Artykuł metodologiczny

Implantacja urządzeń telemetrycznych do elektroencefalogramu i elektrokardiogramu w zestawach dla noworodków

DOI:

10.3791/67740

⸱

28 lutego 2025

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Pediatrics, University of Michigan, Ann Arbor, 2Unit for Laboratory Animal Medicine, University of Michigan, Ann Arbor, 3Department of Pharmacology, University of Michigan, Ann Arbor, 4Department of Neurology, University of Michigan, Ann Arbor

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Mechanizmy nagłej niespodziewanej śmierci w epilepsji (SUDEP) są słabo poznane i trudne do przetłumaczenia z obecnych modeli. Transgeniczne króliki mogą oferować wgląd w te mechanizmy. Opisujemy metodę długoterminowych, ciągłych zapisów elektroencefalografii i elektrokardiografii u transgenicznych królików w celu oceny poważnych zdarzeń, które mogą prowadzić do śmierci.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Patogenne warianty w genach kanałów jonowych są związane z wysokim wskaźnikiem nagłych nieoczekiwanych zgonów w padaczce (SUDEP). Mechanizmy działania SUDEP są słabo poznane, ale oprócz napadów padaczkowych mogą obejmować dysfunkcję autonomiczną i zaburzenia rytmu serca. Niektóre geny kanałów jonowych ulegają ekspresji zarówno w mózgu, jak i w sercu, co może zwiększać ryzyko SUDEP u pacjentów z kanałopatiami jonowymi związanymi z padaczką i zaburzeniami rytmu serca. Transgeniczne króliki wykazujące ekspresję padaczki dostarczają całemu organizmowi do badania złożonej fizjologii SUDEP. Co ważne, króliki wierniej odwzorowują ludzką fizjologię serca niż modele mysie. Jednak modele królików mają dodatkowe względy zdrowotne i anestezjologiczne podczas poddawania inwazyjnym procedurom monitorowania. Opracowaliśmy nowatorską metodę chirurgicznego wszczepienia urządzenia telemetrycznego do długoterminowego jednoczesnego monitorowania elektroencefalogramu (EEG) i elektrokardiogramu (EKG) u noworodków królików. W tym miejscu demonstrujemy metody chirurgiczne wszczepiania urządzenia telemetrycznego w zestawach P14 (zakres wagowy 175-250 g) ze szczegółową uwagą na dostęp chirurgiczny, odpowiednie znieczulenie i monitorowanie oraz opiekę pooperacyjną, co skutkuje niskim odsetkiem powikłań. Metoda ta pozwala na ciągłe monitorowanie elektrofizjologii neuronalnej i kardiologicznej w krytycznych momentach rozwoju zaburzeń rytmu serca, napadów padaczkowych i potencjalnego SUDEP w króliczych modelach padaczki genetycznej lub nabytej.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Nagła niespodziewana śmierć w padaczce (SUDEP) jest główną przyczyną zgonów u pacjentów z padaczką. Mechanizmy SUDEP są słabo poznane, ale oprócz napadów padaczkowych mogą obejmować dysfunkcję autonomiczną, bezdech i zaburzenia rytmu serca1,2,3,4,5,6,7. Pacjenci z padaczką genetyczną sprzężoną z kanałopatią mają jeden z najwyższych wskaźników SUDEP. Na przykład SUDEP występuje u maksymalnie 20% pacjentów z wariantami genu kanału sodowego bramkowanego napięciem SCN1A8, genu odpowiedzialnego za zespół Dravet, padaczkę genetyczną, która zaczyna się w pierwszym roku życia. Wiele genów kanałów jonowych związanych z padaczką ulega ekspresji zarówno w mózgu, jak i sercu, a dane laboratoryjne i kliniczne sugerują, że zaburzenia rytmu serca mogą występować u pacjentów z padaczką genetyczną sprzężoną z kanałopatią7, 9,10,11,12, co może potencjalnie zwiększać ryzyko wystąpienia SUDEP z powodu śmiertelnej arytmii serca wywołanej napadami padaczkowymi lub jednoczesnego wystąpienia napadów padaczkowych i zaburzeń rytmu serca. Ocena SUDEP w warunkach laboratoryjnych wiąże się z licznymi wyzwaniami. Z punktu widzenia serca, potencjały czynnościowe serca u myszy są zupełnie inne niż u ludzi13, a modele ludzkich miocytów iPSC-sercowych14 nie mogą odtworzyć złożoności całego organizmu. Transgeniczne modele epilepsji genetycznych królików stanowią idealny system do badania SUDEP, ponieważ fizjologia serca królika jest bardziej zbliżona do fizjologii ludzkiego 13,15, zapewniając jednocześnie cały organizm do badania złożonej patofizjologii. Ze względu na to, że SUDEP może wystąpić już w pierwszym napadzie, ocena tych modeli zwierzęcych od wczesnego punktu czasowego jest niezbędna do zrozumienia początku zarówno napadów, jak i zaburzeń rytmu serca. Nagrywanie wideo w okresie noworodkowym jest trudne, ponieważ młode króliki często są jeszcze w gnieździe. Ciągły zapis elektroencefalogramu (EEG) lub elektrokardiogramu (EKG) za pomocą tradycyjnego systemu przewodowego nie jest możliwy, gdy zestawy są z zaporą. Jest mało prawdopodobne, aby przerywane nagrywanie uchwyciło rzadkie, końcowe zdarzenia związane z SUDEP. Dlatego zwróciliśmy się ku bezprzewodowemu wszczepialnemu monitorowaniu telemetrycznemu, aby zapewnić długotrwały, ciągły, jednoczesny zapis EEG i EKG w zestawach królików.

Kluczem do sukcesu w tym protokole jest odpowiednie znieczulenie i wsparcie pooperacyjne dla tych wrażliwych zwierząt. Króliki są znacznie bardziej narażone na śmierć po znieczuleniu (1,39%-4,8%) w porównaniu z psami i kotami (0,17%-0,24%) ze względu na unikalne cechy anatomiczne i fizjologiczne16,17. Głównymi czynnikami przyczyniającymi się do tego zwiększonego ryzyka znieczulenia są nieoptymalne udrażnianie dróg oddechowych i ostre powikłania pooperacyjne. Do trudności intubacji u królików przyczynia się wiele czynników, w tym długie, wąskie usta z szerokim językiem, ostry kąt między jamą ustną a krtanią, grzbietowe przemieszczenie nagłośni, zwiększona podatność na urazy krtani i zwiększona skłonność do 18,19,20. Po natychmiastowym epizodzie znieczulenia króliki są narażone na rozwój zagrażającego życiu zespołu zastoju żołądkowo-jelitowego. Jest to złożony, wieloczynnikowy problem i postuluje się, że znieczulenie przyczynia się do jego bezpośredniego działania leku, hamując motorykę żołądka i/lub wtórną anoreksję po zabiegu z jakiegokolwiek powodu (nieuśmierzony ból, nudności itp.)21.

Unikalna fizjologia noworodków i niemowląt królików potęguje wyzwania związane ze znieczuleniem i chirurgią. Króliki mają młode altryczne rodzące się ze słabo rozwiniętymi mechanizmami homeostazy fizjologicznej i szczególnymi względami anatomicznymi. Dostęp dożylny i monitorowanie są trudne, ponieważ większość produktów komercyjnych nie jest zoptymalizowana pod kątem małych rozmiarów naczyń krwionośnych, wysokiego tętna spoczynkowego i pigmentowanej skóry zestawów królików z pasem holenderskim i nowozelandzkim białym. Ponieważ rzut serca jest zasadniczo zależny od częstości akcji serca u noworodków22 i, ogólnie, klirens leku drogą nerkową lub wątrobową jest zmniejszony w porównaniu z dorosłymi23, względy dotyczące odpowiedniego doboru i dawkowania leków mają kluczowe znaczenie. Uważa się, że główną przyczyną śmierci ze znieczuleniem u królików jest wtórna do depresji oddechowej i bezdechu. Oprócz problemów z udrażnianiem dróg oddechowych, które zostały już omówione u wszystkich królików, noworodki mają obniżony napęd oddechowy w obliczu hipoksemii i hiperkapnii, co sprawia, że ten i tak już trudny aspekt znieczulenia jest bardziej ryzykowny24.

W tym protokole opisujemy skuteczną metodę implantacji telemetrycznej EEG i EKG (Rysunek 1) w modelu padaczki u noworodków królików o wysokim wskaźniku przeżycia chirurgicznego i anestezjologicznego. Informacje te umożliwią innym badaczom zmierzenie się z trudnymi modelami noworodków królików w celu przyspieszenia badań nad padaczką, arytmią serca i powiązanymi zaburzeniami neurorozwojowymi.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wszystkie opisane prace zostały sprawdzone i zatwierdzone przez Komitet ds. Opieki nad Zwierzętami i Użytkowania Zwierząt Uniwersytetu Michigan jako część zatwierdzonego protokołu użytkowania zwierząt i są zgodne z odpowiednimi prawami i wytycznymi federalnymi, w tym z Ustawą o dobrostanie zwierząt USDA i Polityką Publicznej Służby Zdrowia NIH. University of Michigan jest instytucją akredytowaną przez AAALACi.

1. Przygotowanie zwierząt

  1. Zestawy do zgrubnego golenia (wiek P14-P19, waga >175 g) 1-2 dni przed zabiegiem, aby zminimalizować czas znieczulenia w dniu zabiegu za pomocą maszynki do strzyżenia.
  2. Sterylizuj wszystkie narzędzia i materiały chirurgiczne (sterylizacja w autoklawie lub gazie).
    UWAGA: Nie ma preparatów cementu dentystycznego, w których zapewniona jest sterylność w procesie produkcyjnym. W związku z tym należy użyć nowego i aktualnego pojemnika z cementem dentystycznym dla każdej kohorty chirurgicznej i uwzględnić ten wyjątek w protokole zatwierdzonym przez IACUC.
  3. Wywołać znieczulenie ketaminą (10 mg/kg domięśniowo), chlorowodorkiem buprenorfiny (0,01 mg/kg domięśniowo) 0,3 mg/ml rozcieńczonym do 0,03 mg/ml oraz sewofluranem i tlenem w znieczuleniu maskowym przy użyciu obwodu bez ponownego oddychania.
  4. Umieść cewnik dożylny (IV) 26 G 3/4" w żyle usznej (preferowane) lub żyle głowowej i przepłucz heparynizowaną solą fizjologiczną 10 jednostek/ml.
  5. Ogol brzuch, klatkę piersiową, plecy, szyję i głowę jak najbliżej skóry za pomocą ostrza #40 lub #50.
  6. Zastosuj nieleczniczą smarującą maść okulistyczną, aby zapobiec owrzodzeniu rogówki.
  7. Podawać leki przeciwbólowe (karprofen 4 mg/kg m.pl - rozcieńczony do 25 mg/ml) i antybiotyk okołooperacyjny (cefazolina 20 mg/kg dożylnie rozcieńczony do 50 mg/ml). Antybiotyki należy podawać ponownie co 90-180 minut czasu operacji.

2. Przygotowanie chirurgiczne (Rysunek 2)

  1. Przenieś znieczulony zestaw na stół operacyjny i umieść go na wznak na poduszce grzewczej na podczerwień sterowanej za pomocą termometru doodbytniczego.
  2. Umieść nos i usta w niestandardowej masce na twarz wydrukowanej w 3D połączonej złączem obrotowym z nieoddychającym obwodem Jacksona-Reesa (worek 0,5 l) i utrzymuj znieczulenie sewofluranem (1,5% -7% do efektu) z przepływem tlenu na poziomie 2 l / min.
  3. Utrzymuj znieczulenie sewofluranem i monitoruj głębokość znieczulenia za pomocą pulsoksymetru na uchu lub łapie i (lub) Dopplera na tętnicy udowej lub bezpośrednio na sercu.
  4. Dostosuj znieczulenie podczas całej procedury, aby utrzymać tętno (HR) w zakresie 180-260, nasycenie tlenem >95%, a częstość oddechów w zakresie 10-50 oddechów na minutę (bezpośrednia wizualizacja wycieczek lub ruchu worka do ponownego oddychania).
    UWAGA: Miej pod ręką leki doraźne (glikopirolan, epinefryna, doksapram).
  5. Przymocuj zestaw do maski na twarz, delikatnie przyklejając przednie kończyny do maski.
  6. Ustaw zestaw w pozycji lekko prawostronnej, luźno przymocowując lewą tylną nogę do stołu operacyjnego.
  7. Przygotuj cały brzuch za pomocą rozgrzanego peelingu chirurgicznego na przemian betadyny i sterylnej soli fizjologicznej.
    UWAGA: W razie potrzeby do wykończenia peelingu można użyć dodatkowego roztworu chirurgicznego. Chirurg, ubrany w dedykowane fartuchy, czepek do włosów i ochraniacze na buty, będzie aseptyki szorować i zakładać sterylny fartuch i rękawiczki, aby wykonać zabieg w sterylnych warunkach.
  8. Umieść samoprzylepne ręczniki chirurgiczne po obu stronach zestawu i przykryj go dużą serwetą chirurgiczną. Wytnij otwór o odpowiedniej wielkości, aby odsłonić brzuch i klatkę piersiową.
  9. Otwórz implant na polu operacyjnym i umieść niewchłanialne szwy kotwiczące w każdym z otworów kotwiących implant. Pozostaw szew przymocowany za pomocą ogona o długości 5-6 cm (Rysunek 3A). Umieść implant w misce z podgrzaną sterylną solą fizjologiczną.

3. Umieszczenie implantu w jamie brzusznej

  1. Po zapewnieniu odpowiedniego znieczulenia należy wykonać 3 cm nacięcie przez skórę wzdłuż kresy białej za pomocą skalpela około 1-2 cm ogonowego do ostatniego żebra.
  2. Wykonaj ostrożne nacięcie przez mięsień, aby otworzyć jamę otrzewnej.
  3. Umieść implant w części czaszkowej jamy brzusznej i umieść go po lewej stronie nacięcia.
  4. Za pomocą trokara wydrążyć tunel ujemnego drutu EKG z jamy otrzewnej i skóry około 2 cm po prawej stronie nacięcia. Tunel pozostałych 3 drutów należy umieścić 3-4 cm na lewo od nacięcia, aby implant mógł wygodnie ułożyć się w jamie otrzewnej.
  5. Przymocuj implant za pomocą szwów kotwiczących do brzusznej ściany jamy otrzewnej, upewniając się, że nie dojdzie do uwięzienia jelita (Ryc. 3B).
  6. Zamknij ścianę brzucha wchłanialnym szwem w sposób ciągły.
  7. Zamknij nacięcie skóry niewchłanialnym szwem w przerywany wzór.

4. Umiejscowienie odprowadzeń EKG

  1. Tunel ujemnego przewodu EKG podskórnie do prawej górnej części klatki piersiowej na poziomie pierwszego żebra.
  2. Tępo rozetnij kieszeń podskórną, aby luźno zwinąć około 10 cm drutu.
    UWAGA: Ciasne cewki pod skórą mogą prowadzić do erozji skóry i odsłonięcia drutu.
  3. Odetnij nadmiar drutu i utwórz pętlę z odsłoniętym drutem, przywiązując koniec do izolowanego drutu za pomocą niewchłanialnego szwu.
  4. Przymocuj pętlę do mięśnia za pomocą 2 niewchłanialnych szwów.
  5. Zamknij mięsień otrzewnowy po prawej stronie wokół drutu za pomocą 1-2 wchłanialnych szwów w przerwanym wzorze.
  6. Zamknij skórę w prawej górnej części klatki piersiowej i prawej części brzucha za pomocą 2-3 niewchłanialnych szwów w przerywany wzór.
  7. Tunel dodatniego EKG prowadzi do lewego dolnego żebra i powtórz powyższe kroki, aby przymocować go do mięśnia i zamknąć nacięcie.
  8. Tunel EEG prowadzi podskórnie do lewej strony bocznej tak daleko, jak to możliwe w polu operacyjnym.
  9. Dodaj 1 wchłanialny szew do mięśnia otrzewnej po lewej stronie wokół pojawiających się drutów. Zamknij skórę niewchłanialnym szwem w przerywany wzór.
  10. Owiń odsłonięte druty EEG sterylną folią aluminiową.

5. Przygotowanie powierzchni grzbietowej

  1. Niesterylny asystent zdejmie następnie sterylną zasłonę i opaskę na nogę.
  2. Obróć zestaw do pozycji leżącej (Rysunek 2B), upewniając się, że maska na twarz pozostaje bezpiecznie na swoim miejscu, obracając ją za pomocą złącza obrotowego między maską na twarz a obwodem. W razie potrzeby wyreguluj pulsoksymetr i/lub monitory dopplerowskie, aby zapewnić ciągłe monitorowanie znieczulenia.
  3. Przygotuj pole operacyjne za pomocą peelingu betadynowego, aby objąć głowę, szyję i całe plecy, ostrożnie, aby wyszorować okolice przewodów wychodzących po lewej stronie.
  4. Następnie chirurg umieści sterylny ręcznik samoprzylepny pod lewym bokiem, podczas gdy pakiet drutów z folii aluminiowej będzie trzymany przez niesterylnego asystenta.
  5. Sterylnie i delikatnie wyjmij druty z aluminiowego opakowania i umieść je na sterylnym polu. Zakończ drapowanie sterylnymi ręcznikami.
  6. Przykryj sterylną serwetą i wytnij okno na tyle duże, aby odsłonić całe sterylne pole.

6. Umieszczenie elektrod EEG

  1. Wykonaj 3 cm nacięcie przez skórę głowy w linii środkowej, aby odsłonić czaszkę.
  2. Użyj trokaru, aby podskórnie tunelować przewody EEG od lewej strony do czaszki.
  3. Oczyść i zeskrob okostną z odsłoniętych kości ciemieniowych za pomocą skalpela.
  4. Włóż wiertarkę ręczną do sterylnej osłony ultradźwiękowej. Włóż do wiertła zadzior 1.0 mm.
  5. Wywierć obustronne otwory w kościach ciemieniowych około 0,5 cm przed lambdą i 0,5 cm bocznie od szwu strzałkowego.
    UWAGA: Należy zachować ostrożność przy wywieraniu nacisku na czaszkę grzbietową, ponieważ może to spowodować zamknięcie brzusznych dróg oddechowych, dlatego monitorowanie oddechu ma kluczowe znaczenie na tym etapie procedury. Stały lub znaczny spadek SpO2 i częstości akcji serca może wskazywać na niedrożność dróg oddechowych (bradykardia wtórna do bezdechu) i powinien skłonić do natychmiastowej oceny i działania.
  6. Użyj drobnych kleszczyków, aby umieścić w otworze zadziorów. Użyj śrubokręta, aby włożyć mniej więcej do połowy, tak aby końcówka pozostała znieczulenie zewnątrzoponowe, ~1-1,5 mm (Rysunek 3C).
  7. Tępo rozetnij kieszeń podskórną wzdłuż tylnej części szyi, aby luźno zwinąć około 10 cm drutu.
  8. Odetnij nadmiar drutu. Zdejmij izolację z końcówki i rozciągnij drut.
  9. Utwórz pętlę na końcu odsłoniętego drutu, zawiązując węzeł, zachowując małą pętlę. Umieść pętlę na i dokręć do czaszki, upewniając się, że drut dotyka. Umieść przewód uziemiający po lewej stronie, a przewód nagrywający po prawej.
  10. Oceń sygnały telemetryczne w oprogramowaniu analitycznym pod kątem wierności, gdy wszystkie przewody są na swoim miejscu. Sygnał EEG pojawi się przy niskiej amplitudzie, gdy zestaw jest uspokojony.
  11. Przymocuj i druty do czaszki za pomocą akrylu dentystycznego i pozwól mu całkowicie stwardnieć.
  12. Zamknij skórę niewchłanialnym szwem na głowie i lewym boku.
  13. Bupiwakainę należy wstrzykiwać (maksymalna dawka 2 mg/kg mc. 5 mg/ml rozcieńczona do 2,5 mg/ml) podskórnie przy każdym nacięciu. Każde nacięcie należy pokryć niewielką ilością kleju do skóry, podawanego za pomocą strzykawki tuberkulinowej w razie potrzeby dla bezpiecznego zamknięcia skóry.

7. Rekonwalescencja anestezjologiczna

  1. Wyłącz znieczulenie sewofluranem i podawaj tylko tlen przez co najmniej 5 minut, usuwając pozostałą taśmę, drapowanie i monitorowanie znieczulenia.
  2. Sprawdzić poziom glukozy we krwi za pomocą glukometru i podać podgrzane płyny podskórne w ilości 10% masy ciała (kg).
  3. Gdy zwierzę zareaguje na bolesny bodziec (uszczypnięcie palca), należy przenieść je do inkubatora regeneracyjnego ustawionego na 37-38 °C.
    UWAGA: Często temperatura zestawu znacznie spadnie podczas tego przenoszenia. Korzystne może być zwrócenie zestawu do poduszki grzewczej na podczerwień biofeedback lub zapewnienie dodatkowego dodatkowego ciepła.
  4. Monitoruj wizualnie w sposób ciągły i rejestruj temperaturę w odbycie, odczyty pulsoksymetru, tętno i częstość oddechów co 10-15 minut.
  5. Gdy zwierzę jest w stanie stałego chodzenia i czujności, usuń cewnik dożylny i uciskaj to miejsce, aż krwawienie ustanie.

8. Opieka pooperacyjna i monitorowanie

  1. Zwróć kociak do matki i kolegów z miotu. Upewnij się, że w klatce dostępny jest materiał do gniazdowania i dodatkowe odżywianie (tabela materiałów), aby pomóc w termoregulacji i regeneracji.
  2. Sprawdzaj stan zestawu codziennie przez 7-10 dni po operacji, ważąc codziennie i zapewniając dodatkowe odżywianie w klatce.
  3. Przez pierwsze 2 dni po wyzdrowieniu (D1 i D2) należy podawać dodatkowe leki przeciwbólowe co 24 godziny (karprofen 4 mg/kg SQ - rozcieńczony do 5 mg/ml) oraz płyny podskórne (5-7 ml).
  4. Przez pierwsze 3 dni po powrocie do zdrowia (D1, D2 i D3) sprawdzaj zestaw dwa razy dziennie, oceniając pod kątem objawów bólu, poruszania się, wyglądu nacięcia i nawodnienia. Raz dziennie w tym okresie mierz temperaturę zestawu, aby upewnić się, że nie ma śladów infekcji i odpowiedniej termoregulacji.
  5. Usuń szwy, jeśli nacięcia zagoją się odpowiednio po 7-10 dniach.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Pomyślny wynik tego projektu wymagał opracowania wielu parametrów w procedurze implantacji i protokole rejestracji. Próbowano wszczepić implanty lub przeprowadzono je na 16 młodych królikach, z których 14 pomyślnie przeżyło zabieg. Spośród nich 12 przeżyło do eksperymentalnego punktu końcowego. Przyczyny zgonu śródoperacyjnego lub pooperacyjnego przedstawiono w tabeli 1 wraz z modyfikacjami procedury, które pozwoliły na osiągnięcie w przyszłości eksperymentalnego punktu końcowego. Najczęstszym powikłanie...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Opisany protokół indukcji, monitorowania i wsparcia znieczulenia równoważy potrzeby badawcze w zakresie podejścia chirurgicznego i łatwości ze złotymi standardami opieki weterynaryjnej. Zanim laboratorium przyjęło opisany protokół jako standardową procedurę, przetestowano kilka innych potencjalnych udoskonaleń, w tym umieszczenie implantu podskórnego grzbietowego, użycie rurki dotchawiczej lub maski krtaniowej (LMA) oraz użycie stetoskopu przełyku do monitorowania tętna. Jednak wszystkie zostały ostatecznie porzucone z r...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy są wdzięczni za finansowanie przez NIH R61NS130070 LLI.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Elastyczna owijka 1 cal - Coban lub Vetwrap3Mhttps://www.3m.com/3M/en_US/p/d/b00003186/
4-0 Szew monofilamentowy PDSEthiconhttps://www.jnjmedtech.com/en-US/company/ethicon/all-products
5-0 Szew nylonowy EthilonEthiconhttps://www.jnjmedtech.com/en-US/company/ethicon/all-products
Komputer akwizycyjnyDell
Samoprzylepne ręczniki chirurgiczneNie
Obwód anestezjologiczny - Jackson-Reevs z workiem do oddychania 0,5 lJorVetJ0248GA
Betadinescrub N/AN/D
Bupiwakaina (0,5%)N/AN/DRozcieńczony do 2,5 mg/ml przed podaniem
Buprenorfina (0,3 mg/mL)N/ANie dotyczyRozcieńczony do 0,03 mg/ml przed podaniem 
Zadzior - 1,00 mmCell Point Scientific60-1000do wiercenia czaszki
Kafazolina (1 g lifoliizowana)N/AN/DRozcieńczony do 50 mg/ml
Karprofen (50 mg/mL)MWI VeterinaryRozcieńczony do 25 mg/ml przed podaniem
Aplikatory z bawełnianą końcówkąN/A/A
Niestandardowa maska na twarz z nadrukiem 3DN/A
Akryl dentystycznyN/A/A
Diet Gel CriticareClear H2O72-05-5042Wsparcie żywieniowe 
Żel Dopper - AquasonicPatterson 07-890-5542
Doppler - Vet-Dop2Patterson07-888-8986
Doxapram (20 mg / mL)MWI VeterinaryN/ATylko w nagłych wypadkach
Dumont #5 Drobne kleszczeFine Science Tools11254-20Do przytrzymywania
Duraprep3M8630Końcowe przygotowanie skóry
EKG Oprogramowanie do automatycznej analizy danychemka technologiesNie dotyczy
Epinefryna (1:1000)MWI WeterynaryjneNie dotyczytylko w nagłych wypadkach
GazaN/AN/A
Glukometr ipet ProMWI Veterinary63867Monitoruj w przypadku słabej rekonwalescencji
Glikopirolan (0,2 mg / ml)MWI WeterynaryjnyNie dotyczyTylko w nagłych wypadkach
Skalagramowa NIEDOTYCZY NIE
DOTYCZYHemostatsFine Science Tools13008-12Przytrzymaj pętle druciane podczas wiązania pętli na miejscu
Idealny Micro-drillCell Point Scientific67-1204Do wiercenia czaszki
InkubatorDRE-veterinary (Infantia - NB1)N/A Skrzynka
indukcyjnaVetEquip941444
Poduszka grzewcza na podczerwień - RightTemp JrKent Scientific CorporationRT-0502
Oprogramowanie do akwizycji danych IOX2Cewnik N/AEMKA TECHNOLOGIES
- Covidein Monoject 26 G, 3/4 cala PTFE Patterson 07-836-8494
ketamina (100 mg/ml)MWI VeterinaryN/A Taśma medyczna
N/A/A
Kleszcze wąskowzoru - proste/12 cmFine Science Tools11002-12
Steteskop noworodkowyUltraskopN/A
Olsen-Hegar Uchwyt na igłę z nożyczkami - 12 cmFine Science Tools12002-12Do szycia
Maść okulistyczna PuralubeMWI VeterinaryN/APodana do obu oczu podczas znieczulenia
Lubrykant okulistyczny - Paralube VetPatterson 07-888-2572
Pulsoksymetr (przenośny AccuWave)Patterson07-892-9128Do przygotowania i regeneracji; odczytuje HR do 400
Pulsoksymetr (SDI - Vet/Ox plus 4700)HeskaN/AŚródoperacyjnie; już nie produkowany
Odbiornikemka technologiesN/A1 odbiornik na każde 4 implanty telemetryczne
Termometr doodbytniczyNiedotyczy
SkalpelFine Science Tools10003-12
NożyczkiFine Science Tools14002-12Do cięcia serwety
Śrubokręt - 1,0 mmNIEDOTYCZY N/AZ zestawu mini-śrubokrętów do elektroniki
00-96 x 3/32 (2,4 mm)Protech International8L0X3905202F
SevofluraneMWI Konserwacja weterynaryjna znieczulenie
Parownik i anestezjolog SevofluraneNIE
Nie dotyczy Klej do skóry, GlutureMWI Veterinary34207Nakładaj oszczędnie strzykawką
Małe nożyczkiFine Science Tools14084-08
Sterylna folia aluminiowaNIEDOTYCZY NIE DOTYCZYDo owijania drutów przed obracaniem zwierzęcia 
Sterylny pędzel malarskiN/AN/ADo nakładania akrylu dentystycznego 
Sterylna sól fizjologicznaN/AN/A
Sterylne rękawice chirurgiczneN/AN/A
Sterylna osłona ultrasonograficznaNIEDOTYCZYDo zakrycia wiertła
Sterylna wodaN/AN/ADo rekonstytucji cefazoliny
Ostrze chirurgiczne nr 15N/AN/A
Serweta chirurgicznaNIE
Fartuch chirurgicznyN/AN/A
Łącznik obrotowy - Jorgensen LabsPatterson 07-802-2349Aby podłączyć obwód anestezjologiczny do maski na twarz
Implant telemetrycznyemka technologies  easyTEL+_M1_EETA_B_35
TrocarSAITRO-10-6Do przewodów tunelowych
https://www.dell.com/en-us dotyczy Nhttps://www.thingiverse.com/thing:923725 NIV N dotyczy Nie DOTYCZY DOTYCZY NIE DOTYCZY

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Bagnall, R. D., Crompton, D. E., Semsarian, C. Genetic Basis of Sudden Unexpected Death in Epilepsy. Front Neurol. 8, 348(2017).
  2. Surges, R., et al. Pathologic cardiac repolarization in pharmacoresistant epilepsy and its potential role in sudden unexpected death in epilepsy: a case-control study. Epilepsia. 51 (2), 233-242 (2010).
  3. Surges, R., Thijs, R. D., Tan, H. L., Sander, J. W. Sudden unexpected death in epilepsy: risk factors and potential pathomechanisms. Nat Rev Neurol. 5 (9), 492-504 (2009).
  4. Shorvon, S., Tomson, T. Sudden unexpected death in epilepsy. Lancet. 378 (9808), 2028-2038 (2011).
  5. Schuele, S. U., et al. Video-electrographic and clinical features in patients with ictal asystole. Neurology. 69 (5), 434-441 (2007).
  6. Massey, C. A., Sowers, L. P., Dlouhy, B. J., Richerson, G. B. Mechanisms of sudden unexpected death in epilepsy: the pathway to prevention. Nat Rev Neurol. 10 (5), 271-282 (2014).
  7. Sahly, A. N., Shevell, M., Sadleir, L. G., Myers, K. A. SUDEP risk and autonomic dysfunction in genetic epilepsies. Auton Neurosci. 237, 102907(2022).
  8. Cooper, M. S., et al. Mortality in Dravet syndrome. Epilepsy Res. 128, 43-47 (2016).
  9. Negishi, Y., et al. SCN8A-related developmental and epileptic encephalopathy with ictal asystole requiring cardiac pacemaker implantation. Brain Dev. 43 (7), 804-808 (2021).
  10. Meisler, M. H., et al. SCN8A encephalopathy: Research progress and prospects. Epilepsia. 57 (7), 1027-1035 (2016).
  11. Watanabe, H., et al. Sodium channel β1 subunit mutations associated with Brugada syndrome and cardiac conduction disease in humans. J Clin Invest. 118 (6), 2260-2268 (2008).
  12. Goldman, A. M., Glasscock, E., Yoo, J., Chen, T. T., Klassen, T. L., Noebels, J. L. Arrhythmia in heart and brain: KCNQ1 mutations link epilepsy and sudden unexplained death. Sci Transl Med. 1 (2), 2ra6(2009).
  13. Nerbonne, J. M. Mouse models of arrhythmogenic cardiovascular disease: challenges and opportunities. Curr Opin Pharmacol. 15, 107-114 (2014).
  14. Frasier, C. R., et al. Channelopathy as a SUDEP Biomarker in Dravet Syndrome patient-derived cardiac myocytes. Stem Cell Rep. 11 (3), 626-634 (2018).
  15. Camacho, P., Fan, H., Liu, Z., He, J. -Q. Small mammalian animal models of heart disease. Am J Cardiovasc. 6 (3), 70-80 (2016).
  16. Brodbelt, D. Perioperative mortality in small animal anaesthesia. Vet J. 182 (2), 152-161 (2009).
  17. Lee, H. W., Machin, H., Adami, C. Peri-anaesthetic mortality and nonfatal gastrointestinal complications in pet rabbits: a retrospective study on 210 cases. Vet Anaes Anal. 45 (4), 520-528 (2018).
  18. Comolli, J., et al. Comparison of endoscopic endotracheal intubation and the v-gel supraglottic airway device for spontaneously ventilating New Zealand white rabbits undergoing ovariohysterectomy. Vet Rec. 187 (10), e84-e84 (2020).
  19. Grint, N. J., Sayers, I. R., Cecchi, R., Harley, R., Day, M. J. Postanaesthetic tracheal strictures in three rabbits. Lab Anim. 40 (3), 301-308 (2006).
  20. Phaneuf, L. R., Barker, S., Groleau, M. A., Turner, P. V. Tracheal injury after endotracheal intubation and anesthesia in rabbits. J Am Assoc Lab Anim Sci. 45 (6), 67-72 (2006).
  21. Quesenberry, K. E., Orcutt, C. J., Mans, C., Carpenter, J. W. Gastrointestinal Diseases of Rabbits. Ferrets, Rabbits, and Rodents. , Elsevier. MO. (2020).
  22. Desai, A., Macrae, D. Cardiovascular Physiology in Infants, Children, and Adolescents. Pediatric and Congenital Cardiology, Cardiac Surgery and Intensive Care. , Springer. London. (2020).
  23. Bansal, N., Momin, S., Bansal, R., Venkata, S. K. R. G., Ruser, L., Yusuf, K. Pharmacokinetics of drugs: newborn perspective. Pediatr Med. 7, 19(2024).
  24. Trachsel, D., Erb, T. O., Hammer, J., von Ungern-Sternberg, B. S. Developmental respiratory physiology. Paediat Anaesth. 32 (2), 108-117 (2022).
  25. Benito, S., Hadley, S., Camprubí-Camprubí, M., Sanchez-de-Toledo, J. Blind endotracheal intubation in neonatal rabbits. J Vis Exp. 168, e61874(2021).
  26. Okamoto, S., Matsuura, N., Ichinohe, T. Effects of volatile anesthetics on oral tissue blood flow in rabbits: A comparison among isoflurane, sevoflurane, and desflurane. J Oral Maxillofac Surg. 73 (9), 1714.e1-1714.e8 (2015).
  27. Elshalakany, N. A., Salah, A. M. Comparative study: evaluation of the effect of sevoflurane versus isoflurane in general anesthesia for pediatric patients undergoing cardiac catheterization. Egypt J Anaesth. 38 (1), 409-414 (2022).
  28. Anjana, R. R., Parikh, P. V., Mahla, J. K., Kelawala, D. N., Patel, K. P., Ashwath, S. N. Comparative evaluation of isoflurane and sevoflurane in avian patients. Vet World. 14 (5), 1067-1073 (2021).
  29. Johnson, R. A., Striler, E., Sawyer, D. C., Brunson, D. B. Comparison of isoflurane with sevoflurane for anesthesia induction and recovery in adult dogs. Am J Vet Res. 59 (4), 478-481 (1998).
  30. Campbell, C., Nahrwold, M. L., Miller, D. D. Clinical comparison of sevoflurane and isoflurane when administered with nitrous oxide for surgical procedures of intermediate duration. Can J Anaesth. 42 (10), 884-890 (1995).
  31. TerRiet, M. F., et al. Which is most pungent: isoflurane, sevoflurane, or desflurane. Br J Anaesth. 85 (2), 305-307 (2000).
  32. Khanna, V. K., Pleuvry, B. J. A study of naloxone and doxapram as agents for the reversal of neuroleptanalgesic respiratory depression in the conscious rabbit. Br J Anaesth. 50 (9), 905-912 (1978).
  33. Flecknell, P. A., Liles, J. H., Wootton, R. Reversal of fentanyl/fluanisone neuroleptanalgesia in the rabbit using mixed agonist/antagonist opioids. Lab Anim. 23 (2), 147-155 (1989).
  34. Shafford, H. L., Schadt, J. C. Respiratory and cardiovascular effects of buprenorphine in conscious rabbits. Vet Anaesth Analg. 35 (4), 326-332 (2008).
  35. Feldman, E. R., Singh, B., Mishkin, N. G., Lachenauer, E. R., Martin-Flores, M., Daugherity, E. K. Effects of cisapride, buprenorphine, and their combination on gastrointestinal transit in New Zealand white rabbits. J Am Assoc Lab Anim Sci. 60 (2), 221-228 (2021).
  36. Harcourt-Brown, F. M., Harcourt-Brown, S. F. Clinical value of blood glucose measurement in pet rabbits. Vet Rec. 170 (26), 674-674 (2012).
  37. Rivera, D. A., Buglione, A. E., Ray, S. E., Schaffer, C. B. MousePZT: A simple, reliable, low-cost device for vital sign monitoring and respiratory gating in mice under anesthesia. PLoS One. 19 (3), e0299047(2024).
  38. Nicou, C. M., Passaglia, C. L. Characterization of intraocular pressure variability in conscious rats. Exp Eye Res. 239, 109757(2024).
  39. Sadko, K. J., Leishman, D. J., Bailie, M. B., Lauver, D. A. A simple accurate method for concentration-QTc analysis in preclinical animal models. J Pharmacol Toxicol Methods. 128, 107528(2024).
  40. Vuong, J. S., Garrett, J. J., Connolly, M. J., York, A. R., Gross, R. E., Devergnas, A. Head mounted telemetry system for seizures monitoring and sleep scoring on non-human primate. J Neurosci Methods. 346, 108915(2020).
  41. Bosinski, C., Wagner, K., Zhou, X., Liu, L., Auerbach, D. S. Multi-system monitoring for identification of seizures, arrhythmias and apnea in conscious restrained rabbits. J Vis Exp. (169), e62256(2021).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Implantacja urz dzenia telemetrycznegomonitorowanie elektroencefalograficznemonitorowanie elektrokardiograficznemechanizmy SUDEParytmie sercamonitorowanie znieczuleniaimplantacja chirurgicznajako sygna u EEGtransgeniczne modele kr lik w

Powiązane artykuły