Method Article

Optymalizacja technik fotoneuromodulacji w celu oceny roli diod elektroluminescencyjnych w leczeniu bólu

DOI:

10.3791/67821

⸱

March 28th, 2025

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Anesthesiology, College of Medicine, The University of Arizona, Tucson, 2Department of Pharmacology, College of Medicine, The University of Arizona, Tucson, 3Comprehensive Center for Pain and Addiction, College of Medicine, The University of Arizona, Tucson

In This Article

Summary

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ostatnie osiągnięcia w badaniach nad bólem podkreślają potencjał fotoneuromodulacji z wykorzystaniem zielonych diod elektroluminescencyjnych (GLED) jako metody leczenia niefarmakologicznego. GLED moduluje szlaki bólowe, oferując skuteczną ulgę w bólu. Niniejszy artykuł ma na celu standaryzację i udoskonalenie protokołów ekspozycji na GLED, poprawę spójności między badaniami i postęp w klinicznym zastosowaniu tej terapii.

Abstract

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Pomimo obszernych badań i identyfikacji licznych celów przeciwbólowych, zakres dostępnych metod leczenia bólu pozostaje ograniczony. Jednak potencjalna zmiana paradygmatu może wprowadzić nową falę niefarmakologicznych metod leczenia bólu o niezwykłym bezpieczeństwie, skuteczności i tolerancji. Jednym z obiecujących obszarów badań jest fotoneuromodulacja z wykorzystaniem diod elektroluminescencyjnych światła zielonego (GLED, 525 nm), które wykazały potencjał w łagodzeniu bólu zarówno w stanach ostrych, jak i przewlekłych, co doprowadziło do licznych badań przedklinicznych i klinicznych badających skuteczność tej terapii. Te projekty badawcze wykazały, w jaki sposób ekspozycja na GLED zwiększa aktywność endogennego układu opioidowego w mózgu i rdzeniu kręgowym po aktywacji stożka M w siatkówce. Wyniki sugerują, że GLED może łagodzić ból poprzez modulowanie zstępującego szlaku bólu. W świetle przekonujących efektów GLED, rozpowszechnienie badań nad fotoneuromodulacją podkreśla znaczenie ustanowienia spójności w dobrze zdefiniowanych i standaryzowanych protokołach ekspozycji dla badań przedklinicznych i klinicznych. W badaniach przedklinicznych zaobserwowano korzystne efekty po co najmniej 2 dniach ekspozycji, przy czym protokoły obejmowały 8 godzin światła o natężeniu 100 luksów podczas 12-godzinnej fazy światła. W badaniach klinicznych protokoły narażenia są dostosowane do konkretnej badanej patologii. Ekspozycja przez 15 minut okazała się korzystna w modulacji ostrego bólu pooperacyjnego. W celu modulacji bólu przewlekłego pacjenci są instruowani, aby stosować GLED w domu przez 1 do 2 godzin dziennie przez 10 tygodni. W tym artykule szczegółowo opisano protokoły przedkliniczne i kliniczne mające na celu poprawę odtwarzalności i spójności w różnych badaniach oceniających korzyści płynące z fotoneuromodulacji. Ustanawiając te ustandaryzowane protokoły, prace te mają na celu przyspieszenie klinicznego przełożenia fototerapii GLED jako realnego niefarmakologicznego leczenia bólu.

Introduction

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Leczenie farmakologiczne, szczególnie opioidy, nadal jest w dużym stopniu wykorzystywane do leczenia zarówno ostrych, jak i przewlekłych stanów bólowych1. Na skuteczność leczenia bólu może mieć znaczący wpływ częstotliwość i nasilenie działań niepożądanych związanych ze stosowaniem opioidów2. Z tego powodu znaczna liczba pacjentów leczonych opioidami nie osiąga skutecznego leczenia bólu3. W związku z tym lekarze zajmujący się bólem i społeczność pacjentów coraz częściej poszukują niefarmakologicznych metod leczenia, które pozwalają uniknąć skutków ubocznych związanych z tradycyjnymi lekami przeciwbólowymi. Fotoneuromodulacja okazała się obiecującym rozwiązaniem i bezpieczną terapią w radzeniu sobie z bólem.

Fotoneuromodulacja (PNM) to nieinwazyjna technika, która wykorzystuje diody elektroluminescencyjne (LED) do regulacji procesów biologicznych4. Fototerapia została opracowana tysiące lat temu przy użyciu światła słonecznego lub helioterapii w leczeniu chorób skóry5. Następnie poszerzyła się koncepcja wpływu światła na tkanki biologiczne, co doprowadziło do opracowania terminu fotoneuromodulacji. Badania nad PNM rozwijają się obecnie na całym świecie i wykazały jego skuteczność w różnych zastosowaniach klinicznych, w tym w leczeniu bólu6,7,8,9, poprawiając jakość snu u pacjentów z chorobą Alzheimera10 i kontrolując depresję11.

Coraz większy nacisk kładzie się na badania przedkliniczne i kliniczne mające na celu zbadanie mechanizmów i potencjału terapeutycznego fotoneuromodulacji w leczeniu bólu. Wśród tych podejść, terapia diodami elektroluminescencyjnymi zielonego światła (GLED), wykorzystująca stymulację długości fali 525 nm, wykazała obiecującą skuteczność w zmniejszaniu różnych rodzajów bólu, w tym migreny, fibromialgii i bólu pooperacyjnego12,13,14,15,16. Badania kliniczne wykazały, że terapia zielonym światłem konsekwentnie przynosi korzyści pacjentom cierpiącym na migrenę w wielu badaniach12,17,18, zmniejszając zarówno ból głowy, jak i intensywność światłowstrętu podczas aktywnych ataków migreny19, a także zmniejszając częstotliwość i czas trwania epizodów migreny12. Badania przedkliniczne wykazały również, że narażenie na GLED może odwrócić nadwrażliwość termiczną i mechaniczną w modelu uszkodzenia nerwów bólu neuropatycznego20. Ponadto badania przedkliniczne badały mechanizmy, za pomocą których GLED wpływa na percepcję bólu i progi sensoryczne13,21,22,23,24. Badania te podkreślają udział czopków M i późniejszą modulację brzusznego jądra kolankowatego bocznego (vLGN), co zwiększa aktywność neuronów enkephalinergicznych rzutujących do jądra szwu grzbietowego (DRN)22. Dodatkowe badania podkreśliły również kluczową rolę rostralnego rdzenia brzuszno-przyśrodkowego (RVM)21, kluczowego regulatora opadającej modulacji bólu. Podsumowując, odkrycia te sugerują, że GLED zmienia percepcję bólu poprzez modulację obwodów wzrokowych, które działają na zstępujące szlaki bólowe20,25. Konieczne są jednak dalsze badania, aby ułatwić jego przełożenie na praktyki kliniczne.

W tym artykule szczegółowo opisujemy kompleksową metodologię wdrażania PNM opartego na GLED, mając na celu zapewnienie powtarzalnych ram zarówno do użytku eksperymentalnego, jak i klinicznego. Opisujemy konstrukcję i działanie ekspozycji na GLED, nakreślamy standardowe protokoły aplikacji i omawiamy kluczowe kwestie dotyczące zapewnienia skuteczności i odtwarzalności. Dodatkowo udostępniamy szczegółowy protokół oceny aktywności zarówno wstępujących, jak i opadających ścieżek bólowych, umożliwiając głębsze zbadanie ich roli w modulowaniu analgezji wywołanej przez GLED. Dzieląc się tym podejściem, dążymy do postępu w badaniach nad niefarmakologicznym leczeniem bólu i przyczyniania się do opracowywania dostępnych, skutecznych i bezpieczniejszych terapii.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wszystkie procedury dotyczące zwierząt zostały zatwierdzone przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki nad Zwierzętami i Użytkowania Uniwersytetu Arizony i są zgodne z wytycznymi dotyczącymi korzystania ze zwierząt laboratoryjnych National Institutes of Health. Wolne od patogenów, dorosłe szczury Sprague Dawley (waga w testach: 275-330 g) były trzymane w standardowych klatkach dla szczurów wiwarium (3 szczury na klatkę) w klimatyzowanych pomieszczeniach w 12-godzinnym cyklu światło/ciemność i miały zapewniony dostęp do pożywienia i wody. Wszystkie eksperymenty behawioralne zostały przeprowadzone przez eksperymentatorów ślepych na warunki leczenia. Wszystkie procedury przeprowadzone na ludziach zostały zatwierdzone przez University of Arizona Institutional Review Board (IRB) pod numerem protokołu (STUDY00000370). To badanie jest zarejestrowane w ClinicalTrials.gov pod numerem NCT05295225.

1. Protokół ekspozycji na światło u zwierząt

  1. Optymalizacja ekspozycji na światło i przygotowanie pomieszczeń dla zwierząt
    1. Otrzymaj elastyczne paski z diodami elektroluminescencyjnymi (LED) o następujących właściwościach: (i) Zielone diody LED (Tabela materiałów), długość fali 525 nm, moc 8 W, napięcie 120 V i kąt świecenia 120°. (ii) Białe diody LED (tabela materiałów), moc 9,6 W, napięcie 120 V, kąt świecenia 120°.
    2. Upewnij się, że widmo światła jest dokładne za pomocą spektrometru (w tym badaniu skorzystaliśmy z usługi prototypowania urządzeń biomedycznych z Instytutu BIO5 na Uniwersytecie Arizony).
      UWAGA: Zielona dioda LED powinna mieć środkową długość fali 525 ± 10 nm (najjaśniejszy punkt emisji), połowę maksimum na całej szerokości (FWHM), które rozciąga się mniej niż 40 nm, oraz rekordowy spadek intensywności (gdzie natężenie światła spada do 50% maksimum), które powinno wynosić 500 ± 5 nm i 530 ± 5 nm21. Biała dioda LED FWHM powinna mieć zakres większy niż 90 nm. Można stosować wiele źródeł światła białego. Eksperymentatorzy muszą zapewnić niską intensywność długości fali 525 nm i dużą rozpiętość spektrum, obejmującą wiele długości fal21.
    3. Użyj luksomierza (tabela materiałów), aby zmierzyć i zoptymalizować natężenie światła. W razie potrzeby zakryj diody LED czarną taśmą (Tabela materiałów), aby uzyskać pożądane natężenie.
      UWAGA: Bardzo ważne jest zmierzenie i walidacja natężenia światła, ponieważ różne intensywności mogą w różny sposób wpływać na progi sensoryczne (Rysunek 1). Jeśli intensywność nie jest dokładna, zakryj lub odsłoń niektóre diody LED, aż do osiągnięcia żądanej intensywności.
    4. Przymocuj taśmy LED do górnych krawędzi półek drucianych w ciemnym pomieszczeniu (Tabela materiałów), aby upewnić się, że każda półka jest wyposażona w dedykowane źródło ekspozycji na światło. Umieść timery (Tabela Materiałów) na taśmach LED, aby naświetlić klatki przez 8 godzin dziennie od 6 rano do 14 po południu.
    5. Zainstaluj przezroczyste klatki statyczne na półkach. Całkowicie zakryj półki ciemnymi arkuszami ze wszystkich stron (tabela materiałów), aby zoptymalizować ekspozycję, jednocześnie minimalizując zakłócenia światła.
    6. Użyj luksomierza, aby uzyskać ostateczną optymalizację natężenia światła wewnątrz klatki, zakrywając lub odsłaniając niektóre diody LED (100 luksów w środku każdej klatki) (rysunek uzupełniający 1).
  2. Ustalenie podstawowych zachowań sensorycznych i początek ekspozycji
    1. Po przyjeździe pozwól szczurom zaaklimatyzować się w obiekcie dla zwierząt przez 1 tydzień. Po tym okresie aklimatyzacji należy przyzwyczaić szczury do obchodzenia się z nimi przez eksperymentatora przez co najmniej 7 dni.
    2. Podziel zwierzęta na trzy grupy eksperymentalne w oparciu o ich warunki leczenia: (1) ekspozycja na zielone światło (GLED) połączona z interwencją chirurgiczną, (2) ekspozycja na światło białe (WLED) połączona z interwencją chirurgiczną oraz (3) grupa kontrolna WLED z pozorowaną operacją.
    3. Zaaklimatyzować szczury w przezroczystych pudełkach z pleksiglasu na siatce drucianej (Tabela Materiałów) przez 1 godzinę przed badaniem, w tym samym pomieszczeniu co obszar testowy, najlepiej w obecności eksperymentatora.
    4. Aby ocenić progi przedoperacyjne, zmierz progi wycofania łapy za pomocą metody Dixona góra-dół z włóknami von Freya26 na lewej tylnej łapie (Tabela materiałów), zaczynając od włókna 4,31 (19,6 mN), aby ustalić wyjściowy próg wycofania łapy.
      UWAGA: Czułość mechaniczną należy ocenić metodą "góra-dół", określając próg wycofania. Jeśli zwierzę nie reaguje na włókno 4,31 (19,6 mN), użyj grubszego włókna 4,56 (39,2 mN) (reakcja jest odnotowywana wizualnie jako wycofanie, potrząśnięcie lub lizanie dotkniętej łapy). Jeśli zwierzę reaguje na żarnik 4,31, użyj cieńszego żarnika 4,08 (9,8 mN).
      1. Nakładaj każde włókno prostopadle do podeszwowej powierzchni tylnej łapy, podczas gdy zwierzęta są umieszczane w zawieszonych klatkach z siatki drucianej.
      2. Dostosuj ciśnienie filamentu, zwiększając lub zmniejszając, w oparciu o poprzedni rozmiar filamentu.
      3. Kontynuuj stosowanie stopniowo grubszych lub cieńszych włókien, w zależności od tego, czy zwierzę miało odpowiednio pozytywne, czy negatywne odpowiedzi.
      4. Odnotuj zarówno odpowiedzi negatywne, jak i pozytywne w arkuszu danych dostarczonym w tabeli uzupełniającej 1.
        UWAGA: Każdy filament należy nakładać pojedynczo w sposób sekwencyjny. Po pierwszej pozytywnej odpowiedzi przetestuj tę samą łapę jeszcze 4 razy z różnymi włóknami. Aby zapewnić wiarygodne wyniki u wszystkich zwierząt, eksperymentator musi unikać nakładania filamentu na opuszki stóp.
    5. Zaaklimatyzować szczury w przezroczystych pudełkach z pleksiglasu na aparacie Hargreavesa (tabela materiałów) przez 1 godzinę przed badaniem w tym samym pomieszczeniu, w którym znajduje się obszar testowy, w celu zmierzenia podstawowej czułości termicznej przy użyciu testu Hargreavesa.
      UWAGA: Test Hargreavesa wymaga, aby szczury pozostawały nieruchomo przez kilka sekund. Jeśli szczury są nadal nadmiernie aktywne po początkowym 1-godzinnym okresie przyzwyczajenia, w razie potrzeby wydłuż czas aklimatyzacji. Upewnij się, że szczury są spokojne i nieruchome, ale wystarczająco czujne, aby uniknąć zaśnięcia. Przed przeprowadzeniem testu Hargreavesa (Tabela materiałów) ważne jest, aby ustawić natężenie światła podczerwonego, aby ustalić punkt odniesienia do pomiaru wrażliwości na ból. Celem jest, aby opóźnienie wycofania wynosiło średnio około 20 s dla wartości wyjściowej, co zapewnia wystarczającą czułość do wykrycia zmian w odpowiedzi na ból, takich jak hiper/hipoalgezja. Po wycofaniu łapy czujnik ruchu zatrzymuje zarówno bodziec, jak i timer. Aby zapobiec uszkodzeniu tkanki, stosuje się maksymalny czas odcięcia wynoszący 33,5 s.
    6. Aby ocenić przedoperacyjne progi behawioralne, umieść laser na podczerwień pod środkiem lewej tylnej łapy zwierzęcia (używając linii prowadzących emitera podczerwieni).
      1. Uruchom bodziec cieplny, aby zmierzyć czas potrzebny zwierzęciu na wycofanie łapy w odpowiedzi na ciepło (opóźnienie wycofania).
        UWAGA: Jeśli średnie opóźnienie odstawienia nie jest bliskie 20 s, dostosuj intensywność i powtarzaj test, aż zostanie określona żądana średnia. Intensywność jest następnie utrzymywana na stałym poziomie przez pozostałą część eksperymentu. W tym badaniu zastosowaliśmy intensywność bodźca 30 (50 W). Jeśli badanie musi zostać powtórzone, należy odczekać 5 minut przed powtórzeniem testu na tym samym zwierzęciu.
      2. Zapisz opóźnienie wypłaty w arkuszu danych dostarczonym w tabeli uzupełniającej 2.
        UWAGA: Aby uniknąć wpływu na temperaturę bodźca cieplnego, oczyść mocz podczas prób.
    7. Po nabyciu podstawowych zachowań sensorycznych należy umieścić zwierzęta w klatkach statycznych w celu ekspozycji na światło z ciągłym dostępem do jedzenia i wody przez 4 dni przed zabiegiem (8 godzin dziennie, od 6 rano do 14 po południu).
  3. Indukcja modelu bólu i pooperacyjna ocena progów czuciowych
    1. Po zakończeniu ekspozycji o godzinie 14:00 w 4 dniu wykonaj operację nacięcia zgodnie z modelem Brennana na lewej tylnej łapie, aby wywołać ból pooperacyjny27,28.
    2. Kontynuuj ekspozycję w 5 dniu. Po zakończeniu ekspozycji o godzinie 14:00 w 5 dniu należy przeprowadzić testy von Freya i Hargreavesa, jak opisano wcześniej, w celu oceny nadwrażliwości termicznej i mechanicznej 1 dzień po operacji.
    3. Kontynuuj ekspozycję w 6 dniu. Po zakończeniu ekspozycji o godzinie 14:00 w 6 dniu należy przeprowadzić testy von Freya i Hargreavesa, jak opisano wcześniej, w celu oceny nadwrażliwości termicznej i mechanicznej 2 dni po operacji.
      UWAGA: Należy wykluczyć każde zwierzę z badania, jeśli spełnia kryteria punktu końcowego określone przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki nad Zwierzętami i Ich Wykorzystywania.
    4. Przeprowadzić eutanazję zwierząt zgodnie z protokołami określonymi przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki i Wykorzystania Zwierząt po zakończeniu testów behawioralnych.
  4. Analiza danych na zwierzętach
    1. Wprowadź mechaniczne wzorce wycofywania odpowiedzi do oprogramowania Allodynia (National Instruments, LabView 2015), aby ocenić mechaniczne progi sensoryczne29.
      UWAGA: Oprogramowanie wykorzystuje nieparametryczną metodę Dixona, zgodnie z opisem Chaplan et al.30.
    2. Zgłoś opóźnienia wypłaty w arkuszu kalkulacyjnym w celu późniejszej analizy statystycznej allodynii termicznej.
    3. Wygeneruj wykres przedstawiający średnią czułość (progi lub opóźnienia) w funkcji czasu.

2. Protokół ekspozycji na światło u ludzi

  1. Przygotowanie pomieszczenia do oceny osób przeprowadzanych przez osoby
    1. Zacznij od przygotowania pomieszczenia ekspozycyjnego, upewniając się, że jest ono całkowicie wolne od wszelkich zewnętrznych źródeł światła, aby wyeliminować potencjalne zakłócenia.
      UWAGA: Ten krok jest niezbędny, aby wyizolować efekty działania diod LED.
    2. Ustaw światła LED w odległości 3-6 stóp od krzesła badanych.
      UWAGA: Ten zakres jest oparty na wcześniejszych badaniach klinicznych, aby zapewnić stałe natężenie światła i efektywną ekspozycję.
    3. Zamontuj taśmy LED o długości 2 m, zapewniając żądany zakres natężenia światła 90-100 luksów za pomocą luksomierza (tabela materiałów i rysunek uzupełniający 2).
    4. Zoptymalizuj natężenie światła, zmieniając położenie pasków świetlnych lub zakrywając niektóre diody LED, upewniając się, że obiekty otrzymują 90-100 luksów w głównym obszarze, w którym siedzą.
  2. Etapy zaznajamiania się z testowaniem mechanicznej oceny sumowania czasowego
    1. Przed przeprowadzeniem jakiejkolwiek oceny należy zapewnić odpowiednią higienę rąk poprzez dokładne umycie rąk, a następnie założenie rękawiczek.
    2. Oczyść i zdezynfekuj skalibrowany filament von Freya (6,65 mN, co odpowiada 300 g siły), aby zapewnić sterylność przed oceną wrażliwości mechanicznej.
    3. Poproś o pozwolenie na odsłonięcie mięśnia czworobocznego do nadchodzącej oceny.
    4. Poinformuj pacjenta, że włókno von Freya zostanie zastosowane po niedominującej stronie mięśnia czworobocznego, aż włókno się zgnie.
    5. Poinstruuj pacjenta, aby ocenił swój ból w skali od 0 do 10, gdzie 0 oznacza brak bólu, a 10 oznacza najgorszy ból, jaki można sobie wyobrazić, natychmiast po tym, jak operator powie "Teraz".
      UWAGA: Upewnij się, że pacjent udziela szybkiej i dokładnej odpowiedzi, gdy operator powie "teraz".
    6. Nałóż filament 3 razy w trzech różnych punktach (oddalonych od siebie o 1 cal) na niedominującym mięśniu czworobocznym, pozostawiając 5-sekundową przerwę między każdą aplikacją.
    7. Poinformuj badanego, że filament von Freya zostanie nałożony 10 razy w to samo miejsce raz na 1 s i poproś badanego o ocenę bólu ostatniego zastosowania.
      UWAGA: Użyj tego samego miejsca na mięśniu czworobocznym do wszystkich 10 aplikacji.
    8. Zmierz efekt sumowania czasowego, przykładając filament 10 razy na niedominujący czworoboczny i poproś badanego o ocenę bólu na końcu bodźców.
  3. Badanie mechanicznego sumowania czasowego
    1. Po zapoznaniu się z krokami pozostaw 3-minutową przerwę i poinformuj pacjenta, że włókno von Freya zostanie zastosowane do dominującej strony mięśnia czworobocznego.
    2. Oczyść i zdezynfekuj skalibrowany filament von Freya.
    3. Poinstruuj pacjenta, aby ocenił swój ból w skali od 0 do 10 natychmiast po tym, jak operator powie "Teraz".
    4. Nałóż filament 3 razy w 3 różnych punktach (1 cal od siebie) na dominującym mięśniu czworobocznym, pozostawiając 5-sekundową przerwę między każdą aplikacją. Zapisz odpowiedź pacjenta na karcie zapisu (tabela uzupełniająca 3).
    5. Poinformuj badanego, że filament von Freya zostanie nałożony 10 razy w to samo miejsce raz na 1 s i poproś badanego o ocenę bólu po ostatniej aplikacji.
    6. Zmierz efekt sumowania czasowego, nakładając filament 10 razy na dominujący czworoboczny. Zapisz odpowiedź uczestnika na karcie zapisu (Tabela uzupełniająca 3).
    7. Powtórz proces dwa razy w odstępach 3-minutowych i zapisz odpowiedzi badanych na karcie zapisu (Tabela uzupełniająca 3).
  4. Etapy zaznajamiania się z oceną modulacji bólu warunkowego
    1. Przygotować kąpiel w zimnej wodzie o temperaturze 12 °C (rysunek uzupełniający 3).
      UWAGA: Sprawdź temperaturę przed testem za pomocą termometru (Tabela materiałów). W razie potrzeby przygotuj dodatkowy lód, aby dostosować temperaturę w okresie testowania.
    2. Wyczyść i zdezynfekuj algometr.
    3. Użyj oprogramowania Medoc do oceny CPM (Table of Materials).
    4. Wybierz opcję AlgoMed (rysunek uzupełniający 4). Na ekranie głównym znajdź i kliknij urządzenie algometru, aby je aktywować.
    5. Wybierz odpowiedniego pacjenta z listy i wybierz program testowy.
    6. Wybierz witrynę, w której chcesz zastosować urządzenie. Na tym etapie zapoznania wybierz niedominujący mięsień czworoboczny ze schematu ciała (rysunek uzupełniający 5).
      UWAGA: Po kliknięciu przejdź do testu, zostanie przekierowany do ekranu testowego. Przed zastosowaniem jakiegokolwiek nacisku oprogramowanie będzie wymagało wykonania testu wstępnego, w którym urządzenie nie wywiera jeszcze nacisku. Ten test wstępny musi być wykonywany za każdym razem, gdy rozpoczyna się nowy test.
    7. Rozpocznij test i upływa limit czasu 5 s.
    8. Poinformuj pacjenta, że urządzenie mierzy siłę wywieranego nacisku i będzie używane do wywierania nacisku na niedominującą stronę mięśnia czworobocznego. Poproś pacjenta, aby powiedział "przestań", gdy tylko zacznie odczuwać ból.
    9. Kliknij przycisk Start. System narzuci 5-sekundowy odczekanie przed rozpoczęciem aplikacji urządzenia.
    10. Przyłóż algometr do mięśnia czworobocznego, zwiększając siłę z prędkością 30 kPa/s (rysunek uzupełniający 6).
    11. Zapisz odpowiedź pacjenta na karcie zapisu (tabela uzupełniająca 3).
      UWAGA: W tym badaniu maksymalne zastosowane ciśnienie wynosi 650 kPa. To badanie w szczególności ocenia początek bólu, a nie ocenia tolerancję bólu.
    12. Poinformuj uczestników, że do oceny będą korzystać z kąpieli w lodowatej wodzie.
    13. Sprawdź temperaturę wody za pomocą termometru (tabela materiałów), aby wynosiła około 12 °C. Ustaw minutnik na 10 sekund.
    14. Poinstruuj uczestnika, aby zanurzył swoją dominującą rękę w wodzie aż do nadgarstka, upewniając się, że ręka jest rozluźniona, a palce są rozstawione.
    15. Poproś uczestnika, aby ocenił swój ból w skali od 0 do 10, gdy operator powie "teraz" pod koniec 10 sekund.
    16. Poproś o ocenę bólu na koniec 10 s i zapisz odpowiedź pacjenta na karcie zapisu (Tabela uzupełniająca 3).
  5. Testowanie warunkowej modulacji bólu
    1. Sprawdź temperaturę wody za pomocą termometru (tabela materiałów).
    2. Wyczyść i zdezynfekuj algometr.
    3. Po 3-minutowej przerwie rozpocznij ocenę warunkowej modulacji bólu (CPM), prosząc o zgodę na odsłonięcie dominującego mięśnia czworobocznego do nadchodzącej oceny.
    4. Poproś pacjenta, aby powiedział "przestań", gdy tylko zacznie odczuwać ból. Kliknij start w oprogramowaniu.
    5. Przyłóż algometr do mięśnia czworobocznego, zwiększając siłę z szybkością 30 kPa/s i zapisz odpowiedź pacjenta na karcie zapisu (tabela uzupełniająca 3).
    6. Powtórz aplikację jeszcze 2 razy w różnych miejscach dominującego mięśnia czworobocznego, z zachowaniem 3-minutowej przerwy między nimi.
    7. Upewnij się, że algometr jest dokładnie oczyszczony i zdezynfekowany przed każdą aplikacją, aby zapobiec poślizgnięciu się spowodowanemu gromadzeniem się olejków skórnych od osób.
    8. Zapisz odpowiedź pacjenta na karcie zapisu (tabela uzupełniająca 3). Odczekaj 5 minut przed przejściem do kondycjonowanego testowania bodźca.
    9. Kliknij przycisk Start. System narzuci 5-sekundowy odczekanie przed rozpoczęciem aplikacji urządzenia.
    10. Wyczyść i zdezynfekuj algometr.
    11. Poinstruuj pacjenta, aby zanurzył swoją niedominującą rękę aż do nadgarstka w lodowatej kąpieli wodnej.
    12. Przyłóż algometr do mięśnia czworobocznego, zwiększając siłę z szybkością 30 kPa/s i zapisz odpowiedź pacjenta na karcie zapisu (tabela uzupełniająca 3).
    13. Powtórz aplikację jeszcze dwa razy w różnych miejscach mięśnia czworobocznego, w odstępie 5 minut między każdym z nich.
      UWAGA: Należy przerwać badanie, jeśli po wstępnym badaniu przesiewowym zostanie zidentyfikowany wcześniej niewykryty stan chorobowy, zwłaszcza jeśli stan ten może potencjalnie zakłócić badanie.
    14. Po uzyskaniu wyjściowych wartości przed ekspozycją zacznij wystawiać pacjenta na działanie przypisanych mu warunków świetlnych.
    15. Poinstruuj ochotników, aby unikali wpatrywania się bezpośrednio w źródło światła.
      UWAGA: Zamiast tego powinni pozwolić, aby światło przedostało się do ich widzenia peryferyjnego, tak jak w przypadku każdego źródła światła otoczenia w ich domu (Rysunek uzupełniający 7).
    16. Wystaw obiekty na działanie światła LED przez 1.5 godz.
      UWAGA: W przypadku przedłużonego leczenia światłem badani samodzielnie poddają się ekspozycji w domu przez okres do 10 tygodni. Badania, takie jak Kwestionariusz Wpływu Fibromialgii (FIQ), HIT-6 (Test Wpływu Bólu Głowy), PSQI (Pittsburgh Sleep Quality Index) i EQ-5D-5L (w celu oceny ogólnego stanu zdrowia), wraz z kwestionariuszami bólu, mogą być wykorzystywane do monitorowania efektów leczenia w czasie.
    17. Podczas ekspozycji zachęcaj ochotników do angażowania się w czynności, które nie wymagają dodatkowych źródeł światła, takich jak czytanie lub pisanie.
      UWAGA: Natężenie 4-100 luksów zapewnia wystarczające oświetlenie.
    18. Odradzaj spanie w okresie ekspozycji, aby zapewnić pełne przestrzeganie protokołu.
    19. Po terapii ekspozycyjnej światłem powtórz wszystkie pomiary wykonane na linii bazowej.
  6. Analiza danych osobowych
    1. W przypadku mechanicznego sumowania czasowego oblicz średnią z 3 miar podstawowych i średnią z 3 powtarzających się bodźców.
    2. Oblicz procent mechanicznego sumowania czasowego, dzieląc średnią ocenę bólu po powtarzających się bodźcach przez średnią wyjściową ocenę bólu i mnożąc wynik przez 100, aby wyrazić go w procentach.
      UWAGA: Odsetek większy niż 100% wskazuje na wzrost percepcji bólu przy powtarzających się bodźcach, co sugeruje obecność sumowania czasowego.
    3. W przypadku mechanicznej modulacji bólu kondycjonowanego (CPM) należy obliczyć średnią z ostatnich 2 wyjściowych progów bólu (w kPa) uzyskanych podczas bodźców bezwarunkowych (bez zimnej kąpieli).
    4. Oblicz średnią z ostatnich 2 wartości progu bólu (w kPa) podczas bodźca kondycjonującego.
    5. Użyj poniższego równania, aby obliczyć CPM:
      figure-protocol-1
      UWAGA: Wartość CPM równa 0 oznacza brak zmian w percepcji bólu, wartość ujemna oznacza zahamowanie czucia bólu podczas bodźca warunkowego, a wartość dodatnia oznacza ułatwienie odczuwania bólu podczas bodźca warunkowego.
    6. Oceń zmiany zarówno w sumowaniu czasowym, jak i CPM przed i po ekspozycji na światło, aby ocenić, jak terapia wpływa na aktywność odpowiednio rosnących i zstępujących szlaków bólowych.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Results

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ekspozycja na zielone światło zwiększa opóźnienia w wycofaniu łap w sposób zależny od dawki
Rysunek 1A pokazuje, że ekspozycja na zielone diody elektroluminescencyjne (GLED) o różnym natężeniu (4, 50, 100 i 200 luksów) znacznie zwiększyła opóźnienia w wycofaniu łap w naiwnym modelu szczurzym w ciągu 7-dniowego okresu ekspozycji, co wskazuje na antynocyceptywne działanie GLED. Wyjściowe opóźnienia przed ekspozycją na światło były porównywa...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ostatnie badania dotyczyły mechanizmów leżących u podstaw analgezji zielonego światła (GLED) 13,21,22,23,24. Konieczna jest jednak dalsza standaryzacja metodyki, aby usprawnić jej przekładanie na praktykę kliniczną. Zależne od dawki efekty antynocyceptywne obserwowane w modelach przedklinicznych podkreślają znaczenie optymalizacji parametrów ekspozycji w celu ...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Disclosures

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dr Ibrahim ujawnił zewnętrzne zainteresowanie Luxxon Therapeutics na Uniwersytecie Arizony. Konflikty interesów wynikające z tych interesów są zarządzane przez Uniwersytet Arizony zgodnie z jego politykami. Wszyscy pozostali autorzy nie mają konfliktu interesów, który mogliby zgłaszać. Żaden z autorów manuskryptu nie otrzymał żadnego wynagrodzenia, zwrotu kosztów ani honorarium w żaden inny sposób. Autorzy nie są powiązani z żadnym dostawcą ani firmą farmaceutyczną związaną z tym badaniem. Żadne z tych badań, manuskryptów ani abstraktów nie były wcześniej prezentowane i nie są brane pod uwagę do publikacji w żadnym innym czasopiśmie.

Acknowledgements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

To badanie było wspierane przez Comprehensive Center for Pain and Addiction-University of Arizona (M.M.I., L.F.M.), anestezjologię University of Arizona (L.F.M.) oraz Medical Scientist Training Program (MSTP) na University of Arizona, College of Medicine, Tucson.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Materials

List of materials used in this article
NameCompanyCatalog NumberComments
24 h Mechaniczny mini timer do taśm LED bn-linkBND-60/U47https://www.bn-link.com/products/bn-link-indoor-24-hour-mechanical-outlet-timer-3-prong-2-pack?variant=42704897245237¤cy= USD& utm_medium=product_sync& utm_source=Google& utm_content= sag_organic& utm_campaign= sag_organic& _source=1& gclid=Cj0KCQjwurS3BhCGARI sADdUH50dy8sYj4Ku2ZmM14-3Yp3iajSY 4TgRze8UvSuyhq81-h 1E6GChOXgaAhwYEALw_wcB
AC 5050 Taśma LED SMD Taśma linowa Oświetlenie LED Supply CoLS-AC50-GRhttps://www.ledsupply.com/led-strips/ac-power-5050-led-strips Oświetlenie z zielonym paskiem do wszystkich pomieszczeń ekspozycyjnych 120V AC, 60Hz
AC 5050 SMD Taśma LED Taśma linowa Oświetlenie LED Supply CoLS-AC50-WHhttps://www.ledsupply.com/led-strips/ac-power-5050-led-strips Oświetlenie z białą taśmą do wszystkich pomieszczeń ekspozycyjnych 120 V AC, 60 Hz
Allodynia SoftwareNational Instruments, LabView 2015https://www.ni.com/en-us/shop/product/labview.html
Amazon Basics Lekki, super miękki, łatwy w pielęgnacji 4-częściowy zestaw prześcieradeł z mikrofibry z głębokimi kieszeniami 14 cali, królowa,, solidnySklepAmazon BasicsAmazon.com: Amazon Basics Lekki, super miękki, łatwy w pielęgnacji 4-częściowy zestaw prześcieradeł z mikrofibry z głębokimi kieszeniami 14 cali, królowa,, solidna : Amazon Basics: Dom i Kuchnia
Skomputeryzowany algometr przeciwbólowyMedoc zaawansowane systemy medyczneID 00186https://www.medoc-web.com/algomed
Cyfrowy miernik luksaEdmund Optics52270https://www.edmundoptics.com/
Podwyższony stojak z metalowej siatki do Von FreyBiosebBIO-STD2-EVFhttps://www.bioseb.com/en/pain-mechanical-allodynia_hyperalgesia/1689-elevated-metal_mesh-stand-30-cm-height-to-fit-up_to-2-pvf-cages.html
Termometry FisherbrandFischer Scientific 13-201-577https://www.fishersci.com/shop/products/fisherbrand-10-30-ground-joint-thermometers-6/13201927
Medline Autoklawowalne umywalki plastikoweTruway Health42141606https://truwayhealth.com/medline-autoclavable-plastic-washbasins/?cmp_id=21122060336&adg_id= & kwd=& device=c& _source=1& gclid= CjwKCAjw0aS3BhA3EiwAKaD2ZTHY8_ 7W__ gXC7Wf3Kv3jJa6KQrNI-4JrdYqKM9IO v8moeW6ylEpzRoCnZ8QAvD_BwE
Modułowe klatki dla szczurów i myszyBiosebBIO-PVFhttps://bioseb.com/en/pain-mechanical-allodynia-hyperalgesia/1206-modular-holder-cages-for-rats-and-mice.html
Test podeszwowy do stymulacji termicznej - Hargreaves ApparatusUgo Basile37570https://ugobasile.com/products/categories/pain-and-inflammation/plantar-test-for-thermal-stimulation zawiera półprzezroczysty szklany panel i indywidualne wybiegi dla zwierząt dla 6 szczurów/12 myszy Taśma
izolacyjna Scotch 700, 3/4 cala x 66 stóp x 0,007 cala.3Mhttps://www.3m.com/3M/en_US/p/d/cbgnawus1596/
Touch Test Sensory Evaluators (von Frey Filaments) North Coast Medical and Rehabilitation ProductsNC12775-99https://www.ncmedical.com/products/touch-test-sensory-evaluators_1278.html
Sensory Evaluation Touch Test (von Frey Filaments) North Coast Produkty medyczne i rehabilitacyjneNC12775-20https://www.ncmedical.com/products/touch-test-sensory-evaluators_1278.html
TRINITY EcoStorage 5-poziomowy, 48 x 24 x 72, komercyjny regał druciany Trinity952471https://trinityii.com/ecostorage-5-tier-48x24x72-wire-shelving-nsf-with-wheels-chrome/

References

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Alorfi, N. M. Pharmacological methods of Narrative review of medication used. Int J Gen Med. 16, 3247-3256 (2023).
  2. Cherny, N., et al. Strategies to manage the adverse effects of oral morphine: an evidence-based report. J Clin Oncol. 19 (9), 2542-2554 (2001).
  3. Hanks, G. W., et al. Morphine in cancer pain: modes of administration. Expert Working Group of the European Association for Palliative Care. BMJ. 312 (7034), 823-826 (1996).
  4. de Freitas, L. F., Hamblin, M. R. Proposed mechanisms of photobiomodulation or low-level light therapy. IEEE J Sel Top Quantum Electron. 22 (3), 7000417(2016).
  5. Pathak, M. A., Fitzpatrick, T. B. The evolution of photochemotherapy with psoralens and UVA (PUVA): 2000 BC to 1992 AD. J Photochem Photobiol B. 14 (1), 3-22 (1992).
  6. Kemper, K. J. ."Let there be light." Research on phototherapy, light therapy, and photobiomodulation for healing - Alternative therapy becomes mainstream. Complement Ther Med. 41, A1-A6 (2018).
  7. Olesen, J., et al. Headache Classification Committee of the International Headache Society(IHS), The International Classification of Headache Disorders, 3rd edition. Cephalalgia. 38 (1), 1-211 (2018).
  8. Santiago, R., Gomes, S., Ozsarfati, J., Zitney, M. Photobiomodulation for modulation of neuropathic pain and improvement of scar tissue. Scars Burn Heal. 8, 20595131221134052(2022).
  9. González-Muñoz, A., et al. Efficacy of photobiomodulation therapy in the treatment of pain and inflammation: A literature review. Healthcare (Basel). 11 (7), 938(2023).
  10. Figueiro, M. G., et al. Tailored lighting intervention improves measures of sleep, depression, and agitation in persons with Alzheimer's disease and related dementia living in long-term care facilities. Clin Interv Aging. 9, 1527-1537 (2014).
  11. Eastman, C. I., Young, M. A., Fogg, L. F., Liu, L., Meaden, P. M. Bright light treatment of winter depression: A placebo-controlled trial. Arch Gen Psychiatry. 55 (10), 883-889 (1998).
  12. Martin, L. F., et al. Evaluation of green light exposure on headache frequency and quality of life in migraine patients: A preliminary one-way cross-over clinical trial. Cephalalgia. 41 (2), 135-147 (2021).
  13. Martin, L. F., et al. light antinociceptive and reversal of thermal and mechanical hypersensitivity effects rely on endogenous opioid system stimulation. J Pain. 22 (12), 1646-1656 (2021).
  14. Nelli, A., Wright, M. C., Gulur, P. Green light-based analgesia - novel non-pharmacological approach to fibromyalgia pain: A pilot study. Pain Physician. 26 (4), 403-410 (2023).
  15. Martin, L., et al. light exposure improves pain and quality of life in fibromyalgia patients: A preliminary one-way crossover clinical trial. Pain Med. 22 (1), 118-130 (2021).
  16. Qaiser, H., Uzair, M., Arshad, M., Zafar, A., Bashir, S. Evaluating the potential of green light exposure on nociception-A mini review. CNS Neurol Disord Drug Targets. 23 (6), 675-679 (2024).
  17. Lipton, R. B., et al. Narrow band green light effects on headache, photophobia, sleep, and anxiety among migraine patients: an open-label study conducted online using daily headache diary. Front Neurol. 14, 1282236(2023).
  18. Posternack, C., Kupchak, P., Capriolo, A. I., Katz, B. J. Targeting the intrinsically photosensitive retinal ganglion cell to reduce headache pain and light sensitivity in migraine: A randomized double-blind trial. J Clin Neurosci. 113, 22-31 (2023).
  19. Noseda, R., et al. Migraine photophobia originating in cone-driven retinal pathways. Brain. 139 (7), 1971-1986 (2016).
  20. Ibrahim, M. M., et al. Long-lasting antinociceptive effects of green light in acute and chronic pain in rats. Pain. 158 (2), 347-360 (2017).
  21. Martin, L. F., et al. light exposure elicits anti-inflammation, endogenous opioid release and dampens synaptic potentiation to relieve post-surgical pain. J Pain. 24 (3), 509-529 (2023).
  22. Tang, Y. L., et al. Green light analgesia in mice is mediated by visual activation of enkephalinergic neurons in the ventrolateral geniculate nucleus. Sci Transl Med. 14 (674), eabq6474(2022).
  23. Cao, P., et al. light induces antinociception via visual-somatosensory circuits. Cell Rep. 42 (4), 112290(2023).
  24. Wu, X. Q., et al. Glutamatergic and GABAergic neurons in the vLGN mediate the nociceptive effects of green and red light on neuropathic pain. Neurobiol Dis. 183, 106164(2023).
  25. Sprenger, C., Eichler, I. C., Eichler, L., Zöllner, C., Büchel, C. Altered signaling in the descending pain-modulatory system after short-term infusion of the µ-opioid agonist remifentanil. J Neurosci. 38 (10), 2454-2470 (2018).
  26. Zahn, P. K., Brennan, T. J. Primary and secondary hyperalgesia in a rat model for human postoperative pain. Anesthesiology. 90 (3), 863-872 (1999).
  27. Brennan, T. J., Zahn, P. K., Pogatzki-Zahn, E. M. Mechanisms of incisional pain. Anesthesiol Clin North Am. 23 (1), 1-20 (2005).
  28. Martin, L., et al. Conotoxin contulakin-G engages a neurotensin receptor 2/R-type calcium channel (Cav2.3) pathway to mediate spinal antinociception. Pain. 163 (9), 1751-1762 (2022).
  29. Korah, H. E., et al. Partial sciatic nerve ligation: A mouse model of chronic neuropathic pain to study the antinociceptive effect of novel therapies. J VIs Exp. (188), e64555(2022).
  30. Chaplan, S. R., Bach, F. W., Pogrel, J. W., Chung, J. M., Yaksh, T. L. Quantitative assessment of tactile allodynia in the rat paw. J Neurosci Methods. 53 (1), 55-63 (1994).
  31. Lockwood, S., Dickenson, A. H. What goes up must come down: insights from studies on descending controls acting on spinal pain processing. J Neural Transm (Vienna). 127 (4), 541-549 (2020).
  32. Staud, R., Robinson, M. E., Price, D. D. Temporal summation of second pain and its maintenance are useful for characterizing widespread central sensitization of fibromyalgia patients. J Pain. 8 (11), 893-901 (2007).
  33. Ventura, L., et al. light exposure reduces primary hyperalgesia and proinflammatory cytokines in a rodent model of knee osteoarthritis: Shedding light on sex differences. Biomedicines. 12 (9), 2005(2024).
  34. Cheng, K., Martin, L. F., Slepian, M. J., Patwardhan, A. M., Ibrahim, M. M. Mechanisms and pathways of pain photobiomodulation: A narrative review. J Pain. 22 (7), 763-777 (2021).
  35. Cheng, K., Martin, L. F., Calligaro, H., Patwardhan, A., Ibrahim, M. M. Case report: Green light exposure relieves chronic headache pain in a colorblind patient. Clin Med Insights Case Rep. 15, 11795476221125164(2022).
  36. Takemura, Y., et al. Effects of green color exposure on stress, anxiety, and pain during peripheral intravenous cannulation in dental patients requiring sedation. Int J Environ Res Public Health. 18 (11), 5939(2021).
  37. Berkley, K. J., Hubscher, C. H. Are there separate central nervous system pathways for touch and pain. Nat Med. 1 (8), 766-773 (1995).
  38. Bannister, K., Kucharczyk, M. W., Graven-Nielsen, T., Porreca, F. Introducing descending control of nociception: a measure of diffuse noxious inhibitory controls in conscious animals. Pain. 162 (7), 1957-1959 (2021).
  39. Millan, M. J. Descending control of pain. Prog Neurobiol. 66 (6), 355-474 (2002).
  40. Ossipov, M. H., Morimura, K., Porreca, F. Descending pain modulation and chronification of pain. Curr Opin Support Palliat Care. 8 (2), 143-151 (2014).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Tags

Photoneuromodulation TechniquesGreen Light TherapyPain ManagementGreen LED ExposureNon Pharmacological PainChronic Pain ModelsVon Frey TestHargreaves TestConditioned Pain ModulationSynaptic Plasticity

Related Articles