Ten artykuł opisuje metody iniekcji podsiatkówkowej u szczurów, wykorzystując śródoperacyjną wizualizację do kontrolowania zarówno miejsca wstrzyknięcia, jak i obszaru odwarstwienia siatkówki.
Artykuł metodologiczny
Śródoperacyjna wizualizacja wstrzyknięcia podsiatkówkowego i odwarstwienia siatkówki u szczurów
W tym artykule
Podsumowanie
Streszczenie
Wstrzyknięcie podsiatkówkowe, dostarczenie roztworu między fotoreceptory a nabłonek barwnikowy siatkówki (RPE), tworzy przestrzeń podsiatkówkową, w której składniki są w bezpośrednim kontakcie z fotoreceptorami i komórkami RPE. Ta metoda dostarczania pozwala na celowane leczenie tych komórek. Opracowano i zatwierdzono terapie do wstrzykiwań podsiatkówkowych, szczególnie w przypadku dziedzicznych chorób siatkówki. U zwierząt zabiegi iniekcji podsiatkówkowej mogą być trudne ze względu na rozmiar soczewki, zwłaszcza u gryzoni. W artykule opisano metody iniekcji podsiatkówkowej u szczurów, umożliwiające śródoperacyjną wizualizację i kontrolę zarówno miejsca wstrzyknięcia, jak i wielkości odklejonego obszaru, jak to ma miejsce u ludzi. Zabieg przeprowadzany jest w znieczuleniu ogólnym i miejscowym i wymaga rozszerzenia źrenicy. Za pomocą mikroskopu okulistycznego wstrzyknięcie podsiatkówkowe wykonuje się przez kanał twardówkowy o sile 30 G, z końcówką kaniuli delikatnie przyłożoną do siatkówki w celu uzyskania retinotomii. Można dostarczyć objętości w zakresie od 10 do 25 μl, co odpowiada dwóm piątym do połowy siatkówki szczura. Natychmiastowe badania pooperacyjne z wykorzystaniem fotografii dna oka i optycznej koherentnej tomografii potwierdzają pomyślne dostarczenie do przestrzeni podsiatkówkowej z widocznym płynem podsiatkówkowym. Główne zagrożenia związane z tą procedurą obejmują uszkodzenie soczewki (zaćmę), niewydolność odwarstwienia, krwotok do ciała szklistego, krwotok podsiatkówkowy i pooperacyjne zapalenie rogówki. Oprócz dostarczania środków terapeutycznych do przestrzeni podsiatkówkowej, technika ta jest stosowana do wywoływania krótkotrwałego lub długotrwałego odwarstwienia siatkówki za pomocą odpowiednio produktów wodnych lub lepkich. W przeciwieństwie do dostępu przeztwardówkowego, metoda ta umożliwia precyzyjne śródoperacyjne ustawienie odwarstwienia siatkówki.
Wprowadzenie
Siatkówka to światłoczuła tkanka neuronalna znajdująca się w wewnętrznej i tylnej części gałki ocznej. Zewnętrzna warstwa neurosiatkówki zawiera fotoreceptory, które są wyspecjalizowanymi neuronami przeznaczonymi do przekształcania światła w sygnały elektrochemiczne i dlatego są niezbędne do widzenia. Nabłonek barwnikowy siatkówki (RPE), znajdujący się pod siatkówką, zapewnia szerokie wsparcie metaboliczne fotoreceptorom, ułatwiając wzrokową regenerację pigmentu i regularną odnowę ich zewnętrznych segmentów1.
Zwyrodnienie fotoreceptorów jest najczęstszą przyczyną nieodwracalnej utraty wzroku i występuje w różnych chorobach siatkówki, takich jak zwyrodnienie plamki żółtej związane z wiekiem, barwnikowe zwyrodnienie siatkówki, retinopatia cukrzycowa i odwarstwienie siatkówki1,2,3,4. Większość z tych stanów wynika z pierwotnej lub wtórnej utraty fotoreceptorów, często wtórnej do utraty lub dysfunkcji RPE. Dlatego szczególnie ważne jest badanie fotoreceptorów i komórek RPE in vivo, aby zapobiec ich degeneracji. Do tej pory nie ma skutecznych terapii wielu chorób siatkówki, takich jak dystrofie siatkówki (w tym barwnikowe zwyrodnienie siatkówki) lub zwyrodnienie plamki żółtej (w tym zwyrodnienie plamki żółtej związane z wiekiem).
Wstrzyknięcie podsiatkówkowe, dostarczenie roztworu między fotoreceptory a RPE, tworzy przestrzeń podsiatkówkową, w której składniki są w bezpośrednim kontakcie z fotoreceptorami i komórkami RPE. Ta metoda dostarczania pozwala na celowane leczenie tych komórek, omijając różne bariery siatkówkowe lub naczyniowe. Opracowano i zatwierdzono kilka leków stosowanych w leczeniu porodu podsiatkówkowego, szczególnie w przypadku dziedzicznych chorób siatkówki5,6.
Ważne jest, aby zharmonizować praktyki chirurgiczne dotyczące porodu podsiatkówkowego. U ludzi standardowa procedura obejmuje witrektomię 25 G pars plana, która zapewnia stosunkowo łatwy dostęp do tylnego odcinka oka, ponieważ soczewka jest mała w stosunku do całego oka. Poród podsiatkówkowy odbywa się za pomocą trokaru 25 G przy użyciu biokompatybilnej kaniuli 38 G lub 41 G z silikonową końcówką, co pozwala na płynny przepływ przezsiatkówkowy5.
U zwierząt, procedury iniekcji podsiatkówkowej mogą być trudne ze względu na rozmiar soczewki. Na przykład u gryzoni soczewka zajmuje do 90% jamy ciała szklistego. U szczurów soczewka zajmuje mniej miejsca niż u myszy, ale pozostaje znacząca (patrz Rysunek 1A). Dodatkowo, zastrzyki podsiatkówkowe mogą być używane do modelowania odwarstwienia siatkówki (RD) przy użyciu lepkich roztworów, aby zapobiec usuwaniu płynu podsiatkówkowego przez komórki RPE7,8. Modele te są wykorzystywane przede wszystkim przy opracowywaniu leków na choroby siatkówki.
Ten artykuł opisuje metody dostarczania podsiatkówkowego lub indukowanego RD u szczurów, umożliwiając całkowitą śródoperacyjną kontrolę miejsca wstrzyknięcia i odłączonego obszaru siatkówki.
Protokół
Eksperymenty i procedury zostały zatwierdzone przez Lokalną Komisję Etyki Zwierząt i przeprowadzone w obiektach związanych z laboratorium, zgodnie z lokalnymi przepisami. Wszystkie prace eksperymentalne były zgodne z polityką instytucjonalną w zakresie bezpieczeństwa biologicznego i procedur bezpieczeństwa (Lokalny Komitet Etyki Zwierząt Charles Darwin, CEEACD #5) i były zgodne z Dyrektywą Europejską 2010/63/UE. W badaniu wykorzystano ośmiotygodniowe samice szczurów Long Evans (Rattus norvegicus) typu dzikiego. Różne modele zwyrodnienia siatkówki u szczurów, takie jak P23H i RCS, mogą być wykorzystywane do testowania dostarczania podsiatkówkowego różnych środków terapeutycznych, w tym leków i terapii genowych. Szczegółowe informacje na temat odczynników i sprzętu użytego w tym badaniu znajdują się w Tabeli Materiałów.
1. Przygotowanie roztworów
UWAGA: Aby zapobiec zakażeniu miejsca operowanego lub zanieczyszczeniu roztworu, należy obchodzić się z wstępnie wysterylizowanymi narzędziami i sterylnymi roztworami przygotowanymi w dygestorium.
- Dostarczanie podsiatkówkowe: Rozcieńczone cząsteczki w PBS lub dimetylosulfotlenku do wodnego dostarczania podsiatkówkowego.
- Indukcja RD: Użyj 2% hydroksypropylometylocelulozy lub 1% -5% hialuronianu sodu, aby wywołać długotrwały RD.
2. Konfiguracja eksperymentalna
- Zamontuj niefazowaną metalową końcówkę kaniuli 10 mm 30 G, zacementowaną na strzykawce o pojemności 10 μl lub 25 μl na mikrowstrzykiwaczu.
- Załadować przygotowany roztwór do strzykawki.
3. Przygotowanie zwierząt
- znieczulenie
- Znieczulenie ogólne: Znieczulić szczury wstrzyknięciem dootrzewnowym 40 mg/kg ketaminy i 0,14 mg/kg medetomidyny.
UWAGA: To znieczulenie trwa wystarczająco długo przez cały czas trwania zabiegu i do natychmiastowych badań pooperacyjnych. - Rozszerzenie źrenicy: Umieść jedną kroplę 0,5% tropikamidu, aby uzyskać rozszerzenie źrenic w jednym oku.
UWAGA: W przypadku praworęcznych chirurgów zabieg będzie łatwiejszy w lewym oku i odwrotnie. - Znieczulenie miejscowe ( Rysunek 2B): Umieść jedną kroplę oksybuprokainy w oku, które ma być operowane.
UWAGA: Aby zapewnić pełną skuteczność, należy odczekać 30 s po zastosowaniu środka znieczulającego miejscowo przed dotknięciem oka.
- Znieczulenie ogólne: Znieczulić szczury wstrzyknięciem dootrzewnowym 40 mg/kg ketaminy i 0,14 mg/kg medetomidyny.
4. Chirurgia pod mikroskopem
- Wizualizacja śródoperacyjna: Użyj mikroskopu okulistycznego podłączonego do przełącznika nożnego, aby wykonać operację.
- Ekspozycja twardówki (Rysunek 2C,D)
- Użyj dwóch szwów ściągających powieki (5-0 lub 6-0) zakotwiczonych w zewnętrznej ćwiartce brzegu powieki górnej i dolnej.
- Pociągnij szwy, aby uzyskać delikatne wybrzuszenie oka.
- Kanał twardówkowy (Rysunek 2E,F): Użyj igły 30 G, aby utworzyć kanał twardówkowy przez spojówkę skroniową opuszkową, około 1-2 mm od rąbka rogówki.
UWAGA: Ledwo wkładaj skośną końcówkę igły, nie popychając jej dalej, aby uniknąć ryzyka dotknięcia soczewki i późniejszej zaćmy. Na tym etapie obserwuj krwotok spojówkowy przez kilkadziesiąt sekund. Należy unikać tamponadowania krwawienia, ponieważ może to spowodować gromadzenie się krwi w ciele szklistym i zagrozić zabiegowi. Delikatnie zetrzyj krew w obszarze kanału lub utrudniającą wizualizację za pomocą bawełnianego wacika. - Ochrona rogówki (Rysunek 2G): Używaj żelu łzowego jako interfejsu soczewka-oko podczas całej procedury.
- Wizualizacja płaszczyzny siatkówki (Rysunek 2G)
- Umieść płaską soczewkę kontaktową (o średnicy 8 mm) na powierzchni oka, aby uwidocznić płaszczyznę siatkówki w odpowiednim powiększeniu.
- Użyj przełącznika nożnego mikroskopu, aby ustawić ostrość na płaszczyźnie siatkówki.
- Iniekcja podsiatkówkowa (Rysunek 2H - M)
- Włóż kaniulę pionowo przez wstępnie uformowany kanał twardówki (Rysunek 2H).
- Unikaj dotykania soczewki, trzymając kaniulę pionowo.
- Powoli zbliżaj się do siatkówki i delikatnie ją uciskaj, aż zaobserwujesz wybielanie siatkówki (strzałki w Rysunek 2I).
- Utrzymuj stabilność końcówki podczas wstrzykiwania przez retinotomię utworzoną przez przepływ iniekcji (Rysunek 2J). Należy unikać zbyt wczesnego wyjmowania końcówki z retinotomii, ponieważ spowoduje to wstrzyknięcie produktu do ciała szklistego.
- Po wstrzyknięciu zdejmij końcówkę z retinotomii, a następnie delikatnie wyjmij całą kaniulę z jamy ciała szklistego, upewniając się, że soczewka nie jest dotykana (Rysunek 2K).
UWAGA: Jeśli pęcherzyk jest niewystarczająco rozwinięty lub odłączony obszar siatkówki jest zbyt ograniczony po opróżnieniu strzykawki, należy wykonać ponowne wstrzyknięcie przy użyciu tego samego kanału twardówki i wprowadzeniu końcówki do wcześniej utworzonej retinotomii. - Upewnij się, że odruch czerwieni źrenicy jest zmieniony przez odwarstwienie siatkówki, nie obserwując przepływu krwi w jamie ciała szklistego (Rysunek 2L, M).
- Koniec operacji (Rysunek 2N,O)
- Zdejmij soczewkę kontaktową, szwy powieki i ostrożnie przetrzyj wszelkie krwawienia (Rysunek 2N).
- Krótko oceń ciśnienie wewnątrzgałkowe ręcznie.
UWAGA: Niewielka ilość płynu szklistego może wydostać się do przestrzeni podspojówkowej, ale nie może dojść do aktywnego wycieku (Rysunek 2O).
5. Opieka pooperacyjna i przebudzenie
- Nałóż maść do oczu z chloramfenikolem-retinolem na operowane oko.
- Podawać dootrzewnowo 1 ml 5% jednowodnego glukozy.
- Wstrzyknąć podskórnie 0,9 mg/kg atimamezolu.
- Umieść zwierzę w komorze o kontrolowanej temperaturze i monitoruj je, aż się obudzi.
Wyniki
Sukces iniekcji podsiatkówkowej zależy od precyzyjnego i wyłącznego wprowadzenia substancji do przestrzeni podsiatkówkowej (tzn. pomiędzy fotoreceptory a warstwę nabłonka pigmentowego siatkówki, RPE) poprzez retinotomię, przy jednoczesnym uniknięciu krwotoku podsiatkówkowego, ponieważ krew jest toksyczna dla fotoreceptorów i komórek RPE. Prawidłowe podanie leku potwierdza wizualizacja śródoperacyjna (Ryc. 2L), natychmiastowa pooperacyjna fotografia dna oka oraz optyczna koherentna tomografia (OCT). Fotografia dna oka pozwala wykluczyć krwotok podsiatkówkowy, natomiast skany OCT w trybie B potwierdzają odwarstwienie siatkówki (RD) z wyraźnym obecnością płynu podsiatkówkowego (Ryc. 1 oraz Ryc. 3). Ponadto fotografia dna oka może pomóc w zidentyfikowaniu kontaktu z soczewką lub wywołanej katarakty, które mogły zostać przeoczone podczas procedury (Ryc. 3C,D). Zarówno fotografie, jak i skany OCT pozwalają oszacować wielkość obszaru odwarstwienia lub pęcherzyka (Ryc. 1B-E).
Na wielkość pęcherza wpływa kilka czynników: (1) lokalizacja miejsca wstrzyknięcia: im dalej od tarczy nerwu wzrokowego znajduje się miejsce wstrzyknięcia, tym mniejszy jest obszar odwarstwienia; (2) objętość wstrzykniętej cieczy: objętość 20-25 µL pozwala odwarstwić w przybliżeniu połowę siatkówki u szczurów; (3) stan odwarstwionej siatkówki: w modelach degeneracji siatkówki (np. P23H, RCS) odwarstwienie może być utrudnione ze względu na zwiększony opór między fotoreceptorami a komórkami RPE wywołany procesami degeneracyjnymi, takimi jak glioza i gromadzenie materiału podsiatkówkowego. W takich przypadkach wywołane odwarstwienia siatkówki są zazwyczaj płaskie, a skany OCT są kluczowe dla wyraźnego wyznaczenia obszaru odwarstwienia.
W miejscu wstrzyknięcia może wystąpić niewielki krwotok doprzewnowkowy, ponieważ nie zawsze można całkowicie uniknąć uszkodzenia mikro naczyń siatkówki (Rycina 3E). Jednakże tego typu krwotoki zazwyczaj nie rozprzestrzeniają się do przestrzeni podsiatkówkowej.
W przypadku niewystarczającego odwarstwienia problem musi zostać rozpoznany śródoperacyjnie, co wymaga natychmiastowego ponownego wstrzyknięcia przez wykonaną wcześniej retinotomię. Podczas sesji eksperymentalnej z udziałem 20 szczurów, dwaj chirurdzy (jeden doświadczony i jeden początkujący) przeprowadzili metodę krok po kroku. Chirurg doświadczony odniósł sukces w 9 z 10 procedur, natomiast początkujący w 6 z 10.
Rysunek 1: Przegląd procesu i wyników. (A) Schematyczny obraz procesu wstrzykiwania podsiatkówkowego w oku szczura, ukazujący znaczną objętość soczewki. (B,C) Fotografie dna oka bezpośrednio po wstrzyknięciu (B) oraz 6 dni po wstrzyknięciu (C). Głowice strzałek wskazują miejsce wstrzyknięcia. Obszar odwarstwienia siatkówki zaznaczono przerywaną linią. (D,E) Skan B optycznej koherentnej tomografii bezpośrednio po wstrzyknięciu (D) oraz 6 dni po wstrzyknięciu (E). ON: nerw wzrokowy. Powiększenie: 1x. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.
Rysunek 2: Etapy protokołu wtryskiwania podsiatkówkowego. Protokół przedstawiono na 8-tygodniowym szczurze rasy Long Evans w znieczuleniu ogólnym. Szczegółowy opis każdego kroku znajduje się w filmie lub w sekcji „Protokół” w tekście. Aby wyświetlić większą wersję tego rysunku, kliknij tutaj.
Rycina 3: Przykłady różnych wyników fotografii dna oka po zabiegu. (A) Prawidłowy wygląd pooperacyjny z niewielką dyspersją pigmentu w miejscu wstrzyknięcia (strzałka). (B) Prawidłowy wygląd pooperacyjny z małą pęcherzykiem powietrza w witrażu w miejscu wstrzyknięcia. Te małe pęcherzyki powietrza pochodzą ze strzykawki i są nieszkodliwe, nawet w przestrzeni podsiatkówkowej. (C, D) Dotknięcie soczewki skutkujące niewielkim (C) lub znacznym (D) zmętnieniem soczewki (zaćmą). (E, F) Niewielkie (E) lub bardziej rozległe (F) krwawienie do ciała szklistego zlokalizowane w pobliżu miejsca wstrzyknięcia, bez rozprzestrzeniania się do przestrzeni podsiatkówkowej. (G) Krwawienie w miejscu wstrzyknięcia rozprzestrzeniające się głównie do przestrzeni podsiatkówkowej. W tym przypadku retinotomia spowodowała uszkodzenie naczynia krwionośnego siatkówki. (H) Rozległy krwotok do ciała szklistego w wyniku penetracji twardówki. Powiększenie: 1x. Kliknij tutaj, aby zobaczyć powiększoną wersję tej ryciny.
Dyskusja
W artykule opisano metody podawania podsiatkówkowego przez ciało szklistkowe u szczurów z śródoperacyjną wizualizacją i kontrolą zarówno miejsca wstrzyknięcia, jak i obszaru odwarstwionego.
W tym protokole istnieją dwa krytyczne etapy: ekspozycja twardówki i retinotomia. Prawidłowe ułożenie, ekspozycja i dostęp są podstawowymi warunkami wstępnymi każdego zabiegu chirurgicznego. W takim przypadku kluczowe jest zapewnienie optymalnego dostępu do twardówki i miejsca iniekcji. Niewystarczająca ekspozycja twardówki może prowadzić do możliwych do uniknięcia trudności w kolejnych krokach. Dodatkowo jakość retinotomii decyduje o ryzyku krwotoku. Powinno być wykonywane tak delikatnie, jak to możliwe i jak najdalej od jakichkolwiek naczyń siatkówki. Jeśli zostanie to wykonane prawidłowo, ryzyko znacznego krwawienia do ciała szklistego lub podsiatkówkowego jest bardzo niskie.
W przypadku stosowania tego podejścia do wstrzyknięcia podsiatkówkowego, indukcja odwarstwienia siatkówki (RD) może się nie powieść z kilku powodów. Najtrudniejszym krokiem w procesie uczenia się jest sam zastrzyk. Miejsce wstrzyknięcia musi być starannie dobrane, aby płyn mógł przepływać przez siatkówkę przez retinotomię. Ze względu na gęste tylne ciało szkliste u gryzoni może działać jako fizyczna bariera dla przepływu transsiatkówkowego. Z naszego doświadczenia wynika, że penetracja przezsiatkówkowa przebiega płynnie, gdy końcówka kaniuli jest ustawiona pod kątem około 90° do siatkówki. Zdecydowanie zaleca się, zwłaszcza na początku, ćwiczenie stosowania kolorowych roztworów, takich jak fluoresceina, aby potwierdzić, że wstrzyknięty roztwór spływa tylko do przestrzeni podsiatkówkowej.
Można zidentyfikować dwa ograniczenia tej techniki. Po pierwsze, istnieje ryzyko, że przejście przezszkliste dotknie soczewki. Dotyk soczewki może być nieszkodliwy, jeśli tylna torebka soczewki jest zachowana, ponieważ nie powinien prowadzić do powstania zaćmy. Jeśli jednak torebka tylnej soczewki jest uszkodzona, ryzyko powstania zaćmy jest wysokie, a zwierzę może już nie nadawać się do projektu doświadczalnego, zwłaszcza jeśli wymagane są badania kontrolne siatkówki. Po drugie, technika ta może prowadzić do krwawienia w kilku etapach, co może utrudnić proces eksperymentalny. Krwawienie spojówek może wynikać ze szwów powiek, choć zwykle nie stanowi to problemu i można je wyczyścić wacikiem. Dodatkowo podczas zabiegu wykonywane są dwie retinotomie, z których obie niosą ze sobą ryzyko krwotoku. Pierwsza retinotomia jest wykonywana, gdy eksperymentator jest ślepy na siatkówkę (przez kanał twardówki), co może prowadzić do krwotoku do ciała szklistego podczas perforacji twardówki, co dodatkowo komplikuje procedurę. W rzadkich przypadkach może wystąpić krwawienie podsiatkówkowe lub naczyniówkowe. Tej "retinotomii wejściowej" można uniknąć, wstrzykując ją przez rogówkę9, chociaż takie podejście znacznie ogranicza zakres możliwych miejsc wstrzyknięcia. Druga retinotomia wiąże się z większym ryzykiem krwawienia, jeśli naczynia siatkówki są dotykane przez końcówkę kaniuli. Należy bezwzględnie unikać krwotoku podsiatkówkowego, ponieważ składniki krwi są toksyczne dla fotoreceptorów10. Ze względu na te zagrożenia, początkujący eksperymentatorzy powinni spodziewać się wskaźnika niepowodzeń od 1 na 5 do 1 na 10 wstrzyknięć. Z naszego doświadczenia wynika, że nie stwierdzono przypadków odwarstwienia naczyniówki, zapalenia wnętrza gałki ocznej lub uszkodzenia siatkówki wywołanego hipertonią.
Alternatywnie, opisano metody wykorzystujące podejścia przeztwardówkowe do dostarczania podsiatkówkowego, które pozwalają uniknąć przejścia przez ciało szkliste 8,11. Jednak z naszego doświadczenia wynika, że procedury te nie pozwalają na dokładne lub powtarzalne miejsca wstrzyknięć lub pęcherzyki i powinny być wykonywane tylko przy użyciu myszy. Dodatkowo zabiegi te wymagają samouszczelniającego się nacięcia twardówki za pomocą igły, która przecina naczyniówkę i nabłonek barwnikowy siatkówki (RPE) w miejscu RD. Stwarza to ryzyko migracji pigmentu podsiatkówkowego, co może prowadzić do konsekwencji zapalnych i może zniekształcić model RD11. Ponadto wstrzyknięcie jest wykonywane bez widoczności końcówki strzykawki, co zwiększa ryzyko nadnaczyniówkowego lub podnaczyniówkowego, a nie RD. Istnieje również ryzyko niezamierzonej retinotomii, prowadzącej do późniejszego dostarczania do ciała szklistego, zwłaszcza podczas pracy z modelami zwyrodnienia siatkówki, które mają cieńsze i bardziej kruche siatkówki.
Zastosowania dostarczania podsiatkówkowego lub indukowanego RD obejmują testowanie różnych terapii na modelach zwyrodnienia siatkówki lub w przypadkach RD 8,11,12,13,14. W obu przypadkach celem zabiegu jest naśladowanie procesów, które ostatecznie zachodzą u człowieka. Zarówno podejście przeztwardówkowe, jak i przezszkliste może modelować RD, o ile wysokość i czas trwania RD są wystarczające15. W przypadku dostarczania podsiatkówkowego obecne metody są bardziej zbliżone do metod stosowanych u naczelnych16 iludzi5, zwiększając w ten sposób zdolność do translatacji danych.
Oświadczenia
S.P: Konsultant i osobiste interesy finansowe -Pixium Vision, GenSight Biologics (żadne z tych działań nie ma żadnego związku z prezentowanymi tu danymi).
Podziękowania
To badanie było wspierane przez IHU FOReSIGHT (Paryż), Fondation Voir & Entendre (Paryż), UNADEV/Aviesan (w ramach projektu "stożkowej neuroprotekcji fotoreceptorów", Paryż), HyVIS (GA 964468), Fundację Walki ze Ślepotą (FFB PPA Przywrócenie Wzroku: PPA-0919-0772-INSERM; Woźny FFB PPA 1B: PPA-0922-0840-INSERM). Pensje A.D. były zapewniane przez granty Fondation pour la Recherche Médicale (grant nr M2R202106013349, Paryż), Fondation de France (grant nr WB-2023-49302, Paryż) oraz Francuskiego Towarzystwa Okulistycznego. Sponsor lub organizacje finansujące nie odgrywały żadnej roli w projektowaniu lub prowadzeniu tego badania.
Materiały
| Nazwa | Firma | Numer katalogowy | Komentarze |
|---|---|---|---|
| Atipemazol (Antidorm 4.27mg/mL) | Axience SAS, Pantin, Francja | / | Awakening |
| Chloramfenikol-retinol (Ophtalon 10mg/g) | TVM, Lempdes, Francja | FR/V/3787889 6/1989 | Opieka pooperacyjna |
| Szkiełka nakrywkowe Mini 8mm | World Precision Instruments, Sarasota, FL/ | https://www.wpiinc.com/var-1040-cover-slips-pkg-100.html?srsltid=AfmBOoraZfMhuUuY_7rQbM5YKfqM2VR1PT0L-UHQ5uQUdjaeZuogbKP1&utm_source=chatgpt.com | |
| Hydroksypropylometyloceluloza | FCI S.A.S., Paryż, Francja | / | Lepkie podsiatkówkowe dostarczanie |
| ketaminy (Ketamidor 100 mg/mL) | Axience SAS, Pantin, Francja | / | Znieczulenie ogólne |
| Lumera 700 | Carl Zeiss, Oberkochen, Niemcy | https://www.zeiss.com/meditec/en/products/surgical-microscopes/ophthalmic-microscopes/opmi-lumera-700.html?utm_source=chatgpt.com | Mikroskop okulistyczny |
| Medetomidine (Domitor 0,85 mg/mL) | Vetoquinol S.A., Paryż, Francja | https://www.vetoquinol.com/en | Znieczulenie ogólne |
| Mikrowstrzykiwacz Micro 4 | World Precision Instruments, Sarasota, FL | Wstrzyknięcie | SYS-MICRO4 |
| Oksybuprokaina 1,6 mg/0,4 ml | Thé a, Clermont-Ferrand, Francja | https://www.laboratoires-thea.com/en/chlorhydrate-doxybuprocaine-thea?utm_source=chatgpt.com | Znieczulenie miejscowe |
| PBS | Life Technologies Europe B.V., Bleiswijk, Holandia | 14190-094 | do podawania podsiatkówkowego |
| (10 lub 20 &mikro; L) | Hamilton, Reno, NV | 80300 | |
| Żel przeciwłzowy do wstrzykiwań (Lubrithal) | Dechron, Shrewsbury, Wielka Brytania | https://www.dechra.ca/our-products/ca/companion-animal/dog/non-prescription/lubrithal?utm_source=chatgpt.com | Ochrona rogówki |
| Tropikamid (Mydriaticum 1 mg / ml) | Thé a, Clermont-Ferrand, Francja | / | Rozszerzenie źrenic |
Bibliografia
- Guymer, R. H., Campbell, T. G. Age-related macular degeneration. Lancet. 401 (10386), 1459-1472 (2023).
- Hartong, D. T., Berson, E. L., Dryja, T. P. Retinitis pigmentosa. Lancet. 368 (9549), 1795-1809 (2006).
- Cheung, N., Mitchell, P., Wong, T. Y. Diabetic retinopathy. Lancet. 376 (9735), 124-136 (2010).
- Murakami, Y., et al. Photoreceptor cell death and rescue in retinal detachment and degenerations. Prog Retin Eye Res. 37, 114-140 (2013).
- Russell, S., et al. Efficacy and safety of voretigene neparvovec (AAV2-hRPE65v2) in patients with RPE65-mediated inherited retinal dystrophy: A randomised, controlled, open-label, phase 3 trial. Lancet. 390, 849-860 (2017).
- Gagliardi, G., Ben M'Barek, K., Goureau, O. Photoreceptor cell replacement in macular degeneration and retinitis pigmentosa: A pluripotent stem cell-based approach. Prog Retin Eye Res. 71, 1-25 (2019).
- Zeng, R., Zhang, Y., Shi, F., Kong, F. A novel experimental mouse model of retinal detachment: Complete functional and histologic recovery of the retina. Invest Ophthalmol Vis Sci. 53, 1685-1695 (2012).
- Matsumoto, H., Miller, J. W., Vavvas, D. G. Retinal detachment model in rodents by subretinal injection of sodium hyaluronate. J Vis Exp. 79, e50660(2013).
- Timmers, A. M., Zhang, H., Squitieri, A., Gonzalez-Pola, C. Subretinal injections in rodent eyes: Effects on electrophysiology and histology of rat retina. Mol Vis. 7, 131-137 (2001).
- Benner, J. D., Hay, A., Landers, M. B., Hjelmeland, L. M., Morse, L. S. Fibrinolytic-assisted removal of experimental subretinal hemorrhage within 7 days reduces outer retinal degeneration. Ophthalmology. 101, 672-681 (1994).
- Secondi, R., Kong, J., Blonska, A. M., Staurenghi, G., Sparrow, J. R. Fundus autofluorescence findings in a mouse model of retinal detachment. Invest Ophthalmol Vis Sci. 53, 5190-5197 (2012).
- Becker, S., Wang, H., Stoddard, G. J., Hartnett, M. E. Effect of subretinal injection on retinal structure and function in a rat oxygen-induced retinopathy model. Mol Vis. 23, 832-843 (2017).
- Sene, A., Apte, R. S. Inflammation-induced photoreceptor cell death. Adv Exp Med Biol. 1074, 203-208 (2018).
- Zhang, Z. Y., Sun, Y. J., Song, J. Y., Fan, B., Li, G. Y. Experimental models and examination methods of retinal detachment. Brain Res Bull. 169, 51-62 (2021).
- Machemer, R. Experimental retinal detachment in the owl monkey. IV. The reattached retina. Am J Ophthalmol. 66, 1075-1091 (1968).
- Dentel, A., et al. Adaptive optics flood illumination ophthalmoscopy in nonhuman primates: Findings in normal and short-term induced detached retinae. Ophthalmol Sci. 3 (4), 100316(2023).
Przedruki i uprawnienia
