Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Zoptymalizowana metoda uprawy i bioaugmentacji mikroorganizmów Typha latifolia (pałki pałki)

919 wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/67729

⸱

25 lipca 2025

 , 
1Department of Biological Sciences, University of Calgary

W tym artykule

Podsumowanie

Typha latifolia, która rozmnaża się głównie bezpłciowo przez kłącza, stanowi wyzwania w zbieraniu ze względu na rozległy system korzeniowy. Niniejszy artykuł przedstawia metodę hodowli T. latifolia z nasion, ułatwiając uprawę laboratoryjną i oferując potencjał do jałowego wzrostu roślin oraz wczesnej bioaugmentacji mikrobiologicznej.

Streszczenie

Typha latifolia, powszechnie znana jako pałka liściasta lub pospolita sitowisko, ma zasięg zasięgu globalnego i dominuje w ekosystemach terenów podmokłych w Ameryce Północnej. Podczas gdy różne gatunki pałki są często uważane za inwazyjne w Ameryce Północnej, T. latifolia jest uznawana za rodzimy gatunek regionu i występuje na całym kontynencie jako dominujący gatunek Typha . Historycznie Typha pełniła różne funkcje, od źródeł żywności po materiały budowlane. W ostatnich latach T . latifolia stała się ważnym gatunkiem wspierającym działania bioremediacyjne. Wraz ze wzrostem zainteresowania rozwojem konstruowanych systemów oczyszczania terenów podmokłych (CWTS) do remediacji zanieczyszczeń, konieczne są powtarzalne techniki hodowli pałki w środowisku laboratoryjnym. Przedstawione tutaj prace analizowały i testowały różne parametry wzrostu skutecznej uprawy T. latifolia z nasion. Pomyślne kiełkowanie gatunków Typha polega na skalaracji (pęknięciu otoczki nasiennej), co osiągnięto za pomocą technik mechanicznych do produkcji na dużą skalę. Wczesne zakorzenienie nasion sprzyjało niskim warunkom wzrostu składników odżywczych przez pierwszy tydzień, a następnie w kolejnych tygodniach wprowadzano nawozy w celu zwiększenia przeżycia po przesadzeniu. W przypadku bioaugmentacji mikrobiologicznej systemu roślinnego wyniki wykazały, że moczenie nasion w inokulum prowadzi do bardziej rozległej kolonizacji tkanki korzeniowej i długotrwałej trwałości bakterii. Zastosowano zoptymalizowaną technikę sterylizacji nasion z wykorzystaniem kombinacji wybielacza i detergentu, aby poprawić skuteczność kolonizacji mikroorganizmów. Naczynia wzrostowe, zarówno sterylne, jak i niesterylne, zaprojektowane w tym badaniu, wspierają długoterminowy wzrost T. latifolia w różnych warunkach.

Wprowadzenie

Jako technologia oszczędna i energooszczędna, konstruowane systemy oczyszczania terenów podmokłych (CWTS) zyskały znaczną popularność w zakresie usuwania zanieczyszczeń środowiskowych 1,2,3. CWTS wykorzystuje procesy fizyczne, chemiczne i biologiczne do usuwania, przekształcania lub stabilizowania zanieczyszczeń. Chociaż procesy fizyczne i chemiczne związane z wymianą chemiczną zostały dobrze scharakteryzowane od czasu powstania CWTS, wpływ roślinności pozostał w dużej mierze zagadkowy2. W ostatnich latach wzrasta nacisk na zrozumienie mechanizmów, dzięki którym rośliny przekształcają zanieczyszczenia organiczne i nieorganiczne budzące potencjalne obawy w ściekach 2,4,5. Jednak takie badania mechanistyczne opierają się na zdolności do uprawy dużej liczby makrofitów i faworyzowaniu wzrostu z nasion, aby zapewnić, że każda roślina jest na tym samym etapie wzrostu i rozwoju.

CWT w Ameryce Północnej często zakłada się na roślinności pochodzącej z naturalnych terenów podmokłych regionu, takiej jak Typha, Scirpus, Juncus oraz Phragmites species 6,7. Wybór roślinności zależy również od wykorzystywanego użytego terenu podmokłego, który może się różnić pod względem głębokości, przepływu wody, pozyskiwania podłoża oraz pozyskiwania wody (z recyrkulacją lub bez)2. Wreszcie, klimat wpływa również na roślinność terenów podmokłych, gdzie chłodniejsze klimaty sprzyjają roślinom zanurzonym ze względu na ich większą elastyczność8. Gatunki typha są szczególnie interesujące w głębokich, powierzchniowych terenach podmokłych ze względu na zdolność szybkiego kolonizowania środowiska i adaptacji do różnorodnych warunków środowiskowych 9,10.

Niedawny przegląd wyników wykazał, że spośród 87 testów fitotoksyczności z udziałem gatunków Typha , tylko 15 badań rozpoczęło badania roślin testowych od nasion, a z nich tylko jedno badanie badało wzrost u dojrzałychroślin 11. To niedostateczne przedstawienie eksperymentów z pałką z nasion wskazuje na lukę w literaturze dotyczącą protokołów mających na celu opisanie uprawy pałki w badaniach laboratoryjnych. Protokoły przedstawione tutaj mają na celu zniwelowanie tej luki poprzez przedstawienie szczegółowego protokołu wzrostu Typha latifolia od nasion do dojrzałej rośliny w warunkach sterylnych i niesterylnych. Ponadto artykuł omawia technikę bioaugmentacji bakteryjnej gatunków pałki na etapie nasion, gdzie wczesna inokulacja może pomóc utrzymać długotrwałą trwałość introdukowanych mikrobótów rhizo- i endofitowych.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

1. Skaryzacja nasion

  1. Nasiona pałki pochodzą z terenów podmokłych w Calgary, AB, Kanada, jesienią 2023 roku (51.11312° N, 114.39381° W). Jesienią zbieraj kwiatostany pałki i przechowuj w papierowej torebce w ciemności do czasu użycia. Jeśli nadal na łodydze, zbierz kwiatostan wiosną, ale odzyskiwanie nasion będzie ograniczone.
  2. Nożycami ogrodowymi odetnij łodygę rośliny ~2 cm od podstawy kwiatostanu. Zdejmij nasiona z kwiatostanów i umieść je w blenderze laboratoryjnym, aż objętość blendera będzie mniej więcej w jednej czwartej pełna. To około 250 mL nasion niezagęszczonych.
  3. Napełnij blender 500 ml wody z kranu. Utrzymuj przestrzeń nad głową 10 cm w blenderze. Mieszaj z średnio-niską prędkością przez 20 sekund i natychmiast przelej do dużej zlewki o pojemności 1 L. Powstały roztwór powinien być lepki.
  4. Przelej około 100 ml tej osadowej wody z nasion z powrotem do blendera i napełnij go 400-600 ml świeżej wody z kranu. Mieszaj na średnio-wysokiej prędkości przez 20 sekund i natychmiast przelej do świeżej zlewki 1 L.
  5. Napełnij zlewkę wodą z kranu do 800 mL i pozostaw na co najmniej 60 sekund. Skaryfikowane i żywotne nasiona pałki opadają na dno zlewki, a pióropusz i dziób (patrz Rysunek 1 , aby opisać strukturę nasion pałki) unoszą się na powierzchnię. Zbierz osad na górze zlewki i powoli wylewaj wodę z kubka, nie naruszając nasion na dnie. Przełóż nasiona do zlewki o pojemności 100 mL.
  6. Powtórz proces mieszania na pozostałej części pałki od kroku 1.5.
  7. Umieść zlewkę z nasionami na podszyciu do mieszania i wiruj ze średnią prędkością przez 1 godzinę. Po godzinie zbierz wszelki materiał roślinny unoszący się na górze zlewki.
  8. Wlej nasiona do lejka Büchnera z papierem filtracyjnym przymocowanym do próżni, aby wysuszył je przez noc. Suche nasiona można przechowywać w temperaturze -20 °C w stożkowych tubkach polipropylenowych o pojemności 15 mL.

2. Kiełkowanie przy użyciu techniki niesterylnej

  1. Przygotuj półmocne płytki Murashige i Skoog (MS) z 1% fitoagaru12.
  2. Włóż około 1 ml suchych nasion do stożkowej rurki z polipropylenu o pojemności 15 ml i napełnij 10 ml wody z kranu. Obróć się na orbitalnym potrząsaczu z niską prędkością przez 24 godziny, aby wywołać kiełkowanie.
  3. Usuń nadmiar wody tak, aby 3 mL pozostało w stożkowej tubce z polipropylenu 15 mL.
  4. Wytnij końcówkę plastikowej pipety o pojemności 1000 μL, aby zwiększyć grubość otworu, i energicznie podaj roztwór nasion, aby zawiesić nasiona wewnątrz końcówki pipety.
  5. Umieść nasiona i wodę na płytkach agaru MS o połowie mocy. Zamieszaj talerzem, aby równomiernie rozłożyć nasiona.
  6. Owiń płytki w laboratoryjną folię uszczelniającą i umieść je w komorze wzrostu z cyklem światła-ciemność trwającym 16 h/8 h przy temperaturze 23 °C i wilgotności 70%. Inkubuj płytki przez tydzień (do 2 tygodni), aby wywołać kiełkowanie nasion.

3. Kiełkowanie metodą sterylną

UWAGA: Testowano i porównywano różne protokoły sterylizacji nasion. Technika, która dawała najwyższe współczynniki kiełkowania przy produkcji w pełni sterylnych nasion, została zmodyfikowana w stosunku do wcześniejszego protokołu13 i została opisana tutaj.

  1. Przygotuj płytki MS o połowie mocy z 1% fitoagaru12.
  2. Włóż objętość około 1 mL nasion do stożkowej probówki z polipropylenu o pojemności 15 mL i napełnij 10 mL sterylnego ddH2 O. Umieść na orbitalnym shakerze z średnią do wysokiej prędkości na 10 minut.
  3. Usuń wodę i dodaj 5 mL roztworu Polysorbate 20 o stężeniu 0,1% (przygotowanego w sterylnym ddH2O) do stożkowej rurki polipropylenowej o pojemności 15 mL. Umieść na orbitalnym wstrząsie z prędkością średnio-wysokiej prędkości na 10 minut.
  4. Usuń roztwór i dodaj 5 mL rozboju wybielacza komercyjnego 30% oraz 0,025% roztworu Polysorbate 20 (przygotowanego w sterylnym ddH2O) do stożkowej rurki polipropylenowej o pojemności 15 mL. Trzęsij z średnio-wysoką prędkością przez 30 minut.
  5. Usuń roztwór i zamień go sterylnym ddH2O. Wstrząśnij na średnio-wysokiej prędkości przez 5 minut. Powtarzam to łącznie 3 płukania wodą.
  6. Napełnij stożkową tubkę z polipropylenu o pojemności 15 mL sterylnym ddH2Oi obracaj z niską prędkością przez 24 godziny, aby wywołać kiełkowanie. Po 24 godzinach usuń nadmiar wody, aby w plastikowej tubce pozostało 3 mL.
  7. Aseptycznie wytnij końcówkę plastikowej pipety o pojemności 1000 μL i energicznie pipetuj, aby zawiesić nasiona w końcówce.
  8. Nasiona i płyn na płytkach MS agar o połowie mocy. Zamieszaj talerzem, aby równomiernie rozłożyć nasiona.
  9. Owiń płytki w laboratoryjną folię uszczelniającą i umieść w komorze wzrostu z cyklem światła-ciemność trwającym 16 h/8 h przy temperaturze 23 °C i wilgotności 70%. Zostawić płytki na tydzień (do 2 tygodni), aby umożliwić kiełkowanie.

4. Inokulacja nasion wybranymi bakteriami

  1. Aby zaszczepić nasiona pałki, najpierw stosuj powyższy protokół sterylnej kiełkowania nasion aż do kroku 3.6, aby uzyskać sterylne nasiona. Usuń ostatnią płukankę wodną z stożkowej rurki polipropylenowej o pojemności 15 mL, jak opisano w kroku 3.6 powyżej.
  2. Używając nocnych kultur mikroorganizmów zaszczepionych z pojedynczego izolatu lub wspólnoty, zmierz OD600 i normalizuj do wartości absorpcji 1,0 poprzez rozcieńczenie w podłożu hodowlanym. Inkubuj hodowle przez dłuższy czas, jeśli nie osiągniesz OD600 na poziomie 1,0.
    UWAGA: Tutaj ustanowiono hodowle z Luteimonas sp. wyizolowanego z korzeni roślin w północnej Albercie i sprzężonych w celu ekspresji fluorescencyjnego białka DsRed do mikroskopowej wizualizacji.
  3. Rozkręć 1 ml hodowli w dawce 9300 x g przez 2 minuty. Usuń supernatant i ponownie zawiesij pellet w 1 mL soli fizjologicznej buforowanej fosforanami. Wiruj z 9300 x g przez 2 minuty.
  4. Usuń supernatant i ponownie zawiesij granulat bakteryjny w 1 mL sterylnego ddH2O.
  5. W stożkowej probówce z polipropylenu o pojemności 15 mL wstrząśnij około 1 mL nasion z niską prędkością przez 24 godziny w 10 mL rozcieńczenia przygotowanego inokulum w stosunku 1:10 z 0,025% organozykolonem surfaktantem.
  6. Stosuj się do reszty protokołu sterylnej kiełkowania nasion zaczynając od kroku 3.8.

5. Niesterylny wzrost pałki na glebie

  1. Napełnij doniczki wybraną glebą o niskiej zawartości materii organicznej, zostawiając 1 cm przestrzeni od góry doniczki. Wstępnie zwilż glebę wodą z kranu i wyrób w glebie otwory o średnicy 1 cm.
  2. Używając pęsety, delikatnie usuń siewki kiełkujące po tygodniu z płytek agarowych MS uprawianych zgodnie z krokiem 3 powyżej, uważając, by nie uszkodzić korzeni. Delikatnie umieść sadzonkę w każdym dołku w ziemi i przykryj ją ziemią.
  3. Umieść doniczki w tacy i napełnij je wodą z kranu do poziomu gleby. Na każde 10 doniczek dodaj 100 ml nawozu 0,5% 20/20/20 NPK.
  4. Do każdego zestawu dziesięciu doniczek dodaj nawóz następująco: tydzień 2 - 100 mL nawozu 0,5%, tydzień 3 - 100 mL nawozu 1,0%, tydzień 4 - 100 ml nawozu 1,0%.
  5. Po 4 tygodniach przestań nawożenie co tydzień i nawoź tylko raz w miesiącu, podawając 100 ml roztworu nawozu 1,0%. Po 4 tygodniach przesadz do większych doniczek, jeśli trzeba. Rośliny są mniej wrażliwe na typ gleby, więc używaj dowolnej mieszanki.
  6. Kontynuuj przesadzanie pałki, gdy przerosną swoją pojemnik. Usuń martwe liście nożycami. Nawoz pałkę raz w miesiącu.
  7. Do eksperymentów przesadz sadzonki do małej doniczki, która po umieszczeniu na dnie pustej skrzynki z końcówką pipety jest zakotwiczona bokami pudełka. Pozwala to na prawidłowe zalanie gleby, co naśladuje warunki mokradeł. Jeśli przeprowadza się eksperymenty na starszych pałkach, modyfikują się podobnie, aby donica mogła być niemal całkowicie zanurzona w wodzie.

6. Wzrost bezpłodnych siewek

  1. Konstrukcja komory wzrostu siewek
    UWAGA: Montaż każdej jednostki komory wzrostu sadzonek wymaga dwóch pudełek hodowlanych, jednej strzykawki z końcówką luer lock, jednorazowego filtra sterylnego 0,2 μm oraz silikonu odpornego na wysoką temperaturę. Zobacz Rysunek 2 , aby zobaczyć wizualną prezentację układu komory.
    1. Usuń pokrywki z pudełek do hodowli i użyj ręcznej wiertarki, aby zrobić otwory o średnicy 3,5 cm w środku pokrywek. Użyj silikonu odpornego na wysoką temperaturę, aby skleić górne części obu pokrywek.
    2. Wywierć otwór wielkości końcówki strzykawki (~ 1 cm średnicy) w dolnym rogu jednego z pudełek hodowlanych. Odetnij końcówkę strzykawki i wyrzuć jej ciało.
    3. Użyj silikonu odpornego na wysoką temperaturę, aby zamocować końcówkę strzykawki w pudełku hodowlowym za pomocą nici Luer lock na zewnątrz pudełka.
    4. Pozwól silikonowi utwardzić się co najmniej 24 godziny przed użyciem.
  2. Jałowy wzrost w glebie
    1. Aby uzyskać sterylne nasiona, stosuj się według protokołu kiełkowania sterylnych nasion opisanych w kroku 3.
    2. Napełnij sterylną komorę wzrostu wybranym wyborem ziemią, zwilżoną wodą z kranu.
    3. Autoklawuj w cyklu płynnym 20 minut, przykrywając końcówkę blokującą przynętę folią aluminiową. Po 24 godzinach ponownie podaj system w cyklu płynnym 20 minut. Wszystkie kolejne etapy wykonuj w laminarnym okapu.
    4. Do zamka Luer w komorze wzrostu należy przymocować filtr o średnicy 0,2 μm (rysunek 2). Otwórz komorę wzrostu i dodaj do gleby 500 μL sterylizowanego przez filtr nawozu 1% 20/20/20. Wymieszaj ziemię sterylną łopatką. Podczas mieszania ziemi dodaj sterylne ddH20, aby zapewnić odpowiednie nawodnienie bez przesycenia.
    5. Użyj sterylnej żyletki, aby pokroić agar MS z talerzy zawierających siewki sprzed tygodnia na ćwiartki. Użyj sterylnej łopatki, aby położyć kawałek agaru na ziemi.
    6. Umieść jednostkę komory wzrostu w inkubatorze roślin na cyklu 16 h/8h dzień i noc przy 23 °C i wilgotności 70%.
  3. Wzrost sterylny w roztworze hydroponicznym
    1. Aby uzyskać sterylne nasiona, stosuj się według protokołu sterylnego kiełkowania opisanego w kroku 3.
    2. Autoklaw, pudełko z końcówką pipety i agar MS o połowie mocy w cyklu płynnym, 20-minutowym. W laminarnym okapie owiń dno wkładki końcówki sterylną folią laboratoryjną uszczelniającą. Napełnij każdy otwór na końcówce pipety agarem niemal do góry.
    3. Dodaj wkładkę z powrotem do pudełka z końcówką, wypełniając dno pudełka hydroponiczną roztworem Hoaglanda o połowie mocy (0,5 mM NH4H2PO4, 3 mM KNO3, 2 mM Ca(NO3)2, 1 mM MgSO4, 0,023 mM H3BO3, 0,005 mM MnCl2,4H 2O, 0,0004 mM ZnSO4,7H 2O, 0,0002 mM CuSO4,5H 2O, 0,00007 mM H2MoO4,1H 2O oraz 0,045 mM FeSO4,7H 2O, skorygowane do pH 7,0).
    4. Ostrożnie usuń sadzonki z płytek agaru MS i umieść je na agarze MS na agarze w otworze pipety w wkładce do pudełka z końcówkami.
    5. Zamknij pokrywę pudełka z końcówkami i umieść ją w komorze wzrostu na cyklu 16 h/8 h dzień i noc przy 23 °C i wilgotności 70%.
    6. Gdy rośliny są zbyt duże do kontenera z końcówkami, przesadź je do komory wzrostu kultury opisanej w kroku 5.1. Aby przenieść roślinę, usuń cały korek agarowy razem z rośliną i przenieś go do piankowego korka z promieniowym cięciem. Korek piankowy można umieścić pomiędzy dwoma pudrami kultury, a dolne pudełko można napełnić półmocnymi Hoaglandami.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Rysunek 1 przedstawia nasiono Typha, które przeszło proces skaryzacji, wraz z niecałkowicie skaryfikowanym nasionem z usuniętym dziobem oraz nasionem nieskaryfikowanym. Upewnij się, że czas mieszania jest wystarczający, aby uzyskać głównie w pełni skaryfikowane nasiona.

Po skaryfikacji i wysuszeniu nasion należy sprawdzić ich żywotność za pomocą techniki kiełkowania niesterylnej. Po 7 dniach co najmniej 20% nasion powinno mieć wyłaniający się rodnik z tka...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Przedstawiony tutaj protokół zawiera szczegółowy przewodnik po uprawie gatunków pałki z nasion do zastosowań laboratoryjnych. Chociaż pałkę można łatwo rozmnażać z sadzonek kłącza, wysadzanie roślin z nasion pozwala na zmienność genetyczną w obrębie zestawu próbek, zapewnia roślinom równy etap wzrostu i daje możliwość wczesnej kolonizacji w ramach eksperymentów bioaugmentacji mikroorganizmów. Ważne jest, aby prawidłowo zidentyfikować zbierany gatunek, ponieważ rozmnażanie bardziej inwazyjnych gatunków pałki może sprzyjać...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

AZ była finansowana przez Natural Sciences and Engineering Research Council of Canada (NSERC) CGS-M Graduate Award. Badania nad CWTS w laboratorium Muench są wspierane przez Genome Canada poprzez grant Large Scale Applied Research Project (LSARP) (#18207) we współpracy z Genome Alberta i Genome Quebec.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
0,2 & mikro; Filtr sterylny mVWR514-4126
3′,5′-Dimetoksi-4′-hydroksyacetofenonPhytoTech LabsS7777
Pudełka hodowli z pokrywkami (77 mm & razy; 77 mm & razy; 97 mm)Millipore Sigma V8505
Termiczny silikonowy uszczelniacz o wysokiej temperaturzeImperial Manufacturing GroupKK0205
Folia uszczelniająca laboratoryjnaMillipore Sigma P7793
Murashige i Skoog media PhytoTech LabsM401
Organosilikonowy surfaktantPhytoTech LabsS7777
Phytoagar GoldBiotechnologyP1003 
Polisorbat 20Roche11332465001

Bibliografia

  1. Ciria, M. P., Solano, M. L., Soriano, P. Role of Macrophyte Typha latifolia in a Constructed Wetland for Wastewater Treatment and Assessment of Its Potential as a Biomass Fuel. Biosys Eng. 92 (4), 535-544 (2005).
  2. Shelef, O., Gross, A., Rachmilevitch, S. Role of Plants in a Constructed Wetland: Current and New Perspectives. Water. 5 (2), 405-419 (2013).
  3. Parde, D., et al. A review of constructed wetland on type, treatment and technology of wastewater. Environ Tech Innovation. 21, 101261(2021).
  4. Abdullah, S. R. S., et al. Plant-assisted remediation of hydrocarbons in water and soil: Application, mechanisms, challenges and opportunities. Chemosphere. 247, 125932(2020).
  5. Noor, I., et al. Heavy metal and metalloid toxicity in horticultural plants: Tolerance mechanism and remediation strategies. Chemosphere. 303, 135196(2022).
  6. Vymazal, J. Plants used in constructed wetlands with horizontal subsurface flow: A review. Hydrobiologia. 674 (1), 133-156 (2011).
  7. Sandoval, L., Zamora-Castro, S. A., Vidal-Álvarez, M., Marín-Muñiz, J. L. Role of Wetland Plants and Use of Ornamental Flowering Plants in Constructed Wetlands for Wastewater Treatment: A Review. Appl Sci. 9 (4), 685(2019).
  8. Wu, H., et al. Constructed wetlands for pollution control. Nat Rev Earth Environ. 4, 218-234 (2023).
  9. Yang, Y., Shen, Q. Phytoremediation of cadmium-contaminated wetland soil with Typha latifolia L. and the underlying mechanisms involved in the heavy-metal uptake and removal. Environ Sci Pollution Res. 27 (5), 4905-4916 (2020).
  10. Leto, C., Tuttolomondo, T., La Bella, S., Leone, R., Licata, M. Effects of plant species in a horizontal subsurface flow constructed wetland - phytoremediation of treated urban wastewater with Cyperus alternifolius L. and Typha latifolia L. in the West of Sicily (Italy). Ecol Eng. 61, 282-291 (2013).
  11. Sesin, V., Davy, C. M., Freeland, J. R. Review of Typha spp. (cattails) as toxicity test species for the risk assessment of environmental contaminants on emergent macrophytes. Environ Pollution. 284, 117105(2021).
  12. Murashige, T., Skoog, F. A Revised Medium for Rapid Growth and Bio Assays with Tobacco Tissue Cultures. Physiol Plantarum. 15 (3), 473-497 (1962).
  13. Rogers, S., Beech, J., Sarma, K. S. Shoot regeneration and plant acclimatization of the wetland monocot cattail (Typha latifolia). Plant Cell Rep. 18 (1), 71-75 (1998).
  14. Tangen, B. A., et al. Distributions of native and invasive Typha (cattail) throughout the Prairie Pothole Region of North America. Wetlands Ecol Management. 30 (1), 1-17 (2022).
  15. Pieper, S. J., Nicholls, A. A., Freeland, J. R., Dorken, M. E. Asymmetric Hybridization in Cattails (Typha spp.) and Its Implications for the Evolutionary Maintenance of Native Typha latifolia. J Heredity. 108 (5), 479-487 (2017).
  16. Lansdown, R. V. Typha latifolia. The IUCN Red List of Threatened Species 2017. , (2017).
  17. Bedish, J. W. Cattail Moisture Requirements and their Significance to Marsh Management. Am Midland Naturalist. 78 (2), 288(1967).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Uprawa pałki wodnejkiełkowanie nasionskaryfikacja nasionsztuczne obszary podmokłesterylizacja nasioninterakcje roślinno-mikrobowekolonizacja korzenisystem hydroponiczny
Zoptymalizowana metoda uprawy i bioaugmentacji mikroorganizmów Typha latifolia (pałki pałki)
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.