Przedstawiono protokół instalacji i przygotowania elektrod domięśniowych, wraz z montowanym na zwierzętach, zminiaturyzowanym urządzeniem pomiarowym do analizy elektromiografii (EMG) w badaniach lokomocji. System ten umożliwia bezprzewodową transmisję danych EMG w czasie rzeczywistym w celu zbadania regeneracji lokomocji u szczurów po udarze.
Artykuł metodologiczny
Przenośny system pomiarowy elektromiograficzny dla małych zwierząt w czasie rzeczywistym
W tym artykule
Podsumowanie
Streszczenie
Metoda pomiaru elektromiografii domięśniowej (EMG) dla zwierząt doświadczalnych została zaimplementowana na różne sposoby. Wśród tych metod, wiązanie na uwięzi z zewnętrznymi urządzeniami pomiarowymi może ograniczać przemieszczanie się zwierząt doświadczalnych, podczas gdy urządzenia wszczepialne mogą powodować niepożądane skutki uboczne ze względu na stałą obecność urządzenia o znacznych rozmiarach i wadze. Aby rozwiązać te problemy, proponujemy tani, bezprzewodowy, odłączany system pomiaru EMG i procedurę eksperymentalną. W artykule skupiono się na chirurgicznym montażu domięśniowych elektrod drucianych z małymi łącznikami oraz rozwoju systemu bezprzewodowego. Warto zauważyć, że w tym systemie do ciała zwierzęcia wprowadzane są tylko druty elektrodowe. Korzystając z tego systemu, pomiary EMG można łatwo wykonać, podłączając system obwodów do złącza zainstalowanego na grzbiecie zwierzęcia, z monitorowaniem w czasie rzeczywistym osiągalnym na laptopie. Proponowana metoda jest szczegółowo wyjaśniona krok po kroku, po czym następuje demonstracja polegająca na wprowadzeniu elektrod domięśniowych do tylnych kończyn szczura. Przeprowadza się eksperyment na bieżni w celu badania lokomocji, a następnie uzyskuje się i analizuje uzyskane sygnały elektrofizjologiczne.
Wprowadzenie
Elektromiografia polega na rejestrowaniu potencjałów elektrycznych generowanych przez włókna mięśniowe podczas skurczu. Właściwości te są determinowane przez sygnały aktywacji neuronalnej wysyłane z neuronów ruchowych do poszczególnych mięśni. EMG jest szeroko stosowane w rehabilitacji, badaniach motorycznych, mózgowych i nerwowych, a metody pomiaru można ogólnie podzielić na EMG powierzchniowe (sEMG) i EMG domięśniowe (iEMG)1. Elektrody powierzchniowe mają kilka zalet, szczególnie w zastosowaniach ubieralnych, ponieważ są nieinwazyjne i wymagają prostego procesu przygotowania2. W przypadku implantacji sEMG proces chirurgiczny jest prostszy w porównaniu do iEMG, gdzie elektroda nie musi przenikać przez mięsień. Pomimo tych zalet, sEMG jest podatny na zanieczyszczenie sygnału, takie jak zakłócenia na granicy mięśni-elektroda, artefakty ruchu, jakość kontaktu elektrody i przesłuchy sygnału z sąsiednich mięśni1. Wyzwania te są szczególnie problematyczne, gdy elektrody są umieszczone w bliskiej odległości, co często ma miejsce w badaniach z udziałem małych zwierząt. Z drugiej strony, iEMG wymaga dodatkowego zabiegu chirurgicznego w celu penetracji elektrody. Pomimo dodatkowych kroków proceduralnych, metoda ta zapewnia zapisy EMG specyficzne dla mięśni z większą precyzją i mniejszym przesłuchem, ponieważ elektrody są trwale osadzone w tkance mięśniowej3. W badaniach motorycznych na małych zwierzętach preferowane jest iEMG, ponieważ informacje EMG specyficzne dla mięśni z niezawodną instalacją elektrod są krytyczne4.
Zgłoszono kilka podejść do pozyskiwania zapisów EMG z elektrod u małych zwierząt. Tether są powszechnie używane do łączenia elektrod z zewnętrznymi urządzeniami pomiarowymi5,6,7,8,9,10,11, urządzenia mogą być wszczepione wewnątrz ciała12, lub można umieścić na zwierzęciu bezprzewodową platformę do noszenia13. Tether są najczęściej zgłaszaną metodą ze względu na dostępność kompatybilnego sprzętu komercyjnego do tego celu; Jednak druty mocujące powodują dyskomfort u zwierząt, a ich ruch jest często ograniczony przez, co może mieć wpływ na badanie. Urządzenia wszczepialne oferują rozwiązania bezprzewodowe, ale ich ograniczona żywotność baterii może ograniczać czas trwania eksperymentów. Ponadto rozmiar i waga urządzeń zainstalowanych na stałe może powodować stres i dyskomfort u zwierząt, co może mieć wpływ na badanie. Techniki bezprzewodowego przesyłania energii zostały zaproponowane w celu rozwiązania problemów z urządzeniami wszczepialnymi, ale utrzymanie niezawodnego łącza energetycznego z małym urządzeniem jest zazwyczaj bardzo trudne14. Co więcej, narażenie na silne pola elektromagnetyczne może prowadzić do nieprzewidzianych konsekwencji, takich jak obniżona funkcja immunologiczna i potencjalne zmiany neurodegeneracyjne w mózgu15,16.
System akwizycji może być również zaimplementowany jako bezprzewodowa, ubieralna platforma, która obsługuje przetwarzanie sygnału i bezprzewodowo przesyła zapisy EMG do stacji bazowej. Chociaż jest to preferowana metoda, stanowi ona wyzwanie techniczne dla użytkowników, a szczegóły eksperymentalne często nie są w pełni omówione w literaturze.
W tej pracy prezentujemy prostą, tanią i niezawodną metodę pozyskiwania EMG do badań lokomocji u małych zwierząt. Para elektrod iEMG jest wszczepiana w mięśnie kończyn tylnych szczura, podczas gdy reszta systemu akwizycji sygnału, w tym wzmocnienie, konwerter analogowo-cyfrowy i telemetria bezprzewodowa, jest zamontowana na grzbiecie zwierzęcia. Dane EMG są przesyłane do komputera osobistego w celu monitorowania w czasie rzeczywistym, a dane są rejestrowane lokalnie. Przeprowadza się eksperyment lokomocji na bieżni w celu zademonstrowania systemu w badaniu odzyskiwania po udarze.
Protokół
Zatwierdzenie wszystkich procedur i protokołów etycznych i eksperymentalnych zostało udzielone przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt pod numerem wniosku. CGU1-2021-IA0041. W badaniu wykorzystano 7-tygodniowego samca szczura Sprague-Dawley. Szczegółowe informacje na temat odczynników i wyposażenia są wymienione w Tabeli materiałów.
1. Przygotowanie zwierząt
- Przygotuj szczury w wieku 7 tygodni. Ze względów bezpieczeństwa szczury o podobnej wadze trzymaj razem, maksymalnie trzy szczury w klatce.
- Upewnij się, że szczury przystosują się bez stresu przed operacją. Regularnie dostarczaj wodę i jedzenie oraz okresowo wymieniaj ściółkę.
- W okresie adaptacji (około 7 dni) trenuj zwierzęta do biegania na bieżni z prędkością 16-25 m/min przez 5 minut każdego dnia, aby pomóc im zaaklimatyzować się na bieżni.
UWAGA: Jeśli szczur zatrzyma się lub odmówi ruchu zgodnie z przeznaczeniem, delikatnie postukaj go w pośladki, aby dodać mu otuchy.
2. Przygotowanie elektrody
- Przygotuj pięć drutów ze stali nierdzewnej pokrytych politetrafluoroetylenem, cztery z nich o długości 140 mm i jeden o długości 60 mm.
- Zawiąż trzy węzły od góry na drucie o długości 140 mm, umieszczając je na 40 mm i 100 mm względem węzła (Rysunek 1A).
UWAGA: Podczas wprowadzania drutu elektrodowego do mięśnia może być trudno zapewnić precyzyjny kontakt i utrzymać odsłoniętą część elektrody w prawidłowym położeniu. Aby temu zaradzić, w drucie tworzy się węzeł blokujący, który zapobiega dalszemu wkładaniu po pociągnięciu, zapewniając, że elektroda pozostaje stabilna w mięśniu. - W przypadku drutów 140 mm pozostaw 2 mm odstęp od węzła na krótszym boku, a następnie częściowo zdejmij izolację za pomocą lutownicy na 2 mm. Całkowicie zdejmij izolację z końca dłuższego boku o 2 mm. W przypadku elektrod 60 mm całkowicie usuń izolację z jednego końca na 2 mm, a na drugim końcu na 10 mm (Rysunek 1).
UWAGA: Końcówkę lutownicy należy dokładnie wyczyścić, aby zapobiec zanieczyszczeniu. - Zamocuj przewód, przylutowując go do akcesorium złącza po całkowitym zdjęciu izolacji ( Rysunek 2B, C).
- Zamontuj metalową część, do której podłączony jest przewód, w plastikowej obudowie ( Rysunek 2D, E).
- Przymocuj złącze do wydrukowanej w 3D plastikowej prowadnicy (patrz Tabela materiałów), która zawiera otwory do mocowania go do skóry. Aby zapobiec kontaktowi lutowanej części z miejscem nacięcia, należy zastosować biokompatybilny cyjanoakrylan (Rysunek 2F).
- Wytnij niklowaną płytkę o grubości 0,2 mm i zegnij ją, aby owinąć się wokół złącza, osłaniając ją, aby zapobiec potencjalnym uszkodzeniom przez zwierzę.
3. Chirurgia
- Umieść szczura w komorze indukcyjnej (specjalnie wykonanej z przezroczystej żywicy syntetycznej) i podaj znieczulenie za pomocą mieszaniny 70% podtlenku azotu i 30% tlenu, o stężeniu izofluranu 2%-3%. Przygotuj niezbędne narzędzia chirurgiczne (Rysunek 3).
- Usuń sierść za pomocą elektrycznej maszynki do strzyżenia włosów i przygotuj skórę za pomocą chlorheksydyny i alkoholu, aby zapobiec infekcji podczas operacji (Rysunek 4A).
- Wykonaj nacięcie około 10-15 mm za pomocą nożyczek chirurgicznych na skórze, w miejscu, w którym znajduje się mięsień docelowy, który ma być mierzony. Ponieważ powięź znajduje się pod skórą, a mięśnie poniżej, najpierw użyj nożyczek, aby przeciąć skórę, a następnie usuń powięź, delikatnie wycierając ją czystą szmatką.
- Wykonaj nacięcie 5-10 mm wokół odcinka lędźwiowego, w którym zostanie przymocowany łącznik.
- Użyj sterylnego trocharu, aby utworzyć przejście pod skórą, aby drut przeszedł od łącznika do docelowej pozycji mięśnia (Rysunek 4B).
- Przełóż trochar od pozycji mięśniowej, pod skórą, w kierunku miejsca nacięcia po stronie lędźwiowej.
- Przygotuj elektrodę i łącznik z poprzedniego etapu. Ściśnij druty elektrodowe w miejscu nacięcia po stronie lędźwiowej za pomocą kleszczy i ostrożnie przeciągnij je do nacięcia w docelowym mięśniu. Po wyciągnięciu drutu do miejsca docelowego mięśnia, zapoznaj się z Rysunek 4C.
- Jak pokazano w Rysunek 4D, użyj igły do szwów, aby wbić drut elektrody do docelowego mięśnia.
UWAGA: Docelowym mięśniem brzuchatym łydki w tym eksperymencie jest mięsień brzuchaty łydki przyśrodkowy (MG), który jest jednym z kluczowych mięśni do analizy zadań motorycznych17. Ponieważ długość MG wynosi około 18 mm u 7-tygodniowych szczurów, elektrody powinny być umieszczone wokół środka mięśnia, w odstępach około 5 mm, aby zminimalizować uszkodzenie mięśni i zapewnić dokładne pomiary EMG. Zaleca się, aby długość drutu przenikającego przez mięsień przekraczała 5 mm, aby zapewnić, że część z usuniętą izolacją ma dobry kontakt z mięśniem. - Poprowadź drut, który przeszedł przez mięsień i wyszedł z niego, z powrotem do punktu wprowadzenia i zabezpiecz go węzłem od góry. Przetnij pozostały drut (Rysunek 4E).
- Po zainstalowaniu elektrody drucianej w mięśniu docelowym, należy zszyć miejsce nacięcia szwem monofilamentowym 4-0.
- Zszyj nacięcie pod łącznikiem. Upewnij się, że cały drut jest włożony do korpusu i bezpiecznie zszyty (Rysunek 5A).
- Przymocuj łącznik do skóry grzbietowej zwierzęcia za pomocą nici do szwów, jak pokazano na Rysunek 5B.
UWAGA: Upewnij się, że osłona jest dobrze zamocowana, aby zwierzę nie mogło pogryźć złącza. W przypadku analgezji karprofen (5 mg/kg) podawano podskórnie. - Po zakończeniu operacji chirurgicznej przerwij znieczulenie i przygotuj klatkę do powrotu zwierzęcia do zdrowia.
- Włącz lampę grzewczą, aby zapobiec spadkowi temperatury ciała zwierzęcia i monitoruj miejsce operacji pod kątem wszelkich nieprawidłowości, takich jak oznaki infekcji, stan zapalny lub obrzęk. Dokładnie zdezynfekuj miejsce nacięcia i w razie potrzeby nałóż maść. Gdy szczur dojdzie do siebie po znieczuleniu, wyjmij lampę grzewczą.
- Monitoruj zachowanie szczura, w tym apetyt, picie i oddawanie moczu.
UWAGA: Po zabiegu pozwól zwierzęciu odpocząć przez około 2 dni przed przeprowadzeniem jakichkolwiek badań.
4. Projektowanie i produkcja obwodów drukowanych (PCB)
- Zaprojektuj obwód do pomiaru i digitalizacji EMG tak, aby zawierał dwa analogowe układy scalone wzmacniacza (IC) i jednostkę mikrokontrolera (MCU). Upewnij się, że amplifier ma szerokość pasma od 5 do 740 Hz i wzmocnienie 1300 V/V.
UWAGA: W razie potrzeby zmodyfikuj wzmocnienie wzmacniacza i szerokość pasma zgodnie ze specyficznymi wymaganiami zwierzęcia18. - Dołącz zintegrowany moduł Bluetooth do MCU do komunikacji bezprzewodowej w celu przesyłania zmierzonych danych do urządzenia hosta. W tym eksperymencie użyto anteny chipowej działającej na częstotliwości 2,4 GHz.
- W tym badaniu wykorzystaj akumulator Li-po 3,7 V wraz z dedykowanym układem scalonym do zarządzania energią.
- Wykonaj płytkę drukowaną dla powyższych układów scalonych na podłożu FR4. Twórz płytkę PCB w różnych formach, aby spełnić określone wymagania. Patrz Rysunek Uzupełniający 1, Rysunek Uzupełniający 2 i Rysunek Uzupełniający 3.
- Wypełnij elementy elektroniczne na płytce drukowanej przez lub użycie opalarki.
5. Konfiguracja oprogramowania
- oprogramowanie układowe
- Przygotuj oprogramowanie układowe (Supplementary Coding File 1), aby skonfigurować 2-kanałowy przetwornik ADC o rozdzielczości 8 bitów i częstotliwości próbkowania 2 kSP. Sformatuj cyfrowo przekonwertowane dane do macierzy i prześlij je przez Bluetooth Low Energy (BLE) za pomocą wyznaczonego narzędzia do tworzenia oprogramowania.
- Prześlij oprogramowanie układowe do MCU przed wdrożeniem.
- Program do monitorowania w czasie rzeczywistym
- Przygotuj program do wykreślania danych otrzymanych przez BLE w czasie rzeczywistym. Na potrzeby tego badania opracowano aplikację do kreślenia opartą na języku Python, która również przechowuje surowe dane w określonej lokalizacji (Supplementary Coding File 2).
UWAGA: System może doświadczyć opóźnienia bufora próbkowania wynoszącego maksymalnie 50 ms i opóźnienia komunikacji bezprzewodowej wynoszącego około 10 ms19,20.
- Przygotuj program do wykreślania danych otrzymanych przez BLE w czasie rzeczywistym. Na potrzeby tego badania opracowano aplikację do kreślenia opartą na języku Python, która również przechowuje surowe dane w określonej lokalizacji (Supplementary Coding File 2).
6. Test na bieżni
- Podłącz akumulator do przygotowanego obwodu i przymocuj płytkę drukowaną do złącza, jak pokazano na Rysunek 6A.
- Uruchom program monitorujący na komputerze i nawiąż łączność bezprzewodową z płytką drukowaną obwodu.
- Umieść szczura na bieżni i monitoruj przebieg EMG. W tym badaniu bieżnia jest ustawiona na prędkość 25 m/min (Rysunek 6B).
7. Analiza danych
- Załaduj dane EMG przechowywane w programie . Format CSV.
- Zastosuj metody przetwarzania sygnału, aby usunąć niechciane szumy i sygnały zakłócające.
UWAGA: Wykrywanie obwiedni i analiza spektralna mogą być dalej wykonywane w celu analizy zmęczenia mięśni i symetrii w aktywności motorycznej.
Wyniki
W niniejszym badaniu przedstawiono prostą bezprzewodową metodę akwizycji sygnału EMG. Choć niezbędna jest procedura chirurgiczna, nacięcie wykonuje się jedynie częściowo w obszarze wprowadzania elektrod i mocowania złącza, co znacznie zmniejsza obciążenie zwierzęcia. W tej demonstracji elektrody wprowadzono do kończyn dolnych, jednak za pomocą tej samej metody można przeprowadzić podobne badania elektrofizjologiczne w różnych innych obszarach. Podejście to oferuje zaletę ciągłego pomiaru sygnału elektrofizjologicznego bez konieczności stosowania kabli łączących i bez nakładania ograniczeń behawioralnych. Płytka PCB układu ma średnicę 9 mm, wysokość 3 mm i całkowitą masę 3 g. Wymiana baterii jest prosta, a zaproponowany system umożliwia ciągłe monitorowanie zachowań motorycznych. Fotografia przedstawiająca mocowanie złącza i urządzenia oraz przebieg sygnału EMG została zaprezentowana na Rysunku 7.
W niniejszym badaniu do analizy wzorców poruszania się szczurów wykorzystano bieżnię. Bieżnia jest skutecznym narzędziem do analizy ruchu zwierząt17, umożliwiającym ocenę problemów mięśniowych lub neurologicznych. Choć może być ona również stosowana do badania swobodnego poruszania się szczurów, celem niniejszego eksperymentu jest konkretna analiza nieprawidłowości w ruchu wywołanych przez różne stany chorobowe. Aby to osiągnąć, wymagany jest ruch ciągły i powtarzalny, co czyni bieżnię odpowiednim wyborem dla naszych celów.
Do analizy lokomocji zwierząt za pomocą EMG można wykorzystać różne metody. Wśród nich, w analizie behawioralnej zastosowano indeks symetrii21,22. Indeks symetrii mierzy równowagę aktywności między dwoma mięśniami po obu stronach ciała i został przez nas wykorzystany do oceny powrotu do sprawności po udarze.
Rycina 1: Proces przygotowania elektrody drucianej. (A) Ilustracja struktury drutu i miejsca usuwania izolacji. Podczas wprowadzania drutów do mięśni należy zawiązać trzy węzły, aby zapobiec zbyt głębokiej inserkcji. (B) Izolacja została całkowicie usunięta na krawędzi drutu. (C) Izolacja została usunięta częściowo w celu ułatwienia kontaktu z mięśniem. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.
Rysunek 2: Proces montażu elektrody drucianej i złącza. (A) Przygotowanie materiałów do montażu. (B) Wprowadzenie drutu do elementu metalowego. (C) Lutowanie drutu do elementów metalowych. (D) Przeciąganie drutu przez otwór w plastikowej obudowie. (E) Umieszczanie drutu i elementów metalowych w plastikowej obudowie. (F) Zakończenie montażu wszystkich drutów i użycie kleju cyjanoakrylowego do przymocowania plastikowej obudowy do prowadnicy szwu (część szara). Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.
Rycina 3: Narzędzia chirurgiczne wymagane do zabiegu. Zestaw narzędzi chirurgicznych potrzebnych do procedury, obejmujący (1) igłę do szycia, (2) pęsetę, (3) pęsetę, (4) nożyczki chirurgiczne, (5) nożyczki precyzyjne, (6-7) kleszczyki hemostatyczne, (8) uchwyt igłowy oraz (9) przygotowaną elektrodę. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.
Rysunek 4: Procedura mocowania drutu elektrody. (A) Pozycje nacięć na plecach i nodze. (B) Wprowadzanie uchwytu do igieł przez nacięcie w celu uchwycenia drutu. (C) Wyciąganie drutu z nacięcia. (D) Technika szycia w docelowym mięśniu, rozmieszczenie elektrod wokół najgrubszej części mięśnia z odstępem 5 mm. (E) Stan końcowy po zakończeniu operacji. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.
Rysunek 5: Umieszczenie konektora. (A) Szycie pod konektorem. (B) Mocowanie konektora nicią chirurgiczną. (C) Nakładanie kleju na górną część konektora i umieszczanie metalowej osłony w celu ochrony. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.
Rycina 6: Demonstracja akwizycji sygnałów EMG. (A) Zdjęcie systemu akwizycji EMG zamontowanego na szczurze. (B) Przeprowadzanie testu na bieżni przy prędkości 25 m/min. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.
Rysunek 7: Zmierzony sygnał EMG oraz obwiednia przebiegu EMG. (A) Surowy przebieg zmierzonego sygnału EMG. (B) Przefiltrowany sygnał EMG wykorzystany do wyznaczenia obwiedni. (C) Przebieg z obwiednią oraz linią progową do analizy indeksu symetrii. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.
Uzupełniająca Rysunek 1: Schemat układu obwodu PCB. Schematyczna reprezentacja układu obwodu na płytce drukowanej (PCB), ilustrująca rozmieszczenie komponentów i połączeń. Prosimy kliknąć tutaj, aby pobrać ten rysunek.
Uzupełniająca Rycina 2: Projekt obwodu PCB warstwy tylnej. Projekt warstwy tylnej płytki drukowanej (PCB), przedstawiający rozmieszczenie komponentów i prowadzenie ścieżek obwodu. Kliknij tutaj, aby pobrać tę rycinę.
Rycina uzupełniająca 3: Projekt obwodu PCB warstwy wierzchniej. Projekt warstwy wierzchniej płytki drukowanej (PCB), przedstawiający rozmieszczenie komponentów i połączeń elektrycznych. Kliknij tutaj, aby pobrać tę rycinę.
Plik kodowy uzupełniający 1: Przygotowanie oprogramowania układowego dla konfiguracji ADC. Instrukcje przygotowania oprogramowania układowego w celu skonfigurowania 2-kanałowego przetwornika analogowo-cyfrowego (ADC) o rozdzielczości 8 bitów i częstotliwości próbkowania 2 próbek na sekundę (kSPs). Prosimy kliknąć tutaj, aby pobrać ten plik.
Uzupełniający plik kodu 2: Aplikacja do wykresów oparta na języku Python. Opis aplikacji do wykresów opartej na języku Python, wykorzystanej w niniejszym badaniu do wizualizacji i analizy danych. Kliknij tutaj, aby pobrać ten plik.
Dyskusja
W niniejszej pracy przedstawiono system akwizycji elektromiografii (EMG), który jest mały, łatwy do wdrożenia, tani i bezprzewodowy. System skutecznie zapobiega degradacji sygnału spowodowanej przez kable, ponieważ nie opiera się na żadnym przewodowym zewnętrznym sprzęcie pomiarowym. Dzięki zamontowaniu łącznika z tyłu zamiast na głowie, proces chirurgiczny staje się znacznie łatwiejszy, zmniejszając ryzyko powikłań. Taka konfiguracja minimalizuje również ryzyko wpadnięcia platformy na boczne ściany, co może prowadzić do artefaktów sygnału. Dodatkowo łagodzi zmęczenie szyi, ponieważ skoncentrowany ciężar nie jest przenoszony na głowę.
Protokół obejmuje kilka kluczowych etapów, w szczególności precyzyjne przygotowanie elektrod domięśniowych i staranne umieszczenie łączników. Upewnienie się, że izolacja jest dokładnie zdjęta i że węzły są prawidłowo zawiązane, jest niezbędne do zapobiegania nadmiernemu wkładaniu podczas umieszczania elektrody1. Co więcej, monitorowanie miejsca operowanego po operacji ma kluczowe znaczenie dla wczesnej identyfikacji potencjalnych powikłań, a tym samym zapewnienia dobrostanu zaangażowanych zwierząt.
Chociaż proponowana technika jest solidna, pewne modyfikacje mogą zwiększyć jej skuteczność. Na przykład dostosowanie długości elektrod w oparciu o konkretny rozmiar mięśnia może poprawić jakość kontaktu. Dodatkowo, w przypadku utraty sygnału lub szumów podczas pomiarów, rozwiązywanie problemów może obejmować sprawdzenie połączeń i upewnienie się, że urządzenie jest odpowiednio ekranowane przed zakłóceniami elektromagnetycznymi6. Zapewnienie odpowiedniego szkolenia zespołowi chirurgicznemu może również złagodzić błędy proceduralne, poprawiając ogólne wskaźniki sukcesu.
Pomimo swoich zalet urządzenie waży około 3 g, co nie jest problematyczne dla szczurów, ale może powodować dyskomfort u mniejszych lub młodszych myszy. Ten dyskomfort może potencjalnie wpłynąć na ich wzorce chodu, wpływając w ten sposób na analizę behawioralną za pośrednictwem EMGore; Urządzenie lub łącznik nie mogą być chronione, jeśli szczur zostanie pozostawiony bez opieki w klatce, co stwarza ryzyko uszkodzenia13. Metalowa obudowa została zaimplementowana w celu ochrony, gdy urządzenie nie jest używane, ale dalsze ulepszenia mogą poprawić ten aspekt.
Znaczenie tego systemu polega na jego zdolności do dostarczania ciągłych, wysokiej jakości zapisów EMG bez ograniczeń narzucanych przez urządzenia na uwięzi. Tradycyjne metody, w tym kable mocujące i duże urządzenia do implantacji, często ograniczają ruch zwierząt i mogą wywoływać stres, zniekształcając w ten sposób wyniki5. Technika ta oferuje bardziej humanitarne podejście przy jednoczesnym zachowaniu wysokiej wierności w gromadzeniu danych, co ma kluczowe znaczenie dla zrozumienia funkcji motorycznych i regeneracji w różnych kontekstach eksperymentalnych3.
W przyszłych pracach istnieje wiele zastosowań tej techniki. Podczas gdy obecne badanie koncentrowało się na mięśniu brzuchatym łydki przyśrodkowej (MG) w celu oceny symetrii mięśni podczas chodu, metodologia może zostać dostosowana do innych mięśni, a nawet rozszerzona na pomiary elektrokardiograficzne (EKG). Zwiększenie liczby elektrod umożliwiłoby jednoczesne zbieranie sygnałów z wielu miejsc11, ułatwiając kompleksowe analizy koordynacji i funkcji mięśni. Postęp ten może prowadzić do wglądu w strategie rehabilitacji w leczeniu udaru mózgu i innych schorzeń nerwowo-mięśniowych.
Podsumowując, proponowany system akwizycji EMG stanowi znaczący postęp w dziedzinie badań lokomocji zwierząt. Rozwiązując problemy z istniejącymi metodami i zapewniając wszechstronną platformę dla przyszłych badań, system ten daje nadzieję na pogłębienie naszej wiedzy na temat funkcji motorycznych i regeneracji w różnych warunkach eksperymentalnych.
Oświadczenia
Wszystkich autorów nie ma konfliktu interesów.
Podziękowania
To badanie zostało sfinansowane przez National Research Foundation of Korea (NRF-2020M3A9E4104385) oraz Nanomedical Devices Development Project of National Nano Fab Center (numer grantu: 1711160154).
Materiały
| Nazwa | Firma | Numer katalogowy | Komentarze |
|---|---|---|---|
| Płytka niklowa o grubości 0,2 mm | Dowolny dostępny filament do | ||
| A-100 | |||
| 7 tygodni RAT | JABIO | SD (DBL) [7W M] | |
| Klej | Okong | 1028453 | do mocowania tarczy |
| ANT1 | Johanson Technology Inc. | 2450AT07A0100001T | |
| C1, C15, C16, C20 | Vishay | 1n | 0201(0603)metryczne |
| C10, C13 | Vishay | 100p | 0201(0603)metryczne |
| C11, C12 | Vishay | 4p | 0201(0603)metryczne |
| C14, C19 | Vishay | 0.39n | 0201(0603)metryczne |
| C2, C17 | Vishay | 22n | 0201(0603)metryczne |
| C3, C5, C6 | Vishay | 0.1u | 0201 (0603) metryczne |
| C4, C18 | Vishay | 2.2u | 0201 (0603) metryczne |
| C7 | Vishay | 4.7u | 0402 (1005) metryczne |
| C8, C21 | Vishay | 1u | 0201 (0603) metryczne |
| C9 | Vishay | 1p | 0201 (0603) metryczne |
| Klatka | JEUNG DO B& P | JD-C-02 | |
| Czysta ściereczka | kimberly | 41112 | |
| Akcesorium do złącza | Harwin | M20-1060400 | Obudowa z tworzywa sztucznego |
| Akcesorium do złącza | Harwin | M20-1180042 | Część metalowa |
| Elektryczna maszynka do strzyżenia włosów | Buzz | RFC-928 | |
| Opalarka | QUICK | 861DW | |
| IC1, IC3 | Urządzenie analogowe | AD8232 | do pomiaru EMG AFE |
| IC2 | Nordic Semiconductor | nRF52832-CIAA | |
| Isoflurane | Hana Pharm | 657801261 | |
| L1 | Vishay | 3.3n | 0201(0603) metryczny |
| akumulator Li-po | TheHan | TW402025 | 13 mm * 10 mm * 4 mm, 30mAh |
| Nagłówek pinowy | Harwin | M22-2530505 | |
| R1, R2, R9, R10, R13, R14, R21, R22 | Vishay | 10M | 0201 (0603) metryczne |
| R11, R23 | Vishay | 100k | 0201 (0603) metryczne |
| R12, R24 | Vishay | 1M | 0201 (0603) metryczne |
| R3, R4, R5, R7, R15, R16, R17, R19 | Vishay | 180k | 0201 (0603) metryczne |
| R6, R18 | Vishay | 160k | 0201 (0603) metryczne |
| R8, R20 | Vishay | 768k | 0201(0603)metryczny |
| Drut lutowniczy | Alpha metal | SACX0307 | |
| Lutownica | Hakko | FX-951 | |
| Druty ze stali nierdzewnej pokryte teflonem | AM Systems | 793200 | |
| Igła do szycia | AILEE | 301289 | |
| Drut do szycia | Ethicon | 604G | |
| Bieżnia | Daejong Bio | DJ2-243 | |
| U1 | Torex Semiconductor | XC6204B332DR-G | |
| Y1 | Murata Electronics | XRCTD32M000N1P1AR0 |
Bibliografia
- Farina, D., Enoka, R. M. Evolution of surface electromyography: From muscle electrophysiology towards neural recording and interfacing. J Electromyogr Kinesiol. 71, 102796(2023).
- Kim, C., et al. A wearable ECG monitoring system using microneedle electrodes for small animals. IEEE Sens J. 23 (18), 21873-21881 (2023).
- Kristl, A. C., Akay, T., Miri, A. Recording forelimb muscle activity in head-fixed mice with chronically implanted EMG electrodes. J Vis Exp. 205, e66584(2024).
- Manuel, M., Chardon, M., Tysseling, V., Heckman, C. J. Scaling of motor output, from mouse to humans. Physiology. 34 (1), 5-13 (2019).
- Scholle, H. C., et al. A surface EMG multi-electrode technique for characterizing muscle activation patterns in mice during treadmill locomotion. J Neurosci Methods. 146 (2), 174-182 (2005).
- Tysseling, V. M., et al. Design and evaluation of a chronic EMG multichannel detection system for long-term recordings of hindlimb muscles in behaving mice. J Electromyogr Kinesiol. 23 (3), 531-539 (2013).
- Shafer, B., Welle, C., Vasudevan, S. A rat model for assessing the long-term safety and performance of peripheral nerve electrode arrays. J Neurosci Methods. 328, 108437(2019).
- Teruya, P. Y., et al. Quantifying muscle alterations in a Parkinson's disease animal model using electromyographic biomarkers. Med Biol Eng Comput. 59 (9), 1735-1749 (2021).
- Kloefkorn, H., et al. Non-invasive three-state sleep-wake staging in mice using electric field sensors. J Neurosci Methods. 344, 108834(2020).
- Jensen, V. N., Romer, S. H., Turner, S. M., Crone, S. A. Repeated measurement of respiratory muscle activity and ventilation in mouse models of neuromuscular disease. J Vis Exp. (122), e55599(2017).
- Zealear, D., Li, Y., Huang, S. An implantable system for chronic in vivo electromyography. J Vis Exp. (158), e60345(2020).
- Shon, A., Brakel, K., Hook, M., Park, H. Fully implantable plantar cutaneous augmentation system for rats using closed-loop electrical nerve stimulation. IEEE Trans Biomed Circuits Syst. 15 (2), 326-338 (2021).
- Ouyang, W., et al. A wireless and battery-less implant for multimodal closed-loop neuromodulation in small animals. Nat Biomed Eng. 7 (10), 1252-1269 (2023).
- Zhou, Y., Liu, C., Huang, Y. Wireless power transfer for implanted medical applications: A review. Energies. 13 (11), 2837(2020).
- Zymantiene, J., et al. Effect of electromagnetic field exposure on mouse brain morphological and histopathological profiling. J Vet Res. 64 (2), 319-324 (2020).
- Ebrahim, S., Azab, A., Albasha, M., Albishti, N. The biological effects of electromagnetic fields on human and experimental animals. Int Res J Nat Appl Sci. 3, 106-121 (2016).
- Wakeling, J. M., Tijs, C., Konow, N., Biewener, A. A. Modeling muscle function using experimentally determined subject-specific muscle properties. J Biomech. 117, 110242(2021).
- Westerga, J., Gramsbergen, A. Changes in the electromyogram of two major hindlimb muscles during locomotor development in the rat. Exp Brain Res. 92 (3), 479-488 (1993).
- Tosi, J., Taffoni, F., Santacatterina, M., Sannino, R., Formica, D. Performance evaluation of Bluetooth low energy: A systematic review. Sensors. 17 (12), 28988(2017).
- IEEE Health Informatics-PoC medical device communication Part 00101: Guide-Guidelines for the use of RF wireless technology. IEEE Std 11073-00101-2008. , 1-125 (2008).
- Xu, Y., et al. Rehabilitation effects of fatigue-controlled treadmill training after stroke: A rat model study. Front Bioeng Biotechnol. 8, 590013(2020).
- Nigg, S., Vienneau, J., Maurer, C., Nigg, B. M. Development of a symmetry index using discrete variables. Gait Posture. 38 (1), 115-119 (2013).
Przedruki i uprawnienia
Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE
Poproś o pozwolenie