Method Article

Śródoperacyjna wizualizacja wstrzyknięcia podsiatkówkowego i odwarstwienia siatkówki u szczurów

DOI:

10.3791/67483

⸱

March 7th, 2025

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Institut de la Vision, INSERM, CNRS, Sorbonne Université, 2Department of Ophthalmology, Rothschild Foundation Hospital

In This Article

Summary

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ten artykuł opisuje metody iniekcji podsiatkówkowej u szczurów, wykorzystując śródoperacyjną wizualizację do kontrolowania zarówno miejsca wstrzyknięcia, jak i obszaru odwarstwienia siatkówki.

Abstract

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wstrzyknięcie podsiatkówkowe, dostarczenie roztworu między fotoreceptory a nabłonek barwnikowy siatkówki (RPE), tworzy przestrzeń podsiatkówkową, w której składniki są w bezpośrednim kontakcie z fotoreceptorami i komórkami RPE. Ta metoda dostarczania pozwala na celowane leczenie tych komórek. Opracowano i zatwierdzono terapie do wstrzykiwań podsiatkówkowych, szczególnie w przypadku dziedzicznych chorób siatkówki. U zwierząt zabiegi iniekcji podsiatkówkowej mogą być trudne ze względu na rozmiar soczewki, zwłaszcza u gryzoni. W artykule opisano metody iniekcji podsiatkówkowej u szczurów, umożliwiające śródoperacyjną wizualizację i kontrolę zarówno miejsca wstrzyknięcia, jak i wielkości odklejonego obszaru, jak to ma miejsce u ludzi. Zabieg przeprowadzany jest w znieczuleniu ogólnym i miejscowym i wymaga rozszerzenia źrenicy. Za pomocą mikroskopu okulistycznego wstrzyknięcie podsiatkówkowe wykonuje się przez kanał twardówkowy o sile 30 G, z końcówką kaniuli delikatnie przyłożoną do siatkówki w celu uzyskania retinotomii. Można dostarczyć objętości w zakresie od 10 do 25 μl, co odpowiada dwóm piątym do połowy siatkówki szczura. Natychmiastowe badania pooperacyjne z wykorzystaniem fotografii dna oka i optycznej koherentnej tomografii potwierdzają pomyślne dostarczenie do przestrzeni podsiatkówkowej z widocznym płynem podsiatkówkowym. Główne zagrożenia związane z tą procedurą obejmują uszkodzenie soczewki (zaćmę), niewydolność odwarstwienia, krwotok do ciała szklistego, krwotok podsiatkówkowy i pooperacyjne zapalenie rogówki. Oprócz dostarczania środków terapeutycznych do przestrzeni podsiatkówkowej, technika ta jest stosowana do wywoływania krótkotrwałego lub długotrwałego odwarstwienia siatkówki za pomocą odpowiednio produktów wodnych lub lepkich. W przeciwieństwie do dostępu przeztwardówkowego, metoda ta umożliwia precyzyjne śródoperacyjne ustawienie odwarstwienia siatkówki.

Introduction

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Siatkówka to światłoczuła tkanka neuronalna znajdująca się w wewnętrznej i tylnej części gałki ocznej. Zewnętrzna warstwa neurosiatkówki zawiera fotoreceptory, które są wyspecjalizowanymi neuronami przeznaczonymi do przekształcania światła w sygnały elektrochemiczne i dlatego są niezbędne do widzenia. Nabłonek barwnikowy siatkówki (RPE), znajdujący się pod siatkówką, zapewnia szerokie wsparcie metaboliczne fotoreceptorom, ułatwiając wzrokową regenerację pigmentu i regularną odnowę ich zewnętrznych segmentów1.

Zwyrodnienie fotoreceptorów jest najczęstszą przyczyną nieodwracalnej utraty wzroku i występuje w różnych chorobach siatkówki, takich jak zwyrodnienie plamki żółtej związane z wiekiem, barwnikowe zwyrodnienie siatkówki, retinopatia cukrzycowa i odwarstwienie siatkówki1,2,3,4. Większość z tych stanów wynika z pierwotnej lub wtórnej utraty fotoreceptorów, często wtórnej do utraty lub dysfunkcji RPE. Dlatego szczególnie ważne jest badanie fotoreceptorów i komórek RPE in vivo, aby zapobiec ich degeneracji. Do tej pory nie ma skutecznych terapii wielu chorób siatkówki, takich jak dystrofie siatkówki (w tym barwnikowe zwyrodnienie siatkówki) lub zwyrodnienie plamki żółtej (w tym zwyrodnienie plamki żółtej związane z wiekiem).

Wstrzyknięcie podsiatkówkowe, dostarczenie roztworu między fotoreceptory a RPE, tworzy przestrzeń podsiatkówkową, w której składniki są w bezpośrednim kontakcie z fotoreceptorami i komórkami RPE. Ta metoda dostarczania pozwala na celowane leczenie tych komórek, omijając różne bariery siatkówkowe lub naczyniowe. Opracowano i zatwierdzono kilka leków stosowanych w leczeniu porodu podsiatkówkowego, szczególnie w przypadku dziedzicznych chorób siatkówki5,6.

Ważne jest, aby zharmonizować praktyki chirurgiczne dotyczące porodu podsiatkówkowego. U ludzi standardowa procedura obejmuje witrektomię 25 G pars plana, która zapewnia stosunkowo łatwy dostęp do tylnego odcinka oka, ponieważ soczewka jest mała w stosunku do całego oka. Poród podsiatkówkowy odbywa się za pomocą trokaru 25 G przy użyciu biokompatybilnej kaniuli 38 G lub 41 G z silikonową końcówką, co pozwala na płynny przepływ przezsiatkówkowy5.

U zwierząt, procedury iniekcji podsiatkówkowej mogą być trudne ze względu na rozmiar soczewki. Na przykład u gryzoni soczewka zajmuje do 90% jamy ciała szklistego. U szczurów soczewka zajmuje mniej miejsca niż u myszy, ale pozostaje znacząca (patrz Rysunek 1A). Dodatkowo, zastrzyki podsiatkówkowe mogą być używane do modelowania odwarstwienia siatkówki (RD) przy użyciu lepkich roztworów, aby zapobiec usuwaniu płynu podsiatkówkowego przez komórki RPE7,8. Modele te są wykorzystywane przede wszystkim przy opracowywaniu leków na choroby siatkówki.

Ten artykuł opisuje metody dostarczania podsiatkówkowego lub indukowanego RD u szczurów, umożliwiając całkowitą śródoperacyjną kontrolę miejsca wstrzyknięcia i odłączonego obszaru siatkówki.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Eksperymenty i procedury zostały zatwierdzone przez Lokalną Komisję Etyki Zwierząt i przeprowadzone w obiektach związanych z laboratorium, zgodnie z lokalnymi przepisami. Wszystkie prace eksperymentalne były zgodne z polityką instytucjonalną w zakresie bezpieczeństwa biologicznego i procedur bezpieczeństwa (Lokalny Komitet Etyki Zwierząt Charles Darwin, CEEACD #5) i były zgodne z Dyrektywą Europejską 2010/63/UE. W badaniu wykorzystano ośmiotygodniowe samice szczurów Long Evans (Rattus norvegicus) typu dzikiego. Różne modele zwyrodnienia siatkówki u szczurów, takie jak P23H i RCS, mogą być wykorzystywane do testowania dostarczania podsiatkówkowego różnych środków terapeutycznych, w tym leków i terapii genowych. Szczegółowe informacje na temat odczynników i sprzętu użytego w tym badaniu znajdują się w Tabeli Materiałów.

1. Przygotowanie roztworów

UWAGA: Aby zapobiec zakażeniu miejsca operowanego lub zanieczyszczeniu roztworu, należy obchodzić się z wstępnie wysterylizowanymi narzędziami i sterylnymi roztworami przygotowanymi w dygestorium.

  1. Dostarczanie podsiatkówkowe: Rozcieńczone cząsteczki w PBS lub dimetylosulfotlenku do wodnego dostarczania podsiatkówkowego.
  2. Indukcja RD: Użyj 2% hydroksypropylometylocelulozy lub 1% -5% hialuronianu sodu, aby wywołać długotrwały RD.

2. Konfiguracja eksperymentalna

  1. Zamontuj niefazowaną metalową końcówkę kaniuli 10 mm 30 G, zacementowaną na strzykawce o pojemności 10 μl lub 25 μl na mikrowstrzykiwaczu.
  2. Załadować przygotowany roztwór do strzykawki.

3. Przygotowanie zwierząt

  1. znieczulenie
    1. Znieczulenie ogólne: Znieczulić szczury wstrzyknięciem dootrzewnowym 40 mg/kg ketaminy i 0,14 mg/kg medetomidyny.
      UWAGA: To znieczulenie trwa wystarczająco długo przez cały czas trwania zabiegu i do natychmiastowych badań pooperacyjnych.
    2. Rozszerzenie źrenicy: Umieść jedną kroplę 0,5% tropikamidu, aby uzyskać rozszerzenie źrenic w jednym oku.
      UWAGA: W przypadku praworęcznych chirurgów zabieg będzie łatwiejszy w lewym oku i odwrotnie.
    3. Znieczulenie miejscowe ( Rysunek 2B): Umieść jedną kroplę oksybuprokainy w oku, które ma być operowane.
      UWAGA: Aby zapewnić pełną skuteczność, należy odczekać 30 s po zastosowaniu środka znieczulającego miejscowo przed dotknięciem oka.

4. Chirurgia pod mikroskopem

  1. Wizualizacja śródoperacyjna: Użyj mikroskopu okulistycznego podłączonego do przełącznika nożnego, aby wykonać operację.
  2. Ekspozycja twardówki (Rysunek 2C,D)
    1. Użyj dwóch szwów ściągających powieki (5-0 lub 6-0) zakotwiczonych w zewnętrznej ćwiartce brzegu powieki górnej i dolnej.
    2. Pociągnij szwy, aby uzyskać delikatne wybrzuszenie oka.
  3. Kanał twardówkowy (Rysunek 2E,F): Użyj igły 30 G, aby utworzyć kanał twardówkowy przez spojówkę skroniową opuszkową, około 1-2 mm od rąbka rogówki.
    UWAGA: Ledwo wkładaj skośną końcówkę igły, nie popychając jej dalej, aby uniknąć ryzyka dotknięcia soczewki i późniejszej zaćmy. Na tym etapie obserwuj krwotok spojówkowy przez kilkadziesiąt sekund. Należy unikać tamponadowania krwawienia, ponieważ może to spowodować gromadzenie się krwi w ciele szklistym i zagrozić zabiegowi. Delikatnie zetrzyj krew w obszarze kanału lub utrudniającą wizualizację za pomocą bawełnianego wacika.
  4. Ochrona rogówki (Rysunek 2G): Używaj żelu łzowego jako interfejsu soczewka-oko podczas całej procedury.
  5. Wizualizacja płaszczyzny siatkówki (Rysunek 2G)
    1. Umieść płaską soczewkę kontaktową (o średnicy 8 mm) na powierzchni oka, aby uwidocznić płaszczyznę siatkówki w odpowiednim powiększeniu.
    2. Użyj przełącznika nożnego mikroskopu, aby ustawić ostrość na płaszczyźnie siatkówki.
  6. Iniekcja podsiatkówkowa (Rysunek 2H - M)
    1. Włóż kaniulę pionowo przez wstępnie uformowany kanał twardówki (Rysunek 2H).
    2. Unikaj dotykania soczewki, trzymając kaniulę pionowo.
    3. Powoli zbliżaj się do siatkówki i delikatnie ją uciskaj, aż zaobserwujesz wybielanie siatkówki (strzałki w Rysunek 2I).
    4. Utrzymuj stabilność końcówki podczas wstrzykiwania przez retinotomię utworzoną przez przepływ iniekcji (Rysunek 2J). Należy unikać zbyt wczesnego wyjmowania końcówki z retinotomii, ponieważ spowoduje to wstrzyknięcie produktu do ciała szklistego.
    5. Po wstrzyknięciu zdejmij końcówkę z retinotomii, a następnie delikatnie wyjmij całą kaniulę z jamy ciała szklistego, upewniając się, że soczewka nie jest dotykana (Rysunek 2K).
      UWAGA: Jeśli pęcherzyk jest niewystarczająco rozwinięty lub odłączony obszar siatkówki jest zbyt ograniczony po opróżnieniu strzykawki, należy wykonać ponowne wstrzyknięcie przy użyciu tego samego kanału twardówki i wprowadzeniu końcówki do wcześniej utworzonej retinotomii.
    6. Upewnij się, że odruch czerwieni źrenicy jest zmieniony przez odwarstwienie siatkówki, nie obserwując przepływu krwi w jamie ciała szklistego (Rysunek 2L, M).
  7. Koniec operacji (Rysunek 2N,O)
    1. Zdejmij soczewkę kontaktową, szwy powieki i ostrożnie przetrzyj wszelkie krwawienia (Rysunek 2N).
    2. Krótko oceń ciśnienie wewnątrzgałkowe ręcznie.
      UWAGA: Niewielka ilość płynu szklistego może wydostać się do przestrzeni podspojówkowej, ale nie może dojść do aktywnego wycieku (Rysunek 2O).

5. Opieka pooperacyjna i przebudzenie

  1. Nałóż maść do oczu z chloramfenikolem-retinolem na operowane oko.
  2. Podawać dootrzewnowo 1 ml 5% jednowodnego glukozy.
  3. Wstrzyknąć podskórnie 0,9 mg/kg atimamezolu.
  4. Umieść zwierzę w komorze o kontrolowanej temperaturze i monitoruj je, aż się obudzi.

Results

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Sukces iniekcji podsiatkówkowej zależy od precyzyjnego i wyłącznego dostarczania do przestrzeni podsiatkówkowej (tj. między fotoreceptorami a warstwami RPE) przez retinotomię, unikając krwotoku podsiatkówkowego, ponieważ krew jest toksyczna dla fotoreceptorów i komórek RPE. Pomyślny poród potwierdza wizualizacja śródoperacyjna (ryc. 2L), natychmiastowa pooperacyjna fotografia dna oka i optyczna koherentna tomografia (OCT). Fotografia dna oka wyklucza krwotok podsiatkówkowy, podczas gdy skany OCT B potwierdzają odwarstwienie siatkówki (RD) za pomocą przezroczystego płynu podsiatkówkowego (Ryc. 1 i Ryc. 3). Dodatkowo, fotografia dna oka może zidentyfikować dotyk soczewki lub zaćmę wywołaną, która może być niezauważona podczas zabiegu (Rysunek 3C, D). Zarówno fotografia, jak i skany OCT mogą oszacować rozmiar oddzielonego obszaru lub bleb (Rysunek 1B-E).

Kilka czynników wpływa na rozmiar pęcherzyka: (1) Lokalizacja miejsca wstrzyknięcia: Im dalej miejsce wstrzyknięcia znajduje się od tarczy nerwu wzrokowego, tym mniejszy jest odłączony obszar; (2) Objętość wstrzyknięta: Objętość wstrzyknięcia wynosząca 20-25 μl może oderwać około połowy siatkówki u szczurów; (3) Jakość odklejonej siatkówki: W modelach zwyrodnienia siatkówki (np. P23H, RCS) odwarstwienie może być trudne ze względu na zwiększoną oporność między fotoreceptorami a komórkami RPE spowodowaną procesami zwyrodnieniowymi, takimi jak glejoza i akumulacja materiału podsiatkówkowego. W takich przypadkach indukowane odwarstwienie siatkówki jest zazwyczaj płaskie, a skany OCT mają kluczowe znaczenie dla wyraźnego wyznaczenia odwarstwionego obszaru.

W miejscu wstrzyknięcia może wystąpić niewielki krwotok do ciała szklistego, ponieważ nie zawsze można całkowicie uniknąć mikronaczyń siatkówki (Rysunek 3E). Jednak takie krwotoki zazwyczaj nie rozciągają się na przestrzeń podsiatkówkową.

W przypadku niewystarczającego odklejenia, problem musi zostać rozpoznany śródoperacyjnie, co wymaga natychmiastowego ponownego wstrzyknięcia przez wstępnie uformowaną retinotomię. Podczas eksperymentalnej sesji z udziałem 20 szczurów dwóch chirurgów (jeden doświadczony i jeden początkujący) wykonało metodę krok po kroku. Doświadczony chirurg osiągnął sukces w 9 z 10 zabiegów, podczas gdy początkujący odniósł sukces w 6 z 10.

figure-results-1
Rysunek 1: Przegląd procesu i wyników. (A) Schematyczne przedstawienie procesu wstrzykiwania podsiatkówkowego w oko szczura, pokazujące znaczną objętość soczewki. (B,C) Fotografia dna oka bezpośrednio po iniekcji (B) i 6 dni po iniekcji (C). Groty strzałek wskazują miejsce wstrzyknięcia. Obszar odwarstwienia siatkówki jest obrysowany linią przerywaną. (D,E) Optyczna koherentna tomografia B wykonuje się bezpośrednio po wstrzyknięciu (D) i 6 dni po wstrzyknięciu (E). ON: nerw wzrokowy. Powiększenie: 1x. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

figure-results-2
Rysunek 2: Etapy protokołu iniekcji podsiatkówkowej. Protokół zademonstrowano na 8-tygodniowym szczurze rasy Long Evans w znieczuleniu ogólnym. Szczegółowy opis każdego kroku znajduje się w filmie lub w sekcji "Protokół" w tekście. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

figure-results-3
Rysunek 3: Przykłady różnych wyników pooperacyjnej fotografii dna oka. (A) Normalny wygląd pooperacyjny z niewielką dyspersją pigmentu w miejscu wstrzyknięcia (strzałka). (B) Normalny wygląd pooperacyjny z małym pęcherzykiem powietrza w ciele szklistym w miejscu wstrzyknięcia. Te małe pęcherzyki powietrza pochodzą ze strzykawki i są nieszkodliwe, nawet w przestrzeni podsiatkówkowej. (C,D) Dotyk soczewki powodujący niewielkie (C) lub znaczne (D) zmętnienie soczewki (zaćma). (E,F) Niewielkie (E) lub bardziej rozległe (F) krwawienie doszklistkowe zlokalizowane w pobliżu miejsca wstrzyknięcia, bez rozprzestrzeniania się do przestrzeni podsiatkówkowej. (G) Krwawienie w miejscu wstrzyknięcia rozprzestrzeniające się głównie do przestrzeni podsiatkówkowej. W tym przypadku retinotomia spowodowała uszkodzenie naczynia krwionośnego siatkówki. (H) Rozległy krwotok doszklistkowy wynikający z penetracji twardówki. Powiększenie: 1x. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

W artykule opisano metody podawania podsiatkówkowego przez ciało szklistkowe u szczurów z śródoperacyjną wizualizacją i kontrolą zarówno miejsca wstrzyknięcia, jak i obszaru odwarstwionego.

W tym protokole istnieją dwa krytyczne etapy: ekspozycja twardówki i retinotomia. Prawidłowe ułożenie, ekspozycja i dostęp są podstawowymi warunkami wstępnymi każdego zabiegu chirurgicznego. W takim przypadku kluczowe jest zapewnienie optymalnego dostępu do twardówki i miejsca iniekcji. Niewystarczająca ekspozycja twardówki może prowadzić do możliwych do uniknięcia trudności w kolejnych krokach. Dodatkowo jakość retinotomii decyduje o ryzyku krwotoku. Powinno być wykonywane tak delikatnie, jak to możliwe i jak najdalej od jakichkolwiek naczyń siatkówki. Jeśli zostanie to wykonane prawidłowo, ryzyko znacznego krwawienia do ciała szklistego lub podsiatkówkowego jest bardzo niskie.

W przypadku stosowania tego podejścia do wstrzyknięcia podsiatkówkowego, indukcja odwarstwienia siatkówki (RD) może się nie powieść z kilku powodów. Najtrudniejszym krokiem w procesie uczenia się jest sam zastrzyk. Miejsce wstrzyknięcia musi być starannie dobrane, aby płyn mógł przepływać przez siatkówkę przez retinotomię. Ze względu na gęste tylne ciało szkliste u gryzoni może działać jako fizyczna bariera dla przepływu transsiatkówkowego. Z naszego doświadczenia wynika, że penetracja przezsiatkówkowa przebiega płynnie, gdy końcówka kaniuli jest ustawiona pod kątem około 90° do siatkówki. Zdecydowanie zaleca się, zwłaszcza na początku, ćwiczenie stosowania kolorowych roztworów, takich jak fluoresceina, aby potwierdzić, że wstrzyknięty roztwór spływa tylko do przestrzeni podsiatkówkowej.

Można zidentyfikować dwa ograniczenia tej techniki. Po pierwsze, istnieje ryzyko, że przejście przezszkliste dotknie soczewki. Dotyk soczewki może być nieszkodliwy, jeśli tylna torebka soczewki jest zachowana, ponieważ nie powinien prowadzić do powstania zaćmy. Jeśli jednak torebka tylnej soczewki jest uszkodzona, ryzyko powstania zaćmy jest wysokie, a zwierzę może już nie nadawać się do projektu doświadczalnego, zwłaszcza jeśli wymagane są badania kontrolne siatkówki. Po drugie, technika ta może prowadzić do krwawienia w kilku etapach, co może utrudnić proces eksperymentalny. Krwawienie spojówek może wynikać ze szwów powiek, choć zwykle nie stanowi to problemu i można je wyczyścić wacikiem. Dodatkowo podczas zabiegu wykonywane są dwie retinotomie, z których obie niosą ze sobą ryzyko krwotoku. Pierwsza retinotomia jest wykonywana, gdy eksperymentator jest ślepy na siatkówkę (przez kanał twardówki), co może prowadzić do krwotoku do ciała szklistego podczas perforacji twardówki, co dodatkowo komplikuje procedurę. W rzadkich przypadkach może wystąpić krwawienie podsiatkówkowe lub naczyniówkowe. Tej "retinotomii wejściowej" można uniknąć, wstrzykując ją przez rogówkę9, chociaż takie podejście znacznie ogranicza zakres możliwych miejsc wstrzyknięcia. Druga retinotomia wiąże się z większym ryzykiem krwawienia, jeśli naczynia siatkówki są dotykane przez końcówkę kaniuli. Należy bezwzględnie unikać krwotoku podsiatkówkowego, ponieważ składniki krwi są toksyczne dla fotoreceptorów10. Ze względu na te zagrożenia, początkujący eksperymentatorzy powinni spodziewać się wskaźnika niepowodzeń od 1 na 5 do 1 na 10 wstrzyknięć. Z naszego doświadczenia wynika, że nie stwierdzono przypadków odwarstwienia naczyniówki, zapalenia wnętrza gałki ocznej lub uszkodzenia siatkówki wywołanego hipertonią.

Alternatywnie, opisano metody wykorzystujące podejścia przeztwardówkowe do dostarczania podsiatkówkowego, które pozwalają uniknąć przejścia przez ciało szkliste 8,11. Jednak z naszego doświadczenia wynika, że procedury te nie pozwalają na dokładne lub powtarzalne miejsca wstrzyknięć lub pęcherzyki i powinny być wykonywane tylko przy użyciu myszy. Dodatkowo zabiegi te wymagają samouszczelniającego się nacięcia twardówki za pomocą igły, która przecina naczyniówkę i nabłonek barwnikowy siatkówki (RPE) w miejscu RD. Stwarza to ryzyko migracji pigmentu podsiatkówkowego, co może prowadzić do konsekwencji zapalnych i może zniekształcić model RD11. Ponadto wstrzyknięcie jest wykonywane bez widoczności końcówki strzykawki, co zwiększa ryzyko nadnaczyniówkowego lub podnaczyniówkowego, a nie RD. Istnieje również ryzyko niezamierzonej retinotomii, prowadzącej do późniejszego dostarczania do ciała szklistego, zwłaszcza podczas pracy z modelami zwyrodnienia siatkówki, które mają cieńsze i bardziej kruche siatkówki.

Zastosowania dostarczania podsiatkówkowego lub indukowanego RD obejmują testowanie różnych terapii na modelach zwyrodnienia siatkówki lub w przypadkach RD 8,11,12,13,14. W obu przypadkach celem zabiegu jest naśladowanie procesów, które ostatecznie zachodzą u człowieka. Zarówno podejście przeztwardówkowe, jak i przezszkliste może modelować RD, o ile wysokość i czas trwania RD są wystarczające15. W przypadku dostarczania podsiatkówkowego obecne metody są bardziej zbliżone do metod stosowanych u naczelnych16 iludzi5, zwiększając w ten sposób zdolność do translatacji danych.

Disclosures

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

S.P: Konsultant i osobiste interesy finansowe -Pixium Vision, GenSight Biologics (żadne z tych działań nie ma żadnego związku z prezentowanymi tu danymi).

Acknowledgements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

To badanie było wspierane przez IHU FOReSIGHT (Paryż), Fondation Voir & Entendre (Paryż), UNADEV/Aviesan (w ramach projektu "stożkowej neuroprotekcji fotoreceptorów", Paryż), HyVIS (GA 964468), Fundację Walki ze Ślepotą (FFB PPA Przywrócenie Wzroku: PPA-0919-0772-INSERM; Woźny FFB PPA 1B: PPA-0922-0840-INSERM). Pensje A.D. były zapewniane przez granty Fondation pour la Recherche Médicale (grant nr M2R202106013349, Paryż), Fondation de France (grant nr WB-2023-49302, Paryż) oraz Francuskiego Towarzystwa Okulistycznego. Sponsor lub organizacje finansujące nie odgrywały żadnej roli w projektowaniu lub prowadzeniu tego badania.

Materials

List of materials used in this article
NameCompanyCatalog NumberComments
Atipemazol (Antidorm 4.27mg/mL)Axience SAS, Pantin, Francja/Awakening
Chloramfenikol-retinol (Ophtalon 10mg/g)TVM, Lempdes, FrancjaFR/V/3787889 6/1989Opieka pooperacyjna
Szkiełka nakrywkowe Mini 8mmWorld Precision Instruments, Sarasota, FL/https://www.wpiinc.com/var-1040-cover-slips-pkg-100.html?srsltid=AfmBOoraZfMhuUuY_7rQbM5YKfqM2VR1PT0L-UHQ5uQUdjaeZuogbKP1&utm_source=chatgpt.com
HydroksypropylometylocelulozaFCI S.A.S., Paryż, Francja/Lepkie podsiatkówkowe dostarczanie
ketaminy (Ketamidor 100 mg/mL)Axience SAS, Pantin, Francja/Znieczulenie ogólne
Lumera 700Carl Zeiss, Oberkochen, Niemcyhttps://www.zeiss.com/meditec/en/products/surgical-microscopes/ophthalmic-microscopes/opmi-lumera-700.html?utm_source=chatgpt.comMikroskop okulistyczny
Medetomidine (Domitor 0,85 mg/mL)Vetoquinol S.A., Paryż, Francjahttps://www.vetoquinol.com/enZnieczulenie ogólne
Mikrowstrzykiwacz Micro 4World Precision Instruments, Sarasota, FLWstrzyknięcieSYS-MICRO4
Oksybuprokaina 1,6 mg/0,4 mlThé a, Clermont-Ferrand, Francjahttps://www.laboratoires-thea.com/en/chlorhydrate-doxybuprocaine-thea?utm_source=chatgpt.comZnieczulenie miejscowe
PBSLife Technologies Europe B.V., Bleiswijk, Holandia14190-094do podawania podsiatkówkowego
(10 lub 20 &mikro; L)Hamilton, Reno, NV80300
Żel przeciwłzowy do wstrzykiwań (Lubrithal)Dechron, Shrewsbury, Wielka Brytaniahttps://www.dechra.ca/our-products/ca/companion-animal/dog/non-prescription/lubrithal?utm_source=chatgpt.comOchrona rogówki
Tropikamid (Mydriaticum 1 mg / ml)Thé a, Clermont-Ferrand, Francja/Rozszerzenie źrenic
Wodnista strzykawka

References

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Guymer, R. H., Campbell, T. G. Age-related macular degeneration. Lancet. 401 (10386), 1459-1472 (2023).
  2. Hartong, D. T., Berson, E. L., Dryja, T. P. Retinitis pigmentosa. Lancet. 368 (9549), 1795-1809 (2006).
  3. Cheung, N., Mitchell, P., Wong, T. Y. Diabetic retinopathy. Lancet. 376 (9735), 124-136 (2010).
  4. Murakami, Y., et al. Photoreceptor cell death and rescue in retinal detachment and degenerations. Prog Retin Eye Res. 37, 114-140 (2013).
  5. Russell, S., et al. Efficacy and safety of voretigene neparvovec (AAV2-hRPE65v2) in patients with RPE65-mediated inherited retinal dystrophy: A randomised, controlled, open-label, phase 3 trial. Lancet. 390, 849-860 (2017).
  6. Gagliardi, G., Ben M'Barek, K., Goureau, O. Photoreceptor cell replacement in macular degeneration and retinitis pigmentosa: A pluripotent stem cell-based approach. Prog Retin Eye Res. 71, 1-25 (2019).
  7. Zeng, R., Zhang, Y., Shi, F., Kong, F. A novel experimental mouse model of retinal detachment: Complete functional and histologic recovery of the retina. Invest Ophthalmol Vis Sci. 53, 1685-1695 (2012).
  8. Matsumoto, H., Miller, J. W., Vavvas, D. G. Retinal detachment model in rodents by subretinal injection of sodium hyaluronate. J Vis Exp. 79, e50660(2013).
  9. Timmers, A. M., Zhang, H., Squitieri, A., Gonzalez-Pola, C. Subretinal injections in rodent eyes: Effects on electrophysiology and histology of rat retina. Mol Vis. 7, 131-137 (2001).
  10. Benner, J. D., Hay, A., Landers, M. B., Hjelmeland, L. M., Morse, L. S. Fibrinolytic-assisted removal of experimental subretinal hemorrhage within 7 days reduces outer retinal degeneration. Ophthalmology. 101, 672-681 (1994).
  11. Secondi, R., Kong, J., Blonska, A. M., Staurenghi, G., Sparrow, J. R. Fundus autofluorescence findings in a mouse model of retinal detachment. Invest Ophthalmol Vis Sci. 53, 5190-5197 (2012).
  12. Becker, S., Wang, H., Stoddard, G. J., Hartnett, M. E. Effect of subretinal injection on retinal structure and function in a rat oxygen-induced retinopathy model. Mol Vis. 23, 832-843 (2017).
  13. Sene, A., Apte, R. S. Inflammation-induced photoreceptor cell death. Adv Exp Med Biol. 1074, 203-208 (2018).
  14. Zhang, Z. Y., Sun, Y. J., Song, J. Y., Fan, B., Li, G. Y. Experimental models and examination methods of retinal detachment. Brain Res Bull. 169, 51-62 (2021).
  15. Machemer, R. Experimental retinal detachment in the owl monkey. IV. The reattached retina. Am J Ophthalmol. 66, 1075-1091 (1968).
  16. Dentel, A., et al. Adaptive optics flood illumination ophthalmoscopy in nonhuman primates: Findings in normal and short-term induced detached retinae. Ophthalmol Sci. 3 (4), 100316(2023).

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Tags

Subretinal InjectionRetinal DetachmentIntraoperative VisualizationRat RetinaPhotoreceptor DegenerationRetinotomy TechniqueOphthalmic MicroscopeOptical Coherence TomographyFundus PhotographyRetinal Pigment Epithelium

Related Articles