Wstrząsy mózgu u dzieci mogą powodować długotrwałe następstwa z fizjologicznymi i psychologicznymi zaburzeniami. Ten pediatryczny model myszy ze wstrząsem mózgu powoduje długotrwałe zapalenie nerwów, zmiany istoty białej i modyfikacje neuronów z dysfunkcją behawioralną. Model można dostosować do różnych miejsc uderzeń lub powtarzających się wstrząsów mózgu w celu oceny zmian w całym okresie użytkowania.
Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.
Artykuł metodologiczny
Model wstrząsu mózgu u dzieci: zamknięty uraz głowy z długotrwałymi zaburzeniami (CHILD)
* These authors contributed equally
W tym artykule
Podsumowanie
Streszczenie
Wstrząsy mózgu i łagodne urazowe uszkodzenia mózgu (mTBI) w dzieciństwie stanowią poważne zagrożenie dla zdrowia, a wielu pacjentów w późniejszym życiu wykazuje wyniszczające wyniki fizjologiczne, neurologiczne i psychospołeczne. Komórkowe i molekularne mechanizmy patofizjologiczne są stosunkowo nieznane, a ta znacząca luka skutecznie wyklucza badania nad konkretnymi strategiami terapeutycznymi w celu złagodzenia przewlekłych następstw. Żaden pojedynczy model wstrząsu mózgu u zwierząt nie podsumowuje wszystkich cech zgłaszanych u ludzi, a obecne modele są zaprojektowane tak, aby odpowiedzieć na konkretne pytania badawcze. Postanowiliśmy opracować młodzieńcze wstrząśnienie mózgu, które podsumowuje kliniczne wczesne i długoterminowe objawy, które napotkaliśmy, określane jako zamknięty uraz głowy z długotrwałym zaburzeniem (CHILD). W tym modelu siła wstrząsowa za pośrednictwem impaktora elektromagnetycznego jest dostarczana do głowy lekko znieczulonej, nieskrępowanej myszy po urodzeniu 17 (P17), umożliwiając swobodny obrót głowy. Myszy umieszcza się na mocno rozciągniętej folii aluminiowej w poprzek urządzenia stereotaktycznego, a impaktor jest starannie ustawiany w docelowym obszarze kory mózgowej. Impaktor elektromagnetyczny ułatwia wybór głębokości uderzenia, czasu trwania i czasu trwania w celu określenia ciężkości urazu. Mocną stroną tego modelu jest to, że umożliwia on obracanie głowy, co jest ważną cechą kliniczną. Po uderzeniu myszy są natychmiast monitorowane, aby uzyskać odpowiedni czas na zbadanie środowiska, a następnie powrót do tamy. Zwiększenie nasilenia wstrząsu mózgu powoduje krwawienia wewnątrzczaszkowe w podgrupie myszy. Myszy mogą być rutynowo monitorowane pod kątem zachowania i neuroobrazowania przez całe życie, zgodnie z życzeniem. Różne ciężkości urazów naśladują niejednorodny charakter wstrząśnień mózgu u osób młodych. Obecny standardowy model CHILD nie wykazuje złamań czaszki, żadnych obserwowalnych konwencjonalnych zmian neuroobrazowych (podobnych do klinicznych), ale prowadzi do postępującej i trwałej śmierci neuronów, zmienionego dyfuzyjnego rezonansu magnetycznego, zmodyfikowanej aktywności neuronalnej i plastyczności, zwiększonej glejozy i postępujących zaburzeń behawioralnych wraz z wiekiem. Podsumowując, ten model CHILD naśladuje wczesne i długoterminowe cechy obserwowane u wielu pacjentów z klinicznym wstrząśnieniem mózgu.
Wprowadzenie
1, prowadzi do długotrwałych nieprawidłowości, w tym dysfunkcji fizjologicznych, psychologicznych, neurologicznych i poznawczych2. Pomimo częstego występowania mTBI u dzieci i związanych z nim znacznych zagrożeń dla zdrowia, mechanizmy patologiczne, komórkowe i molekularne, które poprzedzają przewlekłe deficyty, są nadal niedostatecznie zbadane. Ta luka w wiedzy utrudnia rozwój skutecznych metod leczenia i diagnostyki mTBI u dzieci.
Modele TBI dla dorosłych gryzoni obejmują spadek wagi, kontrolowane uderzenie w korę mózgową oraz uraz spowodowany płynnym uderzeniem i mogą być miareczkowane w celu wywołania umiarkowanych lub ciężkich urazów (w zależności od miar wyniku)3,4. Wiele z tych modeli dla dorosłych zostało zaadaptowanych do pediatrycznego TBI5,6. W ciągu ostatniej dekady opracowano modele mTBI u gryzoni z zamkniętym urazem głowy, a także z modelami rotacyjnymi7. Jednak implementacja tych modeli w rozwoju gryzoni jest rzadka w porównaniu z literaturą dotyczącą TBI dla dorosłych8. Aby zająć się znaczeniem klinicznym, obejmującym szeroki zakres nasileń, które modelują pediatryczną heterogeniczność kliniczną, w badaniu tym opracowano model TBI zamkniętego urazu głowy z zaburzeniami długotrwałymi (CHILD). CHILD to niechirurgiczny, nieskrępowany model wstrząsu mózgu wykorzystujący myszy P17, wiek rozwojowy, który odpowiada szczytowi mielinizacji obserwowanemu u 2-3-letnich dzieci9. Siła wstrząsowa jest dostarczana za pomocą impaktora elektromagnetycznego nad korą somatosensoryczną myszy lekko znieczulonej izofluranem. Uderzenie w nieskrępowaną głowę powoduje działanie sił obrotowych na mózg10, jak podaje się w wielu raportach klinicznych dotyczących wstrząsu mózgu. Zgodnie z klinicznym mTBI, model CHILD nie prowadzi do złamania czaszki ani widocznych nieprawidłowości w konwencjonalnym neuroobrazowaniu.
Model CHILD ma kilka zalet. Po pierwsze, u CHILD zaobserwowano zarówno wczesne, jak i długoterminowe cechy patologiczne, naśladujące patologiczne cechy kliniczne obserwowane u młodocianych pacjentów ze wstrząśnieniem mózgu. W późnych punktach czasowych zaobserwowano glejozę, zmieniony tensor dyfuzji MRI i postępujące zaburzenia behawioralne wraz z wiekiem10,11, zmodyfikowaną aktywność neuronalną i plastyczność11,12. Co ciekawe, nieoczekiwane konsekwencje obwodowe stwierdzono również w przypadku nieprawidłowości serca w długim okresie po pojedynczym urazie dziecięcym13. Po drugie, model ten jest powtarzalny i wykazał porównywalne wyniki między badaczami i między labs13. Po trzecie, model CHILD jest elastyczny i może być rozszerzany w celu uwzględnienia heterogenicznej natury TBI. Na przykład wcześniejsze badania wykazały, że różne prędkości i głębokości uderzenia skutkują różną dotkliwością10,11. Wreszcie, dodatkową zaletą tego modelu jest to, że CHILD może być podawany wielokrotnie i może być łatwo stosowany w różnych lokalizacjach w celu zbadania reakcji na powtarzające się urazy i zidentyfikowania wrażliwych obszarów mózgu.
Ogólnie rzecz biorąc, model CHILD replikuje kliniczne mTBI u dzieci i wstrząs mózgu oraz służy jako narzędzie badawcze ułatwiające zrozumienie patofizjologicznych cech mTBI u dzieci. Chociaż żaden model nie obejmuje każdego aspektu cech opisanych w rzeczywistych przypadkach TBI, model ten może odpowiedzieć na wiele nierozstrzygniętych pytań badawczych, które pozostają bez odpowiedzi.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Protokół
Eksperymenty zostały powtórzone w dwóch ośrodkach: na Uniwersytecie w Bordeaux (Francja) oraz na Uniwersytecie Kalifornijskim w Riverside (CA, USA).
W Bordeaux wszystkie eksperymenty przeprowadzono na samcach i samicach myszy C57Bl6J w 17. dniu po urodzeniu (P17), hodowanych w jednostce dla zwierząt uniwersytetu. Pierwsze zwierzęta hodowlane pozyskano z komercyjnego źródła i utrzymywano w standardowych warunkach przy 12/12-godzinnym cyklu ciemności/światła, temperaturze 21 °C ± 1 °C oraz wilgotności 55% ± 10%, z dostępem do wody i pożywienia ad libitum. Procedury eksperymentalne są zgodne z regulacjami Komitetu ds. Opieki nad Zwierzętami Uniwersytetu w Bordeaux, francuskimi przepisami dotyczącymi wykorzystania zwierząt laboratoryjnych (zezwolenie nr 29324-2021012118549817 v3), dyrektywami Rady Europejskiej (86/609/EEC) oraz wytycznymi ARRIVE. Niniejszy protokół, będący łagodnym modelem urazowego uszkodzenia mózgu, nie powoduje bólu ani stresu. W związku z tym nie wymaga on żadnego specyficznego leczenia przeciwbólowego poza standardową opieką. Odsadzanie szczeniąt (grupy TBI i grupy kontrolnej Shams) nastąpiło w 25. dniu po urodzeniu (P25).
W placówce Riverside zakupiono komercyjnie ciężarne samice myszy C57Bl6J w 13. dniu ciąży (E13), a wszystkie eksperymenty przeprowadzono na potomstwie z tych miotów, obejmującym szczenięta obu płci w wieku P17. Zwierzęta hodowano w automatycznym 12/12-godzinnym cyklu ciemność/światło w temperaturze 21 °C. Samice i szczenięta miały dostęp ad libitum do pożywienia i wody. Wszystkie procedury eksperymentalne zostały zatwierdzone przez Komitet ds. Opieki i Wykorzystania Zwierząt (Institutional Animal Care and Use Committee) Uniwersytetu Kalifornijskiego w Riverside i były zgodne z ustawą o dobrostanie zwierząt (Animal Welfare Act) oraz polityką Public Health Service. Wszystkie szczenięta (TBI, Sham) w tej jednostce były odsadzane w dniu P21.
Szczegółowe informacje na temat zwierząt, odczynników i sprzętu wykorzystanych w niniejszym badaniu znajdują się w Tabeli Materiałów.
1. Kroki wstępne
- Aby zapobiec hipotermii, należy wcześniej ogrzać komorę do indukcji znieczulenia oraz klatki rekonwalescencyjne za pomocą podgrzewaczy.
- Ustawić aparat stereotaktyczny z zamontowanym impaktorem pod kątem 90°.
- Upewnić się, że wszystkie części są prawidłowo dokręcone i zabezpieczone, a tłok jest mocno przykręcony do impaktora.
- Wyciąć arkusz aluminium pasujący do aparatu stereotaktycznego (w tym przypadku 18 cm x 30 cm). Użyte tutaj aluminium jest standardowej jakości. Owinąć ramę stereotaktyczną folią, aby utworzyć podkładkę, na której zostanie ułożone zwierzę. Pozycję i naciąg folii zabezpieczyć zwykłą taśmą laboratoryjną, aby utrzymała ona ciężar zwierzęcia.
- Włączyć kontroler impaktora i w funkcji stopnia ciężkości urazu ustawić prędkość uderzenia na 2 m.s-1 dla stopnia 1 (G1) lub 3 m.s-1 dla stopnia 2 (G2) w celu uzyskania silniejszego uderzenia (zmiana tego parametru wpłynie na ciężkość wstrząśnienia mózgu).
- Zważyć zwierzęta. W dniu P17 masa zwierząt musi przekraczać 5,9 g dla myszy C57Bl6. Zwierzęta o masie poniżej tej wartości są wykluczane.
UWAGA: W niektórych badaniach wykorzystano myszy CD1, a dla P17 próg ustalono na ponad 6,5 g (dane własne).
2. Procedura łagodnego urazu mózgu u osobników młodocianych
- Zanurz mysz w narkozie poprzez 5-minutową ekspozycję na izofluran. Ustaw skład gazu na mieszankę 2,5% (w tym przypadku nośnikiem jest syntetyczna mieszanina powietrza z 21% zawartością tlenu) przy przepływie 1,5 l/min.
UWAGA: Od tego momentu wszystkie czynności muszą być wykonywane sprawnie, ponieważ zwierzęta niepoddane działaniu czynnika obrzękającego obudzą się w ciągu 5 minut. - Ustaw głowę myszy pod uderzaczem. Szczenię powinno być całkowicie wyprostowane. Końcówka ma 3 mm średnicy i jest pokryta gumą, aby zminimalizować wpływ metalu na czaszkę.
- Obniż impaktor, przekręcając pokrętło w stronę Przedłużyć pozycja
- Ostrożnie opuść impaktor i ustaw mysz tak, aby impaktor znajdował się dokładnie pomiędzy uszami. Następnie przesuń mysz tak, aby końcówka tłoka została przesunięta do przodu o odległość równą jednej końcówce tłoka oraz o jedną końcówkę tłoka w lewo względem zwierzęcia (patrz Rycina 1).
UWAGA: Zwierzęta w grupie pozorowanej (sham) są umieszczane w niewielkiej odległości od tłoka (żadna część ciała zwierzęcia nie może zostać uciśnięta). - Obniż impaktor tak, aby stykał się z głową zwierzęcia (Rysunek 1E2).
- Ustaw impaktor na Wycofać (Rycina 1E3).
- Aby określić stopień nasilenia urazu, przesuń tłok o 1 mm w dół dla stopnia 1 (G1). W przypadku silniejszego uderzenia w stopniu 2 (G2), przesuń tłok o 3 mm w dół (Rysunek 1E4).
- Ustaw czas przebywania na 0,1 s niezależnie od stopnia nasilenia (zmiana tego parametru nie wpłynie na stopień nasilenia wstrząśnienia mózgu).
- Naciśnij Wpływ na prawym pokrętle (Rycina 1E5).
- Szybko ustaw lewe pokrętło w pozycji wyłączonej (off), aby zapobiec przegrzaniu systemu. Więcej informacji znajduje się w schemacie blokowym (Rycina 2).
Rycina 1: Pozycjonowanie końcówki uderzacza. (A) Końcówka uderzacza jest najpierw ustawiana na linii środkowej między uszami. (B) Następnie końcówkę przesuwa się o 3 mm do przodu (odpowiednik średnicy końcówki). (C) Na koniec końcówka tłoka zostaje przesunięta o 3 mm na lewą stronę myszy. (D,E) Możliwe pozycje końcówki uderzacza w odniesieniu do magnetycznej tulei. (D) Uderzacz posiada 3 pozycje względem korpusu tłoka (neutralną, cofniętą lub wysuniętą/uderzenia) z zakresem 5 mm między nimi. (E) Pozycje końcówki uderzacza w odniesieniu do powierzchni czaszki na różnych etapach procedury. (1) Pozycja uderzacza w położeniu neutralnym; (2) tłok zostaje przesunięty tak, aby delikatnie dotknąć czaszki zwierzęcia (krok 2.5); (3) następnie uderzacz zostaje ustawiony w pozycji cofniętej (krok 3.6); (4) cały korpus uderzacza zostaje przesunięty o x mm w dół (krok 2.7). Dla stopnia G1 prędkość uderzenia (y) wynosi 2 m.s-1 przy głębokości (x) 1 mm dla G1 lub prędkość uderzenia (y) 3 m.s-1 przy głębokości (x) 3 mm dla G2. (5) Po naciśnięciu dźwigni impact końcówka uderzacza przesuwa się o x mm poniżej powierzchni czaszki z prędkością y podczas czasu przebywania, przed powrotem do pozycji neutralnej. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.
Rycina 2: Schemat blokowy CHILD. Schemat blokowy szczegółowo opisujący kroki indukowania CHILD u myszy w 17. dniu po urodzeniu (PND17), z kodowaniem kolorystycznym oznaczającym różne fazy indukowania wstrząśnienia mózgu. Fotografie układu obejmują (A) cały układ do indukowania CHILD (urządzenie do znieczulania nie jest widoczne), w tym kontroler uderzeń, urządzenie stereotaktyczne z impaktorem i końcówką umieszczoną nad napiętą folią aluminiową oraz pudełko do rekonwalescencji umieszczone na macie grzewczej. (B) Gumowa końcówka impaktora (3 mm) ze skalą. (C) Urządzenie stereotaktyczne z folią aluminiową rozciągniętą na ramie stereotaktycznej oraz solenoid impaktora z końcówką uderzeniową umieszczoną nad folią. (D) Komora rekonwalescencji znajdująca się na macie grzewczej. (E) Kontroler uderzeń z dwoma przełącznikami sterującymi, wyróżnionymi jak na schemacie blokowym (czerwona ramka = wysuwanie/wciąganie/wyłączony; fioletowa ramka = przełącznik uderzenia). Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.
3. Obserwacja po urazie
UWAGA: Następujące kroki mogą zostać zarejestrowane w formie wideo do późniejszej analizy, co pozwala eksperymentatorowi na przeprowadzenie testu CHILD u wielu zwierząt jeden po drugim. Niemniej jednak, należy regularnie i wielokrotnie oceniać dobrostan zwierząt.
- Odnotuj czas trwania bezdechu, jeśli wystąpił (bezpośrednio po uderzeniu), oraz czy podczas uderzenia nastąpił obrót głowy.
- Umieść mysz na prawym boku w klatce rekonwalescencyjnej.
- Odnotuj czas powrotu myszy do pozycji wyprostowanej (podniesienie się na 4 łapach) oraz czas powrotu do zachowań eksploracyjnych. Zazwyczaj myszy z grupy sham budzą się w ciągu 3-4 min i wznawiają zachowania eksploracyjne 3-4 min później (Rycina 3). Myszy CHILD budzą się w ciągu 7-12 min po uderzeniu (Rycina 3A) i wznawiają eksplorację w ciągu 12-18 min po uderzeniu (Rycina 3B), w zależności od płci i nasilenia uderzenia (Rycina 3A,B).
UWAGA: Jeśli zwierzę po uderzeniu nie wznawia zachowań eksploracyjnych w ciągu 30 min, zostaje ono wykluczone z badania. - Po całkowitym powrocie do sprawności przenieś zwierzęta do ich klatki macierzystej. Na tym etapie zachowanie myszy sham oraz CHILD (nasilenie G1 lub G2) powinno być identyczne, a grupy zwierząt nie powinny być rozróżnialne w obrębie miotu.
UWAGA: Zwierzęta mogą być utrzymywane do 18 miesięcy po urazie14 w warunkach wskazanych na początku sekcji metod. Oceny wyników behawioralnych można przeprowadzać za pomocą zestawu testów w połączeniu z pomiarami MRI, obrazowaniem miniskopowym, histologią i immunohistochemią12. Immunohistochemię dla GFAP i NeuN można zastosować we wczesnych punktach czasowych w celu walidacji modelu i potwierdzenia obecności zmian tkankowych.
4. Immunohistochemia
UWAGA: Jeden dzień po urazie zwierzęta z grup G2 i sham (n = 4 myszy dla G2 i n = 4 dla Sham) zostały znieczulone i poddane perfuzji transkardialnej 4% paraformaldehydem (PFA) przygotowanym w 0,1 M roztworze soli fizjologicznej buforowanej fosforanowo (PBS), pH 7,4 w temperaturze 4 °C. Mózgi zostały wyjęte10 z czaszki i zanurzone w tym samym roztworze PFA na noc, a następnie przeniesione do PBS z azotkiem sodu (0,1%) przed cięciem. Następnie za pomocą wibratomu przygotowano przekroje czołowe o grubości 50 µm. Do długotrwałego przechowywania przekroje umieszczono w medium krioprotekcyjnym (30% glikolu etylenowego i 20% glicerolu w PBS) w temperaturze -20 °C do czasu użycia. Aby scharakteryzować wpływ wstrząśnienia mózgu na gliozę mózgową i utratę neuronów, przeprowadzono immunohistochemię celującą w GFAP i NeuN, zgodnie z opisem poniżej.
- Przemyć przekroje mózgu 4 razy przez 10 min w PBS.
- Przenieść przekroje do roztworu blokującego (1% BSA, 0,3% Triton X-100 w PBS) na 10 min w temperaturze pokojowej (RT).
- Inkubować przekroje przez noc w 4 °C z następującymi przeciwciałami pierwszorzędowymi rozcieńczonymi w roztworze blokującym: przeciwciała kurze anty-GFAP (1:3000) oraz królicze anty-NeuN (1:500).
- Przemyć skrawki 4 razy przez 10 min w PBS przy mieszaniu.
- Następnie przenieść przekroje do roztworu blokującego zawierającego wtórne przeciwciała fluorescencyjne rozcieńczone 1:1000 na 1 h w RT: Alexa-Fluor-488-nm kozie anty-królicze oraz Alexa-Fluor-568-nm kozie anty-kurze.
- Następnie przemyć przekroje 4 razy przez 10 min w PBS przy mieszaniu.
- Zamontować przekroje na szkiełkach za pomocą medium montującego i nałożyć szkiełko nakrywkowe. Przechowywać szkiełka w 4 °C do momentu akwizycji obrazów.
- Wykonać akwizycję immunofluorescencji przy użyciu mikroskopu epifluorescencyjnego i oprogramowania Micromanager. Użyć wtyczki do zszywania obrazów (stitching plugin) z obiektywem 10x, aby uzyskać obrazy mozaikowe półkul ipsilateralnej i kontralateralnej.
UWAGA: Barwienie kontrolne negatywne, w którym pominięto przeciwciało pierwszorzędowe lub wtórne, nie wykazało wykrywalnego znakowania. Do bardziej szczegółowej analizy obrazów można użyć oprogramowania Fiji15 w celu ilościowego określenia parametrów immunobarwienia w różnych obszarach zainteresowania16.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Wyniki
Model CHILD jest stosunkowo szybkim i powtarzalnym modelem mTBI u myszy pediatrycznych, który pozwala również na wprowadzanie zmienności w zakresie nasilenia i lokalizacji urazu. Myszy w modelu CHILD, zgodnie z oczekiwaniami, wykazywały znacznie dłuższy czas powrotu do sprawności po zamkniętym urazie głowy (Rycina 3). Po zagregowaniu kohort (n = 36 samic sham, n = 140 samców sham, n = 30 samic G1, n = 55 samców G1, n = 32 samic G2, n = 141 samców G2) zaobserwowano opóźnienie czasu odzyskania...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Dyskusja
Krytyczne kroki w protokole
Opisany tutaj protokół CHILD wymaga użycia impaktora elektromagnetycznego (rysunek 2A), który (1) standaryzuje parametry uderzenia (prędkość, głębokość, czas trwania), (2) zapewnia odtwarzalność w laboratoriach i między nimi oraz (3) jest łatwo dostępny na rynku. Kolejnym krytycznym elementem jest końcówka impaktora, która uderza w głowę gryzonia. Można zastosować różne możliwości, od końcówek silikonowych po metalowe, ale ten protokół wykorz...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Oświadczenia
Autorzy nie mają nic do ujawnienia.
Podziękowania
Ten artykuł metodyczny został sfinansowany przez Eranet Neuron Neuvasc (Badaut), Agence Nationale de la Recherche Nanospace (Badaut), CNRS IRP IINOVAtion (Badaut) oraz NIH NINDS Grant No. 1R01NS119605 (Obenaus, Badaut) i 1RF1NS138032 (Obenaus, Territo). Rysunek 1 jest tworzony za pomocą BioRender.com.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Materiały
| Nazwa | Firma | Numer katalogowy | Komentarze |
|---|---|---|---|
| BSA | Sigma Aldrich Chimie S.a.r.l 80 Rue de Luzais L'lsle-d'Abeau Chesnes - BP701 38297 Saint-Quentin-Fallavier Cedex Francja | Myszy A7030 | |
| C57Bl6J | Charles River Laboratory Francja CRLF 9 Wszystkie. Moulin Berger, 69130 é cully, Francja | Bordeaux | |
| Impaktor elektromagnetyczny | Leica Biosystems, Richmond, IL Stany Zjednoczone | Impaktor | |
| Mikroskop epifluorescencyjny | Olympus, BX41, Center Valley, PA | ||
| Glikol etylenowy | Sigma Aldrich Chimie S.a.r.l 80 Rue de Luzais L'lsle-d'Abeau Chesnes - BP701 38297 Saint-Quentin-Fallavier Cedex Francja | 102466 | |
| Przeciwciało pierwszorzędowe GFAP | Millipore, Billerica, MA | AB5541 | kurczak przeciwciało anty-GFAP |
| wtórne przeciwciało GFAP | Sondy molekularne, Invitrogen | A11034 | kozia anty-królik AlexaFluor 488 |
| Glycerol | Sigma Aldrich Chimie S.a.r.l 80 Rue de Luzais L'lsle-d'Abeau Chesnes - BP701 38297 Saint-Quentin-Fallavier Cedex Francja | G5516 | |
| Wytrzymała folia aluminiowa | Kirkland | RK611 | uzyskana w oprogramowaniu Cosco |
| Micromanager | (NIH, USA | ||
| Przeciwciało pierwszorzędowe NeuN | AbCam, Discovery Drive, Cambridge Kampus Biomedyczny, Cambridge, CB2 0AX, Wielka Brytania | AB128886 | anty-NeuN NeuN królika |
| , Invitrogen | A11041 | koza anty-kurczak AlexaFluor 568 | |
| PBS | Sigma Aldrich Chimie S.a.r.l 80 Rue de Luzais L'lsle-d'Abeau Chesnes - BP701 38297 Saint-Quentin-Fallavier Cedex Francja | P5493 | |
| PFA | Sigma Aldrich Chimie S.a.r.l 80 Rue de Luzais L'lsle-d'Abeau Chesnes - BP701 38297 Saint-Quentin-Fallavier Cedex Francja | 1.04003 | |
| Azydek | soduSigma Aldrich Chimie S.a.r.l 80 Rue de Luzais L'lsle-d'Abeau Chesnes - BP701 38297 Saint-Quentin-Fallavier Cedex France | 26628-22-8 | |
| Rama stereotaktyczna - podstawa | instrumentów KOPF 7324 Elmo St, Tujunga, CA 91042, É tats-Unis | 900-C | |
| Rama stereotaktyczna - manipulator elektrod | KOPF instruments 7324 Elmo St, Tujunga, CA 91042, É tats-Unis | 960 | |
| Rama stereotaktyczna - u-frame | KOPF instruments 7324 Elmo St, Tujunga, CA 91042, É tats-Unis | 900-U | |
| Triton x-100 | Sigma Aldrich Chimie S.a.r.l 80 Rue de Luzais L'lsle-d'Abeau Chesnes - BP701 38297 Saint-Quentin-Fallavier Cedex Francja | X100 | |
| Vectashield | Vector laboratories | H-1000-10 | Medium montażowe |
| Vibratome | Leica Biosystems, Richmond, IL USA | VTS1000 | |
| Laboratorium Jacksona Laboratorium Jacksona 600 Main Street Bar Harbor, ME USA 04609 | UCR |
Bibliografia
- Dewan, M. C., et al. Estimating the global incidence of traumatic brain injury. J Neurosurg. 130 (4), 1080-1097 (2018).
- Rivara, F. P., et al. Persistence of disability 24 to 36 months after pediatric traumatic brain injury: a cohort study. J Neurotrauma. 29 (15), 2499-2504 (2012).
- Fesharaki-Zadeh, A., Datta, D. An overview of preclinical models of traumatic brain injury (TBI): Relevance to pathophysiological mechanisms. Front Cell Neurosci. 18, (2024).
- Panchenko, P. E., Hippauf, L., Konsman, J. P., Badaut, J. Do astrocytes act as immune cells after pediatric TBI. Neurobiol Dis. 185, 106231(2023).
- Kochanek, P. M., Wallisch, J. S., Bayır, H., Clark, R. S. B. Pre-clinical models in pediatric traumatic brain injury-challenges and lessons learned. Childs Nerv Syst. 33 (10), 1693-1701 (2017).
- Smith, A. M., Grayson, B. E. A strike to the head: Parallels between the pediatric and adult human and the rodent in traumatic brain injury. J Neurosci Res. 102 (7), e25364(2024).
- McNamara, E. H., Grillakis, A. A., Tucker, L. B., McCabe, J. T. The closed-head impact model of engineered rotational acceleration (CHIMERA) as an application for traumatic brain injury pre-clinical research: A status report. Exp Neurol. 333, 113409(2020).
- Bodnar, C. N., Roberts, K. N., Higgins, E. K., Bachstetter, A. D. A systematic review of closed-head injury models of mild traumatic brain injury in mice and rats. J Neurotrauma. 36 (11), 1683-1706 (2019).
- Semple, B. D., Blomgren, K., Gimlin, K., Ferriero, D. M., Noble-Haeusslein, L. J. Brain development in rodents and humans: Identifying benchmarks of maturation and vulnerability to injury across species. Prog Neurobiol. 106-107, 1-16 (2013).
- Rodriguez-Grande, B., et al. Gliovascular changes precede white matter damage and long-term disorders in juvenile mild closed head injury. Glia. 66 (8), 1663-1677 (2018).
- Ichkova, A., et al. Early cerebrovascular and long-term neurological modifications ensue following juvenile mild traumatic brain injury in male mice. Neurobiol Dis. 141, 104952(2020).
- Badaut, J., et al. Endocannabinoid-mediated rescue of somatosensory cortex activity, plasticity and related behaviors following an early in life concussion. bioRxiv. , (2024).
- Leyba, K., et al. Neurovascular hypoxia after mild traumatic brain injury in juvenile mice correlates with heart-brain dysfunctions in adulthood. Acta Physiol. 238 (2), e13933(2023).
- Obenaus, A., et al. Progressive lifespan modifications in the corpus callosum following a single juvenile concussion in male mice monitored by diffusion MRI. bioRxiv. , (2023).
- Schindelin, J., et al. Fiji: An open-source platform for biological-image analysis. Nat Methods. 9 (7), 676-682 (2012).
- Clément, T., et al. Juvenile mild traumatic brain injury elicits distinct spatiotemporal astrocyte responses. Glia. 68 (3), 528-542 (2020).
- Drieu, A., et al. Persistent neuroinflammation and behavioural deficits after single mild traumatic brain injury. J Cereb Blood Flow Metab. 42 (12), 2216-2229 (2022).
- Obenaus, A., et al. A single mild juvenile TBI in male mice leads to regional brain tissue abnormalities at 12 months of age that correlate with cognitive impairment at the middle age. Acta Neuropathol Commun. 11 (1), 32(2023).
- Ryan, E., et al. Traumatic brain injury in children: Glial fibrillary acidic protein and clinical outcomes. Pediatr Emerg Care. 38 (3), e1139-e1142 (2022).
- Czeiter, E., et al. Blood biomarkers on admission in acute traumatic brain injury: Relations to severity, CT findings and care path in the CENTER-TBI study. EBioMedicine. 56, 102785(2020).
- Edwards, K. A., et al. Serum GFAP, NfL, and tau concentrations are associated with worse neurobehavioral functioning following mild, moderate, and severe TBI: A cross-sectional multiple-cohort study. Front Neurol. 14, 1223960(2023).
- Smith, A. M., et al. High-fat diet consumption negatively influences closed-head traumatic brain injury in a pediatric rodent model. Exp Neurol. 379, 114888(2024).
- Hunniford, V. T., et al. A systematic assessment of preclinical multilaboratory studies and a comparison to single laboratory studies. eLife. 12, e76300(2023).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Przedruki i uprawnienia
