Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Optymalizacja technik fotoneuromodulacji w celu oceny roli diod elektroluminescencyjnych w leczeniu bólu

1.6K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/67821

⸱

28 marca 2025

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Anesthesiology, College of Medicine, The University of Arizona, Tucson, 2Department of Pharmacology, College of Medicine, The University of Arizona, Tucson, 3Comprehensive Center for Pain and Addiction, College of Medicine, The University of Arizona, Tucson

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

Ostatnie osiągnięcia w badaniach nad bólem podkreślają potencjał fotoneuromodulacji z wykorzystaniem zielonych diod elektroluminescencyjnych (GLED) jako metody leczenia niefarmakologicznego. GLED moduluje szlaki bólowe, oferując skuteczną ulgę w bólu. Niniejszy artykuł ma na celu standaryzację i udoskonalenie protokołów ekspozycji na GLED, poprawę spójności między badaniami i postęp w klinicznym zastosowaniu tej terapii.

Streszczenie

Pomimo obszernych badań i identyfikacji licznych celów przeciwbólowych, zakres dostępnych metod leczenia bólu pozostaje ograniczony. Jednak potencjalna zmiana paradygmatu może wprowadzić nową falę niefarmakologicznych metod leczenia bólu o niezwykłym bezpieczeństwie, skuteczności i tolerancji. Jednym z obiecujących obszarów badań jest fotoneuromodulacja z wykorzystaniem diod elektroluminescencyjnych światła zielonego (GLED, 525 nm), które wykazały potencjał w łagodzeniu bólu zarówno w stanach ostrych, jak i przewlekłych, co doprowadziło do licznych badań przedklinicznych i klinicznych badających skuteczność tej terapii. Te projekty badawcze wykazały, w jaki sposób ekspozycja na GLED zwiększa aktywność endogennego układu opioidowego w mózgu i rdzeniu kręgowym po aktywacji stożka M w siatkówce. Wyniki sugerują, że GLED może łagodzić ból poprzez modulowanie zstępującego szlaku bólu. W świetle przekonujących efektów GLED, rozpowszechnienie badań nad fotoneuromodulacją podkreśla znaczenie ustanowienia spójności w dobrze zdefiniowanych i standaryzowanych protokołach ekspozycji dla badań przedklinicznych i klinicznych. W badaniach przedklinicznych zaobserwowano korzystne efekty po co najmniej 2 dniach ekspozycji, przy czym protokoły obejmowały 8 godzin światła o natężeniu 100 luksów podczas 12-godzinnej fazy światła. W badaniach klinicznych protokoły narażenia są dostosowane do konkretnej badanej patologii. Ekspozycja przez 15 minut okazała się korzystna w modulacji ostrego bólu pooperacyjnego. W celu modulacji bólu przewlekłego pacjenci są instruowani, aby stosować GLED w domu przez 1 do 2 godzin dziennie przez 10 tygodni. W tym artykule szczegółowo opisano protokoły przedkliniczne i kliniczne mające na celu poprawę odtwarzalności i spójności w różnych badaniach oceniających korzyści płynące z fotoneuromodulacji. Ustanawiając te ustandaryzowane protokoły, prace te mają na celu przyspieszenie klinicznego przełożenia fototerapii GLED jako realnego niefarmakologicznego leczenia bólu.

Wprowadzenie

Leczenie farmakologiczne, szczególnie opioidy, nadal jest w dużym stopniu wykorzystywane do leczenia zarówno ostrych, jak i przewlekłych stanów bólowych1. Na skuteczność leczenia bólu może mieć znaczący wpływ częstotliwość i nasilenie działań niepożądanych związanych ze stosowaniem opioidów2. Z tego powodu znaczna liczba pacjentów leczonych opioidami nie osiąga skutecznego leczenia bólu3. W związku z tym lekarze zajmujący się bólem i społeczność pacjentów coraz częściej poszukują niefarmakologicznych metod leczenia, które pozwalają uniknąć skutków ubocznych związanych z tradycyjnymi lekami przeciwbólowymi. Fotoneuromodulacja okazała się obiecującym rozwiązaniem i bezpieczną terapią w radzeniu sobie z bólem.

Fotoneuromodulacja (PNM) to nieinwazyjna technika, która wykorzystuje diody elektroluminescencyjne (LED) do regulacji procesów biologicznych4. Fototerapia została opracowana tysiące lat temu przy użyciu światła słonecznego lub helioterapii w leczeniu chorób skóry5. Następnie poszerzyła się koncepcja wpływu światła na tkanki biologiczne, co doprowadziło do opracowania terminu fotoneuromodulacji. Badania nad PNM rozwijają się obecnie na całym świecie i wykazały jego skuteczność w różnych zastosowaniach klinicznych, w tym w leczeniu bólu6,7,8,9, poprawiając jakość snu u pacjentów z chorobą Alzheimera10 i kontrolując depresję11.

Coraz większy nacisk kładzie się na badania przedkliniczne i kliniczne mające na celu zbadanie mechanizmów i potencjału terapeutycznego fotoneuromodulacji w leczeniu bólu. Wśród tych podejść, terapia diodami elektroluminescencyjnymi zielonego światła (GLED), wykorzystująca stymulację długości fali 525 nm, wykazała obiecującą skuteczność w zmniejszaniu różnych rodzajów bólu, w tym migreny, fibromialgii i bólu pooperacyjnego12,13,14,15,16. Badania kliniczne wykazały, że terapia zielonym światłem konsekwentnie przynosi korzyści pacjentom cierpiącym na migrenę w wielu badaniach12,17,18, zmniejszając zarówno ból głowy, jak i intensywność światłowstrętu podczas aktywnych ataków migreny19, a także zmniejszając częstotliwość i czas trwania epizodów migreny12. Badania przedkliniczne wykazały również, że narażenie na GLED może odwrócić nadwrażliwość termiczną i mechaniczną w modelu uszkodzenia nerwów bólu neuropatycznego20. Ponadto badania przedkliniczne badały mechanizmy, za pomocą których GLED wpływa na percepcję bólu i progi sensoryczne13,21,22,23,24. Badania te podkreślają udział czopków M i późniejszą modulację brzusznego jądra kolankowatego bocznego (vLGN), co zwiększa aktywność neuronów enkephalinergicznych rzutujących do jądra szwu grzbietowego (DRN)22. Dodatkowe badania podkreśliły również kluczową rolę rostralnego rdzenia brzuszno-przyśrodkowego (RVM)21, kluczowego regulatora opadającej modulacji bólu. Podsumowując, odkrycia te sugerują, że GLED zmienia percepcję bólu poprzez modulację obwodów wzrokowych, które działają na zstępujące szlaki bólowe20,25. Konieczne są jednak dalsze badania, aby ułatwić jego przełożenie na praktyki kliniczne.

W tym artykule szczegółowo opisujemy kompleksową metodologię wdrażania PNM opartego na GLED, mając na celu zapewnienie powtarzalnych ram zarówno do użytku eksperymentalnego, jak i klinicznego. Opisujemy konstrukcję i działanie ekspozycji na GLED, nakreślamy standardowe protokoły aplikacji i omawiamy kluczowe kwestie dotyczące zapewnienia skuteczności i odtwarzalności. Dodatkowo udostępniamy szczegółowy protokół oceny aktywności zarówno wstępujących, jak i opadających ścieżek bólowych, umożliwiając głębsze zbadanie ich roli w modulowaniu analgezji wywołanej przez GLED. Dzieląc się tym podejściem, dążymy do postępu w badaniach nad niefarmakologicznym leczeniem bólu i przyczyniania się do opracowywania dostępnych, skutecznych i bezpieczniejszych terapii.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Wszystkie procedury dotyczące zwierząt zostały zatwierdzone przez Institutional Animal Care and Use Committee Uniwersytetu Arizony i są zgodne z wytycznymi dotyczącymi wykorzystywania zwierząt laboratoryjnych National Institutes of Health. Wolne od patogenów, dorosłe szczury Sprague Dawley (masa w momencie testowania: 275-330 g) były kwaterowane w standardowych klatkach dla szczurów w wiwariuszach (3 szczury na klatkę) w pomieszczeniach z kontrolowaną temperaturą i wilgotnością, w 12-godzinnym cyklu światło/ciemność, z nielimitowanym dostępem do pożywienia i wody. Wszystkie eksperymenty behawioralne były prowadzone przez badaczy, którzy nie znali warunków traktowania grup. Wszystkie procedury z udziałem ludzi otrzymały zatwierdzenie od Institutional Review Board (IRB) Uniwersytetu Arizony zgodnie z numerem protokołu (STUDY00000370). Badanie to jest zarejestrowane w serwisie ClinicalTrials.gov pod numerem NCT05295225.

1. Protokół ekspozycji na światło u zwierząt

  1. Optymalizacja ekspozycji na światło i przygotowanie klatek dla zwierząt
    1. Należy pozyskać elastyczne paski diod elektroluminescencyjnych (LED) widzialnego spektrum o następujących charakterystykach: (i) zielone LED (Tabela materiałów), długość fali 525 nm, moc 8 W, napięcie 120 V i kąt wiązki 120°. (ii) białe LED (Tabela materiałów), moc 9,6 W, napięcie 120 V i kąt wiązki 120°.
    2. Dokładność widma światła należy zweryfikować za pomocą spektrometru (w niniejszym badaniu wykorzystano usługę prototypowania urządzeń biomedycznych Biomedical Device Prototyping Service z Instytutu BIO5 na Uniwersytecie Arizony).
      UWAGA: Zielone LED powinny mieć długość fali centralnej 525 ± 10 nm (najjaśniejszy punkt emisji), pełną szerokość połówkową (FWHM) mniejszą niż 40 nm oraz spadek intensywności zapisu (gdzie natężenie światła spada do 50% maksimum), który powinien wynosić 500 ± 5 nm i 530 ± 5 nm21. FWHM białych LED powinna wynosić ponad 90 nm. Można stosować wiele źródeł światła białego. Eksperymentator musi zapewnić niskie natężenie fali o długości 525 nm oraz szeroki zakres widma obejmujący wiele długości fal21.
    3. Do pomiaru i optymalizacji natężenia światła należy użyć luksometru (Tabela materiałów). W razie potrzeby diody LED należy zakryć czarną taśmą (Tabela materiałów), aby uzyskać pożądane natężenie.
      UWAGA: Pomiar i walidacja natężenia światła są kluczowe, ponieważ różne natężenia mogą w odmienny sposób wpływać na progi sensoryczne (Rysunek 1). Jeśli natężenie jest nieprawidłowe, należy zakryć lub odsłonić niektóre diody LED, aż do osiągnięcia pożądanego poziomu.
    4. Paski LED należy przymocować do górnych krawędzi drucianych półek w ciemnym pomieszczeniu (Tabela materiałów), aby każda półka była wyposażona w oddzielne źródło ekspozycji na światło. Do pasków LED należy podłączyć programatory czasowe (Tabela materiałów), aby klatki były naświetlane przez 8 h na dobę, od godziny 6:00 do 14:00.
    5. Na półkach należy zainstalować przezroczyste klatki statyczne. Półki należy całkowicie osłonić z każdej strony ciemnymi arkuszami (Tabela materiałów), aby zoptymalizować ekspozycję przy jednoczesnym zminimalizowaniu zakłóceń świetlnych.
    6. Za pomocą luksometru należy przeprowadzić końcową optymalizację natężenia światła wewnątrz klatki, zakrywając lub odsłaniając niektóre diody LED (100 luksów w centrum każdej klatki) (Rysunek uzupełniający 1).
  2. Wyznaczenie bazowego zachowania sensorycznego i rozpoczęcie ekspozycji
    1. Po przybyciu zwierząt należy pozwolić szczurom na aklimatyzację w pomieszczeniu dla zwierząt przez 1 tydzień. Po tym okresie aklimatyzacji należy przyzwyczajać szczury do obchodzenia przez eksperymentatora przez co najmniej 7 dni.
    2. Zwierzęta należy podzielić na trzy grupy eksperymentalne w zależności od zastosowanych warunków: (1) ekspozycja na zielone światło (GLED) w połączeniu z interwencją chirurgiczną, (2) ekspozycja na białe światło (WLED) w połączeniu z interwencją chirurgiczną oraz (3) grupa kontrolna WLED z operacją pozorowaną (sham).
    3. Szczury należy aklimatyzować w przezroczystych pudełkach z pleksiglasu na drucianej siatce (Tabela materiałów) przez 1 h przed testowaniem, w tym samym pomieszczeniu co obszar testowy, najlepiej w obecności eksperymentatora.
    4. Aby ocenić przedoperacyjne progi, należy zmierzyć progi wycofania łapy metodą Dixon up-and-down z użyciem filamentów von Frey26 na lewej tylnej łapie (Tabela materiałów), zaczynając od filamentu 4,31 (19,6 mN), aby ustalić bazowy próg wycofania łapy.
      UWAGA: Wrażliwość mechaniczną należy oceniać metodą „up-and-down” poprzez wyznaczenie progu wycofania. Jeśli zwierzę nie reaguje na filament 4,31 (19,6 mN), należy użyć grubszego filamentu 4,56 (39,2 mN) (reakcję odnotowuje się wizualnie jako wycofanie, potrząsanie lub lizanie dotkniętej łapy). Jeśli zwierzę reaguje na filament 4,31, należy użyć cieńszego filamentu 4,08 (9,8 mN).
      1. Każdy filament należy przyłożyć prostopadle do powierzchni podeszwowej tylnej łapy, gdy zwierzęta znajdują się w zawieszonych klatkach z drucianej siatki.
      2. Należy dostosować nacisk filamentu, zwiększając go lub zmniejszając, w zależności od rozmiaru poprzedniego filamentu.
      3. Należy kontynuować stosowanie kolejno grubszych lub cieńszych filamentów, w zależności od tego, czy zwierzę wykazywało odpowiednio pozytywną czy negatywną reakcję następczą.
      4. Zarówno reakcje negatywne, jak i pozytywne należy odnotować w arkuszu danych zawartym w Tabeli uzupełniającej 1.
        UWAGA: Każdy filament należy aplikować pojedynczo, w sposób sekwencyjny. Po pierwszej pozytywnej reakcji tę samą łapę należy przetestować jeszcze 4 razy za pomocą różnych filamentów. Aby zapewnić wiarygodne wyniki dla wszystkich zwierząt, eksperymentator musi unikać przykładania filamentu do poduszek stopy.
    5. Przed pomiarem bazowej wrażliwości termicznej za pomocą testu Hargreavesa, szczury należy aklimatyzować w przezroczystych pudełkach z pleksiglasu na aparacie Hargreavesa (Tabela materiałów) przez 1 h w tym samym pomieszczeniu co obszar testowy.
      UWAGA: Test Hargreavesa wymaga, aby szczury pozostawały w bezruchu przez kilka sekund. Jeśli po początkowym 1-godzinnym okresie habituacji szczury są wciąż zbyt aktywne, należy wydłużyć czas aklimatyzacji zgodnie z potrzebą. Należy upewnić się, że szczury są spokojne i nieruchome, ale na tyle czujne, by nie zasnęły. Przed przeprowadzeniem testu Hargreavesa (Tabela materiałów) kluczowe jest ustawienie natężenia światła podczerwonego w celu ustalenia poziomu bazowego do pomiaru wrażliwości na ból. Celem jest uzyskanie średniego czasu utajenia wycofania łapy na poziomie około 20 s dla wartości bazowej, co zapewnia wystarczającą czułość do wykrycia zmian w reakcji bólowej, takich jak hiper- lub hipoalgezja. W momencie wycofania łapy detektor ruchu zatrzymuje zarówno bodziec, jak i stoper. Aby zapobiec uszkodzeniu tkanek, zastosowano maksymalny czas odcięcia wynoszący 33,5 s.
    6. Aby ocenić przedoperacyjne progi behawioralne, należy umieścić laser podczerwony pod centrum lewej tylnej łapy zwierzęcia (korzystając z linii prowadzących emitera podczerwieni).
      1. Należy uruchomić bodziec cieplny, aby zmierzyć czas, po którym zwierzę wycofuje łapę w odpowiedzi na ciepło (czas utajenia wycofania).
        UWAGA: Jeśli średni czas utajenia wycofania nie jest bliski 20 s, należy dostosować natężenie i powtarzać test, aż do wyznaczenia pożądanej średniej. Następnie natężenie pozostaje stałe przez resztę eksperymentu. W niniejszym badaniu zastosowano natężenie bodźca 30 (50 W). W przypadku konieczności powtórzenia testu u tego samego zwierzęcia, należy zachować 5-minutowe odstępy.
      2. Czas utajenia wycofania należy zapisać w arkuszu danych zawartym w Tabeli uzupełniającej 2.
        UWAGA: Aby uniknąć wpływu na temperaturę bodźca cieplnego, podczas prób należy usuwać wszelki mocz.
    7. Po wyznaczeniu bazowych parametrów sensorycznych, zwierzęta należy umieścić w klatkach statycznych do ekspozycji na światło z ciągłym dostępem do pokarmu i wody przez 4 dni przed operacją (8 h na dobę, od godziny 6:00 do 14:00).
  3. Indukcja modelu bólu i pooperacyjna ocena progów sensorycznych
    1. Po zakończeniu ekspozycji o godzinie 14:00 w dniu 4., należy wykonać operację nacięcia według modelu Brennana na lewej tylnej łapie w celu wywołania bólu pooperacyjnego27,28.
    2. Ekspozycję należy kontynuować w dniu 5. Po zakończeniu ekspozycji o godzinie 14:00 w dniu 5., należy przeprowadzić testy von Frey i Hargreavesa, jak opisano wcześniej, aby ocenić nadwrażliwość termiczną i mechaniczną 1 dzień po operacji.
    3. Ekspozycję należy kontynuować w dniu 6. Po zakończeniu ekspozycji o godzinie 14:00 w dniu 6., należy przeprowadzić testy von Frey i Hargreavesa, jak opisano wcześniej, aby ocenić nadwrażliwość termiczną i mechaniczną 2 dni po operacji.
      UWAGA: Jakiekolwiek zwierzę należy wykluczyć z badania, jeśli osiągnie kryteria punktu końcowego ustalone przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt.
    4. Po zakończeniu testów behawioralnych należy przeprowadzić eutanazję zwierząt zgodnie z protokołami określonymi przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt.
  4. Analiza danych zwierzęcych
    1. Wzorce wycofywania mechanicznego należy wprowadzić do oprogramowania Allodynia Software (National Instruments, LabView 2015) w celu oceny progów sensorycznych mechanicznych29.
      UWAGA: Oprogramowanie wykorzystuje nieparametryczną metodę Dixona, szczegółowo opisaną przez Chaplana i wsp.30.
    2. Czasy utajenia wycofania należy zestawić w arkuszu kalkulacyjnym do późniejszej analizy statystycznej allodynii termicznej.
    3. Należy wygenerować wykres przedstawiający średnią wrażliwość (progi lub czasy utajenia) w funkcji czasu.

2. Protokół ekspozycji na światło u ludzi

  1. Przygotowanie pomieszczenia do ekspozycji dla badanych osób
    1. Rozpocząć od przygotowania pomieszczenia do ekspozycji, upewniając się, że jest ono całkowicie wolne od zewnętrznych źródeł światła, aby wyeliminować potencjalne zakłócenia.
      UWAGA: Ten krok jest niezbędny do wyizolowania efektów działania świateł LED.
    2. Ustawić światła LED w odległości 3-6 stóp od krzesła badanych.
      UWAGA: Zakres ten oparto na wcześniejszych badaniach klinicznych, aby zapewnić stałą intensywność światła i skuteczną ekspozycję.
    3. Zainstalować 2 m taśm LED, zapewniając pożądaną intensywność światła w zakresie 90-100 lux przy użyciu luksometru (Tabela materiałów i Rycina uzupełniająca 2).
    4. Zoptymalizować intensywność światła poprzez zmianę położenia taśm świetlnych lub zakrycie niektórych diod LED, aby badani otrzymywali 90-100 lux w głównej strefie, w której siedzą.
  2. Kroki zapoznawcze dla oceny mechanicznej sumacji czasowej
    1. Przed przeprowadzeniem jakiejkolwiek oceny należy zadbać o właściwą higienę rąk poprzez ich dokładne umycie, a następnie założenie rękawiczek.
    2. Oczyścić i zdezynfekować skalibrowany filament von Frey (6,65 mN, co odpowiada sile 300 g), aby zapewnić sterylność przed oceną czułości mechanicznej.
    3. Poprosić o zgodę na odsłonięcie mięśnia czworobocznego do nadchodzącej oceny.
    4. Poinformować pacjenta, że filament von Frey będzie przykładany do niedominującej strony mięśnia czworobocznego, aż do momentu wygięcia filamentu.
    5. Polecić pacjentowi ocenę bólu w skali od 0 do 10, gdzie 0 oznacza brak bólu, a 10 najsilniejszy możliwy do wyobrażenia ból, bezpośrednio po tym, jak operator powie „Teraz”.
      UWAGA: Należy dopilnować, aby pacjent udzielił promptnej i dokładnej odpowiedzi w momencie, gdy operator powie „teraz”.
    6. Przyłożyć filament 3 razy w trzech różnych punktach (w odstępach 1 cala) na niedominującym mięśniu czworobocznym, zachowując 5 s odstępu między aplikacjami.
    7. Poinformować badanego, że filament von Frey zostanie przyłożony 10 razy w tym samym miejscu, raz na 1 s, i poprosić badanego o ocenę bólu podczas ostatniej aplikacji.
      UWAGA: Do wszystkich 10 aplikacji należy używać tego samego miejsca na mięśniu czworobocznym.
    8. Zmierzyć efekt sumacji czasowej, przykładając filament 10 razy do niedominującego mięśnia czworobocznego, a następnie poprosić badanego o ocenę bólu po zakończeniu stymulacji.
  3. Badanie mechanicznej sumacji czasowej
    1. Po krokach zapoznawczych zastosować 3 min przerwy i poinformować pacjenta, że filament von Frey zostanie przyłożony do dominującej strony mięśnia czworobocznego.
    2. Oczyścić i zdezynfekować skalibrowany filament von Frey.
    3. Polecić pacjentowi ocenę bólu w skali od 0 do 10 bezpośrednio po tym, jak operator powie „Teraz”.
    4. Przyłożyć filament 3 razy w 3 różnych punktach (w odstępach 1 cala) na dominującym mięśniu czworobocznym, zachowując 5 s odstępu między każdą aplikacją. Zapisać odpowiedź pacjenta w arkuszu rejestracyjnym (Tabela uzupełniająca 3).
    5. Poinformować badanego, że filament von Frey zostanie przyłożony 10 razy w tym samym miejscu, raz na 1 s, i poprosić badanego o ocenę bólu podczas ostatniej aplikacji.
    6. Zmierzyć efekt sumacji czasowej, przykładając filament 10 razy do dominującego mięśnia czworobocznego. Zapisać odpowiedź badanego w arkuszu rejestracyjnym (Tabela uzupełniająca 3).
    7. Powtórzyć proces dwa razy w odstępach 3 min i zapisać odpowiedzi badanych w arkuszu rejestracyjnym (Tabela uzupełniająca 3).
  4. Kroki zapoznawcze dla oceny warunkowanej modulacji bólu
    1. Przygotować kąpiel w zimnej wodzie o temperaturze 12 °C (Rycina uzupełniająca 3).
      UWAGA: Przed testem zweryfikować temperaturę za pomocą termometru (Tabela materiałów). Przygotować dodatkowy lód, jeśli będzie konieczna korekta temperatury w trakcie testów.
    2. Oczyścić i zdezynfekować algometr.
    3. Użyć oprogramowania Medoc do oceny CPM (Tabela materiałów).
    4. Wybrać opcję AlgoMed (Rycina uzupełniająca 4). Na ekranie głównym znaleźć i kliknąć urządzenie Algometer Device, aby je aktywować.
    5. Wybrać odpowiedniego pacjenta z listy i wybrać program testowy.
    6. Wybrać miejsce aplikacji urządzenia. W tym kroku zapoznawczym wybrać niedominujący mięsień czworoboczny z diagramu ciała (Rycina uzupełniająca 5).
      UWAGA: Po kliknięciu go to test użytkownik zostanie przekierowany do ekranu testowego. Przed zastosowaniem jakiegokolwiek nacisku oprogramowanie będzie wymagało przeprowadzenia wstępnego testu, podczas którego urządzenie nie wywiera jeszcze nacisku. Ten wstępny test musi być przeprowadzany przy każdym rozpoczęciu nowego testu.
    7. Rozpocząć test i 5 s czas oczekiwania.
    8. Poinformować pacjenta, że urządzenie mierzy ilość wywartego nacisku i zostanie użyte do wywarcia nacisku na niedominującą stronę mięśnia czworobocznego. Poprosić pacjenta o powiedzenie „stop”, gdy tylko zacznie odczuwać jakikolwiek ból.
    9. Kliknąć start. System narzuci 5 s oczekiwania przed rozpoczęciem aplikacji urządzenia.
    10. Przyłożyć algometr do mięśnia czworobocznego, zwiększając siłę w tempie 30 kPa/s (Rycina uzupełniająca 6).
    11. Zapisać odpowiedź pacjenta w arkuszu rejestracyjnym (Tabela uzupełniająca 3).
      UWAGA: W niniejszym badaniu maksymalny nacisk wynosi 650 kPa. Badanie to ocenia konkretnie moment wystąpienia bólu, a nie tolerancję bólu.
    12. Poinformować uczestników, że do oceny zostanie wykorzystana kąpiel w lodowatej wodzie.
    13. Sprawdzić temperaturę wody za pomocą termometru (Tabela materiałów), aby wynosiła około 12 °C. Ustawić minutnik na 10 s.
    14. Polecić uczestnikowi zanurzenie dominującej ręki w wodzie do nadgarstka, dbając o to, aby dłoń była rozluźniona, a palce rozstawione.
    15. Poprosić uczestnika o ocenę bólu w skali od 0 do 10, gdy operator powie „teraz” pod koniec 10 s.
    16. Poprosić o ocenę bólu po upływie 10 s i zapisać odpowiedź pacjenta w arkuszu rejestracyjnym (Tabela uzupełniająca 3).
  5. Badanie warunkowanej modulacji bólu
    1. Sprawdzić temperaturę wody za pomocą termometru (Tabela materiałów).
    2. Oczyścić i zdezynfekować algometr.
    3. Po 3 min przerwy rozpocząć ocenę warunkowanej modulacji bólu (CPM), prosząc o zgodę na odsłonięcie dominującego mięśnia czworobocznego do nadchodzącej oceny.
    4. Poprosić pacjenta o powiedzenie „stop”, gdy tylko zacznie odczuwać jakikolwiek ból. Kliknąć start w oprogramowaniu.
    5. Przyłożyć algometr do mięśnia czworobocznego, zwiększając siłę w tempie 30 kPa/s i zapisać odpowiedź pacjenta w arkuszu rejestracyjnym (Tabela uzupełniająca 3).
    6. Powtórzyć aplikację jeszcze 2 razy w różnych miejscach dominującego mięśnia czworobocznego, z 3 min odstępu między każdą z nich.
    7. Upewnić się, że algometr jest dokładnie oczyszczony i zdezynfekowany przed każdą aplikacją, aby zapobiec poślizgom spowodowanym gromadzeniem się sebum z skóry badanych.
    8. Zapisać odpowiedź pacjenta w arkuszu rejestracyjnym (Tabela uzupełniająca 3). Odczekać 5 min przed przejściem do testowania bodźca warunkującego.
    9. Kliknąć start. System narzuci 5 s oczekiwania przed rozpoczęciem aplikacji urządzenia.
    10. Oczyścić i zdezynfekować algometr.
    11. Polecić pacjentowi zanurzenie niedominującej ręki do nadgarstka w kąpieli z lodowatej wody.
    12. Przyłożyć algometr do mięśnia czworobocznego, zwiększając siłę w tempie 30 kPa/s i zapisać odpowiedź pacjenta w arkuszu rejestracyjnym (Tabela uzupełniająca 3).
    13. Powtórzyć aplikację jeszcze dwa razy w różnych miejscach mięśnia czworobocznego, z 5 min odstępu między każdą z nich.
      UWAGA: Przerwać badanie, jeśli po wstępnym przesiewie zostanie zdiagnozowany wcześniej nieznany stan medyczny, szczególnie jeśli stan ten może zakłócić przebieg badania.
    14. Po uzyskaniu bazowych wartości przed ekspozycją, rozpocząć wystawianie pacjenta na warunki świetlne przypisane do jego grupy.
    15. Polecić ochotnikom, aby unikali patrzenia bezpośrednio w źródło światła.
      UWAGA: Zamiast tego powinni pozwolić, aby światło wpadało w pole widzenia peryferyjnego, tak jak w przypadku każdego innego źródła światła otoczenia w domu (Rycina uzupełniająca 7).
    16. Wystawić badanych na światło LED przez 1,5 h.
      UWAGA: W przypadku przedłużonej terapii światłem badani samodzielnie stosują ekspozycję w domu przez okres do 10 tygodni. Do monitorowania efektów leczenia w czasie można wykorzystać ankiety, takie jak Kwestionariusz Wpływu Fibromialgii (FIQ), HIT-6 (Test Wpływu Bólu Głowy), PSQI (Pittsburski Indeks Jakości Snu) i EQ-5D-5L (do oceny ogólnego stanu zdrowia) wraz z kwestionariuszami bólu.
    17. Podczas ekspozycji zachęcać ochotników do angażowania się w czynności, które nie wymagają dodatkowych źródeł światła, np. czytanie lub pisanie.
      UWAGA: Intensywność 4-100 lux zapewnia wystarczające oświetlenie.
    18. Odradzać spanie w okresie ekspozycji, aby zapewnić pełne przestrzeganie protokołu.
    19. Po terapii ekspozycją świetlną powtórzyć wszystkie pomiary wykonane w punkcie bazowym.
  6. Analiza danych ludzkich
    1. Dla mechanicznej sumacji czasowej obliczyć średnią z 3 pomiarów bazowych oraz średnią z 3 powtórnych stymulacji.
    2. Obliczyć procent mechaniczną sumacji czasowej, dzieląc średnią ocenę bólu po stymulacjach powtórnych przez średnią bazową ocenę bólu i mnożąc wynik przez 100, aby wyrazić go w procentach.
      UWAGA: Procent większy niż 100% wskazuje na zwiększenie percepcji bólu przy powtórnych stymulacjach, co sugeruje obecność sumacji czasowej.
    3. Dla mechanicznej warunkowanej modulacji bólu (CPM) obliczyć średnią z ostatnich 2 progów bólowych (w kPa) uzyskanych podczas stymulacji bezwarunkowej (bez kąpieli w zimnej wodzie).
    4. Obliczyć średnią z ostatnich 2 wartości progów bólowych (w kPa) podczas stymulacji warunkującej.
    5. Użyć poniższego równania do obliczenia CPM:
      Równanie obliczania CPM dla progu bólu bodźca warunkującego w badaniach psychologii eksperymentalnej.
      UWAGA: Wartość CPM równa 0 wskazuje na brak zmian w percepcji bólu, wartość ujemna wskazuje na hamowanie sensoryczne bólu podczas bodźca warunkującego, a wartość dodatnia wskazuje na facylitację bólu podczas bodźca warunkującego.
    6. Ocenić zmiany zarówno w sumacji czasowej, jak i w CPM przed i po ekspozycji na światło, aby zbadać, jak terapia wpływa odpowiednio na aktywność wstępujących i zstępujących dróg bólowych.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Ekspozycja na zielone światło zwiększa opóźnienie cofania łapy w sposób zależny od dawki
Rycina 1A wykazuje, że ekspozycja na zielone diody emitujące światło (GLED) o różnych natężeniach (4, 50, 100 i 200 lux) znacząco zwiększyła opóźnienie cofania łapy w modelu naiwnych szczurów w ciągu 7-dniowego okresu ekspozycji, co wskazuje na działanie antynocyceptywne GLED. Wartości bazowe opóźnień przed ekspozycją na światło były porównywalne we w...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Ostatnie badania dotyczyły mechanizmów leżących u podstaw analgezji zielonego światła (GLED) 13,21,22,23,24. Konieczna jest jednak dalsza standaryzacja metodyki, aby usprawnić jej przekładanie na praktykę kliniczną. Zależne od dawki efekty antynocyceptywne obserwowane w modelach przedklinicznych podkreślają znaczenie optymalizacji parametrów ekspozycji w celu ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Dr Ibrahim ujawnił zewnętrzne zainteresowanie Luxxon Therapeutics na Uniwersytecie Arizony. Konflikty interesów wynikające z tych interesów są zarządzane przez Uniwersytet Arizony zgodnie z jego politykami. Wszyscy pozostali autorzy nie mają konfliktu interesów, który mogliby zgłaszać. Żaden z autorów manuskryptu nie otrzymał żadnego wynagrodzenia, zwrotu kosztów ani honorarium w żaden inny sposób. Autorzy nie są powiązani z żadnym dostawcą ani firmą farmaceutyczną związaną z tym badaniem. Żadne z tych badań, manuskryptów ani abstraktów nie były wcześniej prezentowane i nie są brane pod uwagę do publikacji w żadnym innym czasopiśmie.

Podziękowania

To badanie było wspierane przez Comprehensive Center for Pain and Addiction-University of Arizona (M.M.I., L.F.M.), anestezjologię University of Arizona (L.F.M.) oraz Medical Scientist Training Program (MSTP) na University of Arizona, College of Medicine, Tucson.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
24 h Mechaniczny mini timer do taśm LED bn-linkBND-60/U47https://www.bn-link.com/products/bn-link-indoor-24-hour-mechanical-outlet-timer-3-prong-2-pack?variant=42704897245237¤cy= USD& utm_medium=product_sync& utm_source=Google& utm_content= sag_organic& utm_campaign= sag_organic& _source=1& gclid=Cj0KCQjwurS3BhCGARI sADdUH50dy8sYj4Ku2ZmM14-3Yp3iajSY 4TgRze8UvSuyhq81-h 1E6GChOXgaAhwYEALw_wcB
AC 5050 Taśma LED SMD Taśma linowa Oświetlenie LED Supply CoLS-AC50-GRhttps://www.ledsupply.com/led-strips/ac-power-5050-led-strips Oświetlenie z zielonym paskiem do wszystkich pomieszczeń ekspozycyjnych 120V AC, 60Hz
AC 5050 SMD Taśma LED Taśma linowa Oświetlenie LED Supply CoLS-AC50-WHhttps://www.ledsupply.com/led-strips/ac-power-5050-led-strips Oświetlenie z białą taśmą do wszystkich pomieszczeń ekspozycyjnych 120 V AC, 60 Hz
Allodynia SoftwareNational Instruments, LabView 2015https://www.ni.com/en-us/shop/product/labview.html
Amazon Basics Lekki, super miękki, łatwy w pielęgnacji 4-częściowy zestaw prześcieradeł z mikrofibry z głębokimi kieszeniami 14 cali, królowa,, solidnySklepAmazon BasicsAmazon.com: Amazon Basics Lekki, super miękki, łatwy w pielęgnacji 4-częściowy zestaw prześcieradeł z mikrofibry z głębokimi kieszeniami 14 cali, królowa,, solidna : Amazon Basics: Dom i Kuchnia
Skomputeryzowany algometr przeciwbólowyMedoc zaawansowane systemy medyczneID 00186https://www.medoc-web.com/algomed
Cyfrowy miernik luksaEdmund Optics52270https://www.edmundoptics.com/
Podwyższony stojak z metalowej siatki do Von FreyBiosebBIO-STD2-EVFhttps://www.bioseb.com/en/pain-mechanical-allodynia_hyperalgesia/1689-elevated-metal_mesh-stand-30-cm-height-to-fit-up_to-2-pvf-cages.html
Termometry FisherbrandFischer Scientific 13-201-577https://www.fishersci.com/shop/products/fisherbrand-10-30-ground-joint-thermometers-6/13201927
Medline Autoklawowalne umywalki plastikoweTruway Health42141606https://truwayhealth.com/medline-autoclavable-plastic-washbasins/?cmp_id=21122060336&adg_id= & kwd=& device=c& _source=1& gclid= CjwKCAjw0aS3BhA3EiwAKaD2ZTHY8_ 7W__ gXC7Wf3Kv3jJa6KQrNI-4JrdYqKM9IO v8moeW6ylEpzRoCnZ8QAvD_BwE
Modułowe klatki dla szczurów i myszyBiosebBIO-PVFhttps://bioseb.com/en/pain-mechanical-allodynia-hyperalgesia/1206-modular-holder-cages-for-rats-and-mice.html
Test podeszwowy do stymulacji termicznej - Hargreaves ApparatusUgo Basile37570https://ugobasile.com/products/categories/pain-and-inflammation/plantar-test-for-thermal-stimulation zawiera półprzezroczysty szklany panel i indywidualne wybiegi dla zwierząt dla 6 szczurów/12 myszy Taśma
izolacyjna Scotch 700, 3/4 cala x 66 stóp x 0,007 cala.3Mhttps://www.3m.com/3M/en_US/p/d/cbgnawus1596/
Touch Test Sensory Evaluators (von Frey Filaments) North Coast Medical and Rehabilitation ProductsNC12775-99https://www.ncmedical.com/products/touch-test-sensory-evaluators_1278.html
Sensory Evaluation Touch Test (von Frey Filaments) North Coast Produkty medyczne i rehabilitacyjneNC12775-20https://www.ncmedical.com/products/touch-test-sensory-evaluators_1278.html
TRINITY EcoStorage 5-poziomowy, 48 x 24 x 72, komercyjny regał druciany Trinity952471https://trinityii.com/ecostorage-5-tier-48x24x72-wire-shelving-nsf-with-wheels-chrome/

Bibliografia

  1. Alorfi, N. M. Pharmacological methods of Narrative review of medication used. Int J Gen Med. 16, 3247-3256 (2023).
  2. Cherny, N., et al. Strategies to manage the adverse effects of oral morphine: an evidence-based report. J Clin Oncol. 19 (9), 2542-2554 (2001).
  3. Hanks, G. W., et al. Morphine in cancer pain: modes of administration. Expert Working Group of the European Association for Palliative Care. BMJ. 312 (7034), 823-826 (1996).
  4. de Freitas, L. F., Hamblin, M. R. Proposed mechanisms of photobiomodulation or low-level light therapy. IEEE J Sel Top Quantum Electron. 22 (3), 7000417(2016).
  5. Pathak, M. A., Fitzpatrick, T. B. The evolution of photochemotherapy with psoralens and UVA (PUVA): 2000 BC to 1992 AD. J Photochem Photobiol B. 14 (1), 3-22 (1992).
  6. Kemper, K. J. ."Let there be light." Research on phototherapy, light therapy, and photobiomodulation for healing - Alternative therapy becomes mainstream. Complement Ther Med. 41, A1-A6 (2018).
  7. Olesen, J., et al. Headache Classification Committee of the International Headache Society(IHS), The International Classification of Headache Disorders, 3rd edition. Cephalalgia. 38 (1), 1-211 (2018).
  8. Santiago, R., Gomes, S., Ozsarfati, J., Zitney, M. Photobiomodulation for modulation of neuropathic pain and improvement of scar tissue. Scars Burn Heal. 8, 20595131221134052(2022).
  9. González-Muñoz, A., et al. Efficacy of photobiomodulation therapy in the treatment of pain and inflammation: A literature review. Healthcare (Basel). 11 (7), 938(2023).
  10. Figueiro, M. G., et al. Tailored lighting intervention improves measures of sleep, depression, and agitation in persons with Alzheimer's disease and related dementia living in long-term care facilities. Clin Interv Aging. 9, 1527-1537 (2014).
  11. Eastman, C. I., Young, M. A., Fogg, L. F., Liu, L., Meaden, P. M. Bright light treatment of winter depression: A placebo-controlled trial. Arch Gen Psychiatry. 55 (10), 883-889 (1998).
  12. Martin, L. F., et al. Evaluation of green light exposure on headache frequency and quality of life in migraine patients: A preliminary one-way cross-over clinical trial. Cephalalgia. 41 (2), 135-147 (2021).
  13. Martin, L. F., et al. light antinociceptive and reversal of thermal and mechanical hypersensitivity effects rely on endogenous opioid system stimulation. J Pain. 22 (12), 1646-1656 (2021).
  14. Nelli, A., Wright, M. C., Gulur, P. Green light-based analgesia - novel non-pharmacological approach to fibromyalgia pain: A pilot study. Pain Physician. 26 (4), 403-410 (2023).
  15. Martin, L., et al. light exposure improves pain and quality of life in fibromyalgia patients: A preliminary one-way crossover clinical trial. Pain Med. 22 (1), 118-130 (2021).
  16. Qaiser, H., Uzair, M., Arshad, M., Zafar, A., Bashir, S. Evaluating the potential of green light exposure on nociception-A mini review. CNS Neurol Disord Drug Targets. 23 (6), 675-679 (2024).
  17. Lipton, R. B., et al. Narrow band green light effects on headache, photophobia, sleep, and anxiety among migraine patients: an open-label study conducted online using daily headache diary. Front Neurol. 14, 1282236(2023).
  18. Posternack, C., Kupchak, P., Capriolo, A. I., Katz, B. J. Targeting the intrinsically photosensitive retinal ganglion cell to reduce headache pain and light sensitivity in migraine: A randomized double-blind trial. J Clin Neurosci. 113, 22-31 (2023).
  19. Noseda, R., et al. Migraine photophobia originating in cone-driven retinal pathways. Brain. 139 (7), 1971-1986 (2016).
  20. Ibrahim, M. M., et al. Long-lasting antinociceptive effects of green light in acute and chronic pain in rats. Pain. 158 (2), 347-360 (2017).
  21. Martin, L. F., et al. light exposure elicits anti-inflammation, endogenous opioid release and dampens synaptic potentiation to relieve post-surgical pain. J Pain. 24 (3), 509-529 (2023).
  22. Tang, Y. L., et al. Green light analgesia in mice is mediated by visual activation of enkephalinergic neurons in the ventrolateral geniculate nucleus. Sci Transl Med. 14 (674), eabq6474(2022).
  23. Cao, P., et al. light induces antinociception via visual-somatosensory circuits. Cell Rep. 42 (4), 112290(2023).
  24. Wu, X. Q., et al. Glutamatergic and GABAergic neurons in the vLGN mediate the nociceptive effects of green and red light on neuropathic pain. Neurobiol Dis. 183, 106164(2023).
  25. Sprenger, C., Eichler, I. C., Eichler, L., Zöllner, C., Büchel, C. Altered signaling in the descending pain-modulatory system after short-term infusion of the µ-opioid agonist remifentanil. J Neurosci. 38 (10), 2454-2470 (2018).
  26. Zahn, P. K., Brennan, T. J. Primary and secondary hyperalgesia in a rat model for human postoperative pain. Anesthesiology. 90 (3), 863-872 (1999).
  27. Brennan, T. J., Zahn, P. K., Pogatzki-Zahn, E. M. Mechanisms of incisional pain. Anesthesiol Clin North Am. 23 (1), 1-20 (2005).
  28. Martin, L., et al. Conotoxin contulakin-G engages a neurotensin receptor 2/R-type calcium channel (Cav2.3) pathway to mediate spinal antinociception. Pain. 163 (9), 1751-1762 (2022).
  29. Korah, H. E., et al. Partial sciatic nerve ligation: A mouse model of chronic neuropathic pain to study the antinociceptive effect of novel therapies. J VIs Exp. (188), e64555(2022).
  30. Chaplan, S. R., Bach, F. W., Pogrel, J. W., Chung, J. M., Yaksh, T. L. Quantitative assessment of tactile allodynia in the rat paw. J Neurosci Methods. 53 (1), 55-63 (1994).
  31. Lockwood, S., Dickenson, A. H. What goes up must come down: insights from studies on descending controls acting on spinal pain processing. J Neural Transm (Vienna). 127 (4), 541-549 (2020).
  32. Staud, R., Robinson, M. E., Price, D. D. Temporal summation of second pain and its maintenance are useful for characterizing widespread central sensitization of fibromyalgia patients. J Pain. 8 (11), 893-901 (2007).
  33. Ventura, L., et al. light exposure reduces primary hyperalgesia and proinflammatory cytokines in a rodent model of knee osteoarthritis: Shedding light on sex differences. Biomedicines. 12 (9), 2005(2024).
  34. Cheng, K., Martin, L. F., Slepian, M. J., Patwardhan, A. M., Ibrahim, M. M. Mechanisms and pathways of pain photobiomodulation: A narrative review. J Pain. 22 (7), 763-777 (2021).
  35. Cheng, K., Martin, L. F., Calligaro, H., Patwardhan, A., Ibrahim, M. M. Case report: Green light exposure relieves chronic headache pain in a colorblind patient. Clin Med Insights Case Rep. 15, 11795476221125164(2022).
  36. Takemura, Y., et al. Effects of green color exposure on stress, anxiety, and pain during peripheral intravenous cannulation in dental patients requiring sedation. Int J Environ Res Public Health. 18 (11), 5939(2021).
  37. Berkley, K. J., Hubscher, C. H. Are there separate central nervous system pathways for touch and pain. Nat Med. 1 (8), 766-773 (1995).
  38. Bannister, K., Kucharczyk, M. W., Graven-Nielsen, T., Porreca, F. Introducing descending control of nociception: a measure of diffuse noxious inhibitory controls in conscious animals. Pain. 162 (7), 1957-1959 (2021).
  39. Millan, M. J. Descending control of pain. Prog Neurobiol. 66 (6), 355-474 (2002).
  40. Ossipov, M. H., Morimura, K., Porreca, F. Descending pain modulation and chronification of pain. Curr Opin Support Palliat Care. 8 (2), 143-151 (2014).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Terapia zielonym światłemekspozycja na zielone LEDniefarmakologiczne leczenie bólumodele bólu przewlekłegotest Von Freytest Hargreavesawarunkowana modulacja bóluplastyczność synaptyczna
Optymalizacja technik fotoneuromodulacji w celu oceny roli diod elektroluminescencyjnych w leczeniu bólu
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.