Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Chirurgiczne podejście do zmiażdżenia nerwu wzrokowego w modelu królika

1.9K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/67415

⸱

8 lipca 2025

 ,  ,  ,  ,  , 
1Spencer Center for Vision Research, Byers Eye Institute, Department of Ophthalmology, Stanford University, 2Department of Ophthalmology, Technical University of Munich, Hospital rechts der Isar, 3Department of Bioengineering, Stanford University, 4Department of Comparative Medicine, Stanford University, 5Glaucoma Center of Excellence, Wilmer Eye Institute, Johns Hopkins University

W tym artykule

Podsumowanie

Ten artykuł przedstawia szczegółowe instrukcje dotyczące wykonywania zmiażdżenia nerwu wzrokowego w modelu królika przy użyciu standardowych technik chirurgii okulistycznej.

Streszczenie

Zmiażdżenie nerwu wzrokowego (ONC) to eksperymentalna technika używana do modelowania i badania mechanizmów neuropatii nerwu wzrokowego i potencjalnych interwencji terapeutycznych. W badaniach ONC wykorzystano głównie modele gryzoni; Modele te wykazują jednak znaczące różnice anatomiczne i fizjologiczne w stosunku do ludzi, co potencjalnie ogranicza zdolność do translatacji. W tym miejscu opisujemy technikę chirurgiczną mającą na celu uzyskanie modelu ONC u królików, gatunku o wymiarach kuli ziemskiej bardziej zbliżonych do ludzkich oczu. Opracowana technika chirurgiczna wykorzystuje okulistyczne techniki chirurgiczne stosowane w operacjach zeza i okuloplastyce i nie wymaga tworzenia okien kostnych ani kantotomii. Model został zweryfikowany poprzez ocenę reakcji źrenic w różnych warunkach oświetleniowych oraz wizualnych potencjałów wywołanych (VEP) przed i po ONC. Wyniki wykazały znaczne zmniejszenie zarówno odpowiedzi źrenic, jak i amplitudy VEP w oczach ONC, w porównaniu z nieleczonymi oczami po przeciwnej stronie, co wskazuje na utratę funkcji widzenia po urazie, zgodnie z oczekiwaniami. Ta technika chirurgiczna może dostarczyć modeli do badania uszkodzeń nerwu wzrokowego i testowania potencjalnych strategii terapeutycznych, z szerszymi implikacjami dla zrozumienia i leczenia chorób neurodegeneracyjnych oczu.

Wprowadzenie

Technika zmiażdżenia nerwu wzrokowego (ONC) to eksperymentalne podejście do generowania modeli kontrolowanych uszkodzeń nerwu wzrokowego, wymaganych do badania neuropatii nerwu wzrokowego1,2,3. Indukując miejscowe uszkodzenie nerwu wzrokowego, prowadzące do uszkodzenia aksonów i zwyrodnienia komórek zwojowych siatkówki, model ONC symuluje niektóre z patologicznych cech różnych neuropatii nerwu wzrokowego, takich jak urazowa neuropatia nerwu wzrokowego i jaskra4,5,6,7. Ten kontrolowany model umożliwia następnie szczegółowe zbadanie mechanizmów leżących u podstaw uszkodzeń, zwyrodnień i potencjalnej regeneracji nerwów w okulistyce i neurobiologii8,9,10,11,12,13,14.

Zastosowanie techniki ONC i związanych z nią badań zostało szeroko zastosowane przy użyciu modeli gryzoni, z ich zaletami pod względem rozmiaru, łatwości obsługi i niskich kosztów utrzymania. Ponadto gryzonie oferują szeroki wachlarz narzędzi do manipulacji genetycznej, które są niezbędne w terapii genowej i interwencjach molekularnych12,14,15. Pomimo tych korzyści, znaczące różnice anatomiczne i fizjologiczne między gryzoniami a ludźmi mają potencjalne ograniczenia w translacji. Techniki leczenia opracowane na gryzoniach mogą nie zostać przeniesione na ludzi ze względu na dużą rozbieżność w wielkości oczu (długość osiowa szczura 6,3 mm16 w porównaniu z 22,5 mm u ludzi). Oczy królika dokładniej naśladują rozmiar ludzkiego oka (długość osiowa królika 15,3 mm17,18), zapewniając w ten sposób lepszy model do rozwoju technik chirurgicznych i badań farmakokinetycznych niż gryzonie. Króliki były wykorzystywane w modelach ONC, ale obecne raporty nie opisują odpowiednio techniki chirurgicznej i/lub nie wykorzystują kantotomii lub okien kostnych19,20,21,22,23,24,25. Istnieją różnice anatomiczne między oczami królików i ludzi, a mianowicie obecność mielinizowanego nerwu, stosunkowo jałowej siatkówki i brak kolagenowej blaszki cribrosa, które ograniczają pełną translację; Niemniej jednak królik może nadal służyć jako odskocznia do ewentualnego translacji na człowieka.

Chociaż techniki ONC zostały opisane w większych modelach zwierzęcych, takich jak świnie4,6, goats5,9, oraz naczelne inne niż ludzie5,26, złożoność procedury i/lub koszt tych modeli ograniczają ich zastosowanie. W ten sposób królik oferuje środek, który jest zarówno ekonomiczny, jak i ma wystarczająco duże oko.

Wychodząc naprzeciw tej potrzebie, nasze badanie wprowadza technikę chirurgicznego ONC udoskonaloną dla modeli królików. Stosując technikę ONC u królików, zamierzamy wypełnić obecną lukę w modelach zwierzęcych, poszerzyć naszą wiedzę na temat uszkodzeń nerwu wzrokowego i chorób neurodegeneracyjnych oraz opracować nowe strategie terapeutyczne.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

W tym badaniu wykorzystano białe króliki nowozelandzkie (4,4 - 4,8 kg). Projekt eksperymentów na zwierzętach był zgodny z wytycznymi ARVO dotyczącymi wykorzystania zwierząt w badaniach okulistycznych i wzrokowych. Komitet ds. Opieki nad Zwierzętami i Użytkowania Zwierząt Uniwersytetu Stanforda dokonał przeglądu i wydał zgodę na te eksperymenty (numer protokołu: APLAC-33781).

1. ONC

  1. Znieczulić królika (n = 4) zgodnie z wytycznymi Centrum Usług Weterynaryjnych (VSC), aby upewnić się, że królik jest odpowiednio uspokojony i wolny od bólu podczas całej procedury. Krótko podawać ketaminę (30 mg/kg) i ksylazynę (3 mg/kg) podskórnie.
    UWAGA: Operacyjna płaszczyzna znieczulenia jest potwierdzana przez ocenę wielu parametrów głębokości znieczulenia, w tym uszczypnięcia palca u nogi i tonu szczęki.
  2. Na początku zabiegu należy podać podskórnie buprenorfinę o przedłużonym uwalnianiu (0,15 mg/kg) w celu znieczulenia i cytrynian maropitantu (2 mg/kg) w celu szybszego powrotu do zdrowia. Monitoruj parametry życiowe zwierzęcia i głębokość znieczulenia co 5-15 minut, aby zapewnić mu zdrowie.
  3. Zapewnij źródło ciepła, takie jak elektryczna poduszka grzewcza lub koc z cyrkulacyjną wodą, i dostosuj ustawienia w zależności od temperatury ciała.
  4. Dostarcz 1-4% izofulanu lub 1-6% sewofluranu za pomocą maski na twarz, aby utrzymać znieczulenie w razie potrzeby.
  5. Na około 5-15 minut przed zabiegiem należy podać kombinację proparakainy (0,5%), fenylefryny (2,5%) i tropikamidu (1%) krople do oczu.
    UWAGA: Krople do oczu zapewniają znieczulenie miejscowe i rozszerzenie źrenicy27.
  6. Ustaw królika na boku z odsłoniętym prawym okiem (Rysunek 1). Nałóż 5% roztwór betadyny na oczy, rzęsy i skórę okołogałkową w celu sterylizacji przy użyciu standardowej techniki aseptycznej.
  7. Ponownie podaj proparakainowe krople do oczu w celu dodatkowego znieczulenia miejscowego.
  8. Aby zachować bezpłodność, owiń zwierzę folią spożywczą28, pozostawiając mały otwór wielkości oka nad prawym okiem (Rysunek 1).
    1. Upewnij się, że dotykasz tylko górnej i dolnej krawędzi każdego arkusza folii spożywczej, ponieważ są one przyklejone do spodu stołu i nie zakłócają sterylności.
    2. Nosić sterylne rękawiczki i upewnić się, że wszystkie autoklawowane narzędzia chirurgiczne pozostają w sterylnym polu podczas zabiegu. Użyj nowego zestawu instrumentów dla każdego zwierzęcia.
  9. Umieść szew trakcyjny rogówki o częściowej grubości (8-0) przez górną obwodową rogówkę w pobliżu rąbka, aby delikatnie zainfradukować oko, ułatwiając lepszy dostęp do nerwu wzrokowego, który znajduje się wyżej u królika (Rysunek 2A).
  10. Wykonaj peritomię spojówki (tj. nacięcie spojówki wokół rogówki)29 od godziny 10 do 2 za pomocą nożyczek Westcotta i kleszczy 0,12 mm.
  11. Ostrożnie tępo wypreparuj torebkę Tenona za pomocą nożyczek Wescott, aby odsłonić leżącą pod spodem górną odbytość i górne mięśnie skośne.
  12. Użyj haka do mięśni, aby wyizolować mięśnie górne (Rysunek 2B).
  13. Zabezpiecz haczykowate mięśnie dwuramiennym szwem (8-0) przy użyciu standardowych technik zeza30 (Rysunek 2C). Krótko mówiąc, przełóż szew na całej grubości przez środek mięśni górnych i zawiąż go za pomocą węzła chirurgicznego. Następnie przełóż igłę o częściowej grubości przez długość mięśnia od środka do krawędzi mięśnia. Załaduj igłę grzbietem dłoni i przełóż ją na całej grubości od spodu mięśnia do przodu. Przełóż uchwyt igły przez pętlę, aby chwycić igłę.
    UWAGA: Pociągnięcie igły napina i blokuje tę połowę mięśnia. Druga igła jest następnie używana do zabezpieczenia pozostałej połowy mięśnia w lustrzanym odbiciu pierwszej połowy.
  14. Użyj nożyczek Wescott, aby odłączyć mięśnie od kuli ziemskiej, uważając, aby nie przeciąć szwów umieszczonych na mięśniach.
  15. Delikatnie przeprowadź kulę ziemską za pomocą szwu rogówkowego i odsłoń wewnątrzstożkową przestrzeń oczodołu, cofając szew mięśniowy z góry (Rysunek 2D).
  16. Delikatnie tępo wypreparuj otaczającą tkankę oczodołu, aby w pełni odsłonić nerw wzrokowy.
    1. Nie przecinaj żadnej tkanki w oczodole i używaj tylko sekcji. Nie uszkadzaj żyły wirowej (Rysunek 2D).
    2. W razie potrzeby użyj haka mięśniowego, aby zlokalizować i odizolować nerw wzrokowy (Rysunek 2E).
      UWAGA: Nerw wzrokowy królika jest nieco wyższy i otoczony tkankami zaoczodołowymi, w tym białym tłuszczem. Nerw jest biały, o średnicy około 1 mm. Długie tylne tętnice rzęskowe biegną wzdłuż meridianów godziny 3 i 9 poniżej głowy nerwu wzrokowego i mogą służyć jako przewodnik do lokalizacji nerwu31.
  17. Zacisnąć nerw wzrokowy za pomocą uchwytu igły przez 60 s, aby wywołać zmiażdżenie, po którym pojawi się widoczny ślad (Rysunek 2F,G). Miejsce zgniecenia znajduje się około 3 mm za głową nerwu wzrokowego, aby uniknąć uszkodzenia tętnicy ocznej. Użyj blokującego uchwytu igły, aby zapewnić stałą siłę przyłożoną do wszystkich zabiegów ONC, co skutkuje porównywalnymi uszkodzeniami nerwu wzrokowego u królików.
  18. Zreaguj mięśnie górne z powrotem do ich pierwotnego położenia na kuli ziemskiej (Rysunek 2H). Przełóż dwie igły (wcześniej używane do zabezpieczania mięśnia prostego górnego i mięśni skośnych górnych) o częściowej grubości przez pierwotne wprowadzenie mięśnia. Zaciśnij szew i umieść węzeł chirurga30.
  19. Zakończ procedurę, zszywając spojówkę do rąbka za pomocą szwów przerywanych (Ryc. 2I).
  20. Pod koniec zabiegu podać podskórnie podgrzane płyny krystaloidowe (10 ml/kg) i meloksykam (0,5 mg/kg) w celu znieczulenia. Zwierzę należy wyleczyć, wyłączając znieczulenie gazowe i podając domięśniowo atipamezol (0,3 mg/kg) w celu odwrócenia działania ksylazyny. Buprenorfinę o przedłużonym uwalnianiu (0,15 mg/kg) należy podawać podskórnie w okresie rekonwalescencji.
  21. Meloksykam (0,5 mg/kg) należy podawać podskórnie raz na dobę w ciągu 2-3 dni po operacji i częściej w razie potrzeby. Zapewnij opiekę wspomagającą, w tym dodatkowe urządzenia wzbogacające (np. zabawki) i wzbogacanie diety, w ciągu 2-3 dni po operacji i w razie potrzeby.
  22. W razie potrzeby należy podać dodatkowe płyny podskórne w okresie pooperacyjnym. Zwierzę należy monitorować dwa razy dziennie przez pierwsze trzy dni po operacji, a następnie co tydzień lub w razie potrzeby.

2. Odpowiedź źrenicy

UWAGA: Aby ocenić funkcje wzrokowe, przetestuj reakcję źrenic z obu oczu przed (dni -3, -2 i -1) i po ONC (dni +1, +2 i +3) korzystając z procedur opisanych poniżej.

  1. Korzystając z aparatu w smartfonie, fotografuj zarówno prawe, jak i lewe oko w warunkach słabego oświetlenia (mezopicyjnych).
  2. Świec latarką bezpośrednio w prawe oko z odległości około 6 cali. Sfotografuj oko, a następnie powtórz tę samą procedurę dla lewego oka.
    UWAGA: Ton źrenicy powinien być stabilny w ciągu 5-10 s.
  3. Korzystając z obrazu J, znajdź stosunek średnicy źrenicy do średnicy bieli na podstawie przechwyconych obrazów.

3. Wizualne potencjały wywołane w technologii Flash (VEP)

UWAGA: Aby ocenić integralność ścieżki wzrokowej, od siatkówki przez nerw wzrokowy do kory wzrokowej, zapisz przebiegi VEP z obu oczu przed (dzień -2) i po ONC (dni +7 i +14) w ciemności, korzystając z procedur opisanych poniżej.

  1. Znieczulij królika zgodnie z wytycznymi VSC. Krótko mówiąc, ketaminę (15 mg/kg), deksmedetomidynę (0,05 mg/kg) i midazolam (0,3 mg/kg) podawać domięśniowo.
    UWAGA: Znieczulenie gazowe może osłabić sygnał VEP i dlatego należy go unikać, jeśli to możliwe.
  2. Podawać kombinację proparakainy (0,5%), fenylefryny (2,5%) i tropikamidu (1%) krople do oczu.
  3. Umieść trzy podskórne elektrody igłowe w określonych miejscach, jak pokazano na Rysunek 3A: między przyśrodkową canthi (elektroda referencyjna z czarnym), między łopatkami (elektroda uziemiająca z zielonym) i na zewnętrznej wypukłości potylicznej (elektroda rejestrująca z czerwonym)6.
  4. Umieść zwijacz powieki na lewym oku i zakryj prawe oko, aby zablokować ekspozycję na światło.
  5. Nagrywaj przebiegi VEP za pomocą urządzenia przenośnego (Rysunek 3B,C), gdy bodźce świetlne jest migane (8,0 cd*s/m2, 0,99 Hz).
    UWAGA: Przed nagrywaniem upewnij się, że poziom szumów wynosi < 20 μV.
  6. Powtórz ten proces nagrywania co najmniej trzy razy.
    UWAGA: Pomiary trzykrotne są uśredniane i traktowane jako pojedynczy punkt danych.
  7. Postępuj zgodnie z tą samą procedurą dla prawego oka, upewniając się, że lewe oko jest teraz zakryte, aby zapobiec ekspozycji na światło.
  8. Na podstawie zebranych przebiegów VEP określ opóźnienie i amplitudę P1. Opóźnienie P1 definiuje się jako czas pierwszego dodatniego piku (P1) po początkowym ujemnym szczycie (N1), zwykle występujący około 60 ms. Amplitudę P1 oblicza się jako różnicę między amplitudami w punktach P1 i N1.

4. Etykietowanie i obrazowanie Axon

  1. Po tygodniu od ONC wstrzyknąć następczą toksynę B znacznikową aksonu B (CTB; sprzężoną z Alexa Fluor 488) do ciała szklistego do obu oczu (50 μl 1 μg/μL CTB w PBS na oko; sterylny filtr) za pomocą strzykawki insulinowej 29 G.
  2. Dwa tygodnie po ONC poddać króliki eutanazji dożylnym pentobarbitalem sodu (100 mg/kg) i fenytoiny sodowej (12,8 mg/kg) i potwierdzić zgon przez osłuchiwanie serca.
  3. Wyłuszczyć gałki oczne, usunąć resztki tkanek za pomocą nożyczek Westcotta i utrwalić kule w 4% paraformaldehydzie (w PBS) przez 24 godziny w temperaturze 4 °C.
  4. Po przemyciu gałek ocznych PBS przez 4 godziny należy wypreparować nieruchome nerwy wzrokowe i dokonać kriosekcji wzdłużnej.
  5. Umyj sekcje PBS 3 razy po 5 minut każda.
  6. Inkubować sekcję w PBS zawierającą 4',6-diamidyn-2-fenyloindol (DAPI; 1:1,000) przez 5 minut.
  7. Umyj sekcje PBS, 3 razy po 5 minut każda.
  8. Zamontuj sekcje w podłożu montażowym i zobrazuj je za pomocą mikroskopu konfokalnego.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Aby ocenić funkcję wzrokową, określono ilościowo reakcję źrenic, obliczając stosunek średnicy źrenicy (ciągła żółta linia w Rysunek 4A) w stosunku do średnicy białko-białko (żółta przerywana linia w Rycina 4A) w warunkach oświetlenia mezopowego i błyskowego, jak pokazano w Rycina 4Przed procedurą ONC zaobserwowano znaczne zwężenie źrenicy w odpowiedzi na światło. Jednakże 1–3 dni po ONC średnica źrenicy wykazała nie...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Badanie to wprowadza szczegółowy protokół wykonywania procedury ONC u królików, kładąc nacisk na mniej inwazyjne podejście do dostępu do nerwu wzrokowego. Poprzednie doniesienia nie zawierały wyczerpujących opisów, wskazówek wizualnych lub opierały się na bardziej inwazyjnych technikach, wymagających implantów, kantotomii bocznej i/lub resekcji kości 19,20,21,22,23,24,25.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają sprzecznych interesów finansowych ani konkurujących ze sobą.

Podziękowania

Ta praca była wspierana przez National Eye Institute w ramach grantów K08-EY033407 i P30-EY026877 oraz Research to Prevent Blindness.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
8-0 Powlekany szew Vicryl Violet TG140-8 DwuramiennyEthiconJ547GUżywany do procedury zmiażdżenia nerwu wzrokowego
Antysedan (chlorowodorek atipamezolu 5,0 mg / ml roztwór)ZoetisNDC: 54771-6293Używany do aplikacji operacyjnej
Bonn Szczypce do wiązania Końcówka kątowa 0,2 mm, TytanTytan MedycznyTMF502Używany do zabiegu
zmiażdżenia nerwu wzrokowegoCastroviejo Uchwyt igły Zakrzywiony, TitaniumTitan MedicalTMH105Używany do zabiegu zmiażdżenia nerwu wzrokowego
Kleszcze do szycia Castroviejo 1x2 0,12 mm Proste, TitaniumMedicalTMF411Używany do zabiegu zmiażdżenia nerwu wzrokowego
Cerenia (roztwór cytrynianu maropitanu 10 mg / ml)ZoetisNDC: 54771-8179Używany do aplikacji operacyjnej
Jednorazowa igła podskórna ze stali nierdzewnej ElektrodyNatus019-476600Używane do wizualnego badania potencjału wywołanego
Euthasol (390 mg / ml pentobarbital sodu i 50 mg / ml fenytoiny sodu)VirbacNDC: 51311-050Używany do eutanazji
Graefe Muscle Hook, TitaniumTitan MedicalTME133Używany do zabiegu zmiażdżenia nerwu wzrokowego
Strzykawka insulinowa 1/2 mL, 29 G, 1/2 "Monoject8881600350Służy do iniekcji doszklistkowej
Jameson Muscle HookTitan MedicalTME122Służy do zabiegu zmiażdżenia nerwu wzrokowego
Kleszcze do wiązania McPhersona Prosta końcówka 0,2 mm, TitaniumTitan MedicalTMF501Używany do procedury zmiażdżenia nerwu wzrokowego
Normosol-R (izotoniczny roztwór zrównoważonych elektrolitów; płyn krystaloidalny)ICU Medical Inc.NDC: 0990-7670Używany do aplikacji operacyjnej
Ofloksacyna Roztwór okulistyczny 0,3%Bausch & Lomb60505-0560-0Używany do aplikacji pooperacyjnej
Olympus FLUOVIEW FV3000OlympusFLUOVIEW FV3000Konfokalny laserowy mikroskop skaningowy
Fenylefryna HCl 2,5% roztwór okulistycznyBausch & Lomb82260-102-10Używany do aplikacji przedoperacyjnej
ProLong Gold Antifade MountantInvitrogen P36934Podłoże montażowe
Proparakaina HCl 0,5% roztwór okulistycznyBausch & Lomb24208-730-06Używany do zastosowań przedoperacyjnych
RETeval Wizualne urządzenie elektrodiagnostyczneLKC Technologies, Inc.RETevalSłuży do wizualnego testowania potencjału wywołanego
Tropicamid 1,0% Roztwór okulistycznyBausch & Lomb24208-585-64Używany do aplikacji przedoperacyjnej
Westcott Scissors ZakrzywionyTitan MedicalTMS401Używany do zabiegu zmiażdżenia nerwu wzrokowego

Bibliografia

  1. Chierzi, S., Strettoi, E., Cenni, M. C., Maffei, L. Optic nerve crush: Axonal responses in wild-type and bcl-2 transgenic mice. J Neurosci. 19 (19), 8367-8376 (1999).
  2. Tang, Z., et al. An optic nerve crush injury murine model to study retinal ganglion cell survival. J Vis Exp. (50), e2685(2011).
  3. Tan, H. -B., et al. Evaluation of a partial optic nerve crush model in rats. Exp Ther Med. 4 (3), 401-404 (2012).
  4. Bramblett, G. T., Harris, J. N., Scott, L. L., Holt, A. W. Traumatic optic nerve injury elevates plasma biomarkers of traumatic brain injury in a porcine model. J Neurotrauma. 38 (8), 1000-1005 (2020).
  5. Zhang, Y., et al. Cold protection allows local cryotherapy in a clinical-relevant model of traumatic optic neuropathy. Elife. 11, e75070(2022).
  6. Heng, K., et al. Bdnf and camp are neuroprotective in a porcine model of traumatic optic neuropathy. JCI Insight. 9 (3), e172935(2024).
  7. Benowitz, L. I., Yin, Y. Optic nerve regeneration. Arch Ophthalmol. 128 (8), 1059-1064 (2010).
  8. Li, Y., Struebing, F. L., Wang, J., King, R., Geisert, E. E. Different effect of sox11 in retinal ganglion cells survival and axon regeneration. Front Genet. 9, 633(2018).
  9. Zhang, Y., et al. In vivo evaluation of retinal ganglion cells and optic nerve's integrity in large animals by multi-modality analysis. Exp Eye Res. 197, 108117(2020).
  10. Boia, R., et al. Neuroprotective strategies for retinal ganglion cell degeneration: Current status and challenges ahead. Int J Mol Sci. 21 (7), 2262(2020).
  11. Cameron, E. G., et al. Optic nerve crush in mice to study retinal ganglion cell survival and regeneration. Bio Protoc. 10 (6), e3559(2020).
  12. Zhang, Z. -Y., et al. Promotion of axon regeneration and protection on injured retinal ganglion cells by rcxcl2. Inflamm Regen. 43 (1), 31(2023).
  13. Suter, T. aC. S., Wang, J., Meng, H., He, Z. Utilizing mouse optic nerve crush to examine cns remyelination. STAR Protoc. 2 (3), 100796(2021).
  14. Ross, A. G., et al. Rescue of retinal ganglion cells in optic nerve injury using cell-selective aav mediated delivery of sirt1. Gene Ther. 28 (5), 256-264 (2021).
  15. Yue, J., et al. Cell-specific expression of human sirt1 by gene therapy reduces retinal ganglion cell loss induced by elevated intraocular pressure. Neurotherapeutics. 20 (3), 896-907 (2023).
  16. Pazos, M., et al. Rat optic nerve head anatomy within 3d histomorphometric reconstructions of normal control eyes. Exp Eye Res. 139, 1-12 (2015).
  17. Bozkir, G., Bozkir, M., Dogan, H., Aycan, K., Güler, B. Measurements of axial length and radius of corneal curvature in the rabbit eye. Acta Med Okayama. 51 (1), 9-11 (1997).
  18. Loiseau, A., Raîche-Marcoux, G., Maranda, C., Bertrand, N., Boisselier, E. Animal models in eye research: Focus on corneal pathologies. Int J Mol Sci. 24 (23), 16661(2023).
  19. Pellegrino, R. G., Ritchie, J. M. Sodium channels in the axolemma of normal and degenerating rabbit optic nerve. Proc R Soc Lond B Biol Sci. 222 (1227), 155-160 (1984).
  20. Mantyh, P. W., et al. Substance p receptor binding sites are expressed by glia in vivo after neuronal injury. Proc Natl Acad Sci. 86 (13), 5193-5197 (1989).
  21. Mantyh, P., et al. Beta 2-adrenergic receptors are expressed by glia in vivo in the normal and injured central nervous system in the rat, rabbit, and human. J Neurosci. 15 (1), 152-164 (1995).
  22. Yu, J., Luan, X., Lan, S., Yan, B., Maier, A. Fasudil, a rho-associated protein kinase inhibitor, attenuates traumatic retinal nerve injury in rabbits. J Mol Neurosci. 58 (1), 74-82 (2016).
  23. Xue, F., et al. Morphological and functional changes of the optic nerve following traumatic optic nerve injuries in rabbits. Biomed Rep. 4 (2), 188-192 (2016).
  24. Wang, D., et al. Localized co-delivery of cntf and fk506 using a thermosensitive hydrogel for retina ganglion cells protection after traumatic optic nerve injury. Drug Deliv. 27 (1), 556-564 (2020).
  25. Rogers, S. D., et al. Endothelin b receptors are expressed by astrocytes and regulate astrocyte hypertrophy in the normal and injured cns. Glia. 41 (2), 180-190 (2003).
  26. Levkovitch-Verbin, H., et al. Optic nerve transection in monkeys may result in secondary degeneration of retinal ganglion cells. Invest Ophthalmol Vis Sci. 42 (5), 975-982 (2001).
  27. Lodhi, S. A. K., Ramsali, M. V., Kulkarni, D. K., Surender, P., Murty, S. Safety of tropicamide and phenylephrine in pupillary mydriasis for cataract surgery. Saudi J Ophthalmol. 35 (2), 108-111 (2021).
  28. Emmer, K. M., Celeste, N. A., Bidot, W. A., Perret-Gentil, M. I., Malbrue, R. A. Evaluation of the sterility of press'n seal cling film for use in rodent surgery. J Am Assoc Lab Anim Sci. 58 (2), 235-239 (2019).
  29. Sami, D. A. Conjunctival incisions for strabismus surgery: A comparison of techniques. Tech Ophthalmol. 5, 125-129 (2007).
  30. Coats, D. K., Olitsky, S. E. Strabismus surgery and its complications. , Springer. (2007).
  31. Chiang, B., Kim, Y. C., Edelhauser, H. F., Prausnitz, M. R. Circumferential flow of particles in the suprachoroidal space is impeded by the posterior ciliary arteries. Exp Eye Res. 145, 424-431 (2016).
  32. Davis, F. A. The anatomy and histology of the eye and orbit of the rabbit. Trans Am Ophthalmol Soc. 27, 400-402 (1929).
  33. Peiffer, R. L., Pohm-Thorsen, L., Corcoran, K. The biology of the laboratory rabbit (second edition). , Academic Press. San Diego. 409-433 (1994).
  34. Xu, J., et al. Gene editing in rabbits: Unique opportunities for translational biomedical research. Front Genet. 12, 642444(2021).
  35. Zernii, Y. E., et al. Rabbit models of ocular diseases: New relevance for classical approaches. CNS Neurol Disord Drug Targets. 15 (3), 267-291 (2016).
  36. Del Amo, E. M., Urtti, A. Rabbit as an animal model for intravitreal pharmacokinetics: Clinical predictability and quality of the published data. Exp Eye Res. 137, 111-124 (2015).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Chirurgia okulistycznaneuropatia nerwu wzrokowegopotencja y wywo ane wzrokiemreakcja renicznaledzenie akson wobrazowanie fluorescencyjneuszkodzenie nerwu wzrokowegochoroby neurodegeneracyjne
Chirurgiczne podejście do zmiażdżenia nerwu wzrokowego w modelu królika
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki Korzystania

Zasady

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.