Method Article

Porównanie dostępu zaotrzewnowego przezotrzewnowego i nakłucia przezskórnego w modelowaniu zwyrodnienia dysku lędźwiowego u królików

DOI:

10.3791/67513

⸱

April 18th, 2025

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Tui-Na department, Hospital of Chengdu University of Traditional Chinese Medicine, 2Rehabilitation Department, School of Clinic Medicine & The First Affiliated Hospital of Chengdu Medical College, 3College of Acupuncture and Tuina, Chengdu University of Traditional Chinese Medicine, 4Huanggang Central Hospital, 5Rehabilitation Department, Southwest Hospital, Third Military University (Army Medical University)

* These authors contributed equally

In This Article

Summary

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ten protokół porównał przezskórne i przezzaotrzewnowe nakłucia w modelu zwyrodnienia krążka międzykręgowego u królika (IVDD). Obie metody indukowały IVDD; Jednak podejście trans-retroperitonalne skutkowało bardziej rozległymi zmianami i niższą śmiertelnością.

Abstract

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

To badanie porównuje skuteczność dwóch metod wywoływania zwyrodnienia krążka międzykręgowego (IVDD) u królików: przezskórnego i przezotrzewnowego nakłucia pierścienia włóknistego. Piętnaście zdrowych samców królików rasy nowozelandzkiej rasy white zostało losowo przydzielonych do trzech grup: nakłucia pozorowanego, przezskórnego i nakłucia zaotrzewnowego. Przeprowadzono kompleksową ocenę, w tym wskaźniki śmiertelności, oceny morfologiczne i histologiczne, obrazowanie radiologiczne i analizę biomarkerów, aby zapewnić dokładne i szczegółowe porównanie między tymi dwiema metodami. Wyniki pokazują, że obie techniki nakłuwania skutecznie wywołały IVDD w modelu królika. Jednak podejście transzaotrzewnowe skutkowało wyraźniejszymi zmianami zwyrodnieniowymi krążków międzykręgowych przy zachowaniu istotnie niższej śmiertelności w porównaniu z metodą przezskórną. Wyniki te podkreślają zalety podejścia trans-retroperitonealnego w modelowaniu IVDD. Badanie to dostarcza cennych informacji na temat tworzenia modeli IVDD i stanowi podstawę dla przyszłych badań nad skutecznymi strategiami leczenia bólu krzyża, ostatecznie poprawiając wyniki pacjentów.

Introduction

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

W ciągu ostatnich kilku dekad, ból krzyża (LBP) stał się najważniejszym zaburzeniem układu mięśniowo-szkieletowego wpływającym na jakość życia1. LBP staje się coraz ważniejszym problemem zdrowia publicznego, nakładając znaczne obciążenie ekonomiczne na społeczeństwo z powodu utraty siły roboczej i dodatkowych wydatków medycznych2,3. W samych Stanach Zjednoczonych bezpośrednie i pośrednie koszty związane z LBP przekraczają 100 miliardów dolarów rocznie, w tym wydatki medyczne, straty w dochodach i straty siły roboczej4. LBP jest często spowodowany zwyrodnieniem krążka międzykręgowego (IVDD)5,6,7,8. Biorąc pod uwagę wysokie rozpowszechnienie i wpływ ekonomiczny LBP, dokładne modelowanie IVDD ma kluczowe znaczenie dla zbadania strategii leczenia.

Aby zrozumieć patofizjologię IVDD i ocenić strategie leczenia, opracowano i wykorzystano różne przedkliniczne modele zwierzęce in vivo9. W tych modelach zastosowano wiele metod wywoływania zwyrodnienia dysku, w tym chirurgiczne lub chemiczne uszkodzenie dysku, nieinwazyjne obciążenie mechaniczne, modyfikację genetyczną i naturalne występowanie10. Wśród tych metod, uraz chirurgiczny stanowi do 64,9% indukcji IVDD, przy czym nakłucie igłą jest podstawową techniką chirurgiczną11. Model nakłuwania igły charakteryzuje się łatwością zakładania i minimalnymi uszkodzeniami u zwierząt doświadczalnych. Typowe podejścia do nakłucia igłą obejmują otwarty dostęp zaotrzewnowy do przestrzeni dyskowej lędźwiowej i przezskórne nakłucie tylno-boczne. Głębokość wkłucia można określić za pomocą monitorowania radiologicznego lub długości igły. Warto zauważyć, że podejście przezskórne może zmniejszyć jatrogenne uszkodzenie tkanek w porównaniu z otwartymi metodami chirurgicznymi, podczas gdy dostęp zaotrzewnowy zapewnia korzyści w postaci bezpośrednich cech wizualizacji, które nie zostały ilościowo porównane we wcześniejszej literaturze. Podczas gdy w badaniach badano wpływ używania igieł o różnych średnicach12 i nakłuwania różnych dysków10 na indukcję IVDD, badania porównawcze koncentrujące się na różnych podejściach do nakłuwania igł pozostają ograniczone. Wybrany model królika jest szczególnie użyteczny dla badaczy wymagających opłacalnych badań podłużnych z częstymi ocenami obrazowymi, biorąc pod uwagę jego anatomiczne podobieństwo do ludzkich dysków i przewagę nad modelami gryzoni pod względem wielkości i struktury13.

W tym badaniu, królicze modele IVDD odcinka lędźwiowego zostały stworzone przy użyciu dwóch metod: otwartego dostępu zaotrzewnowego w celu nakłucia przestrzeni dyskowej odcinka lędźwiowego oraz przezskórnego nakłucia tylno-bocznego. Przeanalizowano kompleksowy zestaw miar wynikowych, w tym zmiany morfologiczne, histologiczne i radiologiczne.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Procedury eksperymentalne na zwierzętach ściśle przestrzegały Przewodnika Opieki i Użytkowania Zwierząt Laboratoryjnych wydanego przez Narodowe Instytuty Zdrowia i zostały zatwierdzone przez Komitet Etyki Zwierząt Doświadczalnych Uniwersytetu Tradycyjnej Medycyny Chińskiej w Chengdu (Numer Zatwierdzenia Etyki: 2021-23). Wykorzystano piętnaście zdrowych, 4-miesięcznych, czystych królików rasy nowozelandzkiej białej (2,25 kg ± 0,25 kg), w tym siedem samców i osiem samic. Zwierzęta były trzymane w środowisku o temperaturze pokojowej 23 °C ± 3 °C i wilgotności około 60% ± 10% przez jeden tydzień adaptacji, ze swobodnym dostępem do wody i pożywienia. Przed eksperymentem 15 królików zostało losowo przydzielonych do jednej z trzech grup: grupy pozorowanej (grupa A), grupy przezskórnego nakłucia pierścienia włóknistego (grupa B) i grupy nakłucia pierścienia włóknistego przestrzeni zaotrzewnowej (grupa C), z pięcioma królikami w każdej grupie. Szczegółowe informacje na temat odczynników i sprzętu użytego w tym badaniu są wymienione w Tabeli Materiałów.

1. Opracowanie modelu IVDD królika poprzez przezskórne nakłucie włóknistego pierścienia

UWAGA: Model IVDD dla królika został stworzony przy użyciu metody przezskórnego nakłucia włóknistego pierścienia. Procedura była zgodna z metodą modelowania przebicia opisaną przez Luo TD et al.14 i została przeprowadzona pod kontrolą rentgenowską (Rysunek 1).

  1. Przygotuj królika.
    1. Pościć króliki przez 24 godziny przed zabiegiem, zapewniając dostęp do wody.
    2. Podać znieczulenie poprzez dożylne wstrzyknięcie 3% pentobarbitalu sodu (1,3 ml/kg) do żyły usznej (zgodnie z instytucjonalnie zatwierdzonymi protokołami).
    3. Potwierdź skuteczne znieczulenie, sprawdzając, czy nie ma bezruchu, rozluźnionych mięśni, braku odruchu rogówkowego i braku reakcji na ból.
  2. Ustaw i oznacz królika.
    1. Zamocuj królika w pozycji leżącej na desce mocującej.
    2. Ogolić i przygotować obszar operacyjny, a następnie dotknąć punktów orientacyjnych kości.
    3. Dotykaj kościstych punktów orientacyjnych na grzbiecie lędźwiowym królika. Zlokalizuj najniższe żebro na króliku, które zwykle odpowiada kręgowi tuż nad wyrostkiem kolczystym L1.
    4. Zidentyfikuj wyrostek kolczysty bezpośrednio poniżej tego kręgu, aby określić wyrostek kolczysty L1.
    5. Zlokalizuj najwyższe punkty grzebieni biodrowych, mniej więcej na poziomie kręgu L6.
    6. Prześledź w dół od wyrostka kolczystego L1, aby sekwencyjnie zidentyfikować każdy wyrostek kolczysty aż do L7.
    7. Użyj pisaka do znakowania, aby wyraźnie zaznaczyć wyrostek kolczysty L1 na grzbiecie królika.
    8. Przejdź do następnego wyrostka kolczystego i oznacz go jako L2.
    9. Kontynuuj oznaczanie każdego kolejnego wyrostka kolczystego jako L3, L4, L5, L6 i L7. Upewnij się, że każdy znak jest odrębny i ułożony w kolejności w celu wyraźnej identyfikacji.
  3. Zlokalizuj i oznacz miejsce nakłucia.
    1. Zbadaj palpacyjnie wyrostki poprzeczne i zlokalizuj punkt środkowy między dystalnymi końcami L5 i L6.
    2. Zaznacz ten punkt i przygotuj się do wbicia igły do nakłucia około 1 cm nad nim.
  4. Wbić igłę do nakłuwania.
    1. Trzymać igłę do nakłuwania poziomo i wsunąć ją w kierunku ziemi, przerywając skórę.
    2. Przesunąć igłę, aby dotrzeć do trzonu kręgu L4 i sprawdzić prawidłowe ustawienie pod kontrolą rentgenowską.
    3. Przechylić igłę lekko głowowo pod kątem około 20° w kierunku krążka międzykręgowego L4-5. Nakłuć krążek międzykręgowy i potwierdzić dokładność nakłucia pod kątem
      4. rentgenowskim.
  5. Wykonaj nakłucia dysku.
    1. Precyzyjnie nakłuć pierścień włóknisty, w razie potrzeby korzystając z kontroli rentgenowskiej.
    2. Powtórz proces nakłuwania krążków międzykręgowych L2-3 i L3-4, nakłuwając każdy raz.
    3. Utrzymuj głębokość nakłucia około 5 mm z czasem oczekiwania wynoszącym 5 s dla każdej tarczy.
  6. Opieka pozabiegowa
    1. Zdezynfekuj i zabandażuj miejsce wkłucia.
    2. Penicylinę należy wstrzykiwać domięśniowo do mięśnia pośladkowego wielkiego w dawce 40 000 j. na królika dziennie przez 3 dni.
      UWAGA: Dostosuj podejście, jeśli igła napotka twardą tkankę. Korzystaj ze wskazówek rentgenowskich do precyzyjnego nakłuwania. Monitoruj powrót królika do zdrowia i zapewnij mu odpowiednią opiekę.

2. Opracowanie modelu IVDD królika poprzez nakłucie włóknistego pierścienia w przestrzeni transotrzewnowej

UWAGA: Model IVDD królika został stworzony przy użyciu metody nakłucia włóknistego pierścienia w przestrzeni trans-retroperitonealnej12 (Rysunek 2).

  1. Pościć króliki przez 24 godziny przed zabiegiem, umożliwiając dostęp do wody.
  2. Znieczulić królika, wstrzykując dożylnie 3% pentobarbitalu sodu (1,3 ml / kg) do żyły usznej (zgodnie z instytucjonalnie zatwierdzonymi protokołami).
  3. Upewnij się, że królik jest nieruchomy, z rozluźnionymi mięśniami, bez odruchu rogówkowego i bez reakcji bólu na nacisk, aby potwierdzić skuteczne znieczulenie.
  4. Zamocuj królika w pozycji leżącej na desce mocującej.
  5. Ogolić i przygotować obszar operacyjny.
  6. Dotykaj palpacyjnie punktów orientacyjnych kości, zaznaczając wyrostki kolczyste lędźwiowe L1-L7 na grzbiecie lędźwiowym królika za pomocą pisaka do znakowania.
  7. Ponownie zbadaj palpacyjnie wyrostki poprzeczne królika, aby określić miejsce nacięcia chirurgicznego.
  8. Umieść sterylną serwetę i zdezynfekuj miejscową skórę, aby zapewnić warunki aseptyki.
  9. Użyj tylnego dostępu zaotrzewnowego, aby wypreparować powięź i mięśnie warstwa po warstwie, odsłaniając boczny aspekt lędźwiowego krążka międzykręgowego.
  10. Nakłuć pierścień włóknisty igłą do nakłuwania na głębokość około 5 mm i czas przebywania 5 s.
  11. Sekwencyjnie nakłuwaj krążki międzykręgowe L3-4, L4-5 i L5-6, upewniając się, że każdy dysk jest nakłuwany tylko raz.
  12. Zszyj tkanki warstwa po warstwie za pomocą nici do szwu o średnicy 0,25 mm.
  13. Zdezynfekuj i zabandażuj miejsce nakłucia po modelowaniu.
  14. Penicylinę należy wstrzykiwać domięśniowo w pośladek wielki królika codziennie w dawce 40 000 j. na królika przez trzy kolejne dni.
    UWAGA: Należy stosować penicylinę o specyfikacji 800 000 jednostek/fiolkę i numerze zatwierdzenia Veterinary Drug 140051251.

3. Wybór modeli IVDD i ocena wyników

  1. Ocena śmiertelności i stanu ogólnego królików
    1. Obserwuj króliki co tydzień, aby określić przeżywalność i zarejestrować ogólny stan, w tym stan psychiczny, wzorce aktywności, spożycie pokarmu i wody, a także wydalanie kału i moczu.
    2. Dokładnie zapisuj obserwacje i odnotowuj wszelkie zmiany w stanie.
  2. Monitorowanie masy ciała królików
    1. Należy odnotować masę ciała królików przed ustanowieniem modelu i po jego ustanowieniu, jak również przed pobraniem tkanek.
    2. Upewnij się, że rejestrujesz dokładną masę ciała i odnotowuj wszelkie istotne zmiany.
  3. Ocena radiologiczna
    1. Uzyskaj strzałkowe obrazowanie rezonansu magnetycznego 1,5 T ważonego T2 całej sekwencji eksplantatu kręgów lędźwiowych każdego białego królika przed i 4 tygodnie po ustanowieniu modelu.
    2. Obserwuj stopień zwyrodnienia krążka międzykręgowego.
    3. Przeprowadzić ilościową ocenę zwyrodnienia krążka międzykręgowego przy użyciu zmodyfikowanego systemu klasyfikacji Pfirrmanna zaproponowanego przez Griffith et al.15. Poproś trzech niezależnych, zaślepionych radiologów o ocenę sekwencji MRI zależnych od T2 zgodnie z ustalonymi kryteriami: wysokością dysku, intensywnością sygnału jądra miażdżystego i integralnością pierścienia włóknistego.
    4. Ustalaj końcowe oceny w drodze konsensusu, gdy rozbieżności przekraczają jeden poziom oceny. Przeprowadzaj wszystkie oceny za pomocą ustandaryzowanego oprogramowania do przeglądania DICOM ze skalibrowanymi ustawieniami wyświetlania.
  4. Ocena histopatologiczna i punktacja badawcza
    1. Poddaj króliki eutanazji 4 tygodnie po modelowaniu przy użyciu dożylnego przedawkowania pentobarbitalu sodu (zgodnie z instytucjonalnie zatwierdzonymi protokołami), a następnie szybko zbierz krążki międzykręgowe L2-L3, L3-L4 i L4-L5 na lodzie15.
    2. Utrwalić krążki L2-L3 w 4% paraformaldehydzie i przechowywać pozostałe próbki w temperaturze -80 °C.
    3. Zanurz stałe krążki w roztworze odwapniającym, takim jak 10% EDTA, zapewniając całkowite zanurzenie. Zmieniaj roztwór odkamieniający co 2-3 dni, aby utrzymać skuteczność.
    4. Regularnie monitoruj proces odwapniania, aż do osiągnięcia pełnego odwapnienia, co może potrwać od kilku dni do tygodnia, w zależności od rozmiaru i grubości krążka.
    5. Dokładnie spłucz odwapnione krążki pod bieżącą wodą, aby usunąć wszelkie ślady roztworu odwapniającego.
    6. Odwodnić krążki, zanurzając je w szeregu stopniowanych roztworów etanolu, zaczynając od 70% etanolu i stopniowo zwiększając do 100% etanolu. Przeprowadzaj każdy etap odwadniania przez 1-2 godziny na stopień.
    7. Odwodnione krążki należy naciekać woskiem parafinowym (temperatura topnienia 56-58 °C) przez co najmniej 2 godziny, zapewniając całkowitą infiltrację.
    8. Osadź naciekane krążki w bloku woskowym, ustawiając je do cięcia. Poczekaj, aż blok wosku ostygnie i całkowicie stwardnieje.
    9. Osadzone krążki podzielić na cienkie, jednolite plastry (5-10 μm) za pomocą mikrotomu. Zamontuj skrawki na szkiełkach podstawowych w celu dalszej analizy, takiej jak barwienie histologiczne lub immunohistochemia12,13.
    10. Wykonaj barwienie hematoksyliną i eozyną (HE), uchwyć obrazy pod mikroskopem optycznym i przypisz punkty barwienia HE za pomocą skali ocen histopatologicznych IVD12.
  5. Test TUNEL
    1. Odparafinuj i nawadniaj skrawki tkanki krążka międzykręgowego, a następnie wykonaj pobranie antygenu i przepuszczalność błony.
    2. Dodać mieszaninę odczynnika 1 (TdT) i odczynnika 2 (dUTP) w stosunku 1:9 i inkubować w wilgotnej komorze.
    3. Przemyć skrawki buforem PBS, nałożyć barwnik DAPI i inkubować w ciemności w temperaturze pokojowej przez 10 minut.
    4. Rób zdjęcia za pomocą w pełni zautomatyzowanego skanera panoramicznego i oprogramowania do przetwarzania.
  6. Wykrywanie cytokin
    1. Poddać eutanazji króliki doświadczalne (krok 3.4.1) i pobrać próbki krwi z aorty brzusznej.
    2. Odwirować próbki krwi królika o masie 2000 × g przez 10 minut w temperaturze 25 °C w celu oddzielenia surowicy od krwinek. Ostrożnie zebrać supernatant (surowicę), upewniając się, że nie zawiera żadnych zanieczyszczeń komórkowych.
    3. Postępuj zgodnie z instrukcjami zawartymi w zestawie ELISA, aby wykryć ekspresję TGF-β w próbkach surowicy.
    4. Przygotować odczynniki i wzorce zgodnie z zaleceniami w zestawie ELISA.
    5. Dodać próbki surowicy do odpowiednich studzienek na płytce ELISA.
    6. Inkubować płytkę w zalecanej temperaturze i czasie trwania zgodnie z instrukcją zestawu.
    7. Umyj płytkę zgodnie z instrukcją, aby usunąć niezwiązane odczynniki.
    8. Dodaj przeciwciało wykrywające i inne niezbędne odczynniki, postępując zgodnie z protokołem zestawu.
    9. Ponownie inkubować płytkę przez określony czas i temperaturę.
    10. Dokładnie umyj płytkę, aby usunąć nadmiar odczynników.
    11. Dodaj roztwór substratu do studzienek i inkubuj przez zalecany okres, aby umożliwić rozwój koloru.
    12. Zmierz gęstość optyczną (OD) za pomocą spektrofotometru o długości fali określonej w instrukcji dołączonej do zestawu.
    13. Obliczyć stężenia próbki, podstawiając wartości OD do podanego równania lub korzystając z krzywej wzorcowej wygenerowanej na podstawie znanych stężeń wzorców.

4. Analiza statystyczna

  1. Wykonuj analizy statystyczne za pomocą dostępnego na rynku oprogramowania.
  2. Wyraż zmienne ciągłe jako średnią ± odchylenie standardowe.
  3. Użyj jednokierunkowej ANOVA, aby przetestować różnice między grupami.
  4. Zastosuj testy LSD do porównań parami.
  5. Użyj ANOVA powtarzanych pomiarów do analizowania danych z powtarzanych pomiarów.
  6. Wykonaj analizę korelacji Spearmana, aby ocenić korelację między zmiennymi.
  7. Ustaw poziom istotności na α = 0,05 i uznaj wartości P mniejsze niż 0,05 za statystycznie istotne.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Results

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Zabiegi chirurgiczne zostały przeprowadzone bez komplikacji. Jeden królik z grupy B (grupa po nakłuciu przezskórnym) zmarł po zabiegu. Wszystkie inne zwierzęta powróciły do normalnych wzorców żywienia i aktywności po operacji i przeżyły przez cały okres doświadczalny. Nie zaobserwowano przedłużonego krwawienia ani infekcji w miejscach operowanych.

Ocena śmiertelności i ogólnego stanu
Śmiertelność wynosiła 0% zarówno w grupie A, jak i grupie C, podczas gdy w grupie B wynosi...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wyniki tego badania wskazują, że zarówno przezskórne, jak i przezzaotrzewnowe nakłucia są skuteczne w wywoływaniu zwyrodnienia krążka międzykręgowego (IVDD) w modelach królików. Warto zauważyć, że w oparciu o kompleksową ocenę stanu ogólnego, śmiertelności, oceny histopatologicznej, testu TUNEL i poziomów TGF-β w surowicy, model nakłucia zaotrzewnowego skutkował bardziej rozległymi zmianami zwyrodnieniowymi krążków międzykręgowych przy zachowaniu niższej śmiertelności.

Uraz chirurgiczny jest n...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Acknowledgements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ten projekt był wspierany przez Narodową Fundację Nauk Przyrodniczych Chin (nr 82004497), Chińską Fundację Nauk Podoktoranckich (nr 2021M693788), Narodową Fundację Nauk Przyrodniczych Chin (nr 82105043) oraz Fundację Nauk Przyrodniczych Prowincji Syczuan (nr 2023NSFSC1814).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Materials

List of materials used in this article
NameCompanyCatalog NumberComments
0,3 T Weterynaryjny rezonans maetyczny lmagincja (MRI)NINGBO CHUANSHANJIACSJ-MR
Alkohol medycznyLIRCON20230107
Penicylina benzylowa potasuJiangxi Keda Animal Pharmaceutical140051251
Kleszcze hemostatyczneSHINVA20211239
Strzykawka iniekcyjnaCONPUVON20153151307
Ostrza nożyHons Medincal20210615
Medyczny wacik chłonny   Cofoe20210006
Igła do szwów medycznychShanghai Xiaoyi Urządzenia medyczne 
Igła do nakłucia rdzeniaYangzhou Jiangzhou Wyroby medyczne20190902Służy do nakłuwania dysku lędźwiowego
Sól fizjologicznaNeilMed 
Roztwór jodu powidonuSichuan IJIS Medical Technology 
Quasi-mikrowagaExplorer
Stół operacyjny do preparacji królików Zhenhua BiomedicalZH-BXT-3Z
GolarkaAUX
Analiza statystyczna softeareIBMSPSS
Sterylna gazaCofoe20202140675
Rękawice chirurgiczneDR. LERSH20172140028
Nóż chirurgiczny Hons Medinca20210019
Pęseta chirurgicznaSHINVA20210233
Linia transmisji danych USB-CKINI
Mikroskop fotograficzny światła białego Nikon Zaćmienie Ci-L
20192020430C1210504D220221209

References

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Vos, T., et al. Years lived with disability (YLDS) for 1160 sequelae of 289 diseases and injuries 1990-2010: A systematic analysis for the global burden of disease study 2010. Lancet. 380 (9859), 2163-2196 (2012).
  2. Daly, C., Ghosh, P., Jenkin, G., Oehme, D., Goldschlager, T. A review of animal models of intervertebral disc degeneration: Pathophysiology, regeneration, and translation to the clinic. Biomed Res Int. 2016, 5952165(2016).
  3. Risbud, M. V., Shapiro, I. M. Role of cytokines in intervertebral disc degeneration: Pain and disc content. Nat Rev Rheumatol. 10 (1), 44-56 (2014).
  4. Katz, J. N. Lumbar disc disorders and low-back pain: Socioeconomic factors and consequences. J Bone Joint Surg Am. 88 (Suppl 2), 21-24 (2006).
  5. Cheung, K. M. The relationship between disc degeneration, low back pain, and human pain genetics. Spine J. 10 (11), 958-960 (2010).
  6. Knezevic, N. N., Candido, K. D., Vlaeyen, J. W. S., Van Zundert, J., Cohen, S. P. Low back pain. Lancet. 398 (10294), 78-92 (2021).
  7. Livshits, G., et al. Lumbar disc degeneration and genetic factors are the main risk factors for low back pain in women: The UK twin spine study. Ann Rheum Dis. 70 (10), 1740-1745 (2011).
  8. Takatalo, J., et al. Does lumbar disc degeneration on magnetic resonance imaging associate with low back symptom severity in young finnish adults. Spine (Phila Pa 1976). 36 (25), 2180-2189 (2011).
  9. Singh, K., Masuda, K., An, H. S. Animal models for human disc degeneration. Spine J. 5 (6 Suppl), 267s-279s (2005).
  10. Liang, T., et al. Constructing intervertebral disc degeneration animal model: A review of current models. Front Surg. 9, 1089244(2022).
  11. Poletto, D. L., Crowley, J. D., Tanglay, O., Walsh, W. R., Pelletier, M. H. Preclinical in vivo animal models of intervertebral disc degeneration. Part 1: A systematic review. JOR Spine. 6 (1), e1234(2023).
  12. Masuda, K., et al. A novel rabbit model of mild, reproducible disc degeneration by an anulus needle puncture: Correlation between the degree of disc injury and radiological and histological appearances of disc degeneration. Spine (Phila Pa 1976). 30 (1), 5-14 (2005).
  13. Kroeber, M. W., et al. New in vivo animal model to create intervertebral disc degeneration and to investigate the effects of therapeutic strategies to stimulate disc regeneration. Spine (Phila Pa 1976). 27 (23), 2684-2690 (2002).
  14. Luo, T. D., et al. A percutaneous, minimally invasive annulus fibrosus needle puncture model of intervertebral disc degeneration in rabbits. J Orthop Surg (Hong Kong). 26 (3), 2309499018792715(2018).
  15. Griffith, J. F., et al. Modified Pfirrmann grading system for lumbar intervertebral disc degeneration. Spine (Phila Pa 1976). 32 (24), E708-E712 (2007).
  16. Lipson, S. J., Muir, H. Experimental intervertebral disc degeneration: Morphologic and proteoglycan changes over time. Arthritis Rheum. 24 (1), 12-21 (1981).
  17. Wang, Y., Wu, Y., Deng, M., Kong, Q. Establishment of a rabbit intervertebral disc degeneration model by percutaneous posterolateral puncturing of lumbar discs under local anesthesia. World Neurosurg. 154, e830-e837 (2021).
  18. Gruber, H. E., et al. A new small animal model for the study of spine fusion in the sand rat: Pilot studies. Lab Anim. 43 (3), 272-277 (2009).
  19. Alini, M., et al. Are animal models useful for studying human disc disorders/degeneration. Eur Spine J. 17 (1), 2-19 (2008).
  20. Gandhi, S. D., et al. Intradiscal delivery of anabolic growth factors and a metalloproteinase inhibitor in a rabbit acute lumbar disc injury model. Int J Spine Surg. 14 (4), 585-593 (2020).
  21. Omlor, G. W., et al. A new porcine in vivo animal model of disc degeneration: Response of anulus fibrosus cells, chondrocyte-like nucleus pulposus cells, and notochordal nucleus pulposus cells to partial nucleotomy. Spine (Phila Pa 1976). 34 (25), 2730-2739 (2009).
  22. Serigano, K., et al. Effect of cell number on mesenchymal stem cell transplantation in a canine disc degeneration model. J Orthop Res. 28 (10), 1267-1275 (2010).
  23. Daly, C. D., et al. A comparison of two ovine lumbar intervertebral disc injury models for the evaluation and development of novel regenerative therapies. Global Spine J. 8 (8), 847-859 (2018).
  24. Kim, J. S., et al. The rat intervertebral disk degeneration pain model: Relationships between biological and structural alterations and pain. Arthritis Res Ther. 13 (5), R165(2011).
  25. Lim, K. Z., et al. Ovine lumbar intervertebral disc degeneration model utilizing a lateral retroperitoneal drill bit injury. J Vis Exp. (123), e55753(2017).
  26. Zhang, Y., et al. Histological features of the degenerating intervertebral disc in a goat disc-injury model. Spine (Phila Pa 1976). 36 (19), 1519-1527 (2011).
  27. Freemont, A. J. The cellular pathobiology of the degenerate intervertebral disc and discogenic back pain. Rheumatology (Oxford). 48 (1), 5-10 (2009).
  28. Vergroesen, P. P., et al. Mechanics and biology in intervertebral disc degeneration: A vicious circle. Osteoarthritis Cartilage. 23 (7), 1057-1070 (2015).
  29. Natarajan, R. N., Andersson, G. B., Patwardhan, A. G., Verma, S. Effect of annular incision type on the change in biomechanical properties in a herniated lumbar intervertebral disc. J Biomech Eng. 124 (2), 229-236 (2002).
  30. Hoogendoorn, R. J., Wuisman, P. I., Smit, T. H., Everts, V. E., Helder, M. N. Experimental intervertebral disc degeneration induced by chondroitinase ABC in the goat. Spine (Phila Pa 1976). 32 (17), 1816-1825 (2007).
  31. Melrose, J., Roberts, S., Smith, S., Menage, J., Ghosh, P. Increased nerve and blood vessel ingrowth associated with proteoglycan depletion in an ovine annular lesion model of experimental disc degeneration. Spine (Phila Pa 1976). 27 (12), 1278-1285 (2002).
  32. Elmounedi, N., et al. Impact of needle size on the onset and the progression of disc degeneration in rats. Pain Physician. 25 (6), 509-517 (2022).
  33. Tellegen, A. R., et al. Intradiscal delivery of celecoxib-loaded microspheres restores intervertebral disc integrity in a preclinical canine model. J Control Release. 286, 439-450 (2018).
  34. Vadalà, G., et al. The transpedicular approach as an alternative route for intervertebral disc regeneration. Spine. 38 (6), E319-E324 (2013).
  35. Yang, J. J., Li, F., Hung, K. C., Hsu, S. H., Wang, J. L. Intervertebral disc needle puncture injury can be repaired using a gelatin-poly (γ-glutamic acid) hydrogel: An in vitro bovine biomechanical validation. Eur Spine J. 27 (10), 2631-2638 (2018).
  36. Xi, Y., et al. Minimally invasive induction of an early lumbar disc degeneration model in rhesus monkeys. Spine (Phila Pa 1976). 38 (10), E579-E586 (2013).
  37. Elliott, D. M., Sarver, J. J. Young investigator award winner: Validation of the mouse and rat disc as mechanical models of the human lumbar disc. Spine (Phila Pa 1976). 29 (7), 713-722 (2004).
  38. Smit, T. H. The use of a quadruped as an in vivo model for the study of the spine - biomechanical considerations. Eur Spine J. 11 (2), 137-144 (2002).
  39. Romaniyanto, F. N. U., et al. Effectivity of puncture method for intervertebral disc degeneration animal models: Review article. Annals Med Surg. 85 (7), 3501-3505 (2023).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Tags

Lumbar Disc DegenerationIntervertebral Disc DegenerationPercutaneous PunctureTransperitoneal AccessRetroperitoneal AccessRabbit IVDD ModelAnnulus Fibrosus PunctureHistological EvaluationRadiological ImagingBiomarker Analysis
Video Coming Soon

Related Articles