Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Wpływ metod mechanicznych stosowanych w leczeniu peri-implantitis na dekontaminację i chropowatość powierzchni implantów

1.3K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/67778

⸱

14 marca 2025

 , 
1Faculty of Dentistry, Department of Periodontology, Akdeniz University

W tym artykule

Podsumowanie

Niniejszy protokół opisuje model eksperymentalny oparty na barwieniu tuszem, który może być wykorzystany do dekontaminacji powierzchni implantów in vitro i badań chropowatości, aby przyczynić się do podejmowania decyzji klinicznych.

Streszczenie

Zaproponowano różne metody mechaniczne odkażania powierzchni implantów dentystycznych z różnym powodzeniem. W tym badaniu in vitro oceniono skuteczność odkażania systemu abrazji powietrznej (AA) z proszkiem erytrytolu, końcówką ultradźwiękową z polieteroeteroketonu (PEEK) i łyżeczkami tytanowymi (TIT) oraz ich wpływ na topografię powierzchni implantu za pomocą skaningowej mikroskopii elektronowej (SEM). W sumie 60 implantów zostało wybarwionych trwałym czerwonym tuszem i umieszczonych w wydrukowanych w 3D wadach okołoimplantologicznych klasy 1A i klasy 1B, tworząc sześć grup (n = 10 na grupę) w oparciu o rodzaj wady i protokół leczenia. Dodatkowo zastosowano jeden implant kontroli dodatniej i jeden ujemny. Erytrytol w proszku, końcówki ultradźwiękowe PEEK i kirety tytanowe stosowano przez 2 minuty w przypadku wad klasy 1A i 3 minuty w przypadku wad klasy 1B. Pozostałe obszary czerwonego tuszu określono ilościowo za pomocą oprogramowania cyfrowego, a zmiany powierzchni implantu przeanalizowano za pomocą SEM i EDS. Żadna z metod nie doprowadziła do całkowitej dekontaminacji. Jednak erytrytol w proszku był znacznie najskuteczniejszy, pozostawiając resztkowy wskaźnik atramentu 24% ± 6% (p < 0,001). Końcówki ultradźwiękowe PEEK pozostawiły 41% ± 4% resztkowego tuszu, podczas gdy łyżeczki tytanowe pozostawiły 55% ± 3%. Zaobserwowano istotne różnice pomiędzy wszystkimi metodami. Nie stwierdzono istotnej różnicy w skuteczności dekontaminacji między wadami klasy 1A i klasy 1B. Analiza SEM wykazała minimalne uszkodzenia powierzchni przy użyciu proszku erytrytolu i końcówek PEEK, podczas gdy kirety tytanowe spowodowały umiarkowane lub poważne uszkodzenia. Biorąc pod uwagę zarówno skuteczność odkażania, jak i ochronę powierzchni, erytrytol w proszku i końcówki PEEK są bezpiecznymi i skutecznymi opcjami leczenia peri-implantitis, podczas gdy kirety tytanowe są mniej skuteczne i powodują znaczne uszkodzenia powierzchni. Wyniki te mogą pomóc klinicystom w planowaniu leczenia peri-implantitis.

Wprowadzenie

Leczenie implantologiczne jest najczęstszym i najbardziej preferowanym protokołem uzupełniania braków zębowych na całym świecie. Długoterminowe badania kontrolne wykazały, że stosowanie uzupełnień opartych na implantach w leczeniu całkowitego lub częściowego bezzębia zapewnia przewidywalne wyniki i wysokie wskaźniki sukcesu pod względem przeżycia. Jednak po chirurgicznym wszczepieniu i odbudowie implantów mogą wystąpić różne powikłania dotyczące tkanek twardych i miękkich1. W 2017 roku Światowe Warsztaty Klasyfikacji Chorób i Chorób i Chorób Okołoimplantacyjnych wprowadziły definicje i diagnostykę różnicową chorób wpływających na tkanki okołoimplantacyjne2. Zgodnie z tą definicją, peri-implantitis jest nieodwracalnym stanem patologicznym charakteryzującym się klinicznymi objawami zapalenia, w tym krwawieniem podczas sondowania i/lub ropieniem, zwiększoną głębokością sondowania i/lub recesją brzegu błony śluzowej w błonie śluzowej wokół implantu oraz radiologiczną utratą kości podporowej2. Etiologia chorób okołoimplantacyjnych jest wieloczynnikowa, a niektóre osoby są bardziej podatne na ten stan niż inne. Specyficzne predyspozycje poszczególnych osób mogą zwiększać ryzyko rozwoju choroby okołoimplantowej, co może prowadzić do utraty implantu. Inne czynniki, które odgrywają rolę w etiologii chorób okołoimplantologicznych to czynniki związane z pacjentem (palenie tytoniu, choroby ogólnoustrojowe, historia chorób przyzębia, higiena jamy ustnej); stan zrogowaciałej błony śluzowej, ilość i jakość kości oraz tkanek miękkich w miejscu implantacji; siły działające na implant i otaczające tkanki; powikłania napotkane podczas wszczepiania implantu; oraz doświadczenie i umiejętności lekarza wykonującego zabiegi chirurgiczne i protetyczne2. Ponadto niedawno wprowadzono nową koncepcję oceny ryzyka i leczenia – narzędzie do oceny ryzyka choroby implantów (Implant Disease Risk Tool – IDRA)3. Narzędzie to zostało opracowane jako diagram funkcjonalny składający się z ośmiu parametrów, z których każdy ma udokumentowany związek z peri-implantitis. Wektorami ośmiokąta są: historia zapalenia przyzębia, odsetek miejsc na implantach i zębach z krwawieniem po sondowaniu (BoP), liczba zębów/implantów z głębokością kieszonek sondujących ≥ 5 mm, tempo zaniku kości przyzębia (zdjęcia rentgenowskie w stosunku do wieku pacjenta), podatność na paradontozę, częstość wspomagającej terapii periodontologicznej (SPT) oraz konstrukcja protezy.

Ostatnie przeglądy systematyczne wykazały, że częstość występowania peri-implantitis wynosi 19,53% na poziomie pacjenta i 12,53% na poziomie implantu3. Biorąc pod uwagę około 5 milionów implantów umieszczanych każdego roku na całym świecie, przy wielkości rynku przekraczającej 4 miliardy USD, peri-implantitis stanowi poważny problem zdrowotny dla populacji. Nieleczone peri-implantitis powoduje utratę uszkodzonego implantu i protezy opartej na implantach, powodując duży stres zarówno dla dentysty, jak i pacjenta.

Leczenie chorób okołoimplantologicznych można podzielić na niechirurgiczne i chirurgiczne. Chociaż istnieją uzasadnione oczekiwania co do powodzenia punktów końcowych w leczeniu zapalenia przyzębiatypu 4, porównywalne dowody dotyczące leczenia peri-implantitis są nadal nieliczne. Dlatego uzasadnieniem dla podejścia etapowego i niechirurgicznej terapii peri-implantitis jest próba kontroli biofilmu i stanu zapalnego za pomocą stosunkowo prostych metod przed zwiększeniem inwazyjności leczenia i wykonanie kroku chirurgicznego, gdy osiągnięta zostanie lepsza kontrola biofilmu i czynników ryzyka. Obejmuje to instrukcje i motywację OH, kontrolę czynników ryzyka, kontrolę czynników zatrzymujących biofilm oraz czyszczenie/zdejmowanie/modyfikację protezy, w tym ocenę elementów protezy, oprzyrządowanie nadbrzeżne i submarginalne oraz jednoczesne leczenie periodontologiczne w razie potrzeby. Dlatego terapia niechirurgiczna powinna być zawsze pierwszym krokiem5. W przypadku wczesnego zapalenia okołoimplantologicznego może wystarczyć zmniejszenie czynników ryzyka i leczenie niechirurgiczne, ale całkowite usunięcie biofilmu w głębokich kieszeniach po utracie kości jest często trudne. W fazie ponownej oceny po leczeniu niechirurgicznym utrzymująca się głębokość kieszonek (≥ 6 mm) i krwawienie podczas sondowania (BoP) wskazują na potencjalną progresję zapalenia okołoimplantowego. Jeśli te objawy są obecne, zaleca się interwencje chirurgiczne6. Leczenie chirurgiczne peri-implantitis obejmuje (i) oczyszczenie płata otwartego, (ii) chirurgię płata resekcyjnego, (iii) leczenie ubytków kostnych wokół implantu przy użyciu metod rekonstrukcyjnych, (iv) dodatkowe metody dekontaminacji powierzchni implantu oraz (v) wspomagające stosowanie antybiotyków miejscowych/ogólnoustrojowych7.

Głównym czynnikiem etiologicznym peri-implantitis jest patogenny biofilm skolonizowany na powierzchni implantu6. Usunięcie tego biofilmu jest główną zasadą i celem wszystkich protokołów leczenia, które obejmują metody odkażania mechanicznego, chemicznego i laserowego7.

Oczyszczanie mechaniczne wykorzystuje kirety plastikowe, węglowe i tytanowe, urządzenia ultradźwiękowe z plastikowymi i metalowymi końcówkami, szczotki tytanowe oraz systemy ścierne powietrzem (AA) z różnymi proszkami. Chociaż całkowita eliminacja biofilmu jest trudna do osiągnięcia, terapie te zapewniają korzyści kliniczne. Różne interwencje kliniczne, w tym protokoły mechanicznego oczyszczania z lub bez środków antyseptycznych8, antybiotyków9, a także chirurgii resekcyjnej i regeneracyjnej10, były stosowane z różnym stopniem sukcesu klinicznego. Wywołują one jednak również zmiany we właściwościach chemicznych i fizycznych powierzchni implantu, co może komplikować tworzenie nowej kości i ponowną osteointegrację.

Spośród metod mechanicznych najlepszą skuteczność czyszczenia wykazały zabiegi AA wykorzystujące różne kompozycje proszkowe 11,12,13. Jednak obecność szczątkowych cząstek może zmienić topografię powierzchni i zmniejszyć biokompatybilność14. Glicyna, a następnie wodorowęglan sodu, jest najczęściej używanym proszkiem w systemach AA8. Ostatnio mniejsze cząstki ścierne powietrzem, takie jak erytrytol (14 μm), zyskały zainteresowanie w celu skutecznego odkażania przy zmniejszonych uszkodzeniach powierzchni9. Kirety tytanowe i plastikowe, które powodują mniejsze uszkodzenia powierzchni niż końcówki stalowe, są skuteczne w odkażaniu biofilmu15. Końcówki skalera ultradźwiękowego wykonane z polieteroeteroketonu (PEEK) również zmniejszają obciążenie bakteryjne przy minimalnym uszkodzeniu powierzchni10. Metody dekontaminacji muszą uwzględniać wysoką chropowatość powierzchni implantów i mieć na celu usunięcie biofilmu bakteryjnego bez powodowania znacznych uszkodzeń powierzchni. Chociaż przeprowadzono szeroko zakrojone badania in vitro, in vivo i kliniczne, do tej pory nadal nie ma konsensusu i złotego standardu w leczeniu peri-implantitis. Rosnące rozpowszechnienie chorób okołoimplantologicznych spowodowanych licznymi implantami dentystycznymi wymaga opartego na dowodach, przewidywalnego podejścia do leczenia zanieczyszczonych powierzchni. Badanie to ma na celu ocenę skuteczności różnych metod dekontaminacji - systemów ścierniwa powietrznego (AA), końcówek ultradźwiękowych PEEK i kiret tytanowych - na powierzchni implantu oraz ocenę ich wpływu na chropowatość powierzchni implantu za pomocą analizy SEM.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Protokół badania został zatwierdzony przez komisję etyczną (TBAEK-363) Uniwersytetu Akdeniz w Antalyi w Turcji. Badanie było wspierane przez Fundusz Badawczy Uniwersytetu Akdeniz (numer projektu: TDH-2024-6676). W badaniu wykorzystano implant stomatologiczny w kształcie śruby (PrimeTaper EV Implant) o wymiarach 4,2 mm x 11 mm, z mikrogwintem o długości 1,7 mm na szyjce. Przygotowanie powierzchni polegało na piaskowaniu i trawieniu rozcieńczonym kwasem fluorowodorowym w celu uzyskania wyraźnie zdefiniowanej powierzchni OsseoSpeed.

1. Przygotowanie eksperymentalnych modeli peri-implantitis

UWAGA: Przeanalizowano trzy metody mechanicznego opracowania w celu dekontaminacji (ścierniwo powietrzne (AA), ultradźwięki z końcówką z polieteroeteroketonu (PEEK) oraz kurety tytanowe; Tabela Materiałów) w dwóch różnych typach ubytków przyimplantowych11 (klasa 1A i klasa 1B). W ten sposób utworzono sześć grup eksperymentalnych (Rycina 1). Wykorzystano łącznie 62 implanty, w tym jeden implant kontrolny dodatni i jeden kontrolny ujemny. Ten projekt badania in vitro, opracowany pierwotnie przez Sharhmanna i wsp.16, był modyfikowany przez różnych badaczy w literaturze12,13,14,15,16,17,18 (Rycina 2). Zakładając 10% różnicy w skuteczności usuwania biofilmu między grupami, wielkość próby określono jako 60 (10 dla każdej grupy) dla sześciu grup za pomocą programu G*power, przy wielkości efektu 0,50, błędzie typu I wynoszącym 5% i mocy 80%.

Schemat klasyfikacji defektów implantów stomatologicznych; grupy: ścierniwo powietrzne, ultradźwiękowy PEEK, kureta tytanowa.
Rycina 1: Schemat blokowy grup eksperymentalnych.Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

  1. Usuń pierwszego trzonowca z edukacyjnego modelu fantomu żuchwy. Plastikowe zęby są przymocowane do tego modelu fantomu za pomocą śrub. Odkręć pierwszy trzonowiec i usuń gwint z zębodołu. Wypełnij zębodół, formując miękki materiał silikonowy tak, aby przykrył otwór i utworzył płaski grzbiet zębodołowy.
    UWAGA: Utworzono symulację implantu umieszczonego w obszarze bezzębnym.
  2. Zeskanuj przygotowany model w skanerze laboratoryjnym, aby stworzyć projekt cyfrowy.
  3. Cyfrowo stwórz defekty kostne okołowszczepienne klasy 1A oraz klasy 1B11. Otwórz program Exocad. Wgraj plik zeskanowanego modelu. Następnie kliknij Design i wybierz Expert Mode. Usuń nieregularne obszary za pomocą opcji Edit Mesh. Następnie kliknij prawym przyciskiem myszy i wybierz Save Scan as a File w odpowiednim folderze na komputerze.
  4. Wybierz opcję Tools > Add/Remove Mesh, następnie Wax Scanning > Upload File i wybierz plik właśnie zapisany w folderze. Po tym kliknij Wizard Mode po prawej stronie.
  5. W powstałym nowym modelu STL stwórz symulację defektu w zębodole. Aby to zrobić, kliknij Add/Remove po lewej stronie. Wybierz Oval Shape Brush Size. Następnie stwórz defekt na modelu, używając klawisza shift i lewego przycisku myszy jednocześnie. Dostosuj długość defektu do 5 mm, a szerokość do 4,2 mm (odpowiadającą średnicy implantu) na powierzchni policzkowej implantu dla defektów klasy 1A oraz do 5-5-5 mm dla defektów klasy 1B.
  6. Aby zwęzić szerokość poziomą defektu, wybierz Cusps, klikając w Anatomy po lewej stronie i zwężając szerokość przedsionkową defektu do wewnątrz. Następnie kliknij prawym przyciskiem myszy i zapisz scenę jako plik.
  7. Aby stworzyć model końcowy, zrestartuj program i ponownie wgraj zapisany folder. Następnie wybierz opcję Wizard Mode oraz Model Alignment po prawej stronie. Wybierz typ modelu as Digital Waxup Model po lewej stronie. Klikaj Next kilka razy, aż dojdziesz do sekcji projektowania modelu po lewej stronie. Wybierz opcję Full Model i kliknij Next dwa razy. Po ukończeniu pliku modelu otwórz go w Eksploratorze; jest on gotowy do wydruku.
  8. Prześlij pliki STL zaprojektowanego modelu do drukarki 3D. Wydrukuj stworzone modele cyfrowe, używając żywicy modelowej.
  9. Płucz modele doświadczalne w 96% etanolu przez 5-10 min. Po procesie czyszczenia umieść modele w urządzeniu do utwardzania światłem i naświetlaj przez 5 min przy ustawieniu dawki zgodnie z instrukcjami producenta.
    UWAGA: Użyj modelu z żywicy o wysokiej wytrzymałości na rozciąganie, zginanie i ściskanie, odpowiedniej do wiercenia w implancie. Oczyść wydrukowany model roztworami na bazie alkoholu zgodnie z instrukcjami producenta i upewnij się, że został on odpowiednio utwardzony światłem.

2. Barwienie implantów

  1. Zanurz implanty testowe w lepkim, wodoodpornym czerwonym tuszu. Upewnij się, że wszystkie części powierzchni implantu są całkowicie i jednorodnie pokryte tuszem przez 15 s. Wyjmij implanty ze sterylnego pojemnika za pomocą końcówek wprowadzających lub słupków transferowych, unikając kontaktu dłońmi.
    UWAGA: To barwienie będzie symulować optycznie widomy substytut biofilmu do analizy fotograficznej.
  2. Osusz zabarwione implanty za pomocą powietrza z przesyłki stomatologicznej, aby uzyskać równomierne rozprowadzenie tuszu. Pozostaw zabarwione implanty do dalszego wysychania przez 24 h w temperaturze pokojowej. Susz implanty w izolacji wraz z końcówkami, bez kontaktu dłońmi.

3. Umieszczenie barwionych implantów

  1. Ustaw parametry dyspensera do fizjoterapii stomatologicznej w następujący sposób: 800 rpm, moment obrotowy 40 N, bez irygacji solą fizjologiczną.
  2. Przy użyciu chirurgicznych wierteł do implantów przygotuj łożysko implantologiczne w modelach eksperymentalnych, aby umieścić implanty o długości 11 mm i szerokości 4,2 mm. Przygotuj takie samo łożysko w modelach z obydwoma typami defektów (modele defektów klasy 1A i 1B).
  3. Używaj wierteł do implantów sekwencyjnie, zgodnie z instrukcjami producenta, aby osiągnąć stabilność pierwotną. Usuń pozostałe zanieczyszczenia po wierceniu za pomocą strzykawki powietrzno-wodnej, a następnie umieść implanty. Stabilizuj eksperymentalne modele okołowszczepowego stanu zapalnego (peri-implantitis) na platformie roboczej za pomocą zacisku, aby uniknąć mikroruchów implantów oraz zapobiec powstawaniu mikropęknięć w modelach.
  4. Wprowadź implanty do łożysk za pomocą kątnicy nośnej. Pozostaw 5 mm odsłoniętego obszaru na powierzchni policzkowej. Upewnij się, że implanty są zanurzone na tym samym poziomie w grzebieni kostnym językowym modelu. Unikaj dotykania zabarwionej powierzchni implantu.

4. Dekontaminacja implantów

  1. Rozpocząć dekontaminację implantów w grupach, nie usuwając ich z eksperymentalnych modeli ubytków 1A i 1B.
  2. System piaskarki pneumatycznej: Ustawić urządzenie na pełną moc z nawadnianiem wodnym i proszkiem erytrytolu o ziarnistości 14 µm. Trzymać końcówkę urządzenia w odległości 2-3 mm od powierzchni implantu i równomiernie aplikować proszek na odsłonięty ubytek okołozasadzeniowy. Ograniczyć czas pracy do 2 min dla ubytków 1A i 3 min dla ubytków 1B.
  3. Ultradźwiękowa końcówka z polieteroeteroketonu (PEEK): Ustawić urządzenie na moc 8 (80%) z maksymalnym nawadnianiem wodnym. Trzymać końcówkę PEEK w sposób odpowiedni dla urządzeń ultradźwiękowych. Przeprowadzić dekontaminację powierzchni implantu, wykonując ruchy liniowe i równoległe. Aplikować końcówkę PEEK między gwinty w zakresie, na jaki pozwala jej konstrukcja. Ograniczyć czas pracy do 2 min dla ubytków 1A i 3 min dla ubytków 1B.
  4. Kurety tytanowe: Stosować kolejne kontakty z stałym naciskiem pod kątem 60°-90° do powierzchni implantu, przy zastosowaniu siły ok. 0,75 N na 5 mm odsłoniętej powierzchni implantu, przez 2 min dla ubytków 1A i 3 min dla ubytków 1B.
  5. Po dekontaminacji usunąć implant za pomocą wkrętaka, unikając kontaktu dłonią. Jeśli modele uległy deformacji po dekontaminacji, przejść do modeli zapasowych. Stabilnie zamocować eksperymentalne modele zapalenia tkanek okołowszczepowych na platformie roboczej za pomocą zacisku.
    UWAGA: Wszystkie metody powinny zostać skalibrowane i zastosowane przez jednego badacza.

5. Obrazowanie fotograficzne

  1. Wyjąć implanty z modelu za pomocą kompatybilnego klucza do implantów. Osuszyć implanty strumieniem powietrza przez 20 s, aby usunąć wszelkie poluzowane cząsteczki/pozostałości z powierzchni.
  2. Umieścić implanty na specjalnie zaprojektowanych akrylowych modelach fotograficznych w celu wykonania zdjęć w rzucie płaskim, pod kątem 30° w stronę wierzchołka oraz pod kątem 30° w stronę korony, aby ocenić części wierzchołkowe i koronowe gwintów na powierzchni implantu.
  3. Umieścić aparat na statywie i ustandaryzować ustawienia aparatu (odległość 15 cm, ISO 160, przysłona f/16, czas ekspozycji 1/250 s). Upewnić się, że pomieszczenie jest odpowiednio oświetlone. Niezbędne jest ustabilizowanie aparatu za pomocą statywu.
  4. Wykonać cyfrowe zdjęcia w formacie RAW z użyciem lampy błyskowej. Pozyskać łącznie 90 zdjęć od strony policzkowej (jedno płaskie, jedno pod kątem 30° w stronę wierzchołka i jedno pod kątem 30° w stronę korony dla każdej powierzchni implantu) dla defektów klasy 1A oraz 270 zdjęć (płaskie, 30° w stronę wierzchołka i 30° w stronę korony z każdej powierzchni policzkowej, mezjalnej i dystalnej dla każdego implantu) dla defektów klasy 1B. Zapisać wszystkie pliki zdjęć cyfrowych na dysku twardym w celu dalszej analizy obrazu.

6. Analiza obrazu

  1. Wszystkie analizy należy przeprowadzić w oprogramowaniu do analizy obrazów cyfrowych (ImageJ). Przed analizą należy ustawić tło fotografii na czarne, korzystając z programu do obróbki zdjęć (Photoroom), aby upewnić się, że na obrazie widoczny jest tylko implant. Otwórz aplikację, a następnie dodaj każde zdjęcie z galerii. Usuń tło z obrazu i wybierz opcję Black Background (czarne tło).
  2. Przeciągnij i upuść obraz do programu ImageJ. Narysuj na obrazie kwadrat obejmujący 5 mm w części koronowej implantu. Następnie kliknij Image > Crop (Obraz > Przytnij) w celu standaryzacji. Powtórz tę procedurę dla każdego obrazu.
  3. Konwertuj obrazy do formatu 8-bitowego, klikając Image ˃ Type ˃ 8-bit, a następnie dostosuj progi, klikając Image ˃ Adjust ˃ Threshold, aby umożliwić obliczenie powierzchni.
  4. Oblicz całkowitą powierzchnię implantu oraz powierzchnię pozostałości koloru czerwonego, klikając Analyze ˃ Measure ˃ Area (Analiza ˃ Pomiar ˃ Powierzchnia).
  5. Zapisz otrzymaną powierzchnię w pikselach w arkuszu kalkulacyjnym. Utwórz osobny arkusz kalkulacyjny do zapisu surowych danych obrazowych.
  6. Aby uzyskać procent pozostałości koloru czerwonego, pomnóż powierzchnię obszaru czerwonego przez 100 i podziel przez całkowitą powierzchnię implantu.

7. Analiza SEM

  1. Przechowywać wszystkie implanty w sterylnych pudełkach do dnia analizy.
  2. Przed analizą SEM losowo wybrać jedną reprezentatywną próbkę z każdej grupy badawczej. Do próbek wybranych z każdej grupy dodać jeden sterylny implant oraz jeden implant całkowicie pokryty tuszem. W ten sposób przygotować łącznie osiem próbek implantów do analizy SEM.
  3. Przez 20 s opryskać próbki gazem azotowym za pomocą pistoletu gazowego, aby usunąć mikroproszek z powierzchni implantów przed analizą SEM.
    UWAGA: Ze względu na zaawansowaną technologię urządzenia nie stosowano dodatkowego napylania złotem.
  4. Zamocować każdy implant na podstawkach SEM za pomocą przewodzących dysków z klejem węglowym w sposób umożliwiający analizę płaskiej powierzchni policzkowej bez konieczności dekontaminacji manualnej. Ułożyć je kolejno według numerów, aby uniknąć pomylenia grup.
  5. Wybrać obszar z implantów umieszczonych w urządzeniu i wykonać zdjęcia przy różnych powiększeniach. Powtórzyć tę samą procedurę dla różnych obszarów powierzchni implantów (przybliżonych lub oddalonych). Do wykonania zdjęć za pomocą urządzenia SEM pracującego przy napięciu 10-30 kV i średniej odległości roboczej 12 mm zastosować powiększenia 100x, 1000x i 5000x.
    ​UWAGA: Dla każdego implantu wybrano drugą mikrowąs z obszaru szyjki oraz drugą makrowąs z ciała implantu, aby zapewnić standaryzację podczas analizy SEM. W przypadku niektórych zdjęć zaleca się przeprowadzenie analizy pierwiastkowej (EDS) podczas obrazowania w celu porównania.

Schemat procesu dekontaminacji implantu; barwienie tuszem; analiza SEM; analiza fotograficzna.
Rysunek 2: Schemat badania. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

8. Analiza statystyczna

  1. Zmienne kategoryczne przedstawiono jako liczby i procenty, a zmienne ciągłe jako średnią i odchylenie standardowe. Normalność rozkładu zmiennych ciągłych potwierdzono testem Shapiro-Wilka.
  2. Do porównania zmiennych ciągłych między grupami z wadami zastosowano test t Studenta. W przypadku porównania więcej niż dwóch grup wykorzystano jednoczynnikową analizę wariancji (ANOVA) lub test Kruskala-Wallisa, w zależności od tego, czy spełnione zostały założenia statystyczne.
  3. W przypadku danych o rozkładzie normalnym, przy zachowaniu jednorodności wariancji, do wielokrotnych porównań grup zastosowano testy Tukeya. Dla danych o rozkładzie nienormalnym do wielokrotnych porównań grup wykorzystano test U Manna-Whitneya z korektą Bonferroniego. Wszystkie analizy statystyczne przeprowadzono przy użyciu oprogramowania IBM SPSS 20. Poziom istotności statystycznej dla wszystkich testów przyjęto jako 0,05.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Opisany tutaj protokół eksperymentalny służący do analizy dekontaminacji powierzchni implantów wykazał znaczące różnice między poszczególnymi procedurami zabiegowymi. Ponadto protokół SEM po zabiegu wykazał również istotne zmiany na powierzchniach implantów o różnym stopniu nasilenia w grupach badawczych.

Porównania na poziomie implantu (całkowite średnie dla implantów) po dekontaminacji
Porównania na poziomie implantu przeprowadzono poprzez zestawienie średnich ogólnych d...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Metodologia analizy powierzchni in vitro implantów dentystycznych dotkniętych chorobą okołoimplantacyjną zawsze stanowiła wyzwanie ze względu na zapalny i bakteryjny charakter mechanizmów patogennych występujących na szorstkich powierzchniach implantu. Kilka obaw obejmuje wybór materiału próbki, naśladowanie biofilmu na powierzchni, wybór typu defektu peri-implantitis, przedstawienie warunków klinicznych podczas procedur in vitro, różnice w procedurach dekontaminacji oraz metody określania stopnia dekontaminacji...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają do ujawnienia żadnych konfliktów interesów.

Podziękowania

Implanty użyte w badaniu były wspierane przez Dentsply Sirona.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Drukarka 3DDentaFab, Stambuł, TurcjaWytwarzanie eksperymentalnych defektów periimplantitis
Żywica do druku 3D Alias, Stambuł, TurcjaProdukcja eksperymentalnych modeli periimplantitis
Skaner 3DDOF Inc. EDGE, Seul, Korea PołudniowaSłuży do skanowania modelu fantomowego zęba
System ścierniwa powietrznegoAIRFLOW Plus PowderE.M.S., Electro Medical Systems S.A., Nyon, SzwajcariaSłuży do odkażania powierzchni implantu
Oprogramowanie CAD/CAMExocad 3.2 ElefsinaWytwarzanie eksperymentalnych defektów periimplantitis
KameraCanon EOS 70D, JaponiaW celu uzyskania dokumentacji fotograficznej implantów
Implant zębowyDS PrimeTaper, Dentsply Sirona, Hanau, Niemcy
Jednostka utwardzania światłemSolidilite V, JaponiaSłuży do utwardzania modeli eksperymentalnych w laboratorium
Tusz permanentnyEdding, Niemcy Służy do barwienia powierzchni implantu w celu naśladowania biofilmu
FizjodozownikDentsply Sirona, Hanau, NiemcyUmieszczanie implantów w modelach eksperymentalnych
Urządzenie SEMFEI QUANTA FEG 250 FEI Technologies Inc. (Oregon, Stany ZjednoczoneSłuży do analizy zmian topobralicznych na powierzchni implantu
Zestaw implantów chirurgicznychDentsply Sirona, Hanau, NiemcyUmieszczanie implantów w modelach eksperymentalnych
Tytanowa curretteLanger ½ Titanium Currette, Hu-Friedy, Chicago, IL, USASłuży do odkażania powierzchni implantu
Ultradźwiękowa końcówka PEEKPI-MAX Implant Scaler, E.M.S., Electro Medical Systems S.A., Nyon, SzwajcariaSłuży do odkażania powierzchni implantu

Bibliografia

  1. Buser, D., et al. 10-year survival and success rates of 511 titanium implants with a sandblasted and acid-etched surface: A retrospective study in 303 partially edentulous patients. Clin Implant Dent Relat Res. 14 (6), 839-851 (2012).
  2. Berglundh, T., et al. Peri-implant diseases and conditions: Consensus report of workgroup 4 of the 2017 World workshop on the classification of periodontal and peri-implant diseases and conditions. J Clin Periodontol. 45, S286-S291 (2018).
  3. Diaz, P., Gonzalo, E., Villagra, L. J. G., Miegimolle, B., Suarez, M. J. What is the prevalence of peri-implantitis? A systematic review and meta-analysis. BMC Oral Health. 22 (1), 1-13 (2022).
  4. Herrera, D., et al. Prevention and treatment of peri-implant diseases—The EFP S3 level clinical practice guideline. J Clin Periodontol. 50 (S26), 4-76 (2023).
  5. Heitz-Mayfield, L., Mombelli, A. The therapy of peri-implantitis: a systematic review. Int J Oral Maxillofac Implants. 29 Suppl, 325-345 (2014).
  6. Heitz-Mayfield, L. J. A., Heitz, F., Lang, N. P. Implant disease risk assessment IDRA–a tool for preventing peri-implant disease. Clin Oral Implants Res. 31 (4), 397-403 (2020).
  7. Monje, A., Cha, J. K. Strategies for implant surface decontamination in peri-implantitis therapy. Int J Oral Implantol. 15 (3), 213-248 (2022).
  8. Francis, S., Iaculli, F., Perrotti, V., Piattelli, A., Quaranta, A. Titanium surface decontamination: A systematic review of in vitro comparative studies. Int J Oral Maxillofac Implants. 37 (1), 76-84 (2022).
  9. Pujarern, P., et al. Efficacy of biofilm removal on the dental implant surface by sodium bicarbonate and erythritol powder airflow system. Eur J Dent. 18 (4), 1022-1029 (2024).
  10. Polizzi, E., D’orto, B., Tomasi, S., Tetè, G. A micromorphological/microbiological pilot study assessing three methods for the maintenance of the implant patient. Clin Exp Dent Res. 7 (2), 156-162 (2021).
  11. Monje, A., et al. Morphology and severity of peri-implantitis bone defects. Clin Implant Dent Relat Res. 21 (4), 635-643 (2019).
  12. Khan, S. N., Koldsland, O. C., Tiainen, H., Hjortsjö, C. Anatomical three-dimensional model with peri-implant defect for in vitro assessment of dental implant decontamination. Clin Exp Dent Res. 10 (1), e841-e848 (2024).
  13. Matsubara, V. H., et al. Cleaning potential of different air abrasive powders and their impact on implant surface roughness. Clin Implant Dent Relat Res. 22 (1), 96-104 (2020).
  14. Ronay, V., Merlini, A., Attin, T., Schmidlin, P. R., Sahrmann, P. In vitro cleaning potential of three implant debridement methods. Simulation of the non-surgical approach. Clin Oral Implants Res. 28 (2), 151-155 (2017).
  15. Sahrmann, P., et al. In vitro cleaning potential of three different implant debridement methods. Clin Oral Implants Res. 26 (3), 314-319 (2015).
  16. Hart, I., Wells, C., Tsigarida, A., Bezerra, B. Effectiveness of mechanical and chemical decontamination methods for the treatment of dental implant surfaces affected by peri-implantitis: A systematic review and meta-analysis. Clin Exp Dent Res. 10 (1), e839-e844 (2024).
  17. Korello, K., Eickholz, P., Zuhr, O., Ratka, C., Petsos, H. In vitro efficacy of non-surgical and surgical implant surface decontamination methods in three different defect configurations in the presence or absence of a suprastructure. Clin Implant Dent Relat Res. 25 (3), 549-563 (2023).
  18. Luengo, F., et al. In vitro effect of different implant decontamination methods in three intraosseous defect configurations. Clin Oral Implants Res. 33 (11), 1087-1097 (2022).
  19. Keim, D., et al. In vitro efficacy of three different implant surface decontamination methods in three different defect configurations. Clin Oral Implants Res. 30 (6), 550-558 (2019).
  20. Al-Hashedi, A. A., Laurenti, M., Benhamou, V., Tamimi, F. Decontamination of titanium implants using physical methods. Clin Oral Implants Res. 28 (8), 1013-1021 (2017).
  21. Sanz-Martín, I., et al. Significance of implant design on the efficacy of different peri-implantitis decontamination protocols. Clin Oral Investig. 25 (6), 3589-3597 (2021).
  22. Mensi, M. Comparison between four different implant surface debridement methods: an in vitro experimental study. Minerva Stomatol. 69 (5), 286-294 (2020).
  23. Sirinirund, B., Garaicoa-Pazmino, C., Wang, H. L. Effects of mechanical instrumentation with commercially available instruments used in supportive peri-implant therapy: An in vitro study. Int J Oral Maxillofac Implants. 34 (6), 1370-1378 (2019).
  24. Wiessner, A., et al. In vivo biofilm formation on novel PEEK, titanium, and zirconia implant abutment materials. Int J Mol Sci. 24 (2), 1779(2023).
  25. Cai, Z., et al. Disinfect Porphyromonas gingivalis biofilm on titanium surface with combined application of chlorhexidine and antimicrobial photodynamic therapy. Photochem Photobiol. 95 (3), 839-845 (2019).
  26. Azizi, B., et al. Antimicrobial efficacy of photodynamic therapy and light-activated disinfection on contaminated zirconia implants: An in vitro study. Photodiagnosis Photodyn Ther. 21, 328-333 (2018).
  27. Sahrmann, V., et al. In vitro cleaning potential of three different implant debridement methods. Clin Oral Impl Res. 26 (3), 314-319 (2015).
  28. Tuchscheerer, V., et al. In vitro surgical and non-surgical air-polishing efficacy for implant surface decontamination in three different defect configurations. Clin Oral Investig. 25 (4), 1743-1754 (2021).
  29. Iatrou, P., et al. In vitro efficacy of three different nonsurgical implant surface decontamination methods in three different defect configurations. Int J Oral Maxillofac Implants. 36 (2), 271-280 (2021).
  30. Petersilka, G. J. Subgingival air-polishing in the treatment of periodontal biofilm infections. Periodontol 2000. 55 (1), 124-142 (2011).
  31. Giffi, R., et al. The efficacy of different implant surface decontamination methods using spectrophotometric analysis: an in vitro study. J Periodontal Implant Sci. 53 (4), 295(2023).
  32. Laleman, I., et al. Subgingival debridement: end point, methods and how often. Periodontol 2000. 75 (1), 189-204 (2017).
  33. Regidor, E., Derks, J., Ortiz-Vigón, A. The use of air abrasive devices for implant surface decontamination. Perio Clinica. 27 (2), 23-38 (2023).
  34. Khan, S. N., et al. The decontamination effect of an oscillating chitosan brush compared with an ultrasonic PEEK-tip: An in study using a dynamic biofilm model. Clin Oral Implants Res. 36 (1), 73-81 (2025).
  35. Louropoulou, A., Slot, D. E., van der Weijden, F. The effects of mechanical instruments on contaminated titanium dental implant surfaces: a systematic review. Clin Oral Implants Res. 25 (10), 1149-1160 (2014).
  36. Lang, M. S., Cerutis, R., Miyamoto, T., Nunn, E. Cell attachment following instrumentation with titanium and plastic instruments, diode laser, and titanium brush on titanium, titanium-zirconium, and zirconia surfaces. Int J Oral M axillofac Implants. 31, 799-806 (2016).
  37. Harrel, S. K., Wilson, T. G., Pandya, M., Diekwisch, T. G. H. Titanium particles generated during ultrasonic scaling of implants. J Periodontol. 90 (3), 241-246 (2019).
  38. Schwarz, F., Nuesry, E., Bieling, K., Herten, M., Becker, J. Influence of an Erbium, Chromium-Doped Yttrium, Scandium, Gallium, and Garnet (Er,Cr:YSGG) laser on the reestablishment of the biocompatibility of contaminated Titanium implant surfaces. J Periodontol. 77 (11), 1820-1827 (2006).
  39. Hakki, S. S., Tatar, G., Dundar, N., Demiralp, B. The effect of different cleaning methods on the surface and temperature of failed titanium implants: an in vitro study. Lasers Med Sci. 32 (3), 563-571 (2017).
  40. Chegeni, E., Espanã-Tost, A., Figueiredo, R., Valmaseda-Castellón, E., Arnabat-Domínguez, J. Effect of an Er,Cr:YSGG laser on the surface of implants: A descriptive comparative study of 3 different tips and pulse energies. Dent J. 8 (4), 109-118 (2020).
  41. Mei, L., Guan, G. Profilometry and atomic force microscopy for surface characterization. Nano TransMed. 2 (1), e9130017-e9130024 (2023).
  42. Martelo, J. B., Andersson, M., Liguori, C., Lundgren, J. Three-dimensional scanning electron microscopy used as a profilometer for the surface characterization of polyethylene-coated paperboard. Nord Pulp Paper Res J. 36 (2), 276-283 (2021).
  43. Kimoto, K., et al. Unsupervised machine learning combined with 4D scanning transmission electron microscopy for bimodal nanostructural analysis. Sci Rep. 14 (1), 2901-2909 (2024).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

proszek erytrytoluultrad wi kowa ko c wka PEEKkurety tytanoweskaningowa mikroskopia elektronowachropowato powierzchniuszkodzenia powierzchni implantubadanie in vitro
Wpływ metod mechanicznych stosowanych w leczeniu peri-implantitis na dekontaminację i chropowatość powierzchni implantów
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.