Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Dwuwymiarowa wizualizacja mikrokrążenia mózgu szczura w superrozdzielczości za pomocą mikroskopii lokalizacji ultradźwiękowej

1.6K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/67813

⸱

28 marca 2025

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Biomedical Engineering, Fudan University, 2Academy for Engineering and Technology, Fudan University, 3School of Information Science and Technology, Fudan University, 4State Key Laboratory of Medical Neurobiology, Fudan University

W tym artykule

Podsumowanie

Tutaj opisujemy protokół mikroskopii lokalizacji ultradźwięków (ULM), który osiąga rozdzielczość przestrzenną 12,5 μm do obrazowania mikrokrążenia mózgu u szczurów. Umożliwia szczegółową wizualizację kierunku i prędkości przepływu krwi, oferując potężne narzędzie do zaawansowanych badań nad krążeniem mózgowym i zaburzeniami naczyniowymi.

Streszczenie

Mikrokrążenie mózgowe tworzy złożoną sieć naczyń niezbędnych do utrzymania funkcji mózgu. Choroby takie jak udar, choroba Alzheimera, glejaki i otępienie naczyniowe mogą głęboko zakłócić pracę układu mikronaczyniowego. Niestety, obecne metody obrazowania medycznego oferują tylko pośrednie obserwacje w tej skali. Zainspirowana mikroskopią optyczną, ultradźwiękowa mikroskopia lokalizacyjna (ULM) przezwycięża klasyczny kompromis między głębokością penetracji a rozdzielczością przestrzenną. Lokalizując i śledząc poszczególne wstrzyknięte mikropęcherzyki (MB) z precyzją poniżej długości fali, można generować mapy naczyń krwionośnych i prędkości w skali mikrometrycznej. W tym miejscu przedstawiamy solidny protokół obrazowania mikrokrążenia mózgu w superrozdzielczości in vivo u szczurów przy użyciu komercyjnej platformy ultrasonograficznej. Metoda ta osiąga rozdzielczość przestrzenną 12,5 μm, rekonstruując architekturę mikronaczyniową i dostarczając szczegółowych informacji na temat kierunku i prędkości przepływu krwi, znacznie zwiększając naszą wiedzę na temat mikrokrążenia mózgowego. Protokół może zostać rozszerzony na modele chorób szczurów, oferując potężne narzędzie do wczesnej diagnozy i leczenia chorób nerwowo-naczyniowych.

Wprowadzenie

Mikrokrążenie mózgowe, składające się z naczyń włosowatych, tętniczek i żyłek, jest niezbędne do utrzymania funkcji mózgu, ułatwiając dostarczanie składników odżywczych, wymianę tlenu i usuwanie odpadów1,2. Zakłócenia w tej sieci są związane z zaburzeniami neurologicznymi, takimi jak udar mózgu3, choroba Alzheimera4, glejaki5 i demencja naczyniowa6, prowadzące do upośledzenia fizjologii mózgu. Zmiany mikronaczyniowe często poprzedzają wystąpienie objawów klinicznych, co czyni je krytycznym celem interwencji diagnostycznych i terapeutycznych7,8. Kompleksowe zrozumienie zmian naczyniowych zarówno na poziomie strukturalnym, jak i funkcjonalnym jest kluczem do postępu w badaniach i strategiach leczenia.

Jednak obrazowanie mikrokrążenia mózgowego jest szczególnie trudne ze względu na mały rozmiar i częściowo głębokie umiejscowienie w mózgu. Konwencjonalne metody obrazowania, takie jak obrazowanie metodą rezonansu magnetycznego (MRI)9 i tomografia komputerowa (CT)10, choć odpowiednie do uchwycenia zmian naczyniowych na dużą skalę, oferują rozdzielczość przestrzenną (~100 μm), która jest zdecydowanie zbyt zgrubna do wizualizacji małych naczyń. Metody optyczne, takie jak mikroskopia dwufotonowa11 zapewniają doskonałą rozdzielczość przestrzenną (do 1 μm) do obrazowania poszczególnych naczyń włosowatych, ale są utrudnione przez ograniczone pole widzenia i głębokość penetracji (mniej niż 1 mm), co ogranicza ich zdolność do obrazowania głębokich obszarów mózgu. Jako technika oparta na ultradźwiękach, Doppler12, oferując ocenę przepływu krwi w czasie rzeczywistym, pozostaje ograniczona rozdzielczością 50-200 μm, niewystarczającą do szczegółów mikrokrążenia. Ogólnie rzecz biorąc, żadna pojedyncza metoda nie spełnia obecnie podwójnego wymogu wysokiej rozdzielczości przestrzennej i wystarczającej penetracji mózgu, niezbędnej do obrazowania mikrokrążenia mózgowego.

Zainspirowany mikroskopią optyczną13,14, ultradźwiękowa mikroskopia lokalizacyjna (ULM) umożliwia wizualizację drobnych struktur w skali mikronów poprzez lokalizowanie pojedynczych wstrzykniętych mikropęcherzyków (MB) i śledzenie ich przemieszczenia z rozdzielczością poniżej długości fali15. Omija klasyczny kompromis między penetracją a rozdzielczością w obrazowaniu ultradźwiękowym16. Badanie to szczegółowo opisuje solidny protokół wdrażania ULM w modelu żywego szczura, umożliwiając w ten sposób obrazowanie mikrokrążenia mózgu w superrozdzielczości za pomocą dostępnej na rynku platformy ultrasonograficznej. Protokół zapewnia nie tylko kompleksową rekonstrukcję struktury mikrokrążenia, ale także dostarcza szczegółowych informacji na temat kierunku i prędkości przepływu krwi, co nie jest możliwe przy użyciu konwencjonalnych technik obrazowania. Chociaż protokół został zwalidowany na normalnych szczurach, można go rozszerzyć na modele chorób szczurów, oferując możliwości niestandardowych badań w różnych stanach patologicznych.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Wszystkie eksperymenty na zwierzętach przeprowadzone w tej pracy są zatwierdzone przez Komitet Etyki Uniwersytetu Fudan (Numer zatwierdzenia: 2022JS-004). Protokół jest ściśle zgodny z wytycznymi Uniwersytetu Fudan dotyczącymi opieki nad zwierzętami, aby zapewnić humanitarne traktowanie zwierząt. Przed rozpoczęciem doświadczenia szczury muszą mieć zapewniony 1-tygodniowy okres aklimatyzacji środowiskowej, podczas którego otrzymują wystarczającą ilość paszy i wody. Fotoperiod jest dokładnie regulowany zgodnie z ich rytmami biologicznymi, aby zapewnić utrzymanie prawidłowych stanów fizjologicznych. Pod koniec eksperymentu przeprowadza się eutanazję przy użyciu przedawkowania wziewnego izofluranu.

UWAGA: Konfiguracja eksperymentalna jest pokazana w Rysunek 1A-H.

1. Przygotowanie zwierząt do obrazowania ULM

  1. znieczulenie
    1. Wywołaj znieczulenie u szczura, podając mieszaninę 3,5% izofluranu i 100% tlenu przy natężeniu przepływu 3 l/min. Po około 4 minutach wyjąć zwierzę z komory i położyć je na brzuchu na platformie obrazowej podgrzanej do temperatury 37 °C.
      UWAGA: Szczur otrzymuje meloksykam (1 mg/kg s.c.) 30 minut przed indukcją izofluranu.
    2. Umieść nos szczura w masce oddechowej podłączonej do systemu znieczulającego. Utrzymuj stabilną sedację, podając mieszaninę 1,5-2,0% izofluranu i 100% tlenu przy natężeniu przepływu 1,5 l/min.
      UWAGA: Metody i dawki znieczulenia są ściśle zgodne z wytycznymi producenta. Pod szczurem umieszczono elektryczną poduszkę grzewczą ustawioną na 37 °C, aby zapobiec hipotermii wywołanej znieczuleniem.
  2. Przedoperacyjne przygotowanie zwierząt
    1. Zabezpiecz górne siekacze szczura w wycięciu siekacza, umieszczając dolną szczękę poniżej pręta. Użyj pasków nausznych, aby ustabilizować głowę szczura, umieszczając je w kostnym wgłębieniu nieco do przodu i powyżej kanału słuchowego (wyczuwalne ręcznie), upewniając się, że cała powierzchnia czaszki pozostaje pozioma (Rysunek 1A).
    2. Delikatnie zbadaj stabilność mocowania, wywierając niewielki nacisk na różne części głowy. Upewnij się, że nie ma ruchu ani ześlizgiwania się z pierwotnej pozycji.
    3. Dostosuj wysokość platformy obrazowania i skrupulatnie dostosuj kąt głowy szczura, podnosząc lub opuszczając wcięcie siekacza, aby zapewnić niezakłócone oddychanie.
    4. Nałóż maść erytromycyny lub 30% roztwór gliceryny na oczy szczura, aby zapobiec uszkodzeniom spowodowanym długotrwałym działaniem lamp chirurgicznych i utrzymać wilgotność oczu w znieczuleniu. Dodatkowo użyj pęsety z okrągłą końcówką, aby delikatnie pociągnąć język szczura na jedną stronę jamy ustnej, aby zapobiec uduszeniu się podczas operacji.
    5. Użyj ręcznej elektrycznej maszynki do strzyżenia i ogol głowę szczura w kierunku przeciwnym do kierunku wzrostu włosów (od tyłu do przodu), zazwyczaj między uszami, od oczu do początku szyi (Ryc. 1B). Zdezynfekuj obszar chirurgiczny 3x naprzemiennie roztworem jodu i alkoholem przed nacięciem skóry.
  3. Kraniotomia u szczura
    1. Potwierdź głębokość znieczulenia poprzez brak odruchu wycofania po mocnym uszczypnięciu palca tylnej kończyny szczura. Wykonaj nacięcie wzdłuż szwu strzałkowego czaszki szczura, zaczynając tuż za kością potyliczną i rozciągając się około 4 cm do przodu. Użyj hemostatów, aby cofnąć skórę po obu stronach (Rysunek 1C). Opcjonalnie należy całkowicie wyciąć skórę nad czaszką, aby zapewnić większy dostęp chirurgiczny, ale może to zwiększyć ryzyko infekcji.
    2. Użyj małych nożyczek, aby usunąć okostną z czaszki, całkowicie odsłaniając twardą warstwę kości.
    3. Wykonaj kraniotomię za pomocą ręcznej mini wiertarki czaszkowej wyposażonej w wiertło sferyczne (Rysunek 1D). Zacznij od grubego wiertła (średnica 2,5 mm) i delikatnie postukaj, aby zetrzeć kość, przykładając wiertło przez 2-3 sekundy na raz. Zacznij od środkowego obszaru i idź w kierunku grubszych obszarów po bokach.
      UWAGA: Nadmierne krwawienie podczas kraniotomii wpływa na krążenie krwi, powodując brak rekonstrukcji naczyń w obszarach korowych (Rysunek 1H).
    4. Rób przerwę co 2-3 s, aby zapobiec przegrzaniu, a co 2 minuty wstrzykuj około 1 ml 0,9% NaCl do obszaru wiercenia za pomocą strzykawki, aby schłodzić i spłukać zanieczyszczenia.
    5. Gdy biała tkanka kostna nie wydaje się już spójnie połączona, zmień wiertło na drobniejsze wiertło (o średnicy 1 mm). Kontynuuj wiercenie, aż centralne główne naczynia krwionośne będą wyraźnie widoczne jako ciemnobrązowe, a otaczający obszar stanie się różowy, z mikronaczyniami widocznymi jako lekko czerwonawe (Rysunek 1F).
      UWAGA: Końcowy zakres kraniotomii wynosi od Bregma +3 mm do Lambda przednio-tylnie i 7 mm z każdej strony wzdłuż linii środkowej czaszki (Ryc. 1E). Po zakończeniu operacji pozwól szczurowi odpocząć przez około 10 minut, aby zapewnić względnie stabilne warunki fizjologiczne przed rozpoczęciem zbierania danych.

2. Konfiguracja przed zebraniem danych

  1. Przygotowanie i wstrzyknięcie środka kontrastowego
    1. Środek kontrastowy (jedna fiolka zawierająca 59 mg gazu SF6 i 25 mg liofilizowanego proszku), zgodnie z oficjalnymi wytycznymi, rozpuścić w 5 ml 0,9% NaCl. Energicznie wstrząsnąć mieszaniną, aby utworzyć zawiesinę MB. Końcowe stężenie SF6 w zawiesinie wynosi 8 μL/ml.
    2. Pobrać 0,8 ml zawiesiny MB do strzykawki o pojemności 1 ml i przymocować do pompy do mikroiniekcji zaprogramowanej do infuzji z prędkością 100 μl/min.
    3. Włóż igłę o sile 26 G z cewnikiem przymocowanym do żyły ogonowej szczura (Ryc. 1G).
  2. Wybieranie płaszczyzny obrazowania
    1. Zamontuj sondę o częstotliwości centralnej 15,625 MHz na ramieniu manipulatora instrumentu stereotaktycznego mózgu, wyposażonego w zacisk (zakres ruchu: pionowy, poziomy i przednio-tylny do 80 mm; precyzja odczytu: 0,1 mm).
    2. Umieść sondę ultradźwiękową bezpośrednio nad odsłoniętym mózgiem szczura. Nałóż żel sprzęgający na odsłoniętą powierzchnię mózgu, aby zapewnić optymalną transmisję sygnału.
    3. Otwórz główny interfejs oprogramowania, który integruje atlas mózgu szczura z programami do sterowania ruchem silnikowym.
    4. Ustaw punkt Bregma jako początek układu współrzędnych. Interfejs oprogramowania zapewnia wyświetlanie w czasie rzeczywistym trajektorii sondy i odpowiadającej jej lokalizacji wycinka mózgu szczura. Wybierz docelową płaszczyznę obrazowania; na przykład Bregma -1 mm.

3. Zbieranie danych (Czas ~ 20 min)

UWAGA: Verasonics (system ultradźwiękowy) dostarcza oryginalne skrypty MATLAB do użytku z systemem Vantage i nie zostały zmodyfikowane.

  1. Uruchamianie oprogramowania
    1. Uruchom oprogramowanie MATLAB 2021a.
    2. Wprowadź skrypt akwizycji danych w MATLAB 2021a.
    3. W katalogu głównym wpisz activate w oknie wiersza poleceń, aby aktywować środowisko wykonawcze
      4. .
  2. Konfiguracja parametrów i akwizycja sygnałów RF
    1. Ustaw głębokość początkową i końcową zbierania danych odpowiednio na 5 i 120 długości fali, aby skutecznie uchwycić obszar zainteresowania.
      UWAGA: Korekty należy dokonywać w oparciu o płaszczyznę obrazowania i konkretne badane zwierzę.
    2. Ustaw kąty skrętu transmisji fal płaskich od -5° do 5° w krokach co 2.5°, aby zwiększyć rozdzielczość i kontrast obrazu.
      UWAGA: Dostosuj te ustawienia w oparciu o określone wymagania dotyczące obrazowania i charakterystykę celu.
    3. Ustaw napięcie nadawania na 20 V, aby zapewnić odpowiednią penetrację i optymalny stosunek sygnału do szumu dla obszaru zainteresowania.
    4. Kliknij przycisk Uruchom, aby rozpocząć zbieranie danych i zapisać sygnały o częstotliwości radiowej (RF) w formacie pliku .mat.
      UWAGA: Zbieranie danych należy rozpocząć 30 s po uruchomieniu pompy do mikroiniekcji, aby zapewnić równomierny i stabilny rozkład MB w organizmie szczura.

4. Przetwarzanie i analiza danych (Czas ~ 8 h)

  1. przetwarzanie danych
    1. Zaimportuj dane RF do MATLAB 2021a i zdemoduluj je, aby wygenerować dane w fazie i kwadraturze (I/Q) (patrz tabela materiałów).
    2. Kliknij przycisk Uruchom, aby użyć algorytmu DAS (Delay-and-Sum) do kształtowania wiązki na danych I/Q (patrz Tabela materiałów).
      UWAGA: Szybkość odświeżania 800 Hz, łącznie 120 000 klatek.
  2. Obrazowanie ULM
    1. Zastosuj algorytm filtrowania czasoprzestrzennego dekompozycji wartości osobliwych (SVD)17 do danych IQ, aby usunąć szum tła i bałagan. Każde 800 ramek jest przechowywane jako blok danych, a próg SVD jest ustawiony na [15, 800].
    2. Zlokalizuj środek każdego MB za pomocą algorytmu dopasowania Gaussa18.
    3. Wykorzystaj algorytm Kuhna-Munkresa do śledzenia trajektorii MB w kolejnych klatkach na podstawie ich pozycji (patrz Tabela materiałów).
    4. Mapuj trajektorie MB na siatkę z 8-krotnym upsamplingiem, używając gorącej mapy kolorów do wyświetlania liczby trajektorii MB i mapy kolorów strumieniowych do kodowania prędkości przepływu poprzez mapowanie obliczonej prędkości w każdej pozycji w mikrokrążeniu.
    5. Zastosuj niestandardowy schemat kolorów, aby odróżnić kierunki przepływu w górę i w dół, co skutkuje obrazami o wysokiej rozdzielczości w celu lepszej wizualizacji.
    6. Losowo podziel oryginalne trajektorie MB na dwie grupy, aby utworzyć dwa podobrazy, wykonaj transformację Fouriera na każdym z nich i oblicz korelację pierścienia Fouriera (FRC) jako znormalizowaną korelację ich widm. Zdefiniuj rozdzielczość jako odwrotność częstotliwości przestrzennej, w której FRC spada poniżej progu19.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Rysunek 1 przedstawia szczegółowy układ dla obrazowania mikrokrążenia mózgowego in vivo u szczurów przy użyciu ULM, w którym każdy element został starannie zaprojektowany, aby zminimalizować zmienność eksperymentalną i zapewnić dokładną akwizycję danych dla wiarygodnych wyników obrazowania w superrozdzielczości.

Rysunek 2A przedstawia zrekonstruowaną za pomocą ULM strukturę mikrokrążenia w mózgu szczura, zlokalizowaną w odleg...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

W protokole tym z powodzeniem wykorzystano ULM do wykonywania obrazowania in vivo mikrokrążenia do mózgu szczura. W porównaniu z innymi metodami obrazowania, ULM jednocześnie dostosowuje się zarówno do rozdzielczości przestrzennej, jak i głębokości penetracji. Odsłonięty mózg szczura został zobrazowany, a nie przez czaszkę, co pozwoliło uniknąć tłumienia i zniekształceń spowodowanych obecnością kości. Pod przetwornikiem o częstotliwości centralnej 15,625 MHz uchwycono struktury naczyniowe na głębokości około 12 mm, z roz...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Ta praca była częściowo wspierana przez Narodowy Kluczowy Program Badawczo-Rozwojowy Chin w ramach Grantu 2023YFC2410903, Narodową Fundację Nauk Przyrodniczych Chin (Granty 12274092, 12034005), Explorer Program of Shanghai (Grant 21TS1400200), Międzynarodowy Program Współpracy Naukowej i Technologicznej z Szanghaju (Grant 24490710400) oraz Fundację AI for Science Uniwersytetu Fudan (Grant FudanX24AI016).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
AlkoholDICHANGhttps://www.dehsm.com/goods-17187.html75%
Program kształtowania wiązkiInstytut Inżynierii Biomedycznej na Uniwersytecie w MontrealuMatlab Ultrasound Toolbox Wersja
Urządzenie do utrzymywania temperatury ciałaRWD Life Science Co., Ltd.69026
Stereotaktyczny instrument mózguRWD Life Science Co., Ltd.71000-RPrzystosowany do maski oddechowej
Zestaw narzędzi chirurgicznych do mikroiniekcji czaszkiRWD Life Science Co., Ltd.SP0005-R Mikroskop
cyfrowyRWD Life Science Co., Ltd.DOM-1001
Cewnik do dostarczania lekówRWD Life Science Co., Ltd.
Maść z erytromycynąRenhe PharmaH360200181% x 15 g
Aparat do znieczulenia gazowegoRWD Life Science Co., Ltd.R500IEZawiera maskę oddechową
Ręczna elektryczna maszynka do strzyżeniaGUAZHOUMUMJD-DTJ02
Ręczna mini wiertarka czaszkowaRWD Life Science Co., Ltd.78001
Igła do montażu w miejscupracy Kindly EnterpriseDevelopment Group Co., LTDModel dodatniego ciśnienia 26 gramów
Roztwór joduHYNAUThttps://www.hainuocn.com/index/detail/524.html4.5–
Program demodulacji IQInstytut Inżynierii Biomedycznej Uniwersytetu w MontrealuMatlab Ultrasound Toolbox 3.4 wersja
IsofluraneRWD Life Science Co., Ltd.R510-22-10
Oprogramowanie MATLABWersja MathWorksR2021a Pompa
mikroiniekcyjnaRWD Life Science Co., Ltd.R462
Chlorek sodu do wstrzykiwańSHENG'AO animals pharmaceutical Co., Ltd.2700714600,90%
SonoVueBraccohttps://www.bracco.com/en-se/product/sonovue
Wiertło kulisteRWD Life Science Co., Ltd.HM1027/HM1010
Obsługa oprogramowania do pozycjonowaniaRWD Life Science Co., Ltd.V2.0.0.30400
StrzykawkaUprzejmie EnterpriseDevelopment Group Co., Ltd.RWLB1 mL
Program śledzeniaJean-Yves TinevezWersja
Żel do ultradźwiękówJunkang Medical Equipment Co., Ltd.Model DS-1
Sonda ultradźwiękowaVERASONICS, INC.L22-14vX LF
System ultrasoniczny VerasonicsVERASONICS, INC.Platforma ultrasonograficznaVantage-256
3.4https://www.rwdls.com/product-solutions/life-sciences/administration/draw-blood 5,5 g/L 2016

Bibliografia

  1. Sweeney, M. D., Ayyadurai, S., Zlokovic, B. V. Pericytes of the neurovascular unit: Key functions and signaling pathways. Nat Neurosci. 19 (6), 771-783 (2016).
  2. Wardlaw, J. M., Smith, C., Dichgans, M. Mechanisms of sporadic cerebral small vessel disease: Insights from neuroimaging. Lancet Neurol. 12 (5), 483-497 (2013).
  3. Fang, J., Wang, Z., Miao, C. -Y. Angiogenesis after ischemic stroke. Acta Pharmacol Sin. 44 (7), 1305-1321 (2023).
  4. Zlokovic, B. V. Neurovascular pathways to neurodegeneration in Alzheimer's disease and other disorders. Nat Rev Neurosci. 12 (12), 723-738 (2011).
  5. Kane, J. R. The role of brain vasculature in glioblastoma. Mol Neurobiol. 56 (9), 6645-6653 (2019).
  6. Iadecola, C. The pathobiology of vascular dementia. Neuron. 80 (4), 844-866 (2013).
  7. Ren, B., et al. Cerebral small vessel disease: Neuroimaging features, biochemical markers, influencing factors, pathological mechanism and treatment. Front Neurol. 13, 843953(2022).
  8. Bradley, C. P., Berry, C. Microvascular arterial disease of the brain and the heart: A shared pathogenesis. QJM. 116 (10), 829-834 (2023).
  9. Baltes, C., Radzwill, N., Bosshard, S., Marek, D., Rudin, M. Micro MRI of the mouse brain using a novel 400 MHz cryogenic quadrature RF probe. NMR Biomed. 22 (8), 834-842 (2009).
  10. Brancaccio, R., Bettuzzi, M., Morigi, M. P., Casali, F., Ragazzini, L. Image quality and dose assessment in inner ear computed tomography imaging with a flat panel-based system. J Comput Assist Tomogr. 39 (2), 232-239 (2015).
  11. Svoboda, K., Yasuda, R. Principles of two-photon excitation microscopy and its applications to neuroscience. Neuron. 50 (6), 823-839 (2006).
  12. Osmanski, B. -F., et al. Ultrafast Doppler imaging of blood flow dynamics in the myocardium. IEEE T Med Imaging. 31 (8), 1661-1668 (2012).
  13. Rust, M. J., Bates, M., Zhuang, X. Sub-diffraction-limit imaging by stochastic optical reconstruction microscopy (storm). Nat Methods. 3 (10), 793-796 (2006).
  14. Hess, S. T., Girirajan, T. P., Mason, M. D. Ultra-high resolution imaging by fluorescence photoactivation localization microscopy. Biophys J. 91 (11), 4258-4272 (2006).
  15. Christensen-Jeffries, K., et al. Super-resolution ultrasound imaging. Ultrasound Med Biol. 46 (4), 865-891 (2020).
  16. Couture, O., Hingot, V., Heiles, B., Muleki-Seya, P., Tanter, M. Ultrasound localization microscopy and super-resolution: A state of the art. IEEE Trans Ultrason Ferroelectr Freq Control. 65 (8), 1304-1320 (2018).
  17. Demené, C., et al. Spatiotemporal clutter filtering of ultrafast ultrasound data highly increases Doppler and fUltrasound sensitivity. IEEE Trans Med Imaging. 34 (11), 2271-2285 (2015).
  18. Errico, C., et al. Ultrafast ultrasound localization microscopy for deep super-resolution vascular imaging. Nature. 527 (7579), 499-502 (2015).
  19. Banterle, N., Bui, K. H., Lemke, E. A., Beck, M. Fourier ring correlation as a resolution criterion for super-resolution microscopy. J Struct Biol. 183 (3), 363-367 (2013).
  20. Lowerison, M. R., et al. Super-resolution ultrasound reveals cerebrovascular impairment in a mouse model of Alzheimer's disease. J Neurosci. 44 (9), e1251232024(2024).
  21. Zhang, G., et al. ULM-MBCNRT: In vivo ultrafast ultrasound localization microscopy by combining multi-branch CNN and recursive transformer. IEEE Trans Ultrason Ferroelectr Freq Control. , (2024).
  22. Zhang, G., et al. In vivo ultrasound localization microscopy for high-density microbubbles. Ultrasonics. 143, 107410(2024).
  23. Redfors, B., Shao, Y., Omerovic, E. Influence of anesthetic agent, depth of anesthesia and body temperature on cardiovascular functional parameters in the rat. Lab Anim. 48 (1), 6-14 (2014).
  24. Lenz, C., Rebel, A., Van Ackern, K., Kuschinsky, W., Waschke, K. F. Local cerebral blood flow, local cerebral glucose utilization, and flow-metabolism coupling during sevoflurane versus isoflurane anesthesia in rats. Anesthesiology. 89 (6), 1480-1488 (1998).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Obrazowanie o superrozdzielczościobrazowanie mózgu szczuraśledzenie mikropęcherzykówdynamika przepływu krwiprocedura kraniotomiimapowanie prędkościarchitektura mikronaczyniowamodele chorób naczyniowo-mózgowych
Dwuwymiarowa wizualizacja mikrokrążenia mózgu szczura w superrozdzielczości za pomocą mikroskopii lokalizacji ultradźwiękowej
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.