Artykuł metodologiczny

Monitorowanie progresji guzka płucnego za pomocą tomografii mikrokomputerowej i pobierania próbek krwi w modelu mysim

906 wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/67746

⸱

6 grudnia 2024

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Affiliated Hospital of Chengdu University of Traditional Chinese Medicine, 2State Key Laboratory of Southwestern Chinese Medicine Resources, Innovative Institute of Chinese Medicine and Pharmacy/Academy for Interdisciplinary, Chengdu University of Traditional Chinese Medicine, 3Research Institute of Integrated Traditional Chinese Medicine and Western Medicine, Chengdu University of Traditional Chinese Medicine, 4Chengdu University of CTM, Basic Medical College, 5Chengdu Fifth People's Hospital, 6TCM Regulating Metabolic Diseases Key Laboratory of Sichuan Province, Affiliated Hospital of Chengdu University of Traditional Chinese Medicine

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

Ten protokół opisuje skuteczną, prostą i minimalnie inwazyjną metodę badania guzków płucnych. Pobieranie krwi z żyły podszczękowej i obrazowanie mikro-CT są stosowane jako techniki śledcze.

Streszczenie

Mikrotomografia komputerowa (micro-CT) to intuicyjna, czuła i minimalnie inwazyjna technika monitorowania zmian od guzków płucnych (PN) do raka płuc (LC). Integracja pobierania krwi z żyły podżuchwowej umożliwia szybkie, stabilne i proste wykrywanie obrazowania i kluczowych zmian docelowych podczas progresji PN do LC. W tym badaniu podaliśmy dawkę 100 mg / kg 4-(metylonitrozoamino)-1-(3-pirydylo)-1-butanonu myszom A/J w celu opracowania modelu gruczolakoraka płuc. Postęp choroby u zwierząt doświadczalnych monitorowano następnie poprzez pobieranie próbek krwi z żyły podżuchwowej i test mikro-CT. Wyniki eksperymentalne wykazały obecność ognisk guzkowych w płucach niektórych zwierząt do 10. tygodnia, a rozwój obrazów gruczolakoraka płuc stał się widoczny w 21. tygodniu. Podsumowując, mikro-CT może skutecznie obserwować patologiczne zmiany w płucach myszy, a w połączeniu z pobieraniem próbek krwi z żyły podżuchwowej może dynamicznie monitorować zmiany we krwi, białku i celach. Metoda ta zapewnia wysoce specyficzne, proste i czułe podejście do badań przesiewowych leków, testów farmakokinetycznych, eksperymentów toksykologicznych i badań bezpieczeństwa.

Wprowadzenie

Rak płuc (LC) to ciężki nowotwór wywodzący się z błony śluzowej oskrzeli lub gruczołów płucnych. Według statystyk z 2021 r., LC powoduje około dwóch milionów ofiar śmiertelnych na całym świecie każdego roku, przy czym wskaźniki zachorowalności i śmiertelności rosną1. Wczesna diagnoza i interwencja w LC przyczyniają się do zwiększenia liczby wyleczeń, zmniejszenia śmiertelności i obniżenia kosztów leczenia. Guzki płucne (PN) są specyficznymi prekursorami LC, charakteryzującymi się zlokalizowanymi, okrągłymi i gęstszymi cieniami stałymi lub substałymi o średnicy ≤30 mm w badaniach radiologicznych, bez oznak zapadania się płuc, powiększenia węzłów chłonnych śródpiersia lub wysięku opłucnowego2. National Comprehensive Cancer Network (NCCN) w 2022 r. skategoryzowała PN według liczby, średnicy i gęstości, identyfikując kombinacje, takie jak izolowany guzek ze szkła mielonego o średnicy 5 mm w prawym płucu3. Wytyczne NCCN wskazują jednak, że ryzyko złośliwości PN wzrasta wraz ze średnicą i ilością guzków. Powszechne zastosowanie niskodawkowej tomografii komputerowej znacznie zwiększyło liczbę diagnoz PN, z milionami nowych przypadków identyfikowanych każdego roku4.

Kombinacja myszy A/J z 4-(metylonitrozoaminą)-1-(3-pirydylo)-1-butanonem (NNK) jest najczęściej używanym modelem zwierzęcym raka płuc (LC)5,6. Zastosowanie mikrotomografii komputerowej wraz z pobieraniem krwi z żyły podżuchwowej jest skutecznym podejściem do monitorowania w czasie rzeczywistym zmian od guzków płucnych (PN) do LC. Indukcja chemicznego czynnika rakotwórczego, szczególnie u myszy NNK i A/J, jest najbardziej rozpowszechnioną metodą modelowania raka płuc i okazała się skutecznym podejściem do ustalania raka in situ7,8. Ta metoda modelowania dokładniej symuluje progresję PN do LC w porównaniu z metodą inokulacji pachowej.

Poprzednie badania koncentrowały się na analizie statystycznej morfologii guzków i patologicznych zabarwień próbek tkanek po eutanazji9. Jednak metody te nie są w stanie monitorować w czasie rzeczywistym dynamicznego postępu od PN do LC10. Mikrotomografia komputerowa, jako nieinwazyjna technika obrazowania, zapewnia dokładne dane podłużne o wysokiej rozdzielczości, szybkim obrazowaniu, niskiej dawce promieniowania i bezpieczeństwie, dzięki czemu nadaje się do wykrywania obrazów płuc w czasie rzeczywistym11,12. Pobieranie krwi z żyły podżuchwowej jest najnowszą, najprostszą i najszybszą metodą pobierania próbek krwi od myszy13. Ta nieinwazyjna technika wymaga minimalnego obchodzenia się ze zwierzętami i pozwala na szybki powrót do zdrowia, zgodnie z zasadami 3R, które mają na celu zmniejszenie liczby zwierząt wykorzystywanych w badaniach, zminimalizowanie dyskomfortu i promowanie etycznego leczenia. Pobrana objętość krwi, około 0,2-0,5 ml, jest wystarczająca do monitorowania parametrów krwi o umiarkowanym zapotrzebowaniu14.

Równoczesne korzystanie z mikro-tomografii komputerowej i pobierania krwi z żyły podżuchwowej pozwala na dynamiczną obserwację w czasie rzeczywistym progresji PN-to-LC w obrazowaniu i wykrywanie w czasie rzeczywistym kluczowych celów w krwiobiegu15. Ponadto podejście to umożliwia badanie metabolitów i innych substancji biochemicznych w czasie rzeczywistym, co w połączeniu z technikami takimi jak chromatografia o wysokiej wydajności, pogłębia naszą wiedzę na temat LC16,17.

W tym badaniu, myszy A/J w połączeniu z NNK zostały użyte do stworzenia mysiego modelu raka płuc in situ. Skany mikro-CT wykonano po 4, 10 i 20 tygodniach od indukcji modelowej w celu uchwycenia obrazów płuc, podczas gdy krew pobierano za pomocą próbki żyły podżuchwowej przez cały czas trwania eksperymentu. Badanie to ma na celu stworzenie podstaw do badań PN i LC poprzez połączenie pobierania próbek krwi z żyły podżuchwowej z mikro-CT.

W onkologii, mikrotomografia komputerowa jest bardzo skutecznym narzędziem do wykrywania wzrostu guza, oferując technikę wysokiej rozdzielczości do pomiaru lokalnych zmian ostrości cienia w dowolnym momencie podczas takich badań18,19. Należy jednak pamiętać, że sama mikrotomografia komputerowa nie dostarcza informacji na temat charakterystyki ogniska cienia, stanu fizjologicznego zwierzęcia ani poziomu kluczowych czynników biologicznych. Dlatego w tym badaniu jako metodę uzupełniającą zastosowano pobieranie próbek żył podżuchwowych.

Protokół

Wszystkie eksperymenty na zwierzętach opisane w tym badaniu zostały zatwierdzone przez Komitet Etyki ds. Dobrostanu Zwierząt Doświadczalnych Uniwersytetu Tradycyjnej Medycyny Chińskiej w Chengdu i zostały przeprowadzone zgodnie z odpowiednimi przepisami i standardami etycznymi dla badań na zwierzętach (numer recenzji: 2024035). Samice myszy wsobnych A/JGpt (w wieku 7-8 tygodni) utrzymywano w temperaturze 20-24 °C przy wilgotności względnej 40%-70%. Podawano im standardową paszę dla zwierząt i oczyszczoną wodę ad libitum przez 12-godzinny cykl światła i ciemności. Przed eksperymentem każde zwierzę było aklimatyzowane w tym środowisku przez 7 dni. Szczegółowe informacje na temat stosowanych odczynników i sprzętu są wymienione w Tabeli materiałów.

1. Odczynniki i preparaty zwierzęce

  1. Chemikalia i odczynniki
    1. Rozpuść NNK w soli fizjologicznej, aby utworzyć 10 mg/ml master mix20. Podać pojedyncze wstrzyknięcie dootrzewnowe 0,2 ml o stężeniu 100 mg/kg grupie NNK, podając równą objętość soli fizjologicznej w grupie ślepej próby.
      UWAGA: Postępuj zgodnie z Jang et al.21, aby określić czas skanowania mikro-CT i pobierania próbek krwi.
  2. Pobieranie krwi
    UWAGA: Aby zapewnić zdrowie myszy, ogranicz pobieranie krwi do nie więcej niż 0,2 ml za każdym razem i odczekaj tydzień na regenerację. Ze względu na obfitość włosów w okolicy podskórnej, należy uważać, aby uniknąć zanieczyszczenia próbki krwi przez włosy podczas pobierania.
    1. Usuń zarost zwierzęcia dzień przed eksperymentem za pomocą odpowiedniej golarki.
    2. Lewą ręką mocno chwyć skórę po tylnej stronie głowy myszy, aby zapobiec wszelkim ruchom i utrzymać głowę myszy w ustalonej pozycji.
    3. Szybko wprowadzić igłę do pobierania krwi do tętnicy podszczękowej z okolicy żuchwy za skośnym oczodołem. Trzymaj igłę na miejscu przez co najmniej 3 sekundy, aby umożliwić optymalny przepływ krwi. Zbierz 50-200 μl krwi.
    4. Zbierz krew do probówki EDTA. Użyj bawełnianego wacika, aby delikatnie docisnąć skórę, aby zatrzymać krwawienie. Gdy krwawienie ustanie, zwolnij mysz i obserwuj ją przez 30 sekund.
    5. Delikatnie porusz probówką, aby upewnić się, że krew jest dokładnie wymieszana z koagulantem.
    6. W celu rutynowego badania krwi umieść pobraną krew w weterynaryjnym przyrządzie do rutynowego badania krwi, naciśnij przycisk pobierania i pozwól instrumentowi pobrać krew. Zapisz wyświetlone wyniki. Pozostałą krew należy usunąć w bezpieczny sposób.

2. Obrazowanie in vivo za pomocą mikrotomografii komputerowej

UWAGA: Zawsze usuwaj metalowe przedmioty, takie jak kolczyki, z badanego zwierzęcia przed użyciem mikrotomografii komputerowej. Metalowe przedmioty mogą powodować poważne artefakty na obrazie. Mikro-tomografia komputerowa emituje pewną ilość promieniowania; zapewnić, aby nie miało to wpływu na inne wyniki eksperymentalne.

  1. Uruchom urządzenie, uruchom oprogramowanie mikro-CT i wykonaj kalibrację i rozgrzanie sondy. Do skanowania należy używać zestawu narzędzi specyficznego dla myszy.
  2. Utwórz nową bazę danych i nadaj jej nazwę dla tego skanowania lub połącz ją z istniejącą bazą danych.
  3. Zmodyfikuj parametry w oknie konfiguracji oprogramowania. Ustaw filtr rentgenowski na Cu0,06 + Al0,5, o napięciu 70 kV, prądzie 80 μA, polu widzenia 36 mm × 36 mm, skanowaniu obrotowym 360° i czasie skanowania 4 min22.
  4. Znieczulenie myszy 3% izofluranem przed skanowaniem23 (zgodnie z instytucjonalnie zatwierdzonymi protokołami). Otwórz ekran podglądu mikro-CT i przymocuj myszy do łoża narzędzi za pomocą taśmy klejącej. Utrzymuj znieczulenie w sposób ciągły za pomocą sondy nosowo-żołądkowej umieszczonej w instrumencie mikro-CT na łożu narzędziowym.
  5. Ostrożnie prowadź zwierzę do aparatu i monitoruj jego pozycję w czasie rzeczywistym. Użyj odpowiednich przycisków, aby dostosować pozycję myszy, upewniając się, że jej klatka piersiowa jest w pełni widoczna w polu view.
  6. Obróć łoże narzędzi o 90°, aby ustawić mysz. Użyj przycisków, aby dostosować pozycję myszy, upewniając się, że obszar płuc znajduje się centralnie w polu widzenia. Następnie przywróć łoże narzędzi do pierwotnej pozycji.
  7. Aby rozpocząć skanowanie, wybierz przycisk Skanuj. Poczekaj, aż system zakończy skanowanie bez przerwy i unikaj otwierania ekranu podglądu podczas tego procesu. Obserwuj przekroje poprzeczne, czołowe i strzałkowe rekonstrukcji za pomocą oprogramowania.
  8. Oceń jakość obrazu natychmiast po skanowaniu. Jeśli pojawią się artefakty lub rozmyte obrazy, powtórz procedurę skanowania.
  9. Wyjmij myszy z aparatu i monitoruj ich stan zdrowia, aby upewnić się, że są w stabilnym stanie, zanim wrócisz do klatek.
  10. Pod koniec eksperymentu usuń taśmę klejącą z łoża narzędzi, a następnie wyczyść łoże. Zapisz dane i wyłącz instrument.
  11. Delikatnie przenieś myszy z powrotem do klatek, aby zminimalizować stres. Upewnij się, że klatki są czyste i mają odpowiednią ściółkę.
  12. Monitoruj myszy pod kątem oznak powrotu do zdrowia po znieczuleniu. Obserwuj ich zachowanie, mobilność i apetyt. W razie potrzeby zapewnij jedzenie i wodę.
  13. Utrzymuj ciepłe środowisko dla myszy, aby zapobiec hipotermii po znieczuleniu. W razie potrzeby użyj poduszek grzewczych lub.
  14. Przeprowadzaj codzienne kontrole stanu zdrowia przez następny tydzień. Szukaj oznak niepokoju, nietypowego zachowania lub jakichkolwiek obrażeń. Dokumentuj obserwacje dla każdej myszy.
  15. Jeśli jakakolwiek mysz wykazuje oznaki choroby lub niepokoju, skonsultuj się z weterynarzem w celu uzyskania odpowiedniej interwencji i opieki.
  16. Upewnij się, że myszy zostaną przywrócone do normalnych warunków przetrzymywania po tym, jak w pełni wyzdrowieją i są stabilne.

3. Przetwarzanie i analiza danych

  1. Korzystaj z oprogramowania do statystyk i wykresów jako cennego narzędzia do analizy danych i tworzenia tabel do prezentowania wyników.
  2. Otwórz oprogramowanie. Wybierz wykresy XY z nowo utworzonej tabeli danych, wprowadź dane tygodniowe dla NNK i grup kontrolnych, a następnie wygeneruj wykres przedstawiający zmiany wagi myszy.
  3. Otwórz ponownie oprogramowanie, wybierz diagram kontyngencji z nowo utworzonej tabeli danych, wprowadź dane dotyczące rutynowych badań krwi dla grupy NNK i grupy kontrolnej, a następnie wygeneruj ikonę.
  4. Wybierz opcje analizy w oprogramowaniu. Analizuj ogólne dane za pomocą jednokierunkowej analizy ANOVA, a następnie weryfikuj dane poprzez implementację testu t. Zaznacz znaczące różnice.
  5. Zapisz dane mikro-CT w formacie SimpleViewer lub DICOM. Otwórz oprogramowanie SimpleViewer i obserwuj dane obrazowania pod kierunkiem profesjonalnego lekarza obrazowania. Oznacz guzki i określ ilościowo objętość cienia za pomocą dostarczonych narzędzi pomiarowych.

Wyniki

Niniejsze badanie zaprezentowało konstrukcję stabilnego modelu raka płuc z wykorzystaniem NNK w połączeniu z myszami szczepu A/J. Schemat doświadczenia przedstawiono na Rysunku 1. Celem było zaobserwowanie w czasie rzeczywistym procesu przejścia od guzków płucnych (PN) do raka płuc (LC) w płucach myszy, przy użyciu mikro-CT oraz pobierania krwi z żyły podżuchwowej. W związku z tym w czwartym, dziesiątym i dwudziestym tygodniu przeprowadzono skanowanie mikro-CT oraz pobrano krew z płuc myszy.

Wyniki eksperymentalne wykazały, że modelowanie z użyciem NNK w połączeniu z myszami A/J skutecznie odtworzyło proces patologiczny od PN do LC. Po pierwsze, można stwierdzić, że metoda zastosowana w niniejszym badaniu nie miała istotnego wpływu na dobrostan zwierząt doświadczalnych. Jak przedstawiono na Rysunku 2, masa ciała zwierząt doświadczalnych w ciągu 20-tygodniowego okresu podawania pokarmu nie wykazała znaczących różnic w porównaniu z grupą kontrolną. Po drugie, wyniki rutynowych badań krwi przeprowadzonych na próbkach pobranych od zwierząt doświadczalnych ujawniły istotny wzrost liczby leukocytów i płytek krwi w grupie modelowej, podczas gdy liczba erytrocytów i poziom hemoglobiny pozostały bez zmian (Rysunek 3). Wskazuje to, że proces transformacji z PN do LC wiąże się również z stopniowym wzrostem stanu zapalnego o charakterze przewlekłym. Co ważne, zarówno skanowanie mikro-CT, jak i pobieranie krwi z żyły podżuchwowej nie uszkodziły funkcji krwiotwórczych zwierząt doświadczalnych, co jest zgodne z wynikami licznych wcześniejszych badań. Dodatkowo, uważna obserwacja zachowania, stanu okrywy włosowej, oddychania, diety oraz spożycia wody przez zwierzęta doświadczalne w trakcie całego badania nie wykazała żadnych nieprawidłowości.

Po początkowej podaży NNK zwierzętom doświadczalnym przeprowadzono mikro-tomografię komputerową (micro-CT) płuc w pierwszym dniu czwartego, dziesiątego i dwudziestego tygodnia24. Wyniki wykazały, że w porównaniu z grupą kontrolną, struktura płuc w grupie modelowej wykazywała stopniowe pogrubienie. W 10tym tygodniu zaobserwowano tworzenie się drobnych ognisk guzkowych, a w 20tym tygodniu guzki te przekształciły się w wyraźne ogniska zacieniowania. W świetle tych ustaleń można postulować, że tworzenie się ognisk zacieniowania w płucach jest związane z przewlekłym stanem zapalnym wywołanym przez NNK25. Ponieważ jednak badanie to zostało zaprojektowane w celu obserwacji bezpiecznego, efektywnego i nieinwazyjnego rozwoju PN w LC bez przeprowadzania badań patomorfologicznych u zwierząt, kolejne badania muszą być prowadzone zgodnie ze specyficznymi protokołami eksperymentalnymi26. Rysunek 4 ilustruje zmiany w obrazowaniu płuc zaobserwowane u zwierząt doświadczalnych w 4, 10 i 20 tygodniu.

Oś czasu eksperymentu dla myszy A/J poddawanych iniekcjom NNK z punktami wykrywania guza; schemat anatomiczny.
Rycina 1: Schemat eksperymentu dla leczenia NNK u myszy A/J. Pięciu samicom myszy A/J podano jednorazowo związek NNK, natomiast innym pięciu podano sól fizjologiczną jako kontrolę. Próbki krwi pobierano w 4., 10. i 20. tygodniu, wykorzystując skany mikro-CT płuc myszy oraz pobieranie krwi z żyły podżuchwowej. Uzyskane dane poddano walidacji krzyżowej w celu oceny postępu choroby u myszy. (A) Przegląd schematu eksperymentu. (B) Schemat pobierania krwi z tętnicy podżuchwowej. (C) Schematyczny rysunek konfiguracji obrazowania mikro-CT, przedstawiający mysz umieszczoną na stole dla zwierząt (niebieski) oraz żółtą ramkę jako wizjer, który powinien całkowicie obejmować tkankę płuc myszy. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

Wykres przyrostu masy ciała porównujący grupy NNK i kontrolną w ciągu 21 tygodni, z słupkami błędów określającymi zmienność.
Rysunek 2: Zmiany masy ciała myszy w ciągu 20 tygodni. Trendy masy ciała wykazały, że podawanie NNK myszom A/J nie spowodowało istotnego zmniejszenia masy ciała. Skanowanie mikro-CT oraz pobieranie krwi z żyły podżuchwową mogły wywołać u myszy pewien stres, jednak zwierzęta szybko się regenerowały. Dane przedstawiono jako średnia ± SEM (n = 5). Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

Porównanie parametrów krwi, wykresy słupkowe; analiza leukocytów, trombocytów i hemoglobiny.
Rycina 3: Liczba komórek krwi w czasie. Zmierzono zawartość leukocytów, trombocytów, erytrocytów oraz hemoglobiny u myszy w 4., 10. i 20. tygodniu. W porównaniu z grupą kontrolną, grupa NNK wykazała tendencję wzrostową w liczbie leukocytów i trombocytów, podczas gdy poziomy hemoglobiny i erytrocytów nie uległy znaczącej zmianie. Wyniki te sugerują, że proces transformacji PN-LC wiąże się ze zwiększonym stanem zapalnym, a metoda pobierania krwi z żyły podżuchwistej, wykonywana w odstępach przekraczających 4 tygodnie, nie powoduje infekcji ani uszkodzenia funkcji krwiotwórczych u myszy. (A) Leukocyty. (B) Trombocyty. (C) Erytrocyty. (D) Hemoglobina. Dane przedstawiono jako średnia ± SEM, (n = 5). Aby wyświetlić większą wersję tej ryciny, kliknij tutaj.

Progresja guza w MRI, przekroje czołowy/poprzeczny/strzałkowy, badanie w okresie 4-20 tygodni, zaznaczone ogniska nowotworowe.
Rycina 4: Obrazy z mikrotomografii komputerowej (micro-CT) myszy w 4., 10. i 20. tygodniu. Wyniki obrazowania micro-CT wykazują, że podawanie NNK myszom szczepu A/J skutecznie symuluje proces transformacji PN-LC. W porównaniu z grupą kontrolną, w grupie NNK do 10. tygodnia zaczęły pojawiać się cechy pogrubienia i zmiany tekstury na obrazach płuc. W 20. tygodniu w tkance płucnej widoczne były wyraźne ogniska zacieniowania. (A) Obrazy z 4. tygodnia. (B) Obrazy z 10. tygodnia. (C) Obrazy z 20. tygodnia. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

Dyskusja

Ważne jest, aby przypomnieć kilka kluczowych punktów tego badania. Po pierwsze, chociaż pobieranie krwi z żyły podżuchwowej jest procedurą o stosunkowo niskim stopniu urazu, nadal może powodować pewien stopień szkód dla zwierząt. W związku z tym konieczne jest przeprowadzenie wielu procedur, aby zmniejszyć obciążenie myszy i zakończyć proces w odpowiednim czasie27. Po drugie, usunięcie włosów przed pobraniem próbki krwi zapewnia czystość próbki. Po trzecie, konieczne jest stosowanie odpowiednich naczyń do pobierania krwi. W niniejszym badaniu naczynia do pobierania krwi zawierające EDTA zostały wykorzystane do rutynowych badań krwi. Jeśli surowica miałaby być użyta, potrzebne byłyby naczynia specjalnie zaprojektowane do pobierania czystej krwi28. Po czwarte, wszystkie środki znieczulające mają pewien poziom śmiertelności; W ten sposób zminimalizowanie czasu znieczulenia i obrazowania może skutecznie chronić zdrowie myszy. Po piąte, ponieważ mikrotomografia komputerowa może obserwować różne tkanki i narządy, określone ustawienia parametrów w oprogramowaniu mikro-tomografii komputerowej używanym podczas obrazowania PN mogą być przywołane w tym badaniu, ale mogą nie mieć zastosowania do innych tkanek29,30.

Wcześniejsze badania były bardziej skłonne do eutanazji zwierząt w ustalonych punktach czasowych i badania procesu transformacji guzków płucnych poprzez patologiczne barwienie31. Takie podejście spowodowało znaczną liczbę zgonów wśród zwierząt doświadczalnych i utrudniło śledzenie zmian w płucach w czasie rzeczywistym. W porównaniu z konwencjonalnymi technikami, pobieranie krwi podżuchwowej i mikrotomografia komputerowa oferują kilka zalet, w tym minimalne uszkodzenia, monitorowanie w czasie rzeczywistym, intuicyjną obsługę i wszechstronność. W tym badaniu pobranie krwi podżuchwowej zostało wybrane jako preferowana metoda pozyskiwania próbek krwi do rutynowych badań32. Ponadto krew może być wykorzystywana do analiz proteomicznych, farmakologicznych i biochemicznych krwi.

Podobnie, mikro-CT zastosowano w tym badaniu, aby zaobserwować dynamiczny wzrost PN u myszy eksperymentalnych bez konieczności ich eutanazji. Takie podejście ułatwia bardziej intuicyjną i dokładną ocenę hamującego wpływu leku na PN przy jednoczesnym znacznym zmniejszeniu liczby zwierząt wymaganych do eksperymentu, zwiększając w ten sposób dokładność wyników eksperymentalnych. Warto zauważyć, że połączenie tych dwóch technologii pozwala na kompleksowe śledzenie procesów powstawania, rozwoju i kancerogenezy guzków u zwierząt doświadczalnych, a także lokalizacji zmian w kluczowych celach (takich jak TNF-α)33. Stanowi to unikalną koncepcję dla tych badań nad PN, a nawet rakiem płuc.

Niemniej jednak kilka kwestii wymaga dalszego rozważenia w celu poprawy jakości przyszłych badań. Biorąc pod uwagę długi okres eksperymentalny wymagany dla zwierzęcego modelu NNK w połączeniu z myszami A/J, konieczne jest, aby wczesne wstrzykiwanie leków było przeprowadzane z najwyższą precyzją34. Po drugie, standardowa metoda wytwarzania gruczolakoraka płuc u myszy obejmuje NNK w koordynacji z samicami myszy A / J, z mechanizmem leżącym u podstaw związanym z estradiolem. W związku z tym konieczne jest rozważenie konkretnych mechanizmów działania leków terapeutycznych, których dotyczy35. Ponadto mikro-CT nie została wykorzystana do określenia charakteru ognisk cienia, co wymagało zastosowania barwienia hematoksyliną i barwienia fluorescencyjnego, które nadal wymagają eutanazji myszy w celu uzyskania próbek tkanki płucnej. Wreszcie, chociaż mikrotomografia komputerowa ma tę zaletę, że jest mało narażona na promieniowanie, nadal może powodować pewne uszkodzenia ciała ludzkiego, co wymaga unikania zbliżania się do niespokrewnionego personelu36. Aby rozwiązać te problemy, różnicowanie i znakowanie różnych tkanek, dróg oddechowych i naczyń krwionośnych można skutecznie osiągnąć poprzez wstrzyknięcie środka kontrastowego do żyły ogonowej. Co więcej, mikrotomografia komputerowa w połączeniu z nowymi lekami materiałowymi (np. nanocząsteczkami) może być stosowana do bardziej precyzyjnego leczenia. Wreszcie, technologia mikro-CT została stopniowo zintegrowana z patologią, taką jak histologia przestrzenna i obrazowa, aby bardziej dynamicznie śledzić zmiany w guzkach płucnych36,37.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Dziękujemy profesorowi Cong Huangowi ze Szkoły Podstawowych Nauk Medycznych oraz profesorowi Yan Huangowi ze Szkoły Farmacji Uniwersytetu Tradycyjnej Medycyny Chińskiej w Chengdu za ich wsparcie. Chcielibyśmy również podziękować dr Binjie Xu i dr Pengmei Guo. (Innowacyjny Instytut Medycyny Chińskiej i Farmacji, Chengdu
Uniwersytet Tradycyjnej Medycyny Chińskiej) za zapewnienie instrumentu i wsparcia technicznego.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Myszy A / JGemPharmatech LLC.
0,5 ml probówek EDTALabshark 
1-butanon,4-(metylonitrosoamino)-1-(3-pirydynylo)Gu Shi Gong Yuan Sprzęt medyczny Co.
75% etanoluChengDu Chron Chemicals Co,. Ltd2023052901
Golarka dla zwierzątCodosBM010220
IsofluraneShenzhen Reward Life Technology Co.R510-22-16
tricorder medycznyMedChemexpress69652
System obrazowania mikroCT Quantum GX2PerkinElme2020166501
Saline (medycyna)Beijing Biolabs Technology Co.GL1736‌
N000018130201070N589770

Bibliografia

  1. Sung, H., et al. Global cancer statistics 2020: Globocan estimates of incidence and mortality worldwide for 36 cancers in 185 countries. CA Cancer J Clin. 71 (3), 209-249 (2021).
  2. Baum, P., et al. Incidental pulmonary nodules: Differential diagnosis and clinical management. Dtsch Arztebl Int. , (2024).
  3. Ajani, J. A., et al. Gastric cancer, version 2.2022, NCCN clinical practice guidelines in oncology. J Natl Compr Canc Netw. 20 (2), 167-192 (2022).
  4. Kondo, K. K., et al. Lung cancer diagnosis and mortality beyond 15 years since quit in individuals with a 20+ pack-year history: A systematic review. CA Cancer J Clin. 74 (1), 84-114 (2024).
  5. Ray, E., et al. Inhalable chitosan-coated nano-assemblies potentiate niclosamide for targeted abrogation of non-small-cell lung cancer through dual modulation of autophagy and apoptosis. Int J Biol Macromol. 279 (Pt 4), 135411(2024).
  6. Ali, N. A., et al. Chia seed (Salvia hispanica) attenuates chemically induced lung carcinomas in rats through suppression of proliferation and angiogenesis. Pharmaceuticals (Basel). 17 (9), 1129(2024).
  7. Kiran, A., Kumari, G. K., Krishnamurthy, P. T. Preliminary evaluation of anticancer efficacy of pioglitazone combined with celecoxib for the treatment of non-small cell lung cancer. Invest New Drugs. 40 (1), 1-9 (2022).
  8. Marshall, K., Twum, Y., Gao, W. Proteome derangement in malignant epithelial cells and its stroma following exposure to 4-(methylnitrosamino)-1-(3-pyridyl)-1-butanone. Arch Toxicol. 97 (3), 711-720 (2023).
  9. Li, B., et al. LNCRNA XIST modulates miR-328-3p ectopic expression in lung injury induced by tobacco-specific lung carcinogen NNK both in vitro and in vivo. Br J Pharmacol. 181 (15), 2509-2527 (2024).
  10. Liang, F., et al. Tobacco carcinogen induces tryptophan metabolism and immune suppression via induction of indoleamine 2,3-dioxygenase 1. Signal Transduct Target Ther. 7 (1), 311(2022).
  11. Ding, R., et al. The effect of immunotherapy PD-1 blockade on acute bone cancer pain: Insights from transcriptomic and microbiomic profiling. Int Immunopharmacol. 142 (Pt A), 113100(2024).
  12. Kayı Cangır, A., et al. Microcomputed tomography as a diagnostic tool for detection of lymph node metastasis in non-small cell lung cancer: A decision-support approach for pathological examination "a pilot study for method validation"). J Pathol Inform. 15, 100373(2024).
  13. Packialakshmi, B., et al. A clinically-relevant mouse model that displays hemorrhage exacerbates tourniquet-induced acute kidney injury. Front Physiol. 14, 1240352(2023).
  14. Sørensen, D. B., et al. Time-dependent pathologic and inflammatory consequences of various blood sampling techniques in mice. J Am Assoc Lab Anim Sci. 58 (3), 362-372 (2019).
  15. Wu, G. L., Li, T. Y., Pu, X. H., Yu, G. Y. Effect of prescriptions replenishing vital essence, tonifying qi and activating blood on TNF-alpha, IL-1beta expressions in serum and submaxillary gland of nod mice with Sjogren's syndrome. Zhongguo Zhong Yao Za Zhi. 38 (3), 413-416 (2013).
  16. Schroeder, J. A., et al. Thromboelastometry assessment of hemostatic properties in various murine models with coagulopathy and the effect of factor VIII therapeutics. J Thromb Haemost. 19 (10), 2417-2427 (2021).
  17. Guo, K., et al. Integration of microbiomics, metabolomics, and transcriptomics reveals the therapeutic mechanism underlying Fuzheng-Qushi decoction for the treatment of lipopolysaccharide-induced lung injury in mice. J Ethnopharmacol. 334, 118584(2024).
  18. Luo, T., Zhang, S., Li, X., Huang, M. Challenges in the differential diagnosis of pulmonary tuberculosis vs. lung cancer: A case report. Oncol Lett. 28 (4), 494(2024).
  19. Mascalchi, M., et al. Large cell carcinoma of the lung: LDCT features and survival in screen-detected cases. Eur J Radiol. 179, 111679(2024).
  20. Peng, M., et al. P27 specifically decreases in squamous carcinoma and mediates NNK-induced transformation of human bronchial epithelial cells. J Cell Mol Med. 28 (15), e18577(2024).
  21. Jang, H. J., et al. Tobacco-induced hyperglycemia promotes lung cancer progression via cancer cell-macrophage interaction through paracrine IGF2/IR/NPM1-driven PD-L1 expression. Nat Commun. 15 (1), 4909(2024).
  22. Zhang, Y., et al. Curcumin analogue EF24 prevents alveolar epithelial cell senescence to ameliorate idiopathic pulmonary fibrosis via activation of PTEN. Phytomedicine. 133, 155882(2024).
  23. Li, M., et al. Isoflurane anesthesia decreases excitability of inhibitory neurons in the basolateral amygdala leading to anxiety-like behavior in aged mice. Exp Ther Med. 28 (4), 399(2024).
  24. Xiong, R., et al. Hypermethylation of the ADIRF promoter regulates its expression level and is involved in NNK-induced malignant transformation of lung bronchial epithelial cells. Arch Toxicol. 97 (12), 3243-3258 (2023).
  25. Shaikh, Z. M., et al. Thearubigins/polymeric black tea polyphenols (PBPs) do not prevent benzo[a]pyrene (B[a]P) induced lung tumors in A/J mice. Am J Transl Res. 15 (9), 5826-5834 (2023).
  26. Li, M. Y., et al. Targeting CD36 determines nicotine derivative NNK-induced lung adenocarcinoma carcinogenesis. iScience. 26 (8), 107477(2023).
  27. Arlt, E., et al. A flow cytometry-based examination of the mouse white blood cell differential in the context of age and sex. Cells. 13 (18), 1583(2024).
  28. Su, Z., et al. Feasibility of using serum, plasma, and platelet 5-hydroxytryptamine as peripheral biomarker for the depression diagnosis and response evaluation to antidepressants: Animal experimental study. Clin Psychopharmacol Neurosci. 22 (4), 594-609 (2024).
  29. Zhou, X., et al. Mechanosensitive lncRNA H19 promotes chondrocyte autophagy, but not pyroptosis, by targeting miR-148a in post-traumatic osteoarthritis. Noncoding RNA Res. 10, 163-176 (2025).
  30. Chen, C., et al. Cardamonin attenuates iron overload-induced osteoblast oxidative stress through the HIF-1α/ROS pathway. Int Immunopharmacol. 142 (Pt A), 112893(2024).
  31. Yan, F., et al. Hypoxia promotes non-small cell lung cancer cell stemness, migration, and invasion via promoting glycolysis by lactylation of SOX9. Cancer Biol Ther. 25 (1), 2304161(2024).
  32. Inoue, S., et al. Utility of ultrasound imaging in monitoring fracture healing in rat femur: Comparison with other imaging modalities. Bone Rep. 23, 101807(2024).
  33. An, Y., et al. Quercetin through miR-147-5p/CLIP3 axis reducing Th17 cell differentiation to alleviate periodontitis. Regen Ther. 27, 496-505 (2024).
  34. Tian, J., et al. Diallyl disulfide blocks cigarette carcinogen 4-(methylnitrosamino)-1-(3-pyridyl)-1-butanone-induced lung tumorigenesis via activation of the Nrf2 antioxidant system and suppression of NF-κB inflammatory response. J Agric Food Chem. 71 (46), 17763-17774 (2023).
  35. Han, L., et al. Wutou decoction alleviates arthritis inflammation in CIA mice by regulating Treg cell stability and Treg/Th17 balance via the JAK2/STAT3 pathway. J Ethnopharmacol. 334, 118463(2024).
  36. Napieczyńska, H., et al. µCT imaging of a multi-organ vascular fingerprint in rats. PLoS One. 19 (10), e0308601(2024).
  37. Liu, H., et al. Using broadly targeted plant metabolomics technology combined with network pharmacology to explore the mechanism of action of the Yishen Gushu formula in the treatment of postmenopausal osteoporosis in vivo. J Ethnopharmacol. 333, 118469(2024).

Przedruki i uprawnienia

Tagi

gruczolak płucażyła podżuchwowaprogresja chorobyprzesiew lekówbadania farmakokinetyczneeksperymenty toksykologiczne

Ten artykuł został opublikowany

Film wkrótce dostępny

Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.