Artykuł metodologiczny

Rejestracja wewnętrznych prądów prostowniczych K+ w świeżo wyizolowanych komórkach mięśni gładkich tętnicy podstawnej techniką patch clamp

DOI:

10.3791/67414

⸱

7 lutego 2025

 ,  , 
1Innovative Institute of Chinese Medicine and Pharmacy, Academy for Interdiscipline, Chengdu University of Traditional Chinese Medicine, 2Research Center, Fenyang College, Shanxi Medical University

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ten protokół opisuje szybką i skuteczną metodę izolowania komórek mięśni gładkich od tętnicy podstawnej szczura i rejestrowania do wewnątrz korygujących prądów kanału potasowego w tych komórkach za pomocą techniki zacisku krosowego dla całych komórek. Stanowi on nowatorskie podejście dla naukowców badających tętnicę podstawną i kanały jonowe.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Choroba naczyń mózgowych jest powszechnym schorzeniem wśród osób starszych, a częstość jej występowania stale rośnie. Tętnica podstawna jest krytycznym naczyniem mózgowym, które zaopatruje most, móżdżek, tylne obszary mózgu i ucho wewnętrzne. Aktywność kanału potasowego (K+) odgrywa znaczącą rolę w określaniu napięcia naczyniowego poprzez regulację potencjału błony komórkowej. Aktywacja wewnętrznych kanałów rektyfikujących K+ (Kir), podobnie jak innych kanałów K+, prowadzi do hiperpolaryzacji błony komórkowej i rozszerzenia naczyń krwionośnych. W tym badaniu świeżo wyizolowane komórki mięśni gładkich z tętnicy podstawnej wykorzystano do rejestrowania prądów Kir za pomocą techniki zacisku krosowego dla całych komórek. Badano wpływ 100 μmol/L BaCl2, inhibitora kanału Kir, i 10 μmol/L nitroprusydku sodu (SNP), nitro rozszerzającego naczynia krwionośne, na prądy kanału Kir. Wyniki wykazały, że BaCl2 hamował prądy kanału Kir w komórkach mięśni gładkich tętnicy podstawnej, podczas gdy SNP wzmacniał te prądy. Protokół ten stanowi obszerny przewodnik po przygotowywaniu świeżo wyizolowanych komórek mięśni gładkich tętnic i rejestrowaniu prądów kanału Kir przy użyciu techniki zacisku krosowego, oferując cenne źródło informacji dla badaczy dążących do opanowania tej metody.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Choroba naczyń mózgowych jest powszechnym schorzeniem w populacji osób starszych. Wraz z poprawą standardu życia, wydłużeniem średniej długości życia i starzeniem się społeczeństwa, częstość występowania chorób naczyń mózgowych stale rośnie1. Tętnica podstawna, niesparowane naczynie powstałe w wyniku fuzji obustronnych tętnic kręgowych, biegnie pod mostem w czaszce i dzieli się na dwie tylne tętnice mózgowe. Zaopatruje most, móżdżek, tylne obszary mózgu i ucho wewnętrzne. Niedostateczny dopływ krwi do tętnicy podstawnej może prowadzić do epizodycznych zawrotów głowy, którym często towarzyszą nudności i wymioty. Pacjenci mogą również odczuwać objawy, takie jak szumy uszne, utrata słuchu i inne powiązane problemy. Objawy te są często związane ze stanami takimi jak spondyloza szyjna, miażdżyca tętnic mózgowych i nieprawidłowe ciśnienie krwi. Choroby naczyń mózgowych, szczególnie rozpowszechnione wśród osób w średnim i starszym wieku, są często związane z tymi podstawowymi schorzeniami2,3,4.

Tętnice oporowe odgrywają istotną rolę w funkcjonowaniu układu krążenia i utrzymaniu homeostazy organizmu. Jako główne miejsce oporu naczyniowego, regulują ciśnienie krwi i pojemność minutową serca, zapewniając wystarczający przepływ krwi, aby zaspokoić metaboliczne i fizjologiczne wymagania tkanek i narządów5. Tętnica podstawna, klasyfikowana jako tętnica oporowa, przede wszystkim reguluje przepływ krwi do pnia mózgu6. Komórki mięśni gładkich, które tworzą ściany tętnic oporowych, są kluczowymi mediatorami oporu naczyniowego poprzez regulację skurczu w stanie ustalonym lub napięcia naczyniowego. Komórki te zawierają liczne kanały jonowe, w tym kanały K+, kanały Ca2+ i kanały Cl-, które mają kluczowe znaczenie dla modulacji tonu naczyniowego5,7.

K+ kanały są kluczowe w ustalaniu potencjału błonowego i regulowaniu napięcia skurczowego komórek mięśni gładkich tętnic8. Istnieją cztery typy kanałów K+ w mięśniach gładkich tętnic: zależne od napięcia K+ (Kᴠ), K + zależne od Ca2+ (KCa), K + zależne od ATP (KATP) i kanały prostownika wewnętrznego K+ (Kir) 9,10,11. Kanały Kir są podzielone na siedem podtypów, przy czym Kir2.x jest klasycznym kanałem Kir. Wśród nich podrodziny Kir2.x są najbardziej istotne w unaczynieniu. Prądy Kir wykazują prostowanie wewnętrzne przy napięciach ujemnych, co wskazuje na napływ netto K+ do ogniwa, podczas gdy przy napięciach dodatnich przepływ prądu netto K+ jest minimalny lub żaden5. W układzie sercowo-naczyniowym kanały Kir są niezbędne do stabilizacji potencjału błonowego. Ich aktywacja indukuje hiperpolaryzację błony komórkowej i rozszerzenie naczyń krwionośnych12,13,14.

Eksperymenty z klamrą na świeżo wyizolowanych komórkach mięśni gładkich zostały przeprowadzone w różnych tętnicach, w tym tętnicach wieńcowych, mózgowych, nerkowych i krezkowych15,16. Podczas gdy niektóre metody wykorzystują ten sam rodzaj kolagenazy do izolacji komórek, dokładne procedury różnią się. Niewiele badań kompleksowo podsumowało metody izolowania komórek mięśni gładkich naczyń krwionośnych. Dlatego badanie to koncentruje się na świeżej izolacji pierwotnych komórek mięśni gładkich naczyń krwionośnych z tętnicy podstawnej szczura i rejestrowaniu prądów kanału Kir w tych komórkach przy użyciu techniki zaciskania łatek na całe komórki, zapewniając szczegółowy i kompletny protokół dla badaczy w pokrewnych dziedzinach.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Protokół dotyczący zwierząt został zatwierdzony przez Komitet Etyki ds. Dobrostanu Zwierząt Uniwersytetu Tradycyjnej Medycyny Chińskiej w Chengdu (Rekord nr 2024035). W badaniu wykorzystano samce szczurów Sprague-Dawley (SD) o masie ciała 260-300 g i wieku 8-10 tygodni. Zwierzętom zaopatrywano w wodę i pożywienie (eksperymentalna pasza SPF) ad libitum. Szczegółowe informacje na temat odczynników i sprzętu użytego w tym badaniu znajdują się w Tabeli materiałów.

1. Rozwarstwienie tętnicy podstawnej u szczura

  1. Przygotowanie roztworu
    1. Przygotować roztwory zgodnie z opisem w tabeli 1.
  2. Znieczulić szczura przez inhalację 2% izofluranu. Potwierdź głębokie znieczulenie za pomocą uszczypnięcia palca u nogi. W razie potrzeby podać dodatkowe środki znieczulające. Natychmiast przystąp do otwarcia czaszki i odsłonięcia mózgu na przenośnym stole operacyjnym.
  3. Szybko przenieś mózg na szalkę Petriego zawierającą PSS nasyconą 95%O2 i 5% CO2 w temperaturze 4 °C. Upewnij się, że roztwór ma pH 7,40.
  4. Umieść mózg brzusznie do góry na szalce Petriego i zabezpiecz go igłami. Pod mikroskopem świetlnym zlokalizuj tętnicę podstawną i ostrożnie usuń otaczającą tkankę za pomocą autoklawowanej pęsety i nożyczek (patrz Rysunek 1A).
  5. Wprowadzić drut o długości 2 cm i średnicy 25 μm do izolowanej tętnicy podstawnej. Delikatnie przetrzyj wewnętrzną ścianę drutem, aby skutecznie usunąć śródbłonek naczyniowy.
    UWAGA: Tętnica podstawna u szczurów znajduje się w bruzdach podstawy pnia mózgu u podstawy mózgu i jest tworzona przez zbieg lewej i prawej tętnicy kręgowej2. Podczas procesu izolacji należy obchodzić się z tętnicą ostrożnie, aby uniknąć nadmiernego rozciągania lub ściskania, które mogłoby spowodować uszkodzenie.

2. Izolacja komórek mięśni gładkich

  1. Podgrzej 1 ml roztworu do separacji komórek, 1 ml hydrolizatu enzymatycznego I i 1 ml hydrolizatu enzymatycznego II do temperatury 37 °C odpowiednio w probówkach 1, 2 i 3 (patrz Rysunek 1B).
  2. Przenieś izolowaną tętnicę podstawną do probówki 2. Ciągle wstrzykiwać mieszaninę 95%O2 i 5% CO2 do probówki i utrzymywać obróbkę enzymatyczną przez 30 minut (patrz Rysunek 1C).
  3. Przenieś tętnicę podstawną z probówki 2 do probówki 3. Kontynuuj wstrzykiwanie 95%O2 i 5% CO2 do probówki i utrzymuj obróbkę enzymatyczną przez 5 minut (patrz Rysunek 1D).
  4. Dodać 1 ml roztworu do separacji komórek o temperaturze 37 °C z probówki 1 do probówki 3. Kontynuować wstrzykiwanie 95%O2 i 5% CO2 , utrzymując obróbkę enzymatyczną przez 3 minuty. Przygotować tętnicę podstawną do uwolnienia komórek (patrz Ryc. 1E).
  5. Dodać roztwór rozdzielający o temperaturze 4 °C do probówki 3, aby zakończyć proces enzymatyczny (patrz Rysunek 1F). Odwirować mieszaninę o masie 59 × g przez 6 minut. Odrzucić supernatant za pomocą pipety, ponownie dodać roztwór rozdzielający o temperaturze 4 °C (patrz Rysunek 1G) i powtórzyć wirowanie dwukrotnie, aby usunąć pozostałości enzymów.
  6. Usunąć supernatant za pomocą pipety i przechowywać 1 ml zawiesiny komórek w temperaturze 4 °C przez okres do 6-8 godzin.
  7. Weź 100 μl zawiesiny komórkowej i umieść ją w kąpieli (patrz Rysunek 1H). Dodaj 1 ml płynu zewnątrzkomórkowego do kąpieli i pozwól komórkom osiąść przez 40 minut, aby przyczepić się do dna (patrz Rysunek 2).
    UWAGA: W przypadku komórek w grupie poddanej działaniu substancji (np. BaCl2 lub nitroprusydek sodu) należy wstępnie inkubować z odpowiednimi substancjami w temperaturze pokojowej (22-26°C) przez 40 minut w okresie przyłączania.

3. Rejestracja prądu Kir za pomocą zacisku krosowego dla całej komórki

  1. Produkcja mikropipet
    1. Włącz ściągacz do mikropipet (patrz Tabela materiałów).
    2. Umieść szklaną rurkę (średnica zewnętrzna: 1.5 mm, średnica wewnętrzna: 1.10 mm, długość: 10 cm) w ściągaczu. Wybierz Program 1, kliknij Enter i uzyskaj dostęp do Programu 1. Wykonaj test rampy, klikając Rampa na panelu sterowania, aby zmierzyć wartość cieplną szklanej rurki.
      UWAGA: Edytuj program 1 z następującymi parametrami: Ciepło: Rampa, Ciągnięcie: 0, Prędkość: 25, Opóźnienie: 1, Ciśnienie: 500, Tryb: Opóźnienie, Bezpieczne ogrzewanie włączone. Test rampy musi być wykonywany przy zmianie rodzajów filamentów lub szklanych pipet. Mikropipety powinny mieć średnicę końcówki ~1-2 μm i długość stożka około 5 mm. Mniejsze średnice końcówek i dłuższe stożki skutkują większą rezystancją pipety.
    3. Włóż nową szklaną rurkę i wybierz Program 1. Kliknij Enter, aby wyprodukować mikropipetę.
  2. Nagrywanie prądu Kir
    1. Włączaj kolejno urządzenia sprzętowe: przetwornik cyfrowo-analogowy, wzmacniacz sygnału, mikromanipulator, mikroskop, kamerę i komputer.
    2. Uruchom oprogramowanie w następującej kolejności: kamera, wzmacniacz sygnału i oprogramowanie do akwizycji danych.
      UWAGA: Jeśli mikroskop nie jest wyposażony w kamerę, aktywacji wymaga tylko oprogramowanie instrumentu. Upewnij się, że oprogramowanie jest otwierane po zainicjowaniu sprzętu, aby umożliwić prawidłowe działanie.
    3. W oprogramowaniu do akwizycji danych wybierz opcję File (Plik) > Set Data File Names (Ustaw nazwy plików danych), aby ustalić ścieżkę do przechowywania danych.
    4. Edytuj protokół rejestrowania prądów Kir w następujący sposób:
      1. Interfejs przebiegu: Epoka A i D: Typ = krok; Pierwszy poziom = −60 mV; Poziom delta = 0 mV; Pierwszy czas trwania = 100 ms; Czas trwania delta = 0 ms. Epoka B: Typ = krok; Pierwszy poziom = −160 mV; Poziom delta = 0 mV; Pierwszy czas trwania = 1 ms; Czas trwania delty = 0 ms. Epoka C: Typ = rampa; Pierwszy poziom = 40 mV; Poziom delta = 20 mV; Pierwszy czas trwania = 500 ms; Czas trwania delta = 0 ms.
      2. Interfejs trybu/szybkości: Opóźnienie próbne = 0 s; Przebiegi = 1; Zamiatanie = 1; Czas trwania przemiatania = 0,8 s.
      3. Interfejs wyjść: Kanał #0; Poziom podtrzymania = −60 mV. Zapisz protokół i nazwij go jako "Protokół Kir"."
        UWAGA: Konfiguracja protokołu jest dostosowana do konkretnych bieżących nagrań i może być ponownie wykorzystana po zapisaniu. Upewnij się, że interfejs wyjściowy pasuje do okablowania przyrządu (np. Kanał #0).
    5. Włącz funkcję Membrane Test (Test membranowy) w menu Tools (Narzędzia) oprogramowania do akwizycji danych.
    6. Umieść celę do pomiaru w środku kamery mikroskopu view.
    7. Zanurz końcówkę przewodu referencyjnego w roztworze kąpieli. Napełnij 20% mikropipety (wytworzonej w kroku 3.1) roztworem wewnątrzkomórkowym i zabezpiecz ją na uchwycie elektrody rejestrującej.
      1. Zastosuj nadciśnienie za pomocą strzykawki, wsuń końcówkę pipety do roztworu do kąpieli i wyreguluj przesunięcie pipety w oprogramowaniu wzmacniacza sygnału, aby ustawić aktualną linię bazową na 0 pA (patrz Rysunek 3A).
        UWAGA: Należy używać przewodów odniesienia Ag/AgCl. Rezystancja pipety powinna wynosić 4-6 MΩ.
    8. Delikatnie dociśnij pipetę do błony komórkowej. Obserwuj wzrost rezystancji uszczelnienia (Rt) do co najmniej 1 MΩ (Rysunek 3B). Usuń nadciśnienie i zastosuj podciśnienie, aby uzyskać wysoką rezystancję przy Rt ≥ 1 GΩ (Rysunek 3C).
      1. Ustaw napięcie podtrzymania na -60 mV i skompensuj pojemność elektrody za pomocą Cp Fast i Cp Slow (Rysunek 3D).
        UWAGA: Jeśli Rt utrzymuje się powyżej 1 GΩ, przejdź do następnego kroku; W przeciwnym razie wymień kuwetę lub pipetę i powtórz kroki 3.2.6-3.2.8.
    9. Zastosuj krótkie podciśnienie, aby rozerwać błonę komórkową, tworząc konfigurację całej komórki ( Rysunek 3E). Wybierz Whole Cell w oprogramowaniu wzmacniacza sygnału, kliknij Auto dla kompensacji pojemności membrany (Rysunek 3F), załaduj protokół Kir i rozpocznij rejestrację danych. Powtórz kroki 3.2.6-3.2.9 dla komórek poddanych działaniu substancji.
      UWAGA: Jeśli rezystancja szeregowa (Ra) wynosi >30 MΩ, wybierz nowe ogniwo. Jeśli 30 MΩ > Ra > 10 MΩ, przed nagrywaniem należy zastosować kompensację rezystancji szeregowej. Ten protokół wymaga Ra < 10 MΩ.
  3. Analizowanie danych
    1. Otwórz oprogramowanie do analizy danych i załaduj zarejestrowane dane. Użyj kursorów, aby przeanalizować bieżące ślady i wyeksportować dane do wykreślenia krzywej I-V.
    2. Utwórz sygnał fali bodźca, wybierając Edytuj > Utwórz sygnał fali bodźca i potwierdź.
    3. Wyeksportuj ślad protokołu Kir, wybierając opcję Edytuj > Transfer Traces, określając pełny region śledzenia i sygnał (A0 #0) oraz kopiując dane do dalszej analizy.
    4. Wyeksportuj reprezentatywne bieżące ślady Kir, wybierając opcję Edytuj > Przenieś ślady, określając pełny region śledzenia i sygnał (IN 0), a następnie kopiując dane w celu wygenerowania bieżących wykresów śledzenia.
      UWAGA: Znormalizuj bieżące dane przy użyciu gęstości prądu (pA/pF), aby uzyskać dokładne porównanie między komórkami o różnych rozmiarach. Upewnij się, że pojemność membrany (Cm) jest zarejestrowana podczas eksperymentu17.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Izolacja komórek mięśni gładkich tętnic
Pierwsza część procedury szczegółowo opisuje proces izolowania komórek mięśni gładkich z tętnicy podstawnej mózgu szczura. Proces ten jest zilustrowany w Rysunek 1. Zabieg obejmuje etapy trawienia enzymatycznego i separacji komórek w celu uwolnienia komórek mięśni gładkich z tętnicy.

Reprezentatywne obrazy izolowanych komórek mięśni gładkich
W drugiej części przedstawiono reprezentat...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Zapis całych komórek przy użyciu świeżo wyizolowanych komórek sięga wczesnych lat osiemdziesiątychXX wieku 18, a rejestrowanie prądów kanałowych z komórek mięśni gładkich podstawy gryzoni stało się szeroko praktykowane w latach dziewięćdziesiątych XX wieku19. Wraz z postępem technologicznym naukowcy coraz bardziej koncentrują się na wynikach osiąganych dzięki tym technologiom. Jednak uwaga poświęcana aktualizowaniu i podsumowywaniu metod technicznych stopniowo malała. W art...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają do ujawnienia żadnych konfliktów interesów.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ta praca była wspierana przez Specjalny Program Talentów Uniwersytetu Tradycyjnej Medycyny Chińskiej w Chengdu dla "Xinglin Scholars and Discipline Talents Research Promotion Plan" (33002324) oraz Kluczowy Projekt Badawczo-Rozwojowy dla Wprowadzenia Talentów Naukowych i Technologicznych na Wysokim Poziomie w Mieście Luliang (2022RC28).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Albumina surowicy bydlęcejSigma, USAB2064
Chlorek baruMacklin Biochemical Co., Ltd., Szanghaj, ChinyB861682
CaCl2Sangon Biotech Co., Ltd., Szanghaj, ChinyA501330
CameraHamamatsu, JaponiaC11440
Oprogramowanie kameryObraz J, USAMikromenedżer 2.0.0-gammal
Kolagenaza FSigma, USAC7926
Kolagenaza HSigma, USAC8051
KomputerLenovo, Chiny~
Oprogramowanie do akwizycji danychUrządzenia molekularne, USAClampex 10.4
Oprogramowanie do analizy danychAxon, USAclampfit 10.4
D-glukozaSangon Biotech Co., Ltd., Szanghaj, ChinyA610219
Przetwornik cyfrowo-analogowyMolecular Devices, USAAxon digidata 1550B
DithiothreitolSigma, USAD0632
Oprogramowanie do rysowaniaSan Diego, Kalifornia, USAGraphPad 
EGTASangon Biotech Co., Ltd., Szanghaj, ChinyA600077
Szklana rurkaDL Naturegene Life Sciences.USAB150-86-10
HEPESXiya Reagent Co., Ltd., Shandong, ChinyS3872
KClSangon Biotech Co., Ltd., Szanghaj, ChinyA100395
KH2PO4Sangon Biotech Co., Ltd., Szanghaj, ChinyA100781
MgCl2· 6H2OSangon Biotech Co., Ltd., Szanghaj, Chińska Republika LudowaA100288
Sutter MikromanipulatorUSAMP285A
Ściągacz do mikropipetsutter, USAP1000
MikroskopOlympus, JaponiaIX73
Na2-ATPSigma, USAA26209
Na2HPO4Sangon Biotech Co., Ltd., Szanghaj, ChinyA610404
NaClSangon Biotech Co., Ltd., Szanghaj, ChinyA100241
NaH2PO4Sangon Biotech Co., Ltd., Szanghaj, ChinyA600878
NaHCO3Sangon Biotech Co., Ltd., Szanghaj, ChinyA100865
NaOHSangon Biotech Co., Ltd., Szanghaj, ChinyA100173
PapainSigma, Stany ZjednoczoneP4762
D-glukonian potasuSangon Biotech Co., Ltd., Szanghaj, ChinyA507810
Wzmacniacz sygnałuMolecular Devices, Stany ZjednoczoneAxon MutiClamp 700B
Molecular Devices, USAMultiClamp Commander
Nitroprusydek soduSangon Biotech Co., Ltd., Szanghaj, ChinyA600867
Oprogramowanie do analizy statystycznejSan Diego, Kalifornia, USAGraphPad 
, Oprogramowanie wzmacniacza sygnału Oprogramowanie

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Goins, R. T., et al. Lower body functioning and correlates among older american indians: The cerebrovascular disease and its consequences in american indians study. BMC Geriatrics. 18 (1), 1-9 (2018).
  2. Mattle, H. P., Arnold, M., Lindsberg, P. J., Schonewille, W. J., Schroth, G. Basilar artery occlusion. Lancet Neurol. 10 (11), 1002-1014 (2011).
  3. Morales, A., Parry, P. V., Jadhav, A., Jovin, T. A novel route of revascularization in basilar artery occlusion and review of the literature. BMJ Case Reports. , 1-6 (2015).
  4. Ghantous, C. M., Azrak, Z., Rahman, F. A., Itani, H. A., Zeidan, A. Assessment of basilar artery reactivity in stroke and subarachnoid hemorrhage using wire myograph. Methods Mol Biol. 34, 625-643 (2016).
  5. Tykocki, N. R., Boerman, E. M., Jackson, W. F. Smooth muscle ion channels and regulation of vascular tone in resistance arteries and arterioles. Compr Physiol. 7 (2), 485-581 (2017).
  6. Wu, B. -N., et al. Hyposmotic challenge inhibits inward rectifying K+ channels in cerebral arterial smooth muscle cells. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 292 (2), H1085-H1094 (2007).
  7. Jackson, W. F. Ion channels and vascular. Hypertension. 35 (2), 173-178 (2000).
  8. Jackson, W. F. Potassium channels in the peripheral microcirculation. Microcirculation. 12 (1), 113-127 (2005).
  9. Dogan, M. F., Yildiz, O., Arslan, S. O., Ulusoy, K. G. Potassium channels in vascular smooth muscle: A pathophysiological and pharmacological perspective. Fundam Clin Pharmacol. 33 (5), 504-523 (2019).
  10. Daghbouche-Rubio, N., López-López, J. R., Pérez-García, M. T., Cidad, P. Vascular smooth muscle ion channels in essential hypertension. Front Physiol. 13, 1-9 (2022).
  11. Sahranavard, T., et al. The role of potassium in atherosclerosis. Eur J Clin Invest. 51 (3), 1-19 (2020).
  12. Crecelius, A. R., Dinenno, F. A. Vascular regulation via kir channels and Na+/K+-ATPase. Channels. 9 (4), 171-172 (2015).
  13. Liu, Y., et al. Prostanoids contribute to regulation of inwardly rectifying K+ channels in intrarenal arterial smooth muscle cells. Life Sci. 250, 1-9 (2020).
  14. Li, W., et al. Luteolin-induced coronary arterial relaxation involves activation of the myocyte voltage-gated K+ channels and inward rectifier K+ channels. Life Sci. 221, 233-240 (2019).
  15. Guo, P., et al. Coronary hypercontractility to acidosis owes to the greater activity of tmem16a/ano1 in the arterial smooth muscle cells. Biomed Pharmacother. 139, 1-14 (2021).
  16. Jing, Y., et al. Apigenin relaxes rat intrarenal arteries, depresses Ca2+-activated Cl− currents and augments voltage-dependent K+ currents of the arterial smooth muscle cells. Biomed Pharmacother. 115, 1-9 (2019).
  17. Manz, K. M., Siemann, J. K., Mcmahon, D. G., Grueter, B. A. Patch-clamp and multi-electrode array electrophysiological analysis in acute mouse brain slices. STAR Protocols. 2 (2), 1-30 (2021).
  18. Hamill, O. P., Marty, A., Neher, E., Sakmann, B., Sigworth, F. J. Improved patch-clamp techniques for high-resolution current recording from cells and cell-free membrane patches. Pflugers Arch. 391 (2), 85-100 (1981).
  19. Langton, P. D., Standen, N. B. Calcium currents elicited by voltage steps and steady voltages in myocytes isolated from the rat basilar artery. J Physiol. 469 (0), 535-548 (1993).
  20. Kittiwoot, T. -O., et al. Isolation of intrapulmonary artery and smooth muscle cells to investigate vascular responses. J Vis Exp. (184), e63686(2022).
  21. Trask, A. J., Lucchesi, P. A., Mccallinhart, P. E., Zhang, X., Husarek, K. E. Isolation of murine coronary vascular smooth muscle cells. J Vis Exp. 111, e53983(2016).
  22. Ribeiro, M. P., Relvas, R., Chiquita, S., Correia, I. J. Isolation of human umbilical arterial smooth muscle cells (HUASMC). J Vis Exp. (41), e1940(2010).
  23. Kim, H. J., et al. Increased inward rectifier K+ current of coronary artery smooth muscle cells in spontaneously hypertensive rats; partial compensation of the attenuated endothelium-dependent relaxation via Ca2+-activated K+ channels. Clin Exp Pharmacol Physiol. 47 (1), 38-48 (2019).
  24. Qiao, Y., et al. Kir2.1 regulates rat smooth muscle cell proliferation, migration, and post-injury carotid neointimal formation. Biochem Biophys Res Commun. 477 (4), 774-780 (2016).
  25. Tykocki, N. R., Bonev, A. D., Longden, T. A., Heppner, T. J., Nelson, M. T. Inhibition of vascular smooth muscle inward-rectifier K+channels restores myogenic tone in mouse urinary bladder arterioles. Am J Physiol Renal Physiol. 312 (5), F836-F847 (2017).
  26. Ko, E. A., Han, J., Jung, I. D., Park, W. S. Physiological roles of K+ channels in vascular smooth muscle cells. Smooth Muscle Res. 44 (2), 65-81 (2008).
  27. Standen, N. B., Quayle, J. M. K+ channel modulation in arterial smooth muscle. Acta Physiol Scand. 164, 549-557 (1998).
  28. Smith, P. D., et al. Kir channels function as electrical amplifiers in rat vascular smooth muscle. J Physiol. 586 (4), 1147-1160 (2008).
  29. Kanda, H., Tonomura, S., Dai, Y., Gu, J. G. Protocol for pressure-clamped patch-clamp recording at the node of Ranvier of rat myelinated nerves. STAR Protocols. 2 (1), 1-12 (2021).
  30. Witchel, H. J., Milnes, J. T., Mitcheson, J. S., Hancox, J. C. Troubleshooting problems with in vitro screening of drugs for qt interval prolongation using HERG K+ channels expressed in mammalian cell lines and Xenopus oocytes. J Pharmacol Toxicol Methods. 48 (2), 65-80 (2002).
  31. Kodandaramaiah, S. B., Franzesi, G. T., Chow, B. Y., Boyden, E. S., Forest, C. R. Automated whole-cell patch-clamp electrophysiology of neurons in vivo. Nat Methods. 9 (6), 585-587 (2012).
  32. Park, W. S., Han, J., Earm, Y. E. Physiological role of inward rectifier K+ channels in vascular smooth muscle cells. Pflugers Arch. 457 (1), 137-147 (2008).
  33. Thomas, C., Svehla, L., Moffett, B. S. Sodium nitroprusside induced cyanide toxicity in pediatric patients. Expert Opin Drug Saf. 8 (5), 599-602 (2009).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Pr dy prostuj ce do wewn trzkom rki t tnicy podstawnejaktywno kana w potasowychrejestracja typu whole cellpotencja b ony kom rkowejinhibicja chlorkiem baruefekt nitroprusyku soduprotok izolacji kom rek

Powiązane artykuły