wydajnych i powtarzalnych metod metylowania, które umożliwiają znakowanie radiacyjne cząsteczek prekursorowych, często z wykorzystaniem elektrofilnego substratu, jakim jest [11C]jodek metylu ([11C]CH3I) lub triflan metylu [11C] ([11C]CH3OTf)13. Moduł do radiosyntezy, dostarczany przez producenta, jest zazwyczaj skonfigurowany do przeprowadzania reakcji [11C]metylowania w naczyniu reakcyjnym14. Procedura ta obejmuje chłodzenie naczynia w celu skutecznego zatrzymania dostarczonego [11C]jodku metylu lub triflanu metylu [11C], uszczelnienie i ogrzanie naczynia w celu przeprowadzenia reakcji, zatrzymanie reakcji (quenching), a następnie przeniesienie zawartości do systemu wysokosprawnej chromatografii cieczowej (HPLC) w celu oczyszczania semipreparatywnego13. Choć metoda ta jest skuteczna15, wiąże się ona z licznymi potencjalnymi punktami awarii strukturalnej, obejmującymi septa fiolek, igły oraz powiązane linie transferowe.

Konieczność opracowania bardziej niezawodnej i powtarzalnej metody metylowania skłoniła do zbadania i wdrożenia modyfikacji rozpuszczalnika w wielu naszych protokołach syntezy radioligandów z węglem-11. Podejście to ma na celu wyeliminowanie ograniczeń konwencjonalnej metody z użyciem naczynia reakcyjnego, przy jednoczesnym zachowaniu lub poprawie wydajności znakowania promieniotwórczego.

Proces syntezy znacznika PET, schemat; konfiguracja cyklotronu, ścieżka [11C]CO2, metody pętli/naczynia.
Rycina 2: Projekt i przebieg syntezy w naczyniu reakcyjnym oraz metodą pętli. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

Chemia rozpuszczalnika uwięzionego (captive solvent chemistry) daje nadzieję na efektywne wychwytywanie i reakcję z odczynnikiem do znakowania radioizotopowego poprzez rozprowadzenie roztworu prekursora na dużej powierzchni materiału lub struktury nośnej, a następnie skierowanie gazowego odczynnika znakującego do kontaktu z powleczonym materiałem16,17. Zwiększa to zakres i jakość kontaktu między dwiema fazami reagentów16,18. Liczne implementacje i warianty tej techniki były dokumentowane już w 1985 roku16,17,18,19,20 i znalazły zastosowanie w reakcjach znakowania radioizotopowego z wykorzystaniem jodu metylowego [11C], triflanu metylu [11C] oraz dwutlenku węgla [11C] z odczynnikiem Grignarda20. Dalsze udoskonalenie przedstawiono w ramach omówienia chemii rozpuszczalnika uwięzionego z zastosowaniem „metody pętli” (loop method), pierwotnie opisanej przez Wilsona i współpracowników, która nie wymaga żadnych dodatkowych nośników poza tymi zapewnionymi przez pętlę oczyszczania HPLC, ani ogrzewania czy chłodzenia środowiska reakcyjnego13. Wykazano, że znakowanie radioizotopowe metodą „pętli” w rozpuszczalniku uwięzionym nadaje reakcjom metylowania jodem metylowym i triflanem metylu [11C] takie zalety jak minimalne straty podczas przenoszenia, wysoka wydajność radiochemiczna, wysoka aktywność molowa, skrócony czas reakcji oraz prostota7,21,22,23.

W niniejszej pracy opisujemy wdrożenie przez naszą grupę techniki metylacji [11C] tzw. „metodą pętli” (loop method), pierwotnie opisanej przez Wilsona13 oraz późniejszych autorów14,15,18,21,22,23 (patrz Rycina 2), za pomocą modyfikacji mechanicznej (patrz Rycina 3) naszego modułu syntezy (dalej nazywanego Modułem). Kierując się dążeniem do maksymalnego uproszczenia, modyfikacje mechaniczne były minimalne i łatwe do wprowadzenia, co doprowadziło do ogólnego zmniejszenia złożoności inżynieryjnej i ograniczyło się jedynie do dodania niezbędnych komponentów do tych, które zostały już zainstalowane przez producenta modułu jako standardowy układ znakowania radioaktywnego naczynia reakcyjnego. Odzwierciedla to decyzję o wykorzystaniu stalowej pętli do oczyszczania HPLC, która została dostarczona i wstępnie zainstalowana przez producenta modułu, jak opisano poniżej, co okazało się kompatybilne i skuteczne w analizowanych syntezach. Szczegółowo omawiamy kompletny i zwalidowany protokół znakowania metodą pętli, stosowany w produkcji do badań klinicznych w celu syntezy radiotraceru [11C]-(R)-N-sec-butyl-4-(2-chlorophenyl)-N-methylquinazoline-2-carboxamide, [11C]ER-176 (1), z użyciem jodometanu węgla-11. Ponadto porównujemy liczne parametry związane z wydajnością znakowania radioaktywnego przeprowadzonego zarówno metodą reaktora, jak i metodą pętli dla trzech dodatkowych radioligandów opracowanych w naszej placówce: (S,S)-[11C]methylreboxetine ([11C]MRB (2)), [11C]-meta-hydroxyephedrine ([11C]mHED (3)) oraz 2-[4-[(11C)methylamino]phenyl]-1,3-benzothiazol-6-ol ([11C]PiB (4)), na podstawie analizy zsyntetyzowanych partii (patrz Tabela 1 i Rycina 1). Porównanie to wykazuje wyraźną poprawę parametrów, takich jak wydajność radiochemiczna i aktywność molowa, wynikającą z zastosowania znakowania „metodą pętli”, co jest możliwe dzięki przystępnym i prostym modyfikacjom modułu przy minimalnym koszcie dla laboratorium radiochemii.

Protokół

UWAGA: Wszystkie urządzenia i syntezy są wykonywane w osłoniętej ołowiem komórce gorącej lub minikomórce. UWAGA: Wysokoenergetyczne cząstki emitujące pozytony są generowane i wykorzystywane z cyklotronu. Obszar ten jest monitorowany za pomocą skalibrowanych liczników Geigera, a osoby noszą pierścienie i plakietki dozymetryczne wydane w zakresie bezpieczeństwa radiacyjnego. Cały personel jest przeszkolony do pracy z wysokoenergetycznymi materiałami promieniotwórczymi.

Wszystkie syntezy są wykonywane na czystym i wysterylizowanym module zgodnie z naszymi wewnętrznymi standardowymi procedurami operacyjnymi (SOP). Proces czyszczenia obejmuje użycie 1 N HCl, wody, acetonu i acetonitrylu do części reakcyjnej modułu. W międzyczasie część preparatowa modułu jest czyszczona i sterylizowana wodą i etanolem.

1. Radioznakowanie [ 11C]ER-176 (1) metodą pętli

UWAGA: Lista materiałów użytych do przygotowania [11C]ER-176 (1)] znajduje się w Tabeli materiałów.

  1. Ponownie spionuj moduł do produkcji metody pętli (patrz Rysunek 4A-D). Podłącz zawór V8 do złącza, które bezpośrednio łączy się z pętlą HPLC. Spowoduje to ominięcie naczynia reakcyjnego.
  2. Kondycjonować piec metanowy (CH4) w temperaturze 350 oC przez 20 minut przy przepływie wodoru gazowego 100 ml/min przed wszystkimi produkcjami wykonywanymi na module. Przed kontynuowaniem schłodzić do 45 oC.
  3. Kondycjonować pułapkę CH4 w temperaturze 120 oC przez 20 minut przy przepływie helu gazowego 50 ml/min przed wszystkimi produkcjami wykonywanymi na module. Przed kontynuowaniem schłodzić do 70 oC.
  4. Kondycjonować pułapkę jodku metylu w temperaturze 190 oC przez 20 minut przy przepływie helu gazowego 50 ml/min przed wszystkimi produkcjami wykonywanymi na module. Przed kontynuowaniem schłodzić do 50 oC.
  5. Ładowanie odczynnika do modułu:
    1. Za pomocą strzykawki o pojemności 100 μl wstrzyknąć następującą mieszaninę przez adapter w pozycji #1 wewnętrznej pętli HPLC zaworu sześcioportowego: (R)-N-sec-butylo-4-(2-chlorofenylo)-chinazolino-2-karboksyamid (1,0 ± 0,05 mg) w dimetylosulfotlenku dimetylu d6 (100 ± 10 μl) i 6 N wodorotlenku sodu (4 μl).
      UWAGA: Rozpuszczalniki deuterowane zostały wybrane ze względu na ich dostępność w postaci ampułek oraz dlatego, że są zwykle destylowane podczas produkcji, upewniając się, że są wolne od wody.
    2. Załadować do zbiornika V4 3,0 ml 0,9% chlorku sodu do wstrzykiwań.
    3. Załaduj zbiornik V5 1.0 ml etanolu o 200 procentach.
    4. Załaduj zbiornik V6 10 ml sterylnej wody dejonizowanej.
    5. Napełnij dużą kolbę odbiorczą 25 ml sterylnej wody dejonizowanej.
    6. Napełnić kolbę preparatu 6,0 ml 0,9% chlorku sodu do wstrzykiwań.
    7. Upewnij się, że przewód doprowadzający jest podłączony do sterylnej, wstępnie zmontowanej fiolki z produktem końcowym.
    8. Przygotować fazę ruchomą z mieszaniną acetonitrylu i wodorotlenku amonu o stężeniu 20 mM w stosunku 37:63 (v/v).
    9. Kondycjonować kolumnę półprzygotowawczą czterema objętościami fazy ruchomej.
      UWAGA: Używana kolumna to kolumna C18 100 mm x 10 mm z odwróconymi fazami.
  6. Podczas przygotowywania zautomatyzowanego modułu, bombarduj tarczę cyklotronową węgla-11 (1% tlenu, 99% azotu) na cyklotronie o mocy 11 MeV przy 55 μA przez 60–80 minut na tarczach dwuwiązkowych, aby wytworzyć [11C] dwutlenek węgla w reakcji jądrowej 14N(p,α) 11C.
  7. Na około 20 minut przed odładunkiem [11C] dwutlenku węgla z cyklotronu do Modułu, należy uruchomić zwalidowaną listę czasu syntezy [11C]ER-176, klikając przycisk start. Pozwól, aby kolumna CH4 ostygła do 45 oC przed otrzymaniem radioaktywnego [11C] dwutlenku węgla (patrz Rysunek 3). Pozostawić pułapkę kolumny karbosfery (pułapka CH4) do ostygnięcia do -75 oC.
  8. Zawarta w module metoda konwersji [11C] dwutlenku węgla w [11C]jodku metylu w procesie suchego procesu chemicznego powinna przebiegać w następujący sposób:
    1. Przekształć aktywność [11C] dwutlenku węgla w [11C]metan poprzez reakcję z wodorem gazowym w temperaturze 350 oC nad katalizatorem niklowym (Shimalit-Nikiel). Użyj pułapki na glistin (wodorotlenek sodu), aby zatrzymać nieprzekształcony [11C] dwutlenek węgla i powstałą wodę.
    2. Uwięzić powstały [11C] metan w pułapce kolumny karbosfery (pułapka CH4) w temperaturze -75 oC w celu dalszego oczyszczenia i zagęszczenia. Aby uwolnić uwięziony [11C]metan, podgrzej kolumnę karbosfery do 80 oC.
    3. Oczyszczony [11C]metan należy przereagować z jodem pierwiastkowym w temperaturze 720 oC, tworząc [11C]jodek metylu ([11C]CH3I) za pomocą pompy gazu recyrkulacyjnego helu, w której jodek wodoru wytwarzany w wyniku zdarzenia jest zatrzymywany przez inną pułapkę ascarytu, podczas gdy nieprzekształcony [11C]metan wraca do procesu cyrkulacji.
    4. Uformowany [11C]CH3I uwięzić w temperaturze pokojowej na kolumnie jodku metylu (MeI), który nagromadził się podczas procesu recyrkulacji.
    5. Pod koniec procesu cyrkulacji uwolnić zebrany [11C]CH3I z pułapki MeI, ogrzewając do 190 oC pod przepływem helu (15 ml/min), omijając kolumnę MeTf i kierując przez zawór zwrotny do pętli ze stali nierdzewnej o pojemności 1,5 ml zawierającej wstępnie załadowany roztwór prekursora (krok 1.5.1).
  9. Gdy [11C]CH3I przejdzie przez pętlę przez 180 s, wstrzyknąć mieszaninę reakcyjną do półprzygotowawczej kolumny HPLC w celu oczyszczenia. Stosować następujące warunki HPLC: faza ruchoma acetonitrylu 37:63 (v/v): 20 mM wodorotlenku amonu przy natężeniu przepływu 5,0 ml/min i długości fali UV 235 nm; czas retencji (tR) [11C]ER-176: około 12–14 min. Zobacz Rysunek 5.
  10. Zebrać próbkę frakcji do dużej kolby odbiorczej zawierającej 25 ml sterylnej wody dejonizowanej. Załadować rozcieńczoną mieszaninę do wkładu C18 do ekstrakcji lekką fazą stałą (SPE).
  11. Umyć produkt (1) dodatkowymi 10 ml sterylnej wody dejonizowanej.
  12. Usunąć pożądany produkt z C18 light SPE za pomocą 200-procentowego etanolu (1 ml). Skierować tę elucję do kolby preparatu wstępnie wypełnionej 0,9% chlorkiem sodu do wstrzykiwań (6 ml).
  13. Następnie przepłukać C18 light SPE dodatkowymi 3 ml 0,9% chlorku sodu do wstrzykiwań przez zbiornik V4.
  14. Zebrać końcowy roztwór do kolby preparatu (~10 ml) i przepuścić przez filtr sterylizujący 0,22 μm do wstępnie zmontowanej, apirogennej, szklanej fiolki USP typu I 50 ml, uszczelnionej gumową przegrodą i zaciśniętej aluminiową nakrętką.
  15. Za pomocą telemanipulatorów wyjąć podwielokrotność z fiolki produktu końcowego jako próbkę kontroli jakości (QC). Poddaj tę próbkę licznym testom kontroli jakości, aby zapewnić zgodność z ustalonymi specyfikacjami przed wydaniem i podaniem pacjentowi (patrz Tabela 2).
    UWAGA: Zastosować tę procedurę metody pętli przy użyciu [11C] CH3I do znakowania radioizotopowego (2); wygenerować i użyć [11C]CH3OTf do wytworzenia (3) i (4) (patrz Plik uzupełniający 1).
    1. Aby postępować zgodnie z typową analizą kontroli jakości przeprowadzaną w zakładzie, należy użyć telemanipulatorów do przeniesienia próbki z fiolki produktu końcowego do strzykawki TB, a następnie do pomieszczenia kontroli jakości za pomocą nośnika osłoniętego ołowiem.
    2. W obszarze osłoniętym ołowiem (blok L) wyrzuć próbkę do probówki wolnej od pirogenów, a następnie dozuj ją do mniejszych szklanych fiolek (50–100 μl) do analiz HPLC i chromatografii gazowej (GC).
    3. Rozcieńczyć drugą próbkę wodą wolną od pirogenów do stężenia odpowiedniego do analizy endotoksyn bakteryjnych.
    4. Zaszczepić próbkę roztworu produktu końcowego (zarówno w bulionie sojowym tryptycznym (TSB), jak i w pożywce z płynnym tioglikolanem (FTM) jako próbkę sterylną). Inkubować i obserwować te próbki pod kątem wzrostu przez 14 dni.
    5. Nałożyć małą porcję na pasek pH, aby wizualnie określić kwasowość/zasadowość roztworu produktu końcowego.

2. Metoda radioznakowania [11C]ER-176 (1)

  1. Upewnij się, że moduł jest dokładnie wyczyszczony zgodnie z wewnętrznym protokołem czyszczenia.
    1. Użyj 1 N HCl, wody, acetonu i acetonitrylu do czyszczenia części reakcyjnej modułu oraz wody, a następnie etanolu do czyszczenia i sterylizacji części preparatu modułu.
    2. Kondycjonować piec metanowy (CH4) w temperaturze 350 oC przez 20 minut przy przepływie wodoru gazowego 100 ml/min przed wszystkimi produkcjami wykonywanymi na module. Przed kontynuowaniem schłodzić do 45 oC.
    3. Kondycjonować pułapkę CH4 w temperaturze 120 oC przez 20 minut przy przepływie helu gazowego 50 ml/min przed wszystkimi produkcjami wykonywanymi na module. Przed kontynuowaniem schłodzić do 70 oC.
    4. Kondycjonować pułapkę MeI w temperaturze 190 oC przez 20 minut przy przepływie helu gazowego 50 ml/min przed wszystkimi produkcjami. Przed kontynuowaniem schłodzić do 50 oC. Upewnij się, że rurka V8 jest podłączona do igły w naczyniu.
  2. Przeprowadzić próbę szczelności przy użyciu helu gazowego, od zaworu odbiorczego (V24 do V16) do wewnętrznej pętli MeI i od V8 do zbiornika przy użyciu V23 jako źródła uszczelnienia/spalin.
  3. Ładowanie odczynnika do modułu:
    1. Dodać następujące elementy: (R)-N-sec-butylo-4-(2-chlorofenylo)-chinazolino-2-karboksyamid (1,0 ± 0,05 mg) w dimetylosulfotlenku d6 (100 ± 10 μl) i 6 N wodorotlenku sodu (4 μl) do zbiornika reaktora.
    2. Załaduj zbiornik V2 1,0 ml acetonitrylu:20 mM wodorotlenku amonu w proporcji 37:63.
    3. Załadować do zbiornika V4 3,0 ml 0,9% chlorku sodu do wstrzykiwań.
    4. Załaduj zbiornik V5 1.0 ml etanolu o 200 procentach.
    5. Załaduj zbiornik V6 10 ml sterylnej wody dejonizowanej.
    6. Napełnij dużą kolbę odbiorczą 25 ml sterylnej wody dejonizowanej.
    7. Napełnić kolbę preparatu 6,0 ml 0,9% chlorku sodu do wstrzykiwań.
    8. Upewnij się, że przewód doprowadzający jest podłączony do wstępnie zmontowanej sterylnej fiolki z produktem końcowym.
    9. Napełnij zbiornik fazą ruchomą HPLC (37:63 (v/v) acetonitryl: 20 mM wodorotlenku amonu) i podłącz do pompy HPLC.
      UWAGA: Zastosowana kolumna półprzygotowawcza jest taka sama jak powyżej i wstępnie kondycjonowana fazą ruchomą (4 objętości kolumny).
  4. Podczas przygotowywania zautomatyzowanego modułu, bombarduj tarczę cyklotronową węgla-11 (1% tlenu, 99% azotu) na cyklotronie o mocy 11 MeV przy 55 μA przez 60–80 minut na tarczach dwuwiązkowych, aby wytworzyć [11C] dwutlenek węgla w reakcji jądrowej 14N(p,α) 11C.
  5. Na około 20 minut przed odładunkiem [11C] dwutlenku węgla z cyklotronu do Modułu, należy uruchomić zwalidowaną listę czasu syntezy [11C]ER-176, klikając przycisk start. Pozwól, aby kolumna CH4 ostygła do 45 oC przed otrzymaniem radioaktywnego [11C] dwutlenku węgla (patrz Rysunek 3). Pozostawić pułapkę kolumny karbosfery (pułapka CH4) do ostygnięcia do -75 oC
  6. Zawarta w module metoda konwersji [11C] dwutlenku węgla w [11C]jodku metylu w procesie suchego procesu chemicznego powinna przebiegać w następujący sposób:
    1. Przekształć aktywność [11C] dwutlenku węgla w [11C]metan poprzez reakcję z wodorem gazowym w temperaturze 350 oC nad katalizatorem niklowym (Shimalit-Nikiel). Zatrzymuj zarówno nieprzetworzony [11C] dwutlenek węgla, jak i uformowaną wodę za pomocą pułapki na ascaryt (wodorotlenek sodu).
    2. Uwięzić [11C] metan na kolumnie karbosfery w temperaturze -75 oC w celu dalszego oczyszczenia i zagęszczenia. Aby uwolnić [11C]metan, należy podgrzać kolumnę karbosfery do 80 oC.
    3. Oczyszczony [11C] metan należy poddać reakcji z jodem pierwiastkowym w temperaturze 720 oC, tworząc jodek metylu [11C] za pomocą pompy gazu recyrkulacyjnego, w której wodór wytwarzany w wyniku zdarzenia jest zatrzymywany przez inną pułapkę ascarytu, podczas gdy nieprzekształcony [11C]metan wraca do procesu cyrkulacji, zwanego recyrkulacją pętli wewnętrznej.
    4. Uwięzić utworzony jodek metylu [11C] w temperaturze pokojowej na kolumnie MeI, który nagromadził się podczas procesu recyrkulacji.
    5. Pod koniec procesu cyrkulacji podgrzać porowatą polimerową pułapkę adsorpcyjną do temperatury 190 oC pod przepływem helu (30 ml/min), aby uwolnić zebrany jodek metylu [11C] i skierować go przez zawór zwrotny do naczynia reakcyjnego o pojemności 3 ml w celu znakowania radioizotopowego węgla-11 (1).
  7. Gdy wytwarzanie i akumulacja jodku metylu [11C] ustabilizują się, należy ominąć kolumnę triflate srebra i skierować radioaktywny gaz przez V8 do naczynia reakcyjnego zawierającego mieszaninę prekursorów. Pozostawić [11C] jodku metylu do pęcherzyków przez 3 minuty, następnie zamknąć naczynie reakcyjne i podgrzewać je w temperaturze 80 oC przez 5 minut.
  8. Po zakończeniu etykietowania, po 5 minutach, schłodzić naczynie reakcyjne do temperatury 30 oC i rozcieńczyć 1 ml fazy ruchomej ze zbiornika V2.
  9. Wstrzyknąć mieszaninę do półprzygotowawczej kolumny HPLC w celu oczyszczenia, stosując następujące warunki HPLC: faza ruchoma acetonitrylu 37:63 (v/v): 20 mM wodorotlenek amonu przy natężeniu przepływu 5,0 ml/min i długości fali UV 235 nm; tR [11C]ER-176 (1): około 9–11 min, patrz Rysunek 6.
  10. Pobrać próbkę frakcji do dużej kolby odbiorczej zawierającej 25 ml sterylnej wody dejonizowanej. Załadować tę rozcieńczoną mieszaninę na lekki wkład SPE C18.
  11. Umyj uwięziony produkt (1) dodatkowymi 10 ml sterylnej wody dejonizowanej.
  12. Eluować pożądany produkt z C18 light SPE za pomocą 200-procentowego etanolu (1,0 ml), kierując go do kolby recepturowej wstępnie wypełnionej 0,9% chlorkiem sodu do wstrzykiwań (6,0 ml).
  13. Przepłukać C18 light SPE dodatkowymi 3,0 ml 0,9% chlorku sodu do wstrzykiwań.
  14. Zebrać końcowy roztwór do kolby recepturowej (~10 ml). Przepuść tę pożywkę przez filtr sterylizujący 0,22 μm do wstępnie zmontowanej, sterylnej, apirogennej, szklanej fiolki USP typu I 50 ml, uszczelnionej gumową przegrodą i zaciśniętej aluminiową nakrętką.
  15. Za pomocą telemanipulatorów należy pobrać podwielokrotność z fiolki produktu końcowego jako próbkę do kontroli jakości (QC) (patrz krok 1.15). Poddać próbkę kilku testom, w których radioznacznik musi spełnić wszystkie kryteria akceptacji przed uwolnieniem i podaniem pacjentowi (patrz Tabela 2).
    UWAGA: Zastosować tę metodę zbiornika reaktora przy użyciu [11C] CH3I do znakowania radioaktywnego (2); wygenerować i użyć [11C]CH3OTf do wytworzenia (3) i (4) (patrz Plik uzupełniający 1).

Wyniki

Grupa radiochemii New York University Langone Health (NYULH) dostarcza różne radioznaczniki z wykorzystaniem węgla-11, fluoru-18 i galu-68, stosowane zarówno w badaniach z udziałem ludzi, jak i w zastosowaniach przedklinicznych. Do produkcji radiotracerów PET wykorzystuje się kilka metod. Nasz zespół stosuje metodę pętlową do syntezy (1), (2), (3) oraz (4) (patrz Rysunek 1 i Rysunek 8). Po zakończeniu produkcji z jałowej fiolki z produktem końcowym pobierana jest aalikwota. Próbka ta służy zarówno do inokulacji roztworu produktu końcowego (w pożywkach: tryptone soy broth (TSB) oraz fluid thioglycolate medium (FTM) jako próbka jałowości), jak i jako reprezentatywna próbka roztworu zbiorczego do testów kontroli jakości (QC). Każdy radioznacznik poddawany jest testom QC przed dopuszczeniem produktu do podania (patrz Tabela 2).

Testy kontroli jakości obejmują wizualną ocenę wyglądu produktu, weryfikację szczelności filtra, oznaczenie tożsamości radionuklidowej, pH, tożsamości radiochemicznej (radio-HPLC), czystości radiochemicznej (radio-HPLC), czystości chemicznej (HPLC), aktywności molowej, swoistości, zawartości rozpuszczalników resztkowych, endotoksyn oraz sterylności (patrz Tabela 2). Poniższe wyniki uzyskano z klinicznej produkcji każdego z wyżej wymienionych radiotracerów (patrz Tabela 1).

Reprezentatywny chromatogram analityczny HPLC przedstawiono na Rysunku 7 oraz w Pliku uzupełniającym 1. Każdy radiotracer musi spełniać wszystkie specyfikacje kontroli jakości (patrz Tabela 2) przed dopuszczeniem do użycia i podaniem badanemu.

Ilości prekursorów i odczynników oraz analityczne chromatogramy HPLC dla [11C]MRB (2) (Rycina dodatkowa 1), [11C]mHED (3) (Rycina dodatkowa 2) oraz [11C]PiB (4) (Rycina dodatkowa 3) znajdują się w Pliku dodatkowym 1.

ZwiązekParametryMetoda pętlowa (śr ± odch. std.)Metoda reaktora (śr ± odch. std.)
[11C]ER-176liczba produkcji256
Rozpoczęcie syntezy86 ± 5,0 GBq52 ± 25,7 GBq
Zakończenie syntezy5,4 ± 2,2 GBq1,6 ± 0,5 GBq
Czystość radiochemiczna99.6 ± 0.6%99.9 ± 0.1%
stężenie ER-1761.1 ± 0.5 μg/mL0.63 ± 0.37 μg/mL
aktywność molowa194 ± 66 GBq/μmol132 ± 78 GBq/μmol
Całkowity czas syntezy36 ± 3 min44 ± 6 min
[11C]MRBliczba produkcji706
Rozpoczęcie syntezy84 ± 5,4 GBq39 ± 11,9 GBq
Zakończenie syntezy3,0 ± 1,2 GBq1,9 ± 0,7 GBq
Czystość radiochemiczna99.5 ± 0.5%99.7 ± 0.8%
stężenie MRB0.52 ± 0.24 μg/mL0.68 ± 0.41 μg/mL
aktywność molowa190 ± 50 GBq/μmol99 ± 55 GBq/μmol
Całkowity czas syntezy35 ± 3 min42 ± 3 min
[11C]mHEDliczba produkcji511
Rozpoczęcie syntezy69 ± 10,5 GBq82 ± 4,3 GBq
Zakończenie syntezy5,5 ± 1,3 GBq3,3 ± 1,0 GBq
Czystość radiochemiczna98.2 ± 1.3%99.1 ± 0.7%
stężenie mHED0.40 ± 0.10 μg/mL0.52 ± 0.37 μg/mL
aktywność molowa301 ± 48 GBq/μmol155 ± 77 GBq/μmol
Całkowity czas syntezy27 ± 4 min32 ± 2 min
[11C]PiBliczba produkcji5110
Rozpoczęcie syntezy86 ± 5,4 GBq57 ± 17,2 GBq
Zakończenie syntezy3,2 ± 0,8 GBq1,4 ± 0,2 GBq
Czystość radiochemiczna97.0 ± 1.5%99.1 ± 1.4%
stężenie PiB0.22 ± 0.51 μg/mL0.30 ± 0.24 μg/mL
aktywność molowa201 ± 68 GBq/μmol207 ± 124 GBq/μmol
Całkowity czas syntezy35 ± 2 min36 ± 5 min

Tabela 1: Wyniki produkcji [11C]ER-176 (1), [11C]MRB (2), [11C] m HED (3) oraz [11C]PiB (4) metodą pętli lub metodą naczynia reakcyjnego. Wszystkie wartości podano dla stanu po zakończeniu syntezy. Skróty: [11C]ER-176 = [11C]-(R)-N-sec-butyl-4-(2-chlorophenyl)-N-methylquinazoline-2-carboxamide; [11C]MRB = (S,S)-[11C]methylreboxetine; [11C]mHED = [11C]-meta-hydroxyephedrine; [11C]PiB = 2-[4-[(11C)methylamino]phenyl]-1,3-benzothiazol-6-ol.

Struktury związków znakowanych węglem-11, schemat wzorów chemicznych dla analizy radiotracerów.
Rysunek 1: Struktury [11C]ER-176 (1), [11C]MRB (2), [11C] m HED (3) oraz [11C]PiB (4). Skróty: [11C]ER-176 = [11C]-(R)-N-sec-butyl-4-(2-chlorophenyl)-N-methylquinazoline-2-carboxamide; [11C]MRB = (S,S)-[11C]methylreboxetine; [11C]mHED = [11C]-meta-hydroxyephedrine; [11C]PiB = 2-[4-[(11C)methylamino]phenyl]-1,3-benzothiazol-6-ol. Kliknij tutaj, aby wyświetlić większą wersję tego rysunku.

Schemat blokowy systemu chromatografii gazowej; przedstawia pompę HPLC, przepływ helu, pułapki z NaOH i MeOH.
Rysunek 3: Modyfikacje wprowadzone do zautomatyzowanego modułu. Kolor czerwony oznacza przebudowę instalacji modułu syntezy w celu włączenia pętli do produkcji radiotracerów PET za pomocą metylacji węglem-11. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

System chromatograficzny HPLC; schematy naczynia reakcyjnego, połączenia V8, pętli HPLC do analizy.
Rysunek 4: Instalacja hydrauliczna modułu i jej modyfikacja w celu wprowadzenia metody pętlowej dla metylacji radiotracerów PET węglem-11. (A) Pętla wtryskowa HPLC z złączkami typu union. (B) Metoda z naczyniem reakcyjnym. Czerwona strzałka wskazuje połączenie V8. (C) Modyfikacja instalacji hydraulicznej dla metody pętlowej z pominięciem naczynia reakcyjnego. Należy zauważyć, że połączenie V8 z wlotem HPLC omija naczynie reakcyjne, umożliwiając bezpośredni dostęp [11C]jodometanu lub [11C]triflanu metylu do pętli HPLC. (D) Umiejscowienie złączki union względem naczynia reakcyjnego. Zwróć uwagę na połączenie ze stalową pętlą HPLC. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

Chromatogramy HPLC: detektor UV (A) i detektor gamma (B); analiza oczyszczania białka.
Rycina 5: Profile półpreparatywnego HPLC dla ER-176 oraz [11C]ER-176 otrzymanych metodą pętli. (A) Profil półpreparatywnego HPLC dla ER-176 (1) uzyskanego metodą pętli przy UV = 235 nm; tR = 13.2 min. (B) Profil półpreparatywnego radio-HPLC dla [11C]ER-176 (1); tR = 12.4 min. Warunki: faza ruchoma 37:63 (v/v) acetonitryl: 20 mM wodorotlenek amonu przy szybkości przepływu 5.0 mL/min. Skrót: [11C]ER-176 = [11C]-(R)-N-sec-butyl-4-(2-chlorophenyl)-N-methylquinazoline-2-carboxamide. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

Chromatogram HPLC z detektorami UV i gamma; rozdział białek, odpowiedź detektora; podwójne wykresy.
Rycina 6: Profile semi-preparatywnej HPLC dla ER-176 oraz [11C]ER-176 otrzymanego metodą reaktorową. (A) Profil semi-preparatywnej HPLC dla ER-176 (1) otrzymanego metodą reaktorową przy UV = 235 nm; tR = 9,8 min. (B) Profil semi-preparatywnej radio-HPLC dla [11C]ER-176 (1); tR = 9,2 min. Warunki: faza ruchoma 37:63 (v/v) acetonitryl: 20 mM wodorotlenek amonu przy szybkości przepływu 5,5 mL/min. Skróty: [11C]ER-176 = [11C]-(R)-N-sec-butyl-4-(2-chlorophenyl)-N-methylquinazoline-2-carboxamide; tR  = czas retencji. Kliknij tutaj, aby wyświetlić większą wersję tej ryciny.

Wykresy chromatograficzne z pikami przy 6,103, 7,806 min, detekcja UV, tabela danych o stężeniu.
Rycina 7: Analityczne profile HPLC dla ER-176. (A) Analityczny profil HPLC widm UV dla ER-176 (1) przy 235 nm; tR = 6,10 min. (B) Analityczny profil HPLC radiotracera dla [11C]ER-176 (1); tR = 6,36 min. Warunki: kolumna LC 10 µm C18 (2) 100 symbol Ångströma, jednostka długości, schemat pomiaru długości fal w badaniach spektroskopowych. 250 x 4,6 mm; metanol/woda 74/26 przy szybkości przepływu 1,5 mL/min. Skrót: [11C]ER-176 = [11C]-(R)-N-sec-butyl-4-(2-chlorophenyl)-N-methylquinazoline-2-carboxamide; tR = czas retencji Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

Schemat syntezy radiochemicznej z znakowaniem [11C] dla związków, w tym ER-176 i PiB.
Rycina 8: Schemat syntezy związków węgla-11. (i) Powstawanie [11C]CH3I oraz [11C]CH3OTf oraz (iia.) radioznakowanie [11C]ER-176 (1), (iib.) [11C]MRB (2), (iic.)[11C]mHED (3) i (iid.) [11C]PiB (4). Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

Test/ParametrySpecyfikacje
Wygląd (inspekcja wizualna)Przezroczysty, bezbarwny roztwór wolny od cząstek stałych
Integralność filtra membranowego≥ 50 psi
pH4.5 - 8.0
Tożsamość radionuklidowa (okres półtrwania)19,3–21,3 min
Tożsamość radiochemiczna (radio-HPLC)0,90 ≤ tProdukcja R / t R std ≤ 1.10
Czystość radiochemiczna (radio-HPLC)≥ 95.0%†
Stężenie leku (HPLC)patrz uwagi*
Całkowita zawartość zanieczyszczeń chemicznych (HPLC)patrz notatki**
Aktywność molowa (@ EOS)> 9,25 GBq/μmol
Pozostałości acetonitrylu (GC)≤ 410 ppm
Pozostałości acetonu (GC)≤ 5 000 ppm
Pozostałości dimetylosulfotlenku (GC)≤ 5 000 ppm
Pozostałości etanolu (GC)≤ 10% (v/v)
Pozostałości metanolu (GC)≤ 3 000 ppm
Pozostałości N,N-dimetyloformamidu (GC)≤ 880 ppm
lizat amebocytów Limulus (LAL)≤ 17,5 EU/ml
Sterylność (rozpocząć w ciągu 30 h)Sterylne (14 dni)
Protokoły przygotowaniaPełne i dokładne
EtykietyKompletne, dokładne, uzgodnione

Tabela 2: Kryteria kontroli jakości dla zatwierdzenia lub odrzucenia radiotracerów z węglem-11.† Czystość radiochemiczna ≥ 90,0% dla [11C]mHED; * Stężenie leku: [11C]ER-176 ≤ 10 µg/dawkę; [11C]MRB ≤ 10 µg/dawkę; [11C]mHED ≤ 50 µg/dawkę; [11C]PiB ≤ 13,4 µg/dawkę; ** Całkowita ilość zanieczyszczeń chemicznych: [11C]ER-176 ≤ 1,0 µg/dawkę; [11C]MRB ≤ 1,0 µg/dawkę; [11C]mHED ≤ 5,0 µg/dawkę; [11C]PiB ≤ 1,34 µg/dawkę. Skróty: [11C]ER-176 = [11C]-(R)-N-sec-butyl-4-(2-chlorophenyl)-N-methylquinazoline-2-carboxamide; [11C]MRB = (S,S)-[11C]methylreboxetine; [11C]mHED = [11C]-meta-hydroxyephedrine; [11C]PiB = 2-[4-[(11C)methylamino]phenyl]-1,3-benzothiazol-6-ol; EOS = koniec syntezy; GC = chromatografia gazowa; LAL = lizat amebocytów Limulus.

Plik uzupełniający 1: Odczynniki chemiczne i materiały, odczynniki użyte w metodzie z pętlą lub naczyniem reaktora, testy kontroli jakości, analityczne chromatogramy HPLC. Kliknij tutaj, aby pobrać ten plik.

Dyskusja

Tradycyjne znakowanie radioaktywne końcowych heteroatomów za pomocą węgla-11, jodometanu lub triflatu metylu, polega na bulgotaniu radioaktywnego gazu elektrofilowego w naczyniu reakcyjnym, uwięzieniu go i pozostawieniu roztworu do reakcji przez dłuższy czas18. Konwencjonalne bulgotanie niejednorodnej reakcji może być powolne i może wymagać ogrzewania w celu przyspieszenia szybkości reakcji. Przed oczyszczeniem może być konieczne schłodzenie pożywki reakcyjnej do temperatury pokojowej, a następnie przeniesienie do pętli HPLC z użyciem rozpuszczalnika (np. fazy ruchomej) w celu oczyszczenia pożądanego znacznika promieniowego. Czynności te są czasochłonne, a ulotne produkty znakowane radioaktywnie mogą zostać utracone podczas przenoszenia takich materiałów.

W naszym zakładzie wykazaliśmy zasadność stosowania metody pętlowej, w której roztwór prekursora jest powlekany pętlą ze stali nierdzewnej HPLC, a znakowanie radioizotopowe związku odbywa się wewnątrz pętli w temperaturze pokojowej. Pętla jest powiązana w jednej linii z doprowadzeniem radioaktywnego [11C]CH3I lub [11C]CH3OTf i podłączona do portu wtryskowego systemu HPLC. Do znakowania radioizotopem nie jest wymagane ogrzewanie, a we wszystkich przypadkach przedstawionych w tym manuskrypcie reakcja zachodzi w czasie krótszym niż 3 minuty.

Natężenie przepływu i rozmiar pętli HPLC ze stali nierdzewnej wydają się mieć kluczowe znaczenie dla wydajnego przebiegu tego procesu. Testy rozpoczęto od zmiany natężenia przepływu gazu nośnego, helu, z 8,0 ml/min do 15,0 ml/min dla radioaktywnego gazu, który miał być dostarczony do pętli. Buckley badał znaczenie stosowania odpowiedniego natężenia przepływu, a także stosowania odpowiedniego rozpuszczalnika i materiału pętlowego15. W przypadku naszego systemu natężenie przepływu wynoszące 15 ml/min dla radioaktywnych form elektrofilowych [11C]CH3I lub [11C]CH3OTf dobrze sprawdza się w znakowaniu radioaktywnym wszystkich czterech radioznaczników omówionych w tym manuskrypcie. Pętla używana do wszystkich syntez to pętla iniekcyjna HPLC ze stali nierdzewnej o pojemności 1,5 ml o średnicy zewnętrznej 1/16 cala i średnicy wewnętrznej 1 mm.

Porównując dwie metody (naczynie reakcyjne i metoda pętlowa), w naszych rękach metoda pętlowa wykazała zwiększoną skuteczność znakowania radioaktywnego wraz ze znacznym wzrostem aktywności molowej na końcu syntezy (EOS) w celu wytworzenia czterech radioznaczników zatwierdzonych przez badania na ludziach. Na przykład radioznacznik [11C]mHED (3) miał 1,6-krotny wzrost aktywności izolowanego produktu końcowego wraz z osiągnięciem podwójnej aktywności molowej w EOS. Ten trend zwiększonej ogólnej aktywności obserwuje się we wszystkich czterech radioznacznikach (patrz Tabela 1). Dodatkowe korzystne wyniki przy stosowaniu metody pętli obejmują skrócenie czasu ustawiania o 5 minut i brak konieczności czyszczenia naczynia reakcyjnego, co oszczędza czas operatora i zużycie rozpuszczalników do protokołu czyszczenia.

Do wad tej metodologii należą limity, przy których radioznaczniki mogą być skutecznie znakowane za pomocą metody pętlowej. Jeśli do znakowania radioaktywnego niezbędne jest ciepło, trudno jest zmodyfikować ten system, aby umożliwić ogrzewanie wewnątrz pętli HPLC. Ten system wymaga modyfikacji instalacji wodno-kanalizacyjnej; Ta cecha polegająca na tym, że nie jest gotowa "po wyjęciu z pudełka", może zniechęcić innych użytkowników do wprowadzania takich zmian na ich zautomatyzowanej platformie14. Ponieważ do tej metody wymagana jest dodatkowa instalacja wodno-kanalizacyjna i złącza (patrz rysunek 4A-D), potencjał dodatkowych miejsc uwolnienia radioaktywnego wzrasta podczas etykietowania w tych warunkach. Rozsądnie jest przeprowadzić kontrolę szczelności przed każdym uruchomieniem modułu.

Nasz zespół wdrożył metodę pętli zastosowaną w zatwierdzonej przez Investigational New Drug Application (IND) i Radioactive Drug Research Committee (RDRC) produkcji czterech radioznaczników węgla-11 przez Investigational New Drug Application (IND) i Radioactive Drug Research Committee. W naszych rękach metoda ta okazała się procesem bardziej wydajnym i bardziej wydajnym niż tradycyjna metoda naczyń reakcyjnych. Stosując tę metodę do większości zautomatyzowanych modułów, należy wziąć pod uwagę dodatkowe instalacje hydrauliczne i regulacje natężenia przepływu helu nośnego. Wreszcie, metoda ta ma ograniczenia i nie jest odpowiednia dla niektórych radioznaczników węgla-11, takich jak [11C]UCB-J, który wymaga aktywacji pośredniego palladu (II) i podgrzania24 mieszaniny reakcyjnej.

Oświadczenia

Autorzy oświadczają, że nie mają żadnych istotnych ani finansowych interesów związanych z tym badaniem, które mogliby ujawnić.

Podziękowania

Chcielibyśmy podziękować byłym członkom laboratorium radiochemicznego NYULH, Raulowi Jacksonowi i Grace Yoon, za ich pracę nad początkowymi wysiłkami na rzecz metylacji węgla-11 przy użyciu metody pętli.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
2-(4'-aminofenylo)-6-hydroksybenzotiazolABX5101Prekursor do syntezy PiB (6-OH-BTA-0)
(2S,3S)-DesethylreboxetineABX4407Prekursor do syntezy MRB
Kwas octowySigma Aldrich695092Odczynnik stosowany do syntezy [11C]PiB
Aceton-d6Sigma Aldrich444863Rozpuszczalnik stosowany do syntezy [11C]PiB
Acetonitryl, klasy HPLCSigma Aldrich34998Różne stężenia stosowane w fazie ruchomej do produkcji radioznaczników
Acetonitryl-d3Sigma Aldrich151807Rozpuszczalnik stosowany do syntezy [11C]mHED
Mrówczan amonuSigma Aldrich798568Odczynnik stosowany do syntezy [11C]MRB
Wodorotlenek amonuRicca Chemical642-16Odczynnik stosowany do syntezy [11C]ER-176
Waga analitycznaMettler Toledo M-XS104Waga służąca do ważenia materiałów do produkcji
Ascarite IIThermo FisherCN-C049U90Stosowana w kolumnach suszących do modułu FxC Pro
Szafa bezpieczeństwa biologicznegoComecer M-BH4Używany do montażu FPV
(R) -N-sec-butyl-4-(2-chlorofenylo)-chinazolino-2-karboksyamidABX1665.0001Prekursor ER-176
Lekki wkład Sep-PakWODYWAT023501Wkład do ekstrakcji do fazy stałej stosowany w syntezie radioznaczników węgla-11
Karboxen, siatka 60 – 80SupelcoCN-10478-Ustosowany w module
FxC ProSkompresowany – NOS (99% azotu/1% tlenu)Gaz powietrzny CN-X02NI99C3003091Gaz docelowy używany w bombardowaniu cyklotronowym
Dozowanie gorącej komory (DHC)Comecer M-MIP1-1390Dozowniki radioznacznikowe
Kalibrator dawki CapintecM-CRC-55tPomiar aktywności radioznaczników
Endosafe nexgen-PTSCharles River PTS150Endosafe PTS, przenośny system testowy
Endotoxin PTS - Limulus Amebocyte Lysate (LAL) Wkład testowyCharles River Wkłady LAL PTS20Fużywane do badania poziomu endotyny na radioznacznikach
Etanol, 200 proof, klasa HPLCSigma Aldrich459828Używany do  produktu końcowego i  fazy ruchomej ER, MRB, mHED i PiB
Chromatogram gazowy 2030ShimadzuM-GC-2030Pomiar substancji pomocniczych z produkcji radioznaczników
GraphpacSupelco, Millipore Sigma10258Używany w module FxC Pro do syntezy [11C]ER-176, [11C]MRB, [11C]mHED i [11C]PiB
Helium, klasy badawczejAirgas CN-HER-300Zbiornik helu, 99,9999% (zbiornik klasy badawczej)
Seria Shimadzu LC-20 ShimadzuRóżne Analityczny system HPLC
Wodór o bardzo wysokiej czystości   Gaz powietrzny CN-HYUHP-300Zbiornik wodoru używany do modułu FxC Pro
JodThermo FisherI35Używany w module FxC Pro, konwersja kolumny [11C]CH4 na [11C]CH3I
Luna 10 mm C18 (2) 100 & Aring; 250 x 10 mmkolumna Phenomenex00G-4253-N0Kolumna półprzygotowawcza do syntezy
MRBLuna 5 mm C18 (2) 100 & Aring; Kolumna 250 x 10 mmPhenomenex00G-4252-N0Kolumna półprzygotowawcza do syntezy PiB
Macherey-Nagel MN VP 250/10 Nucleosil 100-5 C18 Kolumna NautilusMacherey-Nagel715412.1Kolumna półprzygotowawcza do syntezy mHED
Metaraminol (wolna zasada)ABX3380.0001Prekursor stosowany do produkcji [11C]mHED
Milli-Q Direct 8 DI system MilliporeM-ZROQ00800System wody dejonizowanej
N,N-dimetyloformamid-d7Sigma Aldrich189979Rozpuszczalnik stosowany do syntezy [11C]Igła MRB
, 18 G x 1Becton DickinsonBD 305195Igły używane na różnych etapach konfiguracji produkcji
Igła, 20 G x 1-1/2"Becton DickinsonBD 305176Igły używane na różnych etapach konfiguracji produkcji
Igła, 22 G x 4", Kręgosłup Produkty Air-TiteN224Igły używane na różnych etapach konfiguracji produkcji
Onyx Monolithic C18 100 x 10 mmkolumna PhenomenexCH0-7878Kolumna półprzygotowawcza do syntezy ER-176
Pięciotlenek fosforu ze wskaźnikiem SicapentSigma Aldrich79610Stosowany w syntezie Moduły do produkcji radioznaczników węgla-11
PorapakN WatersWAT027047Materiał użyty do wypełnienia kolumny MeI w module FxC Pro
ManometrOmegaM-DPG1100B-100GUżywany do testu integralności filtra
Shimalite-NiShimadzu Corporation221-66062Materiał pakowany w piekarnik CH4 FxCPro Moduł do konwersji z [11C]CO2 na [11C]CH4
Siemens Cyklotron Eclipse 11-MeVSiemensRDS 111Akcelerator cząstek używany do generowania [11C]CO2 do produkcji węgla-11
Srebrny TriflateSigma Aldrich483346Materiał pakowany w kolumnę triflatową modułu FxC Pro do produkcji [11C]mHED i [11C]PiB
Chlorek sodu do wstrzykiwań (sól fizjologiczna, 0,9%), 50 mlHospira0409-4888-50Sól fizjologiczna stosowana w procesie formulacji radioznaczników
Chlorek sodu do wstrzykiwań (sól fizjologiczna, 0,9%) ), 500 mlBraunL8001Odczynnik stosowany w syntezie [11C]mHED i fazy ruchomej.
Wodorotlenek soduSigma Aldrich221465Odczynnik stosowany do syntezy [11C]ER-176 i innych składników o różnym stężeniu.
Detektor jodku soduEckert & ZieglerPMT/Na-BFC3200Detektor gamma używany w linii z jednostką HPLC
Sterylna fiolka, 50 mlALK AllergySEV5050 mL sterylne fiolki używane jako 
Pętla ze stali nierdzewnejGE980314/IEG-005118Pętla iniekcyjna HPLC o pojemności 1,5 ml o średnicy zewnętrznej 1/16", ID: 1 mm.
Strzykawka, 1 mlBraunNJ-9166017-02Strzykawka używana na różnych etapach produkcji
Strzykawka, 10 mlHenke Sass Wolf4100-X00V0Strzykawka używana na różnych etapach produkcji
Strzykawka, 20 mlHenke Sass Wolf4200-X00V0Strzykawka używana na różnych etapach produkcji
strzykawki, 5 mlBecton Dickinson309632Strzykawka stosowana na różnych etapach konfiguracji produkcji
Moduł TracerLab FX2C GEM-P5360QBZautomatyzowany moduł produkcji radioznaczników węgla-11
TrietyloaminaSigma Aldrich471283Odczynnik stosowany do syntezy [11C]
Strzykawka tuberkulinowa PiB, z igłą 21 G x 1, jednorazowa, sterylna (1 ml)Becton DickinsonBD 309624stosowana w wstępnie zmontowanych fiolkach z produktem końcowym
KonfiguracjaStrzykawka

Bibliografia

  1. Bailey, D. L., Townsend, D. W., Valk, P. E., Maisey, M. N. Positron emission tomography: Basic sciences. , Springer. 223-231 (2005).
  2. Berger, A. How does it work? Positron emission tomography. BMJ. 326 (7404), 1449(2003).
  3. Seeram, E. Computed tomography: A technical review. Radiol Technol. 89 (3), 279CT-302CT (2018).
  4. Grover, V. P., et al. Magnetic resonance imaging: Principles and techniques: Lessons for clinicians. J Clin Exp Hepatol. 5 (3), 246-255 (2015).
  5. Rowe, S. P. P., Martin, G. Molecular imaging in oncology: Current impact and future directions. CA Cancer J Clin. 72 (4), 333-352 (2022).
  6. Ziessman, H. A., O'Malley, J. P., Thrall, J. H. Nuclear medicine: The requisites. , Fourth edn, Saunders. (2014).
  7. Cochran, B. J., et al. Determining glucose metabolism kinetics using 18F-FDG micro-PET/CT. J Vis Exp. (123), e55184(2017).
  8. Pantel, A. R., Bae, S. -W., Li, E. J., O′Brien, S. R., Manning, H. C. PET imaging of metabolism, perfusion, and hypoxia: FDG and beyond. Cancer J. (Philadelphia, PA, U. S.). 30 (3), 159-169 (2024).
  9. Hansen, J. Y., et al. Mapping neurotransmitter systems to the structural and functional organization of the human neocortex. Nat Neurosci. 25 (11), 1569-1581 (2022).
  10. Valenta, I. S., Thomas, H. PET-determined myocardial perfusion and flow in coronary artery disease characterization. J Med Imaging Radiat Sci. 55 (2S), S44-S50 (2024).
  11. Nerella, S. G., Singh, P., Sanam, T., Digwal, C. S. PET Molecular Imaging in Drug Development: The Imaging and Chemistry Perspective. Front Med (Lausanne). 9, 812270(2022).
  12. Dolle, F. Carbon-11 and fluorine-18 chemistry devoted to molecular probes for imaging the brain with positron emission tomography. J Label Compd Radiopharm. 56 (3-4), 65-67 (2013).
  13. Wilson, A. A., Garcia, A., Jin, L., Houle, S. Radiotracer synthesis from [11C]-iodomethane: A remarkably simple captive solvent method. Nucl Med Biol. 27 (6), 529-532 (2000).
  14. Bruton, L., Scott, P. J., Kilbourn, M. Automated synthesis modules for PET radiochemistry. Handb Radiopharm. (2nd Ed.). , 437-456 (2021).
  15. Studenov, A. R., Jivan, S., Adam, M. J., Ruth, T. J., Buckley, K. R. Studies of the mechanism of the in-loop synthesis of radiopharmaceuticals. Appl Radiat Isot. 61 (6), 1195-1201 (2004).
  16. Jewett, D. M., Ehrenkaufer, R. L., Ram, S. A captive solvent method for rapid radiosynthesis: application to the synthesis of [1-11C]palmitic acid. Int J Appl Radiat Isot. 36 (8), 672-674 (1985).
  17. Watkins, G. L., Jewett, D. M., Mulholland, G. K., Kilbourn, M. R., Toorongian, S. A. A captive solvent method for rapid N-[11C]methylation of secondary amides: application to the benzodiazepine, 4'-chlorodiazepam (RO5-4864). Appl Radiat Isot. 39 (5), 441-444 (1988).
  18. Iwata, R., et al. A simple loop method for the automated preparation of [11C]raclopride from [11C]methyl triflate. Appl Radiat Isot. 55 (1), 17-22 (2001).
  19. Iwata, R., et al. On-line [11C]methylation using [11C]methyl iodide for the automated preparation of 11C-radiopharmaceuticals. Appl Radiat Isot. 43 (9), 1083-1088 (1992).
  20. Mccarron, J. A., Turton, D. R., Pike, V. W., Poole, K. G. Remotely-controlled production of the 5-HT1A receptor radioligand [carbonyl-11C]WAY-100635. J Labelled Compd Radiopharm. 38 (10), 941-953 (1996).
  21. Shao, X., et al. Highlighting the versatility of the Tracerlab synthesis modules. Part 2: fully automated production of [11C]-labeled radiopharmaceuticals using a Tracerlab FXC-Pro. J Labelled Compd Radiopharm. 54 (14), 819-838 (2011).
  22. Dahl, K., Halldin, C., Schou, M. New methodologies for the preparation of carbon-11 labeled radiopharmaceuticals. Clin Transl Imaging. 5 (3), 275-289 (2017).
  23. Shao, X., Schnau, P. L., Fawaz, M. V., Scott, P. J. Enhanced radiosyntheses of [C]raclopride and [C]DASB using ethanolic loop chemistry. Nucl Med Biol. 40 (1), 109-116 (2013).
  24. Milicevic Sephton, S., et al. Automated radiosynthesis of [11C]UCB-J for imaging synaptic density by positron emission tomography. J Label Compd Radiopharm. 63 (3), 151-158 (2020).

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Wydajno znakowania radiologicznegoradiotracer w PETmetylacja w glem 11metoda uwi zionego rozpuszczalnikaautomatyczna syntezaoczyszczanie metod HPLCaktywno molowaczysto radiochemiczna
Zwiększenie wydajności i wydajności znakowania radioligandów węgla-11 w badaniach klinicznych z wykorzystaniem metody pętli
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki Korzystania

Zasady

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.