Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Ocena fagocytozy mikrogleju resztek mieliny in vitro pod wpływem wielokrotnej stymulacji magnetycznej

1.6K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/67642

⸱

17 czerwca 2025

 ,  ,  ,  , 
1Department of Rehabilitation Medicine, The Affiliated Suzhou Hospital of Nanjing Medical University, 2Rehabilitation Medicine Center, The First Affiliated Hospital of Nanjing Medical University, 3Department of Children's Rehabilitation, Linyi People's Hospital, 4Department of Endocrinology, People's Hospital of Dongxihu District, 5Department of Rehabilitation, Hengyang Medical School, The First Affiliated Hospital, University of South China

W tym artykule

Podsumowanie

Obecny protokół został opracowany do oceny wpływu powtarzalnej stymulacji magnetycznej na zdolność mikrogleju do fagocytozy resztek mieliny. W tym celu stworzono system kohodowli mikrogleju i szczątków mieliny in vitro.

Streszczenie

Mikroglej, fagocyty rezydentne ośrodkowego układu nerwowego (OUN), odgrywają kluczową rolę w utrzymaniu integralności i homeostazy OUN poprzez usuwanie uszkodzonych komórek, resztek komórkowych i resztek mieliny. Nagromadzenie resztek mieliny jest związane z szeregiem zaburzeń OUN, w tym stwardnieniem rozsianym, chorobą Alzheimera, urazowym uszkodzeniem mózgu i uszkodzeniem rdzenia kręgowego. Obecność resztek mieliny nie tylko zaostrza stan zapalny układu nerwowego, ale także hamuje potencjał regeneracyjny mieliny. Dlatego zwiększenie zdolności mikrogleju do usuwania resztek mieliny poprzez fagocytozę stanowi obiecującą strategię terapeutyczną. Stymulacja magnetyczna stała się innowacyjną metodą leczenia chorób OUN, a coraz więcej dowodów wskazuje na jej potencjał w promowaniu fagocytozy mikrogleju i wspieraniu regeneracji OUN. Aby dokładniej wyjaśnić wpływ stymulacji magnetycznej na usuwanie mikrogleju z resztek mieliny, zaprojektowaliśmy eksperyment in vitro obejmujący kokulturę mikrogleju i szczątków mieliny. Kokulturę poddano powtarzalnej stymulacji magnetycznej w celu oceny jej wpływu na aktywność fagocytarną mikrogleju w kontekście patologii OUN.

Wprowadzenie

Mielina to stabilna, rurkowata struktura błonowa otaczająca aksony wytwarzane przez oligodendrocyty w ośrodkowym układzie nerwowym (OUN). Ta osłonka mielinowa odgrywa kluczową rolę w ułatwianiu szybkiej i wydajnej propagacji potencjałów czynnościowych1. Jednak różne zaburzenia neurologiczne, takie jak stwardnienie rozsiane (SM), udar mózgu i urazy urazowe, w tym uraz rdzenia kręgowego (SCI) i urazowe uszkodzenie mózgu (TBI), mogą prowadzić do utraty integralności mieliny. Powoduje to powstawanie szczątków mieliny w wyniku przerwania osłonki mielinowej i bezpośredniego uszkodzenia struktur mielinowych2,3,4. Nagromadzenie resztek mieliny nie tylko utrudnia remielinizację i regenerację funkcjonalną, ale także zaostrza stan zapalny układu nerwowego5,6. Dlatego skuteczne usuwanie resztek mieliny jest niezbędne do rozwiązania zapalenia układu nerwowego, promowania regeneracji aksonów i przywracania homeostazy w układzie nerwowym po chorobach neurologicznych.

Szczątki mieliny są głównie usuwane przez fagocyty, takie jak makrofagi i mikroglej w ośrodkowym układzie nerwowym (OUN). Mikroglej, rezydujące komórki odpornościowe OUN, stale badają swoje środowisko pod kątem potencjalnych zagrożeń i chronią OUN, usuwając uszkodzoną mielinę i resztki mieliny. Co więcej, fagocytoza mikrogleju odgrywa kluczową rolę w promowaniu neurogenezy poprzez usuwanie zanieczyszczeń7,8. Coraz więcej dowodów sugeruje, że zwiększenie fagocytozy mikrogleju resztek mieliny może złagodzić szkodliwe skutki stanu zapalnego, zmniejszyć uszkodzenie OUN i promować regenerację aksonów po uszkodzeniu nerwów. 4,9,10.

Terapia stymulacją magnetyczną, nieinwazyjna technika neuromodulacji, zyskała szerokie zastosowanie w leczeniu różnych zaburzeń neurologicznych11. Warto zauważyć, że powtarzająca się przezczaszkowa stymulacja magnetyczna (rTMS) okazała się obiecującym podejściem terapeutycznym w chorobie Alzheimera (AD), urazie mózgu i udarze12,13,14. Niedawne badanie wykazało, że rTMS może zwiększać fagocytozę mikrogleju beta-amyloidu (Aβ) i apolipoproteiny E (ApoE), hamując w ten sposób patologiczny postęp AD w modelach zwierzęcych15. Podobnie, nasze ostatnie badania wykazały, że powtarzająca się przezrdzeniowa stymulacja magnetyczna (rTSMS) sprzyja fagocytozie mikrogleju resztek mieliny po urazie rdzenia kręgowego u szczurów16.

Niemniej jednak, wpływ powtarzającej się stymulacji magnetycznej na mikroglej został głównie potwierdzony za pomocą eksperymentalnych modeli na zwierzętach17,18,19. Rzeczywiście, wykazano, że stymulacja magnetyczna moduluje pobudliwość neuronów poprzez indukcję prądów20. W związku z tym nie można pominąć faktu, że interakcja między neuronami a mikroglejem może wpływać na funkcję mikrogleju. W związku z tym konieczne jest przeprowadzenie eksperymentów in vitro w celu ustalenia, czy wpływ stymulacji magnetycznej na mikroglej jest niezależny od zmiany pobudliwości neuronalnej. Ostatnie badania zidentyfikowały modulacyjny wpływ powtarzalnej stymulacji magnetycznej na mikroglej w modelach eksperymentalnych. Niektóre badania wykazały, że powtarzająca się stymulacja magnetyczna może sprzyjać polaryzacji mikrogleju w kierunku M219,21. Jednak dalsze badania nad jego funkcją mikrogleju nie zostały jeszcze wyjaśnione. Warto zauważyć, że Amelie Eichler i in. interweniowali w wycinkach tkanki mózgowej in vitro przy użyciu stymulacji magnetycznej 10 Hz i odkryli, że stymulacja magnetyczna 10 Hz była w stanie promować uwalnianie cytokin z mikrogleju, aby wpływać na pobudliwość i plastyczność neuronów22. Chociaż badanie to poszerzyło wiedzę na temat wpływu stymulacji magnetycznej na mikroglej, konieczne są dalsze badania na poziomie komórkowym, aby w pełni wyjaśnić jej mechanizmy.

Dlatego ustaliliśmy protokół sprawdzający, czy stymulacja magnetyczna może promować fagocytozę resztek mieliny in vitro. W przeciwieństwie do szczątków mieliny po chorobie lub uszkodzeniu tkanek, które są produktem urazu, szczątki mieliny użyte w tym eksperymencie to kształt osłonki mielinowej po jej rozpadzie. Ponadto koncepcja szczątków mieliny jest produktem rozpadu mieliny. Jako pierwotne komórki fagocytarne mózgu, mikroglej odgrywa kluczową rolę w usuwaniu uszkodzonych komórek i resztek mieliny23, co jest związane z chorobami takimi jak stwardnienie rozsiane i choroba Alzheimera24,25. Wykazano, że nagromadzenie resztek mieliny zaostrza stan zapalny układu nerwowego i utrudnia regenerację26. Celem badania jest zbadanie potencjału stymulacji magnetycznej w celu wzmocnienia fagocytozy mikrogleju resztek mieliny, zmniejszając w ten sposób stan zapalny nerwów i wspierając regenerację OUN w stanach neurodegeneracyjnych i urazowych. Podsumowując, w badaniu zastosowano podejście oparte na kokulturze, w którym mikroglej jest hodowany wspólnie z resztkami mieliny i przeprowadzana jest wielokrotna stymulacja magnetyczna w celu zweryfikowania wpływu powtarzalnej stymulacji magnetycznej na zdolność fagocytarną mikrogleju.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Tutaj, trzy samice szczurów SD (w wieku 2-3 tygodni) zostały użyte do ekstrakcji resztek mieliny metodą wirowania z gradientem sacharozy. Wszystkie szczury zostały zakupione w Animal Core Facility Uniwersytetu Medycznego w Nankinie w Nankinie w Chinach (licencja na zwierzęta: SYXK (Su) 2021-0023). Wszystkie szczury były hodowane w warunkach kontrolnych (temperatura 22 ± 2 °C, okres 12 godzin/12 godzin światła/ciemności, wilgotność względna 55% ± 5%). Wszystkie eksperymenty na zwierzętach zostały zatwierdzone przez Komitet ds. Opieki nad Zwierzętami i Wykorzystania Zwierząt Uniwersytetu Medycznego w Nankinie (nr IACUC-1903031 i nr IACUC-2005001) i miały na celu zminimalizowanie cierpienia i liczby wykorzystywanych zwierząt.

1. Izolacja mieliny

UWAGA: Szczątki mieliny zostały wydobyte zgodnie z wcześniejszym opisem, a niektóre modyfikacje zostały wykonane27. Upewnij się, że wszystkie kroki zostały wykonane w temperaturze 4 °C i w sterylnych warunkach.

  1. Izolacja surowej mieliny
    1. Ekstrakcja tkanki mózgowej
      1. Po znieczuleniu pentobarbitalem (50 mg/kg, wstrzyknięcie dootrzewnowe) należy ocenić głębokość znieczulenia na podstawie reakcji na uszczypnięcie palca u nogi. Odetnij głowy samicom szczurów. Wypreparuj całą głowę na lodzie i przetnij czaszkę nożyczkami, aby w pełni odsłonić mózg i ułatwić usunięcie całego mózgu.
      2. Wytnij błony, móżdżek i hipokamp nożyczkami i kleszczami w sposób skrupulatny i aseptyczny, aby zapobiec zanieczyszczeniu mieszaniny sacharozy w tkance mózgowej. Oczyść mózg 3 razy za pomocą PBS, aby usunąć resztki krwi lub tkanki.
      3. Przenieś oczyszczone mózgi do 10 ml 0,32 M sterylnego roztworu sacharozy i pokrój tkankę mózgową nożyczkami mikrochirurgicznymi na 5 mm3 kawałki, aby uzyskać mieszaninę sacharozy w tkance mózgowej.
    2. Homogenizacja tkanki mózgowej
      1. Przenieś mieszaninę sacharozy z tkanką mózgową do sterylnego homogenizatora o pojemności 50 ml i dodaj 30 ml 0,32 M sterylnego roztworu sacharozy. Użyj szklanego homogenizatora o pojemności 50 ml do homogenizacji przez 2 minuty, aby uzyskać gładki homogenat tkanki mózgowej.
      2. Rozcieńczyć homogenat tkanki mózgowej do 90 ml 0,32 M sterylnego roztworu sacharozy, wymieszać i powoli dozować do górnej części sześciu 38,5 ml sterylnych cienkościennych ultrawirówek polipropylenowych o pojemności 38,5 ml zawierających 20 ml sterylnego roztworu sacharozy o 0,83 M. Dodać 15 ml homogenatu do każdej probówki wirówkowej, a następnie wyrównać 0,32 M sterylnym roztworem sacharozy.
    3. Zbieranie surowych szczątków mieliny
      1. Schłodzić wirnik ultrawirówki w temperaturze 4 °C i odwirować próbkę w temperaturze 75 000 x g przez 45 minut. Po zakończeniu procesu wirowania zebrać resztki mieliny z granicy faz między dwiema gęstościami sacharozy za pomocą sterylnej probówki Pasteura.
        UWAGA: Podczas procesu pobierania należy bezwzględnie zachować ostrożność i unikać przypadkowego pobrania innych składników zanieczyszczonej próbki.
  2. Pierwsza separacja i oczyszczanie izotoniczne
    1. Przenieść zebrany roztwór resztek mieliny do probówki wirówkowej o pojemności 50 ml i dostosować objętość do 35 ml za pomocą wstępnie schłodzonego sterylnego buforu soli fizjologicznej buforowanej fosforanami (PBS). Przenieś roztwór do nowego sterylnego homogenizatora o pojemności 50 ml i homogenizuj przez 2 minuty, aby uzyskać homogenat.
    2. Rozprowadź równomiernie resztki mieliny w sześciu sterylnych cienkościennych probówkach ultrawirówek polipropylenowych o pojemności 38,5 ml, dodając sterylny bufor PBS. Poddać probówki wirowaniu w temperaturze 75 000 x g przez 45 minut w temperaturze 4 °C.
  3. Druga separacja i oczyszczanie izotoniczne
    1. Po odwirowaniu odrzucić supernatant i ponownie zawiesić stały biały osad w 10 ml wstępnie schłodzonego sterylnego buforu PBS w celu uzyskania zawiesiny resztek mieliny. Rozprowadzić zawiesinę równomiernie w dwóch sterylnych, cienkościennych probówkach ultrawirówkowych z polipropylenu o pojemności 38,5 ml, z objętością zrównoważoną przez dodanie sterylnego buforu PBS.
    2. Odwirować próbki w temperaturze 4 °C i przy 75 000 x g przez 45 minut.
  4. Oczyszczona kolekcja mieliny
    1. Po odwirowaniu odrzucić supernatant i ponownie zawiesić stały biały osad w 6 ml sterylnego buforu PBS. Zawiesinę resztek mieliny podzielić na sześć probówek wirówkowych o pojemności 1,5 ml, a następnie poddać odwirowaniu w temperaturze 4 °C i 12 000 x g przez 10 minut.
    2. Po odwirowaniu odrzucić supernatant i ponownie zawiesić stały biały osad w 100 μl wstępnie schłodzonej, sterylnej, buforowanej fosforanem soli fizjologicznej (PBS).
  5. Oznaczanie ilościowe pozostałości mieliny
    1. Pobrać 3 μl zawiesiny resztek mieliny w celu ilościowego określenia zawartości białka za pomocą zestawu do oznaczania ilościowego białka BCA. Pozostałą zawiesinę resztek mieliny należy przechowywać w temperaturze -80 °C.

2. Fluorescencyjne znakowanie resztek mieliny

  1. Inkubacja estru N-sukcynimidylu dioctanu karboksyfluoresceiny
    1. Rozmrozić wymagane resztki mieliny w temperaturze 4 °C lub lodowatej wody i odwirować w temperaturze 12 000 x g przez 10 minut w temperaturze 4 °C. Odrzucić supernatant i ponownie zawiesić resztki mieliny w 200 μl roztworu estru N-sukcynimidylu dioctanu karboksyfluoresceiny (CFSE; 50 μM).
    2. Inkubować w temperaturze pokojowej w ciemności przez 30 minut. Po okresie inkubacji odwirować przy 12 000 x g przez 10 minut w temperaturze 4 °C.
    3. Odrzucić supernatant i przemyć próbki 3x 500 μl sterylnego buforu PBS. Po procesie płukania ponownie zawiesić resztki mieliny w 100 μl wstępnie schłodzonego sterylnego buforu PBS w celu uzyskania zawiesiny fluorescencyjnie znakowanych resztek mieliny, które mogą być przechowywane w temperaturze -80 °C.

3. Hodowla mikrogleju

  1. Hodowla komórek BV-2 w nawilżonym 5% CO2 w temperaturze 37 °C w zmodyfikowanym pożywce Eagle's (DMEM) firmy Dulbecco uzupełnionej 10% (v/v) FBS, penicyliną (100 U/mL) i streptomycyną (100 U/ml). Wysiewaj prawie 50% komórek Bv-2 na płytce 12-dołkowej i 24-dołkowej w celu dalszych testów.

4. Wielokrotna stymulacja magnetyczna in vitro

  1. Wykonaj interwencję powtarzanej stymulacji magnetycznej in vitro z następującymi ustawieniami: częstotliwość zabiegu 20 Hz, intensywność zabiegu 1% maksymalnej intensywności wyjściowej (tj. 0,035 Tesli), czas stymulacji 5 s, okres odpoczynku 20 s. Podaj 600 impulsów w czasie pojedynczego zabiegu 2,5 min.
  2. Podczas stymulacji magnetycznej ustaw środek cewki w jednej linii ze środkiem płytki hodowlanej i upewnij się, że cewka ściśle przylega do dna płytki hodowlanej.
    1. Określ z góry parametry stymulacji magnetycznej i ustal kierunek cewki stymulacji magnetycznej tak, aby była prostopadła do podłoża i zorientowana w kierunku do góry. Wysterylizuj cewkę stymulacji magnetycznej alkoholem, aby zapobiec zanieczyszczeniu komórek.
    2. Następnie wyjmij płytkę do hodowli komórkowej z inkubatora i umieść ją nad cewką stymulacji magnetycznej w celu stymulacji magnetycznej. Wysterylizuj płytkę, spryskując ją alkoholem, a następnie włóż ją z powrotem do inkubatora. Utrzymuj płytkę przykrytą przez cały proces.

5. Badanie fagocytozy mikrogleju resztek mieliny

  1. Powtórny zabieg stymulacji magnetycznej dla grupy LPS+rMS
    1. Użyj CFSE (50 μM) do oznakowania resztek mieliny w celu oceny fagocytozy. Płytka 1 x 104 komórki BV-2 na płytkach 24-dołkowych przez noc. Zmień pożywkę na pożywkę bez surowicy i traktuj komórki lipopolisacharydem (LPS; 1 μg/ml) przez 12 godzin. Delikatnie odessać starą pożywkę za pomocą pipety, a następnie natychmiast dodać nową pożywkę bez surowicy za pomocą pipety.
    2. Po 12-godzinnym okresie interwencji LPS dodaj resztki mieliny (100 μg/ml) do pożywki w celu kohodowli w ciemnych warunkach. Poddaj komórki powtarzającym się interwencjom stymulacji magnetycznej, jak opisano w kroku 4.2.
  2. Immunofluorescencja i obrazowanie
    1. Delikatnie przemyć niezaadsorbowane resztki mieliny PBS i utrwalić komórki 4% PFA przez 15 minut. Zablokować komórki PBS zawierającym 10% albuminy surowicy osła i 0,3% Triton X-100 przez 1 godzinę w temperaturze pokojowej, następnie przemyć PBS i inkubować z przeciwciałem pierwszorzędowym (IBA-1, 1:200) w temperaturze 4 °C przez noc.
    2. Inkubować komórki z przeciwciałami drugorzędowymi (1: 300, mysz) przez 2 godziny w temperaturze pokojowej. Rejestruj obrazy za pomocą mikroskopu konfokalnego 40x i 20x.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

W niniejszym badaniu początkowo karmiono komórki mikrogleju BV-2 in vitro, wykorzystując wyizolowane szczątki mieliny pochodzenia mózgowego oraz powtarzalną stymulację magnetyczną w celu zwiększenia ich zdolności fagocytarnych. Następnie komórki mikrogleju BV-2 hodowano i poddano działaniu LPS przed stymulacją magnetyczną, aby w ten sposób naśladować stan mikrogleju in vivo w ramach rygorystycznej walidacji neurologicznej. W dalszej kolejności, po stymulacji LPS, zastosowano interwencję rMS. W celu wery...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Powtarzalna stymulacja magnetyczna (rMS) to nieinwazyjna technika neurostymulacji, która jest szeroko stosowana w leczeniu różnych zaburzeń neurologicznych i psychiatrycznych, w tym zaburzeń poznawczych, choroby Alzheimera (AD), udaru, uszkodzenia mózgu i urazu rdzenia kręgowego (SCI). rMS wykorzystuje pulsacyjne pole magnetyczne do modulowania potencjału błonowego neuronów, selektywnie wpływając na pobudliwość neuronalną w układzie nerwowym11. Oprócz wpływu na neurony, wykazano, że rMS reguluje f...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Ta praca była wspierana przez granty z Narodowej Fundacji Nauk Przyrodniczych Chin (82302877, 82172541), Fundacji Nauk Przyrodniczych Prowincji Hunan (2023JJ30549).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Podłoże montażowe zapobiegające blaknięciu z DAPIBeyotime, ChinyP0131
Zestaw BCAThermoFisher Scientific, Ameryka23227
Bv-2 komórkaATCCCBP60922
Hodowla komórkowa 12-dołkowe płytkiBiofil, Chiny
Hodowla komórkowa 24-dołkowe płytkiBiofil, Chiny
Konfokalne skanowanie laserowe MikroskopZeiss, Niemcy800
Inkubator do stałej temperaturyThermoFisher Scientific, Ameryka
CFSEMedChemExpress, AmerykaHY-158820
Pożywka DMEMKeyGen, ChinyKGL1202-500
FBSGibco, Ameryka16250078
Iba1Abcam, Amerykaab48004
Aparat do stymulacji magnetycznejYiruide, ChinyCCY-IA
Cewka do stymulacji magnetycznejYiruide, Chiny
ParaformaldehydBioSharp, Chiny
PBSKeyGen, ChinyKGL2210-500
Penicylina-StreptomycynaGibco, Ameryka15140-122
SacharozaMedChemExpress, AmerykaHY-B1779
TrypsinKeyGen, ChinyKGL2107-100
UltrawirówkaBeckman, AmerykaL-100XP

Bibliografia

  1. Osso, L. A., Hughes, E. G. Dynamics of mature myelin. Nat Neurosci. 27 (8), 1449-1461 (2024).
  2. Gao, R., et al. Myelin debris phagocytosis in demyelinating disease. Glia. 72 (11), 1934-1954 (2024).
  3. Kopper, T. J., Gensel, J. C. Myelin as an inflammatory mediator: Myelin interactions with complement, macrophages, and microglia in spinal cord injury. J Neurosci Res. 96 (6), 969-977 (2018).
  4. Yu, F., et al. Phagocytic microglia and macrophages in brain injury and repair. CNS Neurosci Ther. 28 (9), 1279-1293 (2022).
  5. Filbin, M. T. Myelin-associated inhibitors of axonal regeneration in the adult mammalian CNS. Nat Rev Neurosci. 4 (9), 703-713 (2003).
  6. Sen, M. K., Mahns, D. A., Coorssen, J. R., Shortland, P. J. The roles of microglia and astrocytes in phagocytosis and myelination: Insights from the cuprizone model of multiple sclerosis. Glia. 70 (7), 1215-1250 (2022).
  7. Jia, J., et al. The role of microglial phagocytosis in ischemic stroke. Front Immunol. 12, 790201(2021).
  8. Kettenmann, H., Hanisch, U. K., Noda, M., Verkhratsky, A. Physiology of microglia. Physiol Rev. 91 (2), 461-553 (2011).
  9. Shen, S., et al. Neutrophil nanovesicle protects against experimental autoimmune encephalomyelitis through enhancing myelin clearance by microglia. ACS. 16 (11), 18886-18897 (2022).
  10. Cignarella, F., et al. TREM2 activation on microglia promotes myelin debris clearance and remyelination in a model of multiple sclerosis. Acta Neuropathol. 140 (4), 513-534 (2020).
  11. Dufor, T., Lohof, A. M., Sherrard, R. M. Magnetic stimulation as a therapeutic approach for brain modulation and repair: Underlying molecular and cellular mechanisms. Int J Mol Sci. 24 (22), 16456(2023).
  12. Martin, D. M., McClintock, S. M., Forster, J. J., Lo, T. Y., Loo, C. K. Cognitive enhancing effects of rTMS administered to the prefrontal cortex in patients with depression: A systematic review and meta-analysis of individual task effects. Depress Anxiety. 34 (11), 1029-1039 (2017).
  13. Kamo, T., et al. Repetitive peripheral magnetic stimulation for impairment and disability in people after stroke. Cochrane Database Syst Rev. 9 (9), CD011968(2022).
  14. Wang, Y., Wang, L., Ni, X., Jiang, M., Zhao, L. Efficacy of repetitive transcranial magnetic stimulation with different application parameters for post-stroke cognitive impairment: A systematic review. Fron Neurosci. 18, 1309736(2024).
  15. Chu, F., et al. Transcranial magneto-acoustic stimulation attenuates synaptic plasticity impairment through the activation of Piezo1 in alzheimer's disease mouse model. Research. 6, 0130(2023).
  16. Zhai, C., et al. Repeated trans-spinal magnetic stimulation promotes microglial phagocytosis of myelin debris after spinal cord injury through LRP-1. Exp Neurol. 379, 114844(2024).
  17. Qin, T., et al. Repetitive transcranial magnetic stimulation ameliorates cognitive deficits in mice with radiation-induced brain injury by attenuating microglial pyroptosis and promoting neurogenesis via BDNF pathway. Cell Comm Signal. 22 (1), 216(2024).
  18. Qian, F., et al. Microglia and astrocytes responses contribute to alleviating inflammatory damage by repetitive transcranial magnetic stimulation in rats with traumatic brain injury. Neurochem Res. 49 (9), 2636-2651 (2024).
  19. Luo, J., et al. Repetitive transcranial magnetic stimulation improves neurological function and promotes the anti-inflammatory polarization of microglia in ischemic rats. Front Cell Neurosci. 16, 878345(2022).
  20. Jannati, A., Oberman, L. M., Rotenberg, A., Pascual-Leone, A. Assessing the mechanisms of brain plasticity by transcranial magnetic stimulation. Neuropsychopharmacol. 48 (1), 191-208 (2023).
  21. Luo, L., et al. Intermittent theta-burst stimulation improves motor function by inhibiting neuronal pyroptosis and regulating microglial polarization via TLR4/NFκB/NLRP3 signaling pathway in cerebral ischemic mice. J Neuroinflammat. 19 (1), 141(2022).
  22. Eichler, A., et al. Microglial cytokines mediate plasticity induced by 10 Hz repetitive magnetic stimulation. J Neurosci. 43 (17), 3042-3060 (2023).
  23. Kent, S. A., Miron, V. E. Microglia regulation of central nervous system myelin health and regeneration. Nat Rev Immunol. 24 (1), 49-63 (2024).
  24. Yong, V. W. Microglia in multiple sclerosis: Protectors turn destroyers. Neuron. 110 (21), 3534-3548 (2022).
  25. Sarlus, H., Heneka, M. T. Microglia in Alzheimer's disease. J Clin Invest. 127 (9), 3240-3249 (2017).
  26. Cantuti-Castelvetri, L., et al. Defective cholesterol clearance limits remyelination in the aged central nervous system. Science. 359 (6376), 684-688 (2018).
  27. Norton, W. T., Poduslo, S. E. Myelination in rat brain: Method of myelin isolation. J Neurochem. 21 (4), 749-757 (1973).
  28. Gordon, S. Phagocytosis: An immunobiologic process. Immunity. 44 (3), 463-475 (2016).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Współhodowla in vitroośrodkowy układ nerwowymikroglej BV-2mikroskopia konfokalnatraktowanie lipopolisacharydemizolacja szczątków mielinyneurozapalenie
Ocena fagocytozy mikrogleju resztek mieliny in vitro pod wpływem wielokrotnej stymulacji magnetycznej
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.