Artykuł metodologiczny

Ocena właściwości antyoksydacyjnych i anthelmintycznych ekstraktów Tithonia diversifolia przeciwko jajeczom nicieni pokarmowych z wykorzystaniem testów in vitro

DOI:

10.3791/67760

⸱

1 sierpnia 2025

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Multidisciplinary Center for Technological Research, National University of Asunción (CEMIT - UNA), 2Centre of Marine Sciences (CCMAR/CIMAR LA), University of Algarve, 3Department of Food Biochemistry, Biodiversity, Food and Health Group (BIOALSA), Faculty of Chemical Sciences, National University of Asunción (FCQ - UNA), 4Carleton College

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Badanie to oceniało aktywność biologiczną ekstraktów z Tithonia diversifolia przy użyciu metod opartych na rodnikach oraz testu in vitro wylęgu jaj (EHA), aby ocenić ich wpływ na nicienie pokarmowe u małych przeżuwaczy. Opisano metodologię i kluczowe ustalenia, podkreślając potencjał tych ekstraktów do zwalczania pasożytów.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Choroby pasożytnicze wywoływane przez nicienie przewodu pokarmowego (GIN) są uważane za ważne czynniki ograniczające produkcję zwierząt na całym świecie, ponieważ znacząco obniżają dobrostan zwierząt i zwiększają koszty produkcji. Przez lata zwalczanie pasożytów opierało się wyłącznie na stosowaniu syntetycznych leków. Odporność GIN na komercyjne substancje anthelmintyczne jest coraz częściej zgłaszana na całym świecie. W związku z tym pojawiły się alternatywne podejścia do kontroli GIN u zwierząt gospodarskich, w tym eksploracja roślin o potencjale bioaktywnym. Tithonia diversifolia może być zbierana przez cały rok, a wszystkie jej części były wykorzystywane w medycynie ludowej w leczeniu wielu chorób. Badanie to oceniało właściwości antyoksydacyjne in vitro wody oraz 70% wodnych ekstraktów acetonu T. diversifolia , w tym liści, gałęzi i kwiatów, przy użyciu metod opartych na rodnikach, a także oceniono jego potencjał anthelmintyczny za pomocą modelu pasożytniczego, wykorzystując test wylęgu jaj (EHA) z ekstraktami wodnymi. Dodatkowo określono całkowitą zawartość polifenolową ekstraktów. Te odkrycia podkreślają T. diversifolia jako obiecujące naturalne źródło związków przeciwutleniaczy i przeciwhelmintycznych.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Choroby pasożytnicze wywołane przez nicienie przewodu pokarmowego (GIN) są uważane za ważne czynniki ograniczające produkcję zwierząt na całym świecie, ponieważ znacząco obniżają dobrostan zwierząt i zwiększają koszty produkcji1. Relacja między pasożytem a zwierzętami gospodarskimi zależy od kilku czynników związanych z gospodarzem, mianowicie cech genetycznych odporności i odporności zwierząt, statusu odżywienia zwierząt, poziomu pasożytnictwa oraz patogenności populacji pasożytów objętych2.

Przez lata zwalczanie pasożytów opierało się wyłącznie na syntetycznych lekach przeciwpasożytniczych. Jednak długotrwałe i wyłączne stosowanie doprowadziło do pojawienia się oporu, zmniejszając ich skuteczność i zachęcając do poszukiwania alternatywnych strategii3. Odporność nicieni na różne elementy anthelmintyczne jest coraz częściej opisywana na całym świecie, co stanowi niepokojący scenariusz, zwłaszcza w regionach tropikalnych4. Ponadto konsumenci coraz bardziej zdają sobie sprawę z potrzeby ograniczenia pozostałości leków przeciwpasożytniczych w mięsie zwierzęcym i środowisku5. W związku z tym pojawiły się alternatywne metody zwalczania nicieni u zwierząt gospodarskich6.

Tithonia diversifolia to tropikalny krzew pochodzący z Ameryki Środkowej, posiadający unikalne cechy, które czynią go cennym dla systemów hodowli przeżuwaczy. Można ją zbierać przez cały rok, a wszystkie jej części tradycyjnie wykorzystywano w medycynie ludowej przez społeczności rdzennych mieszkańców do leczenia szerokiego zakresu chorób. Miejscowo stosowano go w celu łagodzenia bólu brzucha, ran, dermmatozy i chorób mięśniowych, natomiast doustne stosowanie stosowano do leczenia infekcji, malarii, gorączki, zapalenia wątroby i cukrzycy. Te różnorodne zastosowania terapeutyczne podkreślająszeroki potencjał leczniczy 7.

Stres oksydacyjny odgrywa ważną rolę w rozwoju i postępie infekcji pasożytniczych, zarówno u organizmu gospodarza, jak i w organizmie pasożytniczym walczącym o przetrwanie8. Z tego powodu wykrywanie aktywności antyoksydacyjnej jest kluczowe dla oceny aktywności biologicznej ekstraktów roślin leczniczych o potencjale anthelmintycznym. Z powodu infekcji pasożytniczej stężenie przeciwutleniaczy w gospodarzu maleje, podczas gdy stężenie produktów utleniania składników komórkowych wzrasta. W przypadku pasożytów utrzymanie równowagi oksydacyjnej jest niezbędne, aby przedłużyć ich interakcję z gospodarzem i bronić się przed stresem oksydacyjnym generowanym w organizmie gospodarza9.

Dowody na rozwój i szybkie rozprzestrzenianie się oporności na substancje przeciwżanthelmintyczne budzą obawy, że powszechnie stosowane metody leczenia mogą okazać się nieskuteczne. Dlatego stosuje się test in vitro zwany testem wylęgu jaj (EHA), aby ocenić podatność lub odporność na benzimidazol (BZ) u nicieni pokarmowych. Test ten jest powszechnie stosowany do oceny działania ekstraktów roślinnych na jajach anthelmintycznych oraz do porównania ich aktywności w zależności od dawki. Jednym z głównych ograniczeń tego testu jest zmienność wylęgania jaj między testami. Żywotność jaj jest ograniczona do maksymalnie 3 godzin, co wymaga szybkiego odzyskania i szybkiej inicjacji. Mimo to procent wylęgów może się różnić. Z tego powodu ustalono, że co najmniej 70% jaj musi wykluć się w grupie kontrolnej, aby wynik był uznany za ważny10,11. Jest to tani, szybki, łatwy i powtarzalny test 12,13,14.

Wykorzystanie ekstraktów roślinnych do poszukiwania alternatyw kontroli GIN opiera się na obecności metabolitów wtórnych i ich potencjale bioaktywnego. Jednym z wyzwań w tym obszarze badań jest ilość i stabilność metabolitów wtórnych, ponieważ różnią się one w zależności od czynników biotycznych i abiotycznych, a także ze względu na stres chemiczny wywołany procesem ekstrakcji 15,16,17.

Badanie to wysunęło hipotezę, że różnice w aktywności biologicznej (działanie antyoksydacyjne i przeciwhelmintyczne) mogą występować w zależności od rodzaju rozpuszczalnika używanego do ekstrakcji, co może wpływać na skład polifenoli, a co za tym idzie na ich bioaktywność. Celem tego manuskryptu było nakreślenie kroków podjętych przy ocenie fragmentów z wykorzystaniem modelu in vitro , który można łatwo powielić.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Komisja etyki zwierząt CEMIT zatwierdza wszystkie eksperymenty związane z manipulacją zwierzętami. Zwierzęta dawczynie komórek jajowych należą do gospodarstw współpracujących z CEMIT, dostarczając próbki kału do celów profilaktyki diagnostycznych. Są to owce lub kozy (bez konkretnej rasy), obu płci, powyżej roku życia i nie mogą być odrobaczone w ciągu 15 dni przed pobraniem próbki. Wszystkie uczestniczące gospodarstwa są informowane o wykorzystaniu próbek do celów badawczych i wyrażają zgodę na udział w badaniu. W przypadku pobrania komórek jajowych najpierw powiadamiane są pobliskie placówki, a po uzyskaniu zgody organizowane są wizyty terenowe w celu pobrania świeżych próbek kału, zapewniając przetworzenie w ciągu trzech godzin. Odczynniki i sprzęt użyty w tym badaniu są wymienione w Tabeli Materiałów.

1. Przygotowanie materiału roślinnego

  1. Wybierz odpowiednie miejsce do zbierania gatunków roślin.
  2. Zebrać co najmniej dwa okazy Tithonia diversifolia do identyfikacji taksonomicznej i przygotowania zielnika.
  3. Zbierz minimum 1000 g części powietrznych T. diversifolia .
  4. Susz zebraną biomasę w temperaturze pokojowej (około 26 °C; patrz Rysunek 1).
  5. Zmiel wysuszoną biomasę za pomocą elektrycznej młynki.
  6. Przechowuj materiał mielony w lodówce w temperaturze 4 °C.

2. Przygotowanie ekstraktów

  1. Przygotuj ekstrakt wodny:
    1. Wymieszaj 10 g suszonej biomasy ze 100 ml wody destylowanej w temperaturze 100 °C.
    2. Pozwól mieszance roztrzaskać przez 24 godziny przy ciągłym potrząsaniu przy 120 obr./min.
    3. Przefiltruj ekstrakt przez papier filtracyjny (Whatman nr 5 lub odpowiednik).
    4. Filtrowany ekstrakt liofilizuj.
  2. Przygotuj ekstrakt acetonu:
    1. Wymieszaj 10 g suszonego materiału roślinnego z 70% acetonem wodnym w proporcji 1:3.
    2. Pozwól mieszance roztrzaskać przez 24 godziny przy ciągłym potrząsaniu przy 120 obr./min.
    3. Przefiltruj ekstrakt przez papier filtracyjny (Whatman nr 5 lub odpowiednik).
    4. Filtrowany ekstrakt liofilizuj.
      UWAGA: Przechowuj liofilizowane ekstrakty w temperaturze -20 °C dla lepszej konserwacji (patrz Rysunek 2). Upewnij się, że uzyskano co najmniej 5 g liofilizowanych ekstraktów.

3. Przygotowanie roztworu bulionowego

  1. Jeśli chodzi o test antyoksydacyjny:
    1. Rozpuszczaj wysuszone ekstrakty w odpowiadających rozpuszczalnikach (wodzie destylowanej lub 70% acetonu wodnego) do końcowego stężenia 10 mg/mL.
  2. Do testu wyklucia jaj:
    1. Rozcieńcz 12 mg liofilizowanych ekstraktów w 5 mL wody destylowanej, aby uzyskać roztwór zapasowy o stężeniu 2,4 mg/mL.
    2. Przygotuj pięć stężeń: 1,2 mg/mL, 0,6 mg/mL, 0,3 mg/mL oraz 0,15 mg/mL (patrz Rysunek 3).
      UWAGA: Dostosuj objętość roztworu zapasowego na podstawie liczby użytych studni i płyt. Na przykład, jeśli zamiast 12 używa się 48 studni, należy odpowiednio zmniejszyć objętość; Przygotuj 6 mg w 2,5 mL zamiast 12 mg w 5 mL.

4. Skład fitochemiczny

  1. Całkowita zawartość fenolowa w ekstraktach (TPC)
    1. Wymieszaj 5 μL próbek ze 100 μL odczynnika Folin-Ciocalteu (F-C) rozcieńczonego 10× w wodzie destylowanej na przezroczystych plastikowych płytkach na 96 dołków.
    2. Inkubuj w temperaturze pokojowej (RT) przez 10 minut.
    3. Dodaj 100 μL roztworu węglanu sodu (75 g/L w wodzie).
    4. Inkubuj na RT przez 90 minut.
    5. Zmierz absorpcję na poziomie 650 nm.
      UWAGA: Ekspresuj TPC jako odpowiedniki kwasu galowego (GAE). Zbuduj krzywą kalibracyjną, używając co najmniej pięciu stężeń kwasu galowego.
  2. Całkowita zawartość flawonoidów (TFC)
    1. Wymieszaj 50 μL ekstraktów z 50 μL 2% chlorku glinu w metanolu w przezroczystych plastikowych płytkach o 96 dołkach.
    2. Inkubuj przez 10 minut w RT.
    3. Zmierz absorpcję na 405 nm.
      UWAGA: Wyrażaj TFC jako ekwiwalenty kwercetyny (QE). Zbuduj krzywą kalibracyjną, używając co najmniej pięciu stężeń kwercetyny.
  3. Całkowita zawartość tanin (TTC)
    1. Wymieszaj 10 μL ekstraktów z 200 μL 1% DMACA w metanolu oraz 100 μL 37% HCl w przezroczystych plastikowych płytkach o 96 dołkach.
    2. Inkubuj przez 15 minut w RT.
    3. Zmierz absorpcję na 640 nm.
      UWAGA: Wyrażaj starannie o zabieg w mg/mL katechiny.

5. Test antyoksydacyjny - ABTS

  1. Dodaj 0,003514 g nadsiarczanu potasu i 0,0203 g ABTS do 5 ml wody destylowanej.
  2. Zawij roztwór w folię aluminiową i inkubuj w lodówce w temperaturze 4 °C przez 12-16 godzin.
  3. Zmierz absorpcję na 734 nm i dostosuj ją do około 0,7, dodając etanol. Na początek wymieszaj 5 μL roztworu ABTS z 195 μL etanolu.
  4. W przezroczystych plastikowych płytkach na 96 dołków wymieszaj 10 μL ekstraktów z 190 μL roztworu ABTS.
  5. Dla kontroli dodatniej (C+) wymieszaj 10 μL Trolox (określ stężenie za pomocą standardowej krzywej opartej na absorpcji próbki) z 190 μL roztworu ABTS.
  6. Dla kontroli ujemnej (C-) wymieszaj 10 μL rozpuszczalnika używanego do rozpuszczania ekstraktów (wody lub acetonu wodnego) z 190 μL roztworu ABTS.
  7. Inkubuj płytki przez 6 minut w temperaturze pokojowej (RT).
  8. Zmierz absorpcję na poziomie 734 nm.
    UWAGA: Rysunek 4 przedstawia przykład testu ABTS.

6. Procedury parazytologiczne

  1. Pobieraj próbki kału bezpośrednio z odbytu naturalnie zakażonych kóz.
    UWAGA: Pobieraj próbki kału bezpośrednio z odbytnicy naturalnie zakażonych kóz i owiec, aby zapewnić świeżość i uniknąć skażenia środowiska. Delikatnie ograniczaj zwierzęta, korzystając z wykwalifikowanego personelu, aby zminimalizować stres. Używając czystych, jednorazowych rękawiczek, włóż nawilżony, w rękawiczkach palec do odbytnicy i wyjmij około 5-10 g kału. Umieść próbki w czystych, oznaczonych plastikowych pojemnikach i przechowuj je w temperaturze 4-8 °C. Wszystkie próbki przetworz w ciągu 3 godzin od pobrania, aby zachować żywotność jaj helminta. Przestrzegaj wytycznych instytucjonalnych dotyczących dobrostanu zwierząt i uzyskaj świadomą zgodę właścicieli gospodarstw.
  2. Zidentyfikuj gatunki zwierząt związane z każdą próbką.
  3. Wymieszaj 30 g każdej próbki kału z 50 ml roztworu soli nasyconej (gęstość = 1,2), aby przygotować się do testów koprologicznych.
  4. Użyj preparatu McMaster, aby policzyć jajka.
    1. Homogenizuj 3 g próbki kału w 50 mL nasyconego roztworu NaCl. Przefiltruj masę przez gazę, napełnij obie komory szkiełka i pozwól stać przez 5 minut.
    2. Obejrzyj preparat pod mikroskopem z powiększeniem 10× i policz jaja typu strongyle. Oblicz liczbę jajek na gram (EPG) według wzoru: EPG = (liczba jaj) × 50. Metoda ta standaryzuje ilościową identyfikację nicieni pokarmowych u małych przeżuwaczy.
  5. Ekspresuj liczbę jaj jako komórki na gram (EPG).
  6. Wybieraj próbki kału z EPG co najmniej 800 do przygotowania hodowli kału.
  7. Pobierz larwy L3 z hodowli kałowych i zidentyfikowaj ich rodzaje lub gatunki.
    UWAGA: Jaja nicieni pokarmowych są składane w trawie w trakcie cyklu życiowego (patrz Rysunek 5). Zwierzęta hodowlane, małe przeżuwacze często wykazują polipasożytnictwo. Rysunek 6 przedstawia etapy wykonywania analizy koprologicznej.

7. Testy in vitro - Test wylęgu jaj (EHA)

  1. Zbieraj świeże próbki kału.
  2. Przefiltruj kał dwa razy sterylną gazą.
  3. Przefiltruj powstałą zawiesinę i przelej ją do sitka.
  4. Przemyj materiał na sicie wodą destylowaną.
  5. Zbierz umyte zawieszenie do probówek 15 mL.
  6. Wiruj próbki w ~4800 × g przez 5 minut w temperaturze pokojowej, używając stołowej wirówki wyposażonej w obrotowy wirnik kubełkowy. Wiruj dwukrotnie wodą destylowaną i raz z nasyconym roztworem soli fizjologicznej, aby skoncentrować jaja na dnie (patrz Rysunek 7 dla morfologii jaj).
  7. Ponownie zawiesić jaja w PBS.
  8. Dostosuj stężenie jajek do 100 jajek/ml do przygotowania testu.
  9. Przygotuj dodatnią kontrolę, rozpuszczając tiabendazol (TBZ) w PBS w dawce 0,025 mg/mL.
  10. Przygotuj kontrolę ujemną za pomocą zawieszenia jajek w PBS.
  11. Do testu użyj płytek wielodołkowych z 48 dołkami.
  12. Przygotuj końcową objętość 250 μL w każdym dołku, stosując mieszankę 50/50 (v/v) ekstraktu i zawiesiny jajowej.
  13. Dodaj około 100 jajek/mL do każdego dołku.
  14. Testuj każde stężenie w czworokrotnym stężeniu (cztery replikaty).
  15. Policz komórki jajowe pod mikroskopem odwróconym przy 40× powiększeniu.
  16. Używaj tylko płyt o wskaźniku wykluwania ≥70%.
  17. Liczyć larwy (L1), niewyklute jaja (UnE), jaja zawierające larwy (LFE) oraz umorowane jaja (ME) dla każdego stężenia.
    UWAGA: Reprezentatywne podsumowanie protokołu testu wylęgu jaj pokazano na Rysunku 8.

8. Anoliza statystyczna

  1. Wykonuj opisową analizę statystyczną w Excelu.
  2. Do oceny różnic między stężeniami na poziomie istotności 0,05 wykorzystaj jednokierunkową analizę wariancji (ANOVA) oraz testy t-testy .
  3. Oblicz stężenie efektywne 50% (EC50) za pomocą analizy Probit na podstawie danych z logariatem10 przekształconych stężeń (patrz Plik Uzupełniający 1).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Całkowita zawartość fenolu (TPC), całkowita zawartość flawonoidów (TFC) oraz zawartość taniny (TTC)
Wyniki TPC, TTC, TFC i ABTS na Tithonia diversifolia przedstawiono w Tabeli 1. Wartości wyraża się jako mg ekwiwalentów kwasu galowego na gram suchej materii (mg GAE/g DM) dla TPC, mg ekwiwalentów kwercetyny na gram suchej materii (mg QE/g DM) dla TFC oraz mg ekwiwalentów katechiny na gram suchej materii (mg CE/g DM) dla TTC. Pojemność antyoksydacyjna wyraża się jako półmaksy...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ten artykuł przedstawia kilka kluczowych kroków na rzecz rozwoju badań nad roślinami leczniczymi. Testy in vitro, takie jak test wylęgu jaj (EHA), są szczególnie atrakcyjne, ponieważ mogą być przeprowadzane w kontrolowanych warunkach laboratoryjnych. EHA została zaprojektowana do oceny aktywności ekstraktów roślinnych w różnych stężeniach na jajach nicieni, porównując wyniki zarówno z pozytywnymi, jak i negatywnymi kontrolami. Uzyskane wyniki dostarczają cennych informacji na temat potencjału związków pochodzeni...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy deklarują brak konfliktu interesów.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Do wszystkich producentów, którzy nam ufają w przeprowadzeniu próbek ze swoimi zwierzętami. Luísa Custódio otrzymała portugalskie fundusze krajowe od Fundacji Nauki i Technologii (FCT) poprzez projekty UIDB/04326/2020 (D O I: 1 0 . 5 4 4 9 9 / U I D B / 0 4 3 2 6 / 2 0 2 0 0 ), U I D P / 0 4 3 2 6 / 2 0 2 0 (DOI:10.54499/UIDP/04326/2020), LA/P/0101/2020 (DOI:10.54499/LA/P/0101/2020) oraz CEECIND/00425/2017. Rocio Avila otrzymała Fundusz Stażysty Nini's Endowed za umożliwienie realizacji tego projektu poprzez wsparcie finansowe oraz do Carleton Career Center w celu uzyskania profesjonalnego wsparcia i doradztwa. Griselda Meza otrzymała Beca de Investigación BINV02 -52 CONACYT –drugą konvocatorię, aby wyjechać do Portugalii i wykonać testy fitochemiczne. Ismael Llano otrzymał Beca Movility z PINV01-306, CONACYT, aby przeprowadzić test wyklucia jaj w Brazylii. Chcielibyśmy również podziękować Instytutowi Politechniki UniLaSalle za zapewnienie udogodnień wykorzystywanych podczas zdjęć.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Probówki 15 mLNa miejscu
Płyta 48-otworowaNa miejscu
96 płyt studniVWR 734-0126
ABTSEnzymatyczneA1088.0005Na miejscu
Akademicki mikroskop optyczny i mikroskop odwróconyNa miejscu
AcetonEnzymatyczneA/0600/17
Chlorek glinu &Sigma Aldrich6911
Odczynnik DMACASigma Aldrich49825
Etanol 96%EnzymatyczneVR11202
Kał zwierzątZebrane na farmach w pobliżu uniwersytetu
Folin CiocalteauSigma AldrichF9252
Kwas galowySigma Aldrich91215
HClSigma Aldrich258148
Kamera McMasterNa miejscu
MetanolEnzymatyczneM/4000/17
PBSNa miejscu
Ekstrakty roślinneNa miejscu
Persiarczan potasu & nbsp;Sigma Aldrich216224
KwercetynaSigma AldrichQ4951
SólNa miejscu
Węglan sodu Sigma Aldrich1063920500
TiabendazolNa miejscu
TroloksSigma Aldrich648471Na miejscu
WodaNa miejscu
Whatmann nr 5VWR WHAT97039654

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Vineer, H. R., et al. Increasing importance of anthelmintic resistance in European livestock: Creation and meta-analysis of an open database. Parasite. 27, 69(2020).
  2. Ribeiro, W. L. C., Vilela, V. L. R. Editorial: Alternatives for the control of parasites to promote sustainable livestock. Front Vet Sci. 9, 1097432(2023).
  3. Hodgkinson, J. E., et al. Refugia and anthelmintic resistance: Concepts and challenges. Int J Parasitol Drugs Drug Resist. 10, 51-57 (2019).
  4. Molento, M. B. Parasite control in the age of drug resistance and changing agricultural practices. Vet Parasitol. 163 (3), 229-234 (2009).
  5. Morgan, E. R., van Dijk, J. Climate and the epidemiology of gastrointestinal nematode infections of sheep in Europe. Vet Parasitol. 189 (1), 8-14 (2012).
  6. Hoste, H., Torres-Acosta, J. F. J. Non-chemical control of helminths in ruminants: Adapting solutions for changing worms in a changing world. Vet Parasitol. 180 (1-2), 144-154 (2011).
  7. Mabou Tagne, A., Marino, F., Cosentino, M. Tithonia diversifolia (Hemsl.) A. Gray as a medicinal plant: A comprehensive review of its ethnopharmacology, phytochemistry, pharmacotoxicology and clinical relevance. J Ethnopharmacol. 220, 94-116 (2018).
  8. Pawłowska, M., Mila-Kierzenkowska, C., Szczegielniak, J., Woźniak, A. Oxidative stress in parasitic diseases-reactive oxygen species as mediators of interactions between the host and the parasites. Antioxidants. 13 (1), 38(2024).
  9. Maldonado, E., Rojas, D. A., Morales, S., Miralles, V., Solari, A. Dual and opposite roles of reactive oxygen species (ROS) in Chagas disease: Beneficial on the pathogen and harmful on the host. Oxid Med Cell Longev. 2020, 8867701(2020).
  10. Adamu, M., Naidoo, V., Eloff, J. N. Efficacy and toxicity of thirteen plant leaf acetone extracts used in ethnoveterinary medicine in South Africa on egg hatching and larval development of Haemonchus contortus. BMC Vet Res. 9, 38(2013).
  11. Molan, A. L. Effect of purified condensed tannins from pine bark on larval motility, egg hatching and larval development of Teladorsagia circumcincta and Trichostrongylus colubriformis (Nematoda: Trichostrongylidae). Folia Parasitol. 61 (4), 371-376 (2014).
  12. Eguale, T., Tadesse, D., Giday, M. In vitro anthelmintic activity of crude extracts of five medicinal plants against egg-hatching and larval development of Haemonchus contortus. J Ethnopharmacol. 137 (1), 108-113 (2011).
  13. von Samson-Himmelstjerna, G., et al. Standardization of the egg hatch test for the detection of benzimidazole resistance in parasitic nematodes. Parasitol. Res. 105, 825-834 (2009).
  14. Robles-Pérez, D., Martínez-Pérez, J. M., Rojo-Vázquez, F. A., Martínez-Valladares, M. Screening anthelmintic resistance to triclabendazole in Fasciola hepatica isolated from sheep by means of an egg hatch assay. BMC Vet Res. 11, 5(2015).
  15. War, A. R., Paulraj, M. G., War, M. Y., Ignacimuthu, S., Sharma, H. C. Mechanisms of plant defense against insect herbivores. Plant Signal Behav. 7, 1306-1320 (2012).
  16. Veeresham, C. Natural products derived from plants as a source of drugs. J Adv Pharm Technol Res. 3, 200-201 (2012).
  17. Barthwal, R., Mahar, R. Exploring the significance, extraction, and characterization of plant-derived secondary metabolites in complex mixtures. Metabolites. 14, 119(2024).
  18. Vargas-Magaña, J. J., et al. Anthelmintic activity of acetone-water extracts against Haemonchus contortus eggs: Interactions between tannins and other plant secondary compounds. Vet Parasitol. 206, 199-206 (2014).
  19. Gertrude, M., et al. In vitro anthelmintic activity of Bidens pilosa Linn. (Asteraceae) leaf extracts against Haemonchus contortus eggs and larvae. Eur J Med Plants. 4, 1325-1333 (2014).
  20. Castañeda-Ramírez, G. S., et al. Bio-guided fractionation to identify Senegalia gaumeri leaf extract compounds with anthelmintic activity against Haemonchus contortus eggs and larvae. Vet Parasitol. 270, 13-19 (2019).
  21. Chan-Pérez, J. I., et al. In vitro susceptibility of ten Haemonchus contortus isolates from different geographical origins towards acetone:water extracts of two tannin-rich plants. Vet Parasitol. 217, 53-60 (2016).
  22. Alonso-Díaz, M. A., Torres-Acosta, J. F. J., Sandoval-Castro, C. A., Hoste, H. Comparing the sensitivity of two in vitro assays to evaluate the anthelmintic activity of tropical tannin-rich plant extracts against Haemonchus contortus. Vet Parasitol. 181 (2-4), 360-364 (2011).
  23. Meza Ocampos, G., et al. Two in vitro anthelmintic assays of four Paraguayan medicinal plants for proof of concept of the role of polyphenols in their biological activities and LC-HRMS analysis. J Ethnopharmacol. 312, 116453(2023).
  24. Babják, M., Königová, A., Urda Dolinská, M., Vadlejch, J., Várady, M. Anthelmintic resistance in goat herds-In vivo versus in vitro detection methods. Vet Parasitol. 254, 10-14 (2018).
  25. Elfawal, M. A., et al. High-throughput screening of more than 30,000 compounds for anthelmintics against gastrointestinal nematode parasites. ACS Infect Dis. 11 (1), 1-11 (2025).
  26. de Araújo Sanchez, C., et al. In vivo anthelmintic activity of hydroethanolic extract of Piper cubeba fruits in sheep naturally infected with gastrointestinal nematodes. Vet Parasitol. 333, 110348(2025).
  27. Hördegen, P., Cabaret, J., Hertzberg, H., Langhans, W., Maurer, V. In vitro screening of six anthelmintic plant products against larval Haemonchus contortus with a modified methyl-thiazolyl-tetrazolium reduction assay. J Ethnopharmacol. 108 (1), 85-89 (2006).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

W a ciwo ci przeciwutleniaj cenicienie przewodu pokarmowegotest wyl gania jajzawarto polifenolizwalczanie paso yt wjaja typu strongylusodpowied na dawk

Powiązane artykuły