Monitorowanie progresji guzka płucnego za pomocą tomografii mikrokomputerowej i pobierania próbek krwi w modelu mysim

Summary

Ten protokół opisuje skuteczną, prostą i minimalnie inwazyjną metodę badania guzków płucnych. Pobieranie krwi z żyły podszczękowej i obrazowanie mikro-CT są stosowane jako techniki śledcze.

Abstract

Mikrotomografia komputerowa (micro-CT) to intuicyjna, czuła i minimalnie inwazyjna technika monitorowania zmian od guzków płucnych (PN) do raka płuc (LC). Integracja pobierania krwi z żyły podżuchwowej umożliwia szybkie, stabilne i proste wykrywanie obrazowania i kluczowych zmian docelowych podczas progresji PN do LC. W tym badaniu podaliśmy dawkę 100 mg / kg 4-(metylonitrozoamino)-1-(3-pirydylo)-1-butanonu myszom A/J w celu opracowania modelu gruczolakoraka płuc. Postęp choroby u zwierząt doświadczalnych monitorowano następnie poprzez pobieranie próbek krwi z żyły podżuchwowej i test mikro-CT. Wyniki eksperymentalne wykazały obecność ognisk guzkowych w płucach niektórych zwierząt do 10^{. tygodnia,} a rozwój obrazów gruczolakoraka płuc stał się widoczny w 21^{. tygodniu.} Podsumowując, mikro-CT może skutecznie obserwować patologiczne zmiany w płucach myszy, a w połączeniu z pobieraniem próbek krwi z żyły podżuchwowej może dynamicznie monitorować zmiany we krwi, białku i celach. Metoda ta zapewnia wysoce specyficzne, proste i czułe podejście do badań przesiewowych leków, testów farmakokinetycznych, eksperymentów toksykologicznych i badań bezpieczeństwa.

Introduction

Rak płuc (LC) to ciężki nowotwór wywodzący się z błony śluzowej oskrzeli lub gruczołów płucnych. Według statystyk z 2021 r., LC powoduje około dwóch milionów ofiar śmiertelnych na całym świecie każdego roku, przy czym wskaźniki zachorowalności i śmiertelności rosną¹. Wczesna diagnoza i interwencja w LC przyczyniają się do zwiększenia liczby wyleczeń, zmniejszenia śmiertelności i obniżenia kosztów leczenia. Guzki płucne (PN) są specyficznymi prekursorami LC, charakteryzującymi się zlokalizowanymi, okrągłymi i gęstszymi cieniami stałymi lub substałymi o średnicy ≤30 mm w badaniach radiologicznych, bez oznak zapadania się płuc, powiększenia węzłów chłonnych śródpiersia lub wysięku opłucnowego². National Comprehensive Cancer Network (NCCN) w 2022 r. skategoryzowała PN według liczby, średnicy i gęstości, identyfikując kombinacje, takie jak izolowany guzek ze szkła mielonego o średnicy 5 mm w prawym płucu³. Wytyczne NCCN wskazują jednak, że ryzyko złośliwości PN wzrasta wraz ze średnicą i ilością guzków. Powszechne zastosowanie niskodawkowej tomografii komputerowej znacznie zwiększyło liczbę diagnoz PN, z milionami nowych przypadków identyfikowanych każdego roku⁴.

Kombinacja myszy A/J z 4-(metylonitrozoaminą)-1-(3-pirydylo)-1-butanonem (NNK) jest najczęściej używanym modelem zwierzęcym raka płuc (LC)^5,6. Zastosowanie mikrotomografii komputerowej wraz z pobieraniem krwi z żyły podżuchwowej jest skutecznym podejściem do monitorowania w czasie rzeczywistym zmian od guzków płucnych (PN) do LC. Indukcja chemicznego czynnika rakotwórczego, szczególnie u myszy NNK i A/J, jest najbardziej rozpowszechnioną metodą modelowania raka płuc i okazała się skutecznym podejściem do ustalania raka in situ^7,8. Ta metoda modelowania dokładniej symuluje progresję PN do LC w porównaniu z metodą inokulacji pachowej.

Poprzednie badania koncentrowały się na analizie statystycznej morfologii guzków i patologicznych zabarwień próbek tkanek po eutanazji⁹. Jednak metody te nie są w stanie monitorować w czasie rzeczywistym dynamicznego postępu od PN do LC¹⁰. Mikrotomografia komputerowa, jako nieinwazyjna technika obrazowania, zapewnia dokładne dane podłużne o wysokiej rozdzielczości, szybkim obrazowaniu, niskiej dawce promieniowania i bezpieczeństwie, dzięki czemu nadaje się do wykrywania obrazów płuc w czasie rzeczywistym^11,12. Pobieranie krwi z żyły podżuchwowej jest najnowszą, najprostszą i najszybszą metodą pobierania próbek krwi od myszy¹³. Ta nieinwazyjna technika wymaga minimalnego obchodzenia się ze zwierzętami i pozwala na szybki powrót do zdrowia, zgodnie z zasadami 3R, które mają na celu zmniejszenie liczby zwierząt wykorzystywanych w badaniach, zminimalizowanie dyskomfortu i promowanie etycznego leczenia. Pobrana objętość krwi, około 0,2-0,5 ml, jest wystarczająca do monitorowania parametrów krwi o umiarkowanym zapotrzebowaniu¹⁴.

Równoczesne korzystanie z mikro-tomografii komputerowej i pobierania krwi z żyły podżuchwowej pozwala na dynamiczną obserwację w czasie rzeczywistym progresji PN-to-LC w obrazowaniu i wykrywanie w czasie rzeczywistym kluczowych celów w krwiobiegu¹⁵. Ponadto podejście to umożliwia badanie metabolitów i innych substancji biochemicznych w czasie rzeczywistym, co w połączeniu z technikami takimi jak chromatografia o wysokiej wydajności, pogłębia naszą wiedzę na temat LC^16,17.

W tym badaniu, myszy A/J w połączeniu z NNK zostały użyte do stworzenia mysiego modelu raka płuc in situ. Skany mikro-CT wykonano po 4, 10 i 20 tygodniach od indukcji modelowej w celu uchwycenia obrazów płuc, podczas gdy krew pobierano za pomocą próbki żyły podżuchwowej przez cały czas trwania eksperymentu. Badanie to ma na celu stworzenie podstaw do badań PN i LC poprzez połączenie pobierania próbek krwi z żyły podżuchwowej z mikro-CT.

W onkologii, mikrotomografia komputerowa jest bardzo skutecznym narzędziem do wykrywania wzrostu guza, oferując technikę wysokiej rozdzielczości do pomiaru lokalnych zmian ostrości cienia w dowolnym momencie podczas takich badań^18,19. Należy jednak pamiętać, że sama mikrotomografia komputerowa nie dostarcza informacji na temat charakterystyki ogniska cienia, stanu fizjologicznego zwierzęcia ani poziomu kluczowych czynników biologicznych. Dlatego w tym badaniu jako metodę uzupełniającą zastosowano pobieranie próbek żył podżuchwowych.

Protocol

Wszystkie eksperymenty na zwierzętach opisane w tym badaniu zostały zatwierdzone przez Komitet Etyki ds. Dobrostanu Zwierząt Doświadczalnych Uniwersytetu Tradycyjnej Medycyny Chińskiej w Chengdu i zostały przeprowadzone zgodnie z odpowiednimi przepisami i standardami etycznymi dla badań na zwierzętach (numer recenzji: 2024035). Samice myszy wsobnych A/JGpt (w wieku 7-8 tygodni) utrzymywano w temperaturze 20-24 °C przy wilgotności względnej 40%-70%. Podawano im standardową paszę dla zwierząt i oczyszczoną wodę ad libitum przez 12-godzinny cykl światła i ciemności. Przed eksperymentem każde zwierzę było aklimatyzowane w tym środowisku przez 7 dni. Szczegółowe informacje na temat stosowanych odczynników i sprzętu są wymienione w Tabeli materiałów.

1. Odczynniki i preparaty zwierzęce

1. Chemikalia i odczynniki
   1. Rozpuść NNK w soli fizjologicznej, aby utworzyć 10 mg/ml master mix²⁰. Podać pojedyncze wstrzyknięcie dootrzewnowe 0,2 ml o stężeniu 100 mg/kg grupie NNK, podając równą objętość soli fizjologicznej w grupie ślepej próby.
      UWAGA: Postępuj zgodnie z Jang et al.²¹, aby określić czas skanowania mikro-CT i pobierania próbek krwi.
2. Pobieranie krwi
   UWAGA: Aby zapewnić zdrowie myszy, ogranicz pobieranie krwi do nie więcej niż 0,2 ml za każdym razem i odczekaj tydzień na regenerację. Ze względu na obfitość włosów w okolicy podskórnej, należy uważać, aby uniknąć zanieczyszczenia próbki krwi przez włosy podczas pobierania.
   1. Usuń zarost zwierzęcia dzień przed eksperymentem za pomocą odpowiedniej golarki.
   2. Lewą ręką mocno chwyć skórę po tylnej stronie głowy myszy, aby zapobiec wszelkim ruchom i utrzymać głowę myszy w ustalonej pozycji.
   3. Szybko wprowadzić igłę do pobierania krwi do tętnicy podszczękowej z okolicy żuchwy za skośnym oczodołem. Trzymaj igłę na miejscu przez co najmniej 3 sekundy, aby umożliwić optymalny przepływ krwi. Zbierz 50-200 μl krwi.
   4. Zbierz krew do probówki EDTA. Użyj bawełnianego wacika, aby delikatnie docisnąć skórę, aby zatrzymać krwawienie. Gdy krwawienie ustanie, zwolnij mysz i obserwuj ją przez 30 sekund.
   5. Delikatnie porusz probówką, aby upewnić się, że krew jest dokładnie wymieszana z koagulantem.
   6. W celu rutynowego badania krwi umieść pobraną krew w weterynaryjnym przyrządzie do rutynowego badania krwi, naciśnij przycisk pobierania i pozwól instrumentowi pobrać krew. Zapisz wyświetlone wyniki. Pozostałą krew należy usunąć w bezpieczny sposób.

2. Obrazowanie in vivo za pomocą mikrotomografii komputerowej

UWAGA: Zawsze usuwaj metalowe przedmioty, takie jak kolczyki, z badanego zwierzęcia przed użyciem mikrotomografii komputerowej. Metalowe przedmioty mogą powodować poważne artefakty na obrazie. Mikro-tomografia komputerowa emituje pewną ilość promieniowania; zapewnić, aby nie miało to wpływu na inne wyniki eksperymentalne.

1. Uruchom urządzenie, uruchom oprogramowanie mikro-CT i wykonaj kalibrację i rozgrzanie sondy. Do skanowania należy używać zestawu narzędzi specyficznego dla myszy.
2. Utwórz nową bazę danych i nadaj jej nazwę dla tego skanowania lub połącz ją z istniejącą bazą danych.
3. Zmodyfikuj parametry w oknie konfiguracji oprogramowania. Ustaw filtr rentgenowski na Cu0,06 + Al0,5, o napięciu 70 kV, prądzie 80 μA, polu widzenia 36 mm × 36 mm, skanowaniu obrotowym 360° i czasie skanowania 4 min²².
4. Znieczulenie myszy 3% izofluranem przed skanowaniem²³ (zgodnie z instytucjonalnie zatwierdzonymi protokołami). Otwórz ekran podglądu mikro-CT i przymocuj myszy do łoża narzędzi za pomocą taśmy klejącej. Utrzymuj znieczulenie w sposób ciągły za pomocą sondy nosowo-żołądkowej umieszczonej w instrumencie mikro-CT na łożu narzędziowym.
5. Ostrożnie prowadź zwierzę do aparatu i monitoruj jego pozycję w czasie rzeczywistym. Użyj odpowiednich przycisków, aby dostosować pozycję myszy, upewniając się, że jej klatka piersiowa jest w pełni widoczna w polu view.
6. Obróć łoże narzędzi o 90°, aby ustawić mysz. Użyj przycisków, aby dostosować pozycję myszy, upewniając się, że obszar płuc znajduje się centralnie w polu widzenia. Następnie przywróć łoże narzędzi do pierwotnej pozycji.
7. Aby rozpocząć skanowanie, wybierz przycisk Skanuj. Poczekaj, aż system zakończy skanowanie bez przerwy i unikaj otwierania ekranu podglądu podczas tego procesu. Obserwuj przekroje poprzeczne, czołowe i strzałkowe rekonstrukcji za pomocą oprogramowania.
8. Oceń jakość obrazu natychmiast po skanowaniu. Jeśli pojawią się artefakty lub rozmyte obrazy, powtórz procedurę skanowania.
9. Wyjmij myszy z aparatu i monitoruj ich stan zdrowia, aby upewnić się, że są w stabilnym stanie, zanim wrócisz do klatek.
10. Pod koniec eksperymentu usuń taśmę klejącą z łoża narzędzi, a następnie wyczyść łoże. Zapisz dane i wyłącz instrument.
11. Delikatnie przenieś myszy z powrotem do klatek, aby zminimalizować stres. Upewnij się, że klatki są czyste i mają odpowiednią ściółkę.
12. Monitoruj myszy pod kątem oznak powrotu do zdrowia po znieczuleniu. Obserwuj ich zachowanie, mobilność i apetyt. W razie potrzeby zapewnij jedzenie i wodę.
13. Utrzymuj ciepłe środowisko dla myszy, aby zapobiec hipotermii po znieczuleniu. W razie potrzeby użyj poduszek grzewczych lub.
14. Przeprowadzaj codzienne kontrole stanu zdrowia przez następny tydzień. Szukaj oznak niepokoju, nietypowego zachowania lub jakichkolwiek obrażeń. Dokumentuj obserwacje dla każdej myszy.
15. Jeśli jakakolwiek mysz wykazuje oznaki choroby lub niepokoju, skonsultuj się z weterynarzem w celu uzyskania odpowiedniej interwencji i opieki.
16. Upewnij się, że myszy zostaną przywrócone do normalnych warunków przetrzymywania po tym, jak w pełni wyzdrowieją i są stabilne.

3. Przetwarzanie i analiza danych

1. Korzystaj z oprogramowania do statystyk i wykresów jako cennego narzędzia do analizy danych i tworzenia tabel do prezentowania wyników.
2. Otwórz oprogramowanie. Wybierz wykresy XY z nowo utworzonej tabeli danych, wprowadź dane tygodniowe dla NNK i grup kontrolnych, a następnie wygeneruj wykres przedstawiający zmiany wagi myszy.
3. Otwórz ponownie oprogramowanie, wybierz diagram kontyngencji z nowo utworzonej tabeli danych, wprowadź dane dotyczące rutynowych badań krwi dla grupy NNK i grupy kontrolnej, a następnie wygeneruj ikonę.
4. Wybierz opcje analizy w oprogramowaniu. Analizuj ogólne dane za pomocą jednokierunkowej analizy ANOVA, a następnie weryfikuj dane poprzez implementację testu t. Zaznacz znaczące różnice.
5. Zapisz dane mikro-CT w formacie SimpleViewer lub DICOM. Otwórz oprogramowanie SimpleViewer i obserwuj dane obrazowania pod kierunkiem profesjonalnego lekarza obrazowania. Oznacz guzki i określ ilościowo objętość cienia za pomocą dostarczonych narzędzi pomiarowych.

Results

To badanie wykazało budowę stabilnego modelu raka płuc przy użyciu NNK w połączeniu z myszami A/J. Projekt eksperymentalny jest zilustrowany na rysunku Rysunek 1. Celem była obserwacja w czasie rzeczywistym procesu przejścia od guzków płucnych (PN) do raka płuc (LC) w płucach myszy, z wykorzystaniem mikrotomografii komputerowej i pobierania próbek krwi z żyły podżuchwowej. W związku z tym mikrotomografia komputerowa i pobieranie próbek krwi z płuc myszy przeprowadzono w czwartym, dziesiątym i dwudziestym tygodniu.

Wyniki eksperymentalne pokazały, że podejście do modelowania NNK w połączeniu z myszami A/J skutecznie naśladowało proces patologiczny od PN do LC. Po pierwsze, można stwierdzić, że test zastosowany w tym badaniu nie wpłynął znacząco na dobrostan zwierząt doświadczalnych. Jak pokazano w Rysunek 2, masa ciała zwierząt doświadczalnych w ciągu 20-tygodniowego okresu karmienia nie wykazywała znaczących różnic w porównaniu z grupą kontrolną. Po drugie, wyniki rutynowych badań krwi przeprowadzonych na próbkach pobranych od zwierząt doświadczalnych wykazały znaczny wzrost liczby leukocytów i płytek krwi w grupie modelowej, podczas gdy liczba czerwonych krwinek i hemoglobiny pozostała niezmieniona (Ryc. 3). Wskazuje to, że proces przemiany z PN do LC wiąże się również ze stopniowym wzrostem przewlekłego stanu zapalnego. Co ważne, zarówno mikrotomografia komputerowa, jak i pobieranie krwi z żyły podżuchwowej nie uszkodziły funkcji krwiotwórczej zwierząt doświadczalnych, co jest zgodne z wynikami wielu wcześniejszych badań. Dodatkowo, dokładna obserwacja zachowania, stanu sierści, oddychania, diety i spożycia wody przez zwierzęta doświadczalne przez cały czas trwania badania nie wykazała żadnych nieprawidłowości.

Po pierwszym podaniu NNK zwierzętom doświadczalnym, przeprowadziliśmy mikrotomografię komputerową płuc pierwszego dnia czwartego, dziesiątego i dwudziestego tygodnia²⁴. Wyniki wskazały, że w porównaniu z grupą kontrolną, tekstura płuc w grupie modelowej wykazywała stopniowe pogrubienie. W 10^{. tygodniu można} było zaobserwować tworzenie się drobnych ognisk guzkowych, a do 20^{. tygodnia} guzki rozwinęły się w dostrzegalne ogniska cienia. W świetle tych ustaleń można postulować, że powstawanie ognisk cienia w płucach jest związane z przewlekłym stanem zapalnym wywołanym przez NNK²⁵. Ponieważ jednak badanie to miało na celu obserwację bezpiecznego, wydajnego i nieszkodliwego rozwoju PN do LC bez angażowania badań patologicznych na zwierzętach, kolejne badania muszą być prowadzone zgodnie z określonymi protokołami eksperymentalnymi²⁶. Rysunek 4 ilustruje zmiany w obrazowaniu płuc obserwowane u zwierząt doświadczalnych w 4, 10 i 20 tygodniu.

Rysunek 1: Eksperymentalny projekt leczenia NNK u myszy A/J. Pięciu samicom myszy A/J wstrzyknięto związek NNK w jednym punkcie czasowym, podczas gdy kolejnym pięciu wstrzyknięto sól fizjologiczną jako kontrolę. Próbki krwi pobrano w 4., 10. i 20. tygodniu za pomocą mikrotomografii komputerowej płuc myszy i pobrania krwi z żyły podszczękowej. Uzyskane dane poddano walidacji krzyżowej w celu oceny postępu choroby u myszy. (A) Przegląd projektu eksperymentalnego. (B) Schemat pobierania próbek krwi w tętnicy podszczękowej. (C) Schematyczne przedstawienie układu obrazowania mikro-tomografii komputerowej, przedstawiające mysz umieszczoną na łóżku zwierzęcia (kolor niebieski) oraz żółtą ramkę jako wizjer, który powinien całkowicie zakrywać tkankę płucną myszy. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

Rysunek 2: Zmiany masy ciała u myszy w ciągu 20 tygodni. Trendy masy ciała wskazywały, że leczenie NNK u myszy A/J nie zmniejszyło znacząco masy ciała. Mikrotomografia komputerowa i ekstrakcja krwi z żyły podszczękowej mogą powodować pewien stres u myszy; Szybko jednak doszli do siebie. Dane są wyrażone jako średnia ± SEM, (n = 5). Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

Rysunek 3: Liczba krwinek w czasie. Zawartość białych krwinek, płytek krwi, czerwonych krwinek i hemoglobiny mierzono u myszy w 4, 10 i 20 tygodniu. W porównaniu z grupą kontrolną, grupa NNK wykazała tendencję wzrostową w liczbie białych krwinek i płytek krwi, podczas gdy poziom hemoglobiny i czerwonych krwinek nie zmienił się znacząco. Wyniki te sugerują, że proces transformacji PN-LC wiąże się ze zwiększonym stanem zapalnym i że metoda pobierania krwi z żyły podszczękowej, wykonywana w odstępach dłuższych niż 4 tygodnie, nie powoduje infekcji ani uszkodzenia funkcji krwiotwórczej u myszy. (A) Białe krwinki. (B) Płytki krwi. (C) Czerwone krwinki. (D) Hemoglobina. Dane są wyrażone jako średnia ± SEM, (n = 5). Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

Rysunek 4: Obrazy z mikrotomografii komputerowej myszy w 4, 10 i 20 tygodniu. Wyniki obrazowania mikro-CT pokazują, że leczenie NNK u myszy A/J skutecznie symuluje proces transformacji PN-LC. W porównaniu z grupą kontrolną, grupa NNK zaczęła wykazywać cechy pogrubienia i zmienionej tekstury w obrazach płuc do 10 tygodnia. W 20. tygodniu w tkance płucnej można było dostrzec silne ogniska cienia. (A) Zdjęcia z 4 tygodnia. (B) Zdjęcia z 10 tygodnia. (C) Zdjęcia z 20 tygodnia. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

Discussion

Ważne jest, aby przypomnieć kilka kluczowych punktów tego badania. Po pierwsze, chociaż pobieranie krwi z żyły podżuchwowej jest procedurą o stosunkowo niskim stopniu urazu, nadal może powodować pewien stopień szkód dla zwierząt. W związku z tym konieczne jest przeprowadzenie wielu procedur, aby zmniejszyć obciążenie myszy i zakończyć proces w odpowiednim czasie²⁷. Po drugie, usunięcie włosów przed pobraniem próbki krwi zapewnia czystość próbki. Po trzecie, konieczne jest stosowanie odpowiednich naczyń do pobierania krwi. W niniejszym badaniu naczynia do pobierania krwi zawierające EDTA zostały wykorzystane do rutynowych badań krwi. Jeśli surowica miałaby być użyta, potrzebne byłyby naczynia specjalnie zaprojektowane do pobierania czystej krwi²⁸. Po czwarte, wszystkie środki znieczulające mają pewien poziom śmiertelności; W ten sposób zminimalizowanie czasu znieczulenia i obrazowania może skutecznie chronić zdrowie myszy. Po piąte, ponieważ mikrotomografia komputerowa może obserwować różne tkanki i narządy, określone ustawienia parametrów w oprogramowaniu mikro-tomografii komputerowej używanym podczas obrazowania PN mogą być przywołane w tym badaniu, ale mogą nie mieć zastosowania do innych tkanek^29,30.

Wcześniejsze badania były bardziej skłonne do eutanazji zwierząt w ustalonych punktach czasowych i badania procesu transformacji guzków płucnych poprzez patologiczne barwienie³¹. Takie podejście spowodowało znaczną liczbę zgonów wśród zwierząt doświadczalnych i utrudniło śledzenie zmian w płucach w czasie rzeczywistym. W porównaniu z konwencjonalnymi technikami, pobieranie krwi podżuchwowej i mikrotomografia komputerowa oferują kilka zalet, w tym minimalne uszkodzenia, monitorowanie w czasie rzeczywistym, intuicyjną obsługę i wszechstronność. W tym badaniu pobranie krwi podżuchwowej zostało wybrane jako preferowana metoda pozyskiwania próbek krwi do rutynowych badań³². Ponadto krew może być wykorzystywana do analiz proteomicznych, farmakologicznych i biochemicznych krwi.

Podobnie, mikro-CT zastosowano w tym badaniu, aby zaobserwować dynamiczny wzrost PN u myszy eksperymentalnych bez konieczności ich eutanazji. Takie podejście ułatwia bardziej intuicyjną i dokładną ocenę hamującego wpływu leku na PN przy jednoczesnym znacznym zmniejszeniu liczby zwierząt wymaganych do eksperymentu, zwiększając w ten sposób dokładność wyników eksperymentalnych. Warto zauważyć, że połączenie tych dwóch technologii pozwala na kompleksowe śledzenie procesów powstawania, rozwoju i kancerogenezy guzków u zwierząt doświadczalnych, a także lokalizacji zmian w kluczowych celach (takich jak TNF-α)³³. Stanowi to unikalną koncepcję dla tych badań nad PN, a nawet rakiem płuc.

Niemniej jednak kilka kwestii wymaga dalszego rozważenia w celu poprawy jakości przyszłych badań. Biorąc pod uwagę długi okres eksperymentalny wymagany dla zwierzęcego modelu NNK w połączeniu z myszami A/J, konieczne jest, aby wczesne wstrzykiwanie leków było przeprowadzane z najwyższą precyzją³⁴. Po drugie, standardowa metoda wytwarzania gruczolakoraka płuc u myszy obejmuje NNK w koordynacji z samicami myszy A / J, z mechanizmem leżącym u podstaw związanym z estradiolem. W związku z tym konieczne jest rozważenie konkretnych mechanizmów działania leków terapeutycznych, których dotyczy³⁵. Ponadto mikro-CT nie została wykorzystana do określenia charakteru ognisk cienia, co wymagało zastosowania barwienia hematoksyliną i barwienia fluorescencyjnego, które nadal wymagają eutanazji myszy w celu uzyskania próbek tkanki płucnej. Wreszcie, chociaż mikrotomografia komputerowa ma tę zaletę, że jest mało narażona na promieniowanie, nadal może powodować pewne uszkodzenia ciała ludzkiego, co wymaga unikania zbliżania się do niespokrewnionego personelu³⁶. Aby rozwiązać te problemy, różnicowanie i znakowanie różnych tkanek, dróg oddechowych i naczyń krwionośnych można skutecznie osiągnąć poprzez wstrzyknięcie środka kontrastowego do żyły ogonowej. Co więcej, mikrotomografia komputerowa w połączeniu z nowymi lekami materiałowymi (np. nanocząsteczkami) może być stosowana do bardziej precyzyjnego leczenia. Wreszcie, technologia mikro-CT została stopniowo zintegrowana z patologią, taką jak histologia przestrzenna i obrazowa, aby bardziej dynamicznie śledzić zmiany w guzkach płucnych^36,37.

Materials

List of materials used in this article

Name	Company	Catalog Number	Comments
Myszy A / J	GemPharmatech LLC.
0,5 ml probówek EDTA	Labshark
1-butanon,4-(metylonitrosoamino)-1-(3-pirydynylo)	Gu Shi Gong Yuan Sprzęt medyczny Co.
75% etanolu	ChengDu Chron Chemicals Co,. Ltd	2023052901
Golarka dla zwierząt	Codos	BM010220
Isoflurane	Shenzhen Reward Life Technology Co.	R510-22-16
tricorder medyczny	MedChemexpress	69652
System obrazowania mikroCT Quantum GX2	PerkinElme	2020166501
Saline (medycyna)	Beijing Biolabs Technology Co.	GL1736‌