Artykuł metodologiczny

Technika chirurgiczna wprowadzania cewnika lędźwiowego do kręgosłupa u świń umożliwiająca ciągły dostęp do worka oponowego w konfiguracji terminalnej

DOI:

10.3791/67907

⸱

28 lutego 2025

 ,  ,  , 
1Department of Neurosurgery, Aalborg University Hospital, 2Department of Infectious Diseases, Aalborg University Hospital, 3Department of Radiology, Aalborg University Hospital

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Prezentujemy technikę zakładania cewnika lędźwiowego na poziomie L4-L5 u 3-miesięcznej duńskiej świni rasy Landrace jako część protokołu badań terminalnych, umożliwiającego ciągłą infuzję lub pobieranie próbek płynu mózgowo-rdzeniowego z worka oponowego.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Świnie są coraz częściej wykorzystywane jako duży model zwierzęcy do badań farmakologicznych OUN ze względu na anatomiczne i fizjologiczne podobieństwa między świńskim a ludzkim ośrodkowym układem nerwowym (OUN). Jednak dostęp do płynu mózgowo-rdzeniowego (CSF) u większych ras świń za pomocą konwencjonalnych technik nakłuwania lędźwiowego może być trudny ze względu na ukośną orientację wyrostków kolczystych kręgosłupa i ograniczoną przestrzeń międzywarstwową. W związku z tym w niniejszej pracy dokładnie opisano otwartą procedurę chirurgiczną polegającą na wprowadzeniu cewnika lędźwiowego do rdzenia kręgowego w celu ciągłego pobierania próbek płynu mózgowo-rdzeniowego na poziomie L4/L5 u świń. Po ustawieniu świni i zidentyfikowaniu anatomicznych punktów orientacyjnych, wykonuje się chirurgiczne nacięcie grzbietowej linii środkowej w celu odsłonięcia wyrostków kolczystych. Przesuwając igłę wprowadzającą, cewnik rdzeniowy jest wprowadzany do worka oponowego kanału kręgowego, pozostawiając nienaruszone struktury kostne kręgosłupa. Metoda ta umożliwia ciągłą infuzję do worka piersiowego świni lub pobieranie próbek z niego przy minimalnym krwawieniu lub wycieku płynu mózgowo-rdzeniowego. Procedura jest prosta, efektywna czasowo i powtarzalna w różnych konfiguracjach eksperymentalnych, oferując znaczny potencjał dla różnych badań przedklinicznych, w tym badań farmakokinetycznych, szkoleń chirurgicznych i modeli urazów rdzenia kręgowego.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Modele zwierzęce są niezbędne, gdy ograniczenia etyczne lub praktyczne uniemożliwiają wykorzystanie ludzi do badania chorób lub testowania metod chirurgicznych. Podczas gdy gryzonie są powszechnie używane ze względu na ich niski koszt, ich znaczenie translacyjne jest ograniczone przez znaczne różnice w stosunku do ludzi1. Świnie mają jednak kilka zalet w porównaniu z gryzoniami, w tym anatomiczne i fizjologiczne podobieństwa do ludzi - szczególnie w kontekście badań nad OUN1,2. Modele psów historycznie służyły jako modele eksperymentalne do badań nad OUN, ale względy etyczne ograniczyły wykorzystanie psów w ostatnich latach3. Co więcej, porównywalna wielkość narządów świń do ludzkich zwiększa ich zastosowanie w badaniach chirurgicznych i szkoleniach proceduralnych4. Układ nerwowy i kręgosłup świni ściśle odzwierciedlają ośrodkowy układ nerwowy i kręgosłup u człowieka, z podobieństwami w architekturze i funkcjonalności mózgu i rdzenia kręgowego1,5,6. Co ważne, wymiary kręgosłupa i kanału kręgowego u świń sprawiają, że nadają się one do różnych badań przedklinicznych7,8, w tym chirurgiczne szkolenie proceduralne9,10, penetracja leków11,12,13, oraz urazy rdzenia kręgowego14.

Dostęp do płynu mózgowo-rdzeniowego w modelach świńskich jest kluczowy w wielu eksperymentalnych konfiguracjach. Podczas gdy nakłucie lędźwiowe stanowi metodę pojedynczego pobierania próbek płynu mózgowo-rdzeniowego lub dokanałowego podawania leków, powtarzające się nakłucia lędźwiowe są niepraktyczne. Stwarzają one potencjalne ryzyko krwiaków śródrdzeniowych, uszkodzenia nerwów i zanieczyszczenia płynu mózgowo-rdzeniowego krwią. U ludzi mikrocewniki rdzeniowe są powszechnie stosowane do ciągłego drenażu płynu mózgowo-rdzeniowego w odcinkach lędźwiowych w tętniakowych krwotokach podpajęczynówkowych i powinny, ze względu na podobieństwa wielkości, być równie odpowiednie do ciągłego pobierania próbek płynu mózgowo-rdzeniowego u świń. Jednak specyficzne dla gatunku różnice anatomiczne u świń stanowią wyjątkowe wyzwanie dla dostępu do płynu mózgowo-rdzeniowego. Na przykład obecność nakładających się na siebie blaszek, skostniałych więzadeł i obfitej tkanki tłuszczowej zewnątrzoponowej sprawia, że konwencjonalne techniki przezskórnego nakłuwania odcinka lędźwiowego są mniej niezawodne15. W hodowli świnek miniaturowych w Getyndze zastosowano małoinwazyjną metodę przezskórną, która umożliwia seryjne pobieranie próbek płynu mózgowo-rdzeniowego16. Metoda ta polega na ręcznej identyfikacji przestrzeni międzykręgowych odcinka lędźwiowego, a samo cewnikowanie wykonuje się bez wizualizacji wprowadzającego. Jednak ta technika jest mniej odpowiednia dla większych świń, ponieważ anatomiczne różnice w wielkości kręgów, wyrostkach kolczystych i ilości zewnątrzoponowej tkanki tłuszczowej utrudniają przezskórne cewnikowanie15. W związku z tym w większych modelach świń mogą być wymagane bardziej inwazyjne metody polegające na odsłonięciu kręgosłupa, aby zapewnić niezawodne umieszczenie cewnika.

Celem tego manuskryptu jest opisanie procedury chirurgicznej wprowadzania cewnika rdzeniowego do worka piersiowego świni na poziomie L4/L5. Zabieg polega na ustawieniu pacjenta, zaplanowaniu nacięcia chirurgicznego w oparciu o anatomiczne punkty orientacyjne oraz uzyskaniu dostępu do tylnych struktur kostnych kręgosłupa przed cewnikowaniem.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Podmioty były trzymane zgodnie z lokalnymi przepisami za zgodą Duńskiego Inspektoratu Eksperymentów na Zwierzętach (licencja nr 2020-15-0201-00401). Informacje przedmiotowe: Świnia domowa, samica, około 40 kg, w wieku 3 miesięcy.

1. Zakwaterowanie podmiotu i post przedoperacyjny

  1. Trzymaj pacjentów w grupach w 12-godzinnych cyklach światła/ciemności w zatwierdzonych kojcach przez co najmniej 14 dni przed zabiegiem, aby zapewnić odpowiednią aklimatyzację i zmniejszyć stres17.
  2. Upewnij się, że badani byli w reżimie odstawienia pokarmu przez 12 godzin przed planowanym znieczuleniem, aby zmniejszyć ryzyko niedomykalności. Jeśli dieta pacjentów zawiera lucernę lub inne rodzaje siana, należy je wykluczyć z diety na 2-3 dni przed zabiegiem, ponieważ może to jeszcze bardziej opóźnić czas opróżniania żołądka18.

2. Znieczulenie i monitorowanie

  1. Znieczulić pacjenta wstrzyknięciem domięśniowym 2 ml / 10 kg masy ciała mieszaniny ketaminy 6,25 mg / ml, zolazepamu 6,25 mg / ml, tyletyminy 6,25 mg / ml, butorfanolu 1,25 mg / ml i ksylazyny 6,25 mg / ml (Zoletil).
  2. Umieść obiekt w pozycji leżącej na kocu grzewczym, aby wspomóc termoregulację.
  3. Zaintubuj pacjenta rurką o rozmiarze 6,519 i przewietrz go mechanicznie nienawilżonym powietrzem, objętością oddechową 8-10 ml / kg i częstością oddechów 16-22 oddechów / min zgodnie z wydechowymi stężeniami CO2 < 6,0 kPa.
    UWAGA: Odczyty CO2 potwierdzają prawidłowe umiejscowienie rurki w systemie dotchawiczym.
  4. Utrzymuj znieczulenie poprzez inhalację 3%-4% odparowanego sewofluranu18.
  5. Maści okulistyczne należy nakładać ostrożnie obustronnie, aby uniknąć wysuszenia podczas znieczulenia.
  6. Upewnij się, że stopień znieczulenia jest wystarczający, sprawdzając rozluźnienie mięśni i brak ruchów powiekowych co 10minut18.
  7. Wprowadzić cewnik do pęcherza moczowego z termometrem do pęcherza pacjenta przez cewkę moczową19, aby monitorować temperaturę i zbierać mocz w odpowiednim woreczku cewnikowym.
  8. Wprowadzić cewnik do żył obwodowych do odpowiedniej powierzchownej żyły usznej przez przezskórne nakłucie i użyć go do ciągłej infuzji soli fizjologicznej (NaCl, 0,9%), wlewu leku i eutanazji pod koniec badania.
  9. Wprowadzić cewnik do tętnicy udowej (arkusz 6 Fr) do prawej tętnicy udowej przez przezskórne nakłucie. Korzystaj z tego dostępu do ciągłego inwazyjnego monitorowania ciśnienia krwi.
  10. Monitoruj parametry życiowe pacjenta co 5 minut przez cały czas trwania zabiegu.
    UWAGA: Parametry życiowe obejmują puls, ciągłe inwazyjne ciśnienie tętnicze krwi, temperaturę śródpęcherzową i stężenie CO2 w końcówce oddechu.

3. Pozycjonowanie zwierząt

  1. Ułóż pacjenta w pozycji leżącej centralnie na stole operacyjnym. Upewnij się, że kręgosłup osoby badanej jest prosty, aby uniknąć skoliozy.
  2. Umieść worek z piaskiem pod lędźwiową częścią kręgosłupa, aby zwiększyć kątowanie między blaszkami.
  3. Ogol włosy z pola operacyjnego za pomocą trymera.
  4. Nałóż roztwór jodu na miejsce operacyjne w sposób odśrodkowy. Powtarzaj ten proces, aż całe pole operacyjne zostanie pokryte.
  5. Lekko przechyl obiekt do pozycji pionowej.

4. Przygotowanie sprzętu chirurgicznego

  1. Przygotuj sprzęt chirurgiczny wymieniony w Tabeli Materiałów.

5. Identyfikacja kluczowych anatomicznych punktów orientacyjnych

  1. Zidentyfikuj grzebień biodrowy po obu stronach odcinka lędźwiowego kręgosłupa badanego i podążaj za konturami przyśrodkowo, aż do zidentyfikowania kości krzyżowej (Ryc. 1).
  2. Zidentyfikuj przestrzeń międzykręgową w linii środkowej między czaszkowym aspektem kości krzyżowej a wyrostkiem kolczystym L6.
  3. Zidentyfikuj wyrostki kolczyste L6, L5 i L4 (Rysunek 1, Rysunek 2).

6. Odsłanianie wyrostków kolczystych

  1. Wykonaj nacięcie w linii środkowej wzdłuż wyrostków kolczystych L4-L6 za pomocą skalpela nr 24, przecinając skórę i tkankę podskórną.
  2. Użyj monopolaru, aby kauteryzować małe krwawienie z powierzchownych żył i tętniczek.
  3. Zetrzyj krew za pomocą bagna chirurgicznego i sprawdź, czy nie ma aktywnego krwawienia; użyj odpowiednio monopolaru.
    UWAGA: Ważne jest, aby zatrzymać nawet niewielkie krwawienie, aby uniknąć krwiaków.
  4. Włóż retraktor chirurgiczny i rozszerz otwór.
  5. Zidentyfikuj więzadło nadkolcowe grzbietowo do wyrostków kolczystych.
  6. Stopniowo rozszerzaj nacięcie za pomocą monopolarnego wzdłuż bocznego aspektu wyrostków kolczystych, aż do momentu, gdy widoczny będzie około 1 cm wyrostków kolczystych (Rysunek 3).
    UWAGA: Jeśli osoba wykonująca zabieg jest praworęczna, należy rozważyć podążanie za prawym bocznym aspektem wyrostka kolczystego pacjenta, aby ułatwić późniejsze wprowadzenie wprowadzającego.
  7. Zidentyfikuj więzadło międzykolcowe między L4/L5 (Rysunek 3).
  8. Sprawdź, czy nie ma aktywnego krwawienia i odpowiednio zastosuj monopolar do kauteryzacji.

7. Dostęp do worka kablowego

  1. Zidentyfikuj przestrzeń międzykręgową L4/L5 między blaszką wyrostków kolczystych za pomocą ręcznego badania palpacyjnego.
  2. Umieść wprowadzacz ze skosem i światłem zorientowanym w kierunku czaszki pod kątem w kierunku przestrzeni śródlaminarnej L4/L5 (Rysunek 2, Rysunek 4, Rysunek 5).
  3. Upewnij się, że wprowadzacz jest utrzymywany pod kątem 30° w poziomie i 45° nachylenia czaszki (Rysunek 5).
    UWAGA: Celuj w przestrzeń wewnątrzlaminarną między L4/L5.
  4. Stopniowo przesuwaj wprowadzacz, aż poczujesz delikatny opór; reprezentuje to więzadło flavum.
    UWAGA: Uczucie oporu wskazuje, że wprowadzający jest zatrzymany przez wyrostek kolczysty. W takim przypadku należy cofnąć wprowadzacz o 1 cm i ponownie przesunąć się pod nieco innym nachyleniem.
  5. Zastosuj mocny, ale bardzo ostrożny nacisk i przesuwaj wprowadzacz milimetr po mililitrze przez więzadło flavum, aż poczujesz nagłą utratę oporu.
    UWAGA: Jeśli badany wykazuje odruchy motoryczne w mięśniach lędźwiowych lub tylnych nogach, jest to spowodowane bezpośrednim kontaktem z korzeniami nerwowymi, a nie niewystarczającym znieczuleniem.
  6. Postępuj zgodnie z każdym krokiem wprowadzającego, wyjmując trokar, aby sprawdzić, czy widoczny jest przepływ płynu mózgowo-rdzeniowego.
  7. Potwierdź prawidłowe umieszczenie wprowadzacza w kanale kręgowym poprzez wizualne potwierdzenie przepływu płynu mózgowo-rdzeniowego z wprowadzającego po przeniknięciu do więzadła żółtego, a następnie opony twardej.
    UWAGA: Spontaniczny przepływ płynu mózgowo-rdzeniowego może być powolny. Potwierdzenie można przyspieszyć, napełniając wprowadzacz sterylnym roztworem soli fizjologicznej i obserwując pulsację.
  8. Ponownie włożyć trokar do wprowadzacza, aby uniknąć nadmiernej utraty płynu mózgowo-rdzeniowego podczas przygotowywania cewnika.

8. Wprowadzenie cewnika do worka oponowego

  1. Włóż prowadnik do cewnika.
  2. Wyjmij trokar z wprowadzacza.
  3. Wprowadzić cewnik zawierający prowadnik do wprowadzacza, aż poczujesz delikatny opór.
  4. Odmierz 5 cm dystalnie od osoby wprowadzającej i ustaw znak markerem chirurgicznym.
  5. Zastosuj delikatny, ale mocny nacisk, gdy cewnik jest wprowadzany do worka oponowego, aż wcześniej zmierzony znak dotrze do wprowadzacza.
    UWAGA: Ze względu na odruchy rdzeniaste obiekt może drgać/poruszać się, mimo że jest wystarczająco znieczulony.
  6. Ostrożnie wycofaj wprowadzacz, trzymając cewnik we właściwej pozycji.
    UWAGA: Mocno chwyć cewnik, gdy tylko będzie widoczny nad skórą, aby uniknąć zgubienia podczas wyjmowania wprowadzacza.
  7. Zdejmij prowadnik, mocno trzymając cewnik na poziomie skóry (Rysunek 6).
  8. Podłącz jednorazową plastikową strzykawkę o pojemności 2 ml do cewnika.
  9. Potwierdź lokalizację w kanale kręgowym przez aspirację płynu mózgowo-rdzeniowego z cewnika.
  10. W przypadku braku płynu mózgowo-rdzeniowego w strzykawce należy delikatnie cofnąć cewnik o kilka milimetrów, aby przywrócić drożność.
  11. Przymocuj cewnik rdzeniowy do retraktora chirurgicznego i skóry za pomocą taśmy, aby uniknąć nieprawidłowego umieszczenia.

9. Podawanie lipopolisacharydu

  1. Podawać 400 μg lipopolisacharydu E. coli (LPS) (OH:143) do centralnej płachty żylnej.
  2. Uruchom minutnik.

10. Próbkowanie płynu mózgowo-rdzeniowego

  1. Pobieraj próbki płynu mózgowo-rdzeniowego co godzinę przez następne 24 godziny, aby zmierzyć całkowitą liczbę leukocytów, albuminę płynu mózgowo-rdzeniowego i IgG płynu mózgowo-rdzeniowego. Pobrać maksymalnie 0,5 ml płynu mózgowo-rdzeniowego w każdej próbce.

11. Eutanazja

  1. Podać bolus pentobarbitalu (50 mg/kg) przez cewnik do żył obwodowych.
  2. Obserwuj krzywe pulsu, ciśnienia krwi i końcowego stężenia CO2 w respiratorze dla flatline jako potwierdzenia zatrzymania akcji serca.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ułożenie świni na brzuchu optymalizuje chirurgiczny dostęp do kręgów lędźwiowych. Zastosowanie podtrzymujących worków z piaskiem zwiększa kątowanie między sąsiednimi wyrostkami kolczystymi odcinka lędźwiowego, poprawiając w ten sposób dostęp do kanału kręgowego.

Niniejsze badanie miało na celu zbadanie odpowiedzi zapalnej w obrębie komory płynu mózgowo-rdzeniowego po dokomorowym inokulacji lipopolisacharydem E. coli. Zabiegowi poddano łącznie 10 świń, a kolejne analizy płynu mózgowo-r...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Zademonstrowana procedura wprowadzania cewnika lędźwiowego w celu ciągłego pobierania próbek płynu mózgowo-rdzeniowego u świń obejmuje kilka kluczowych etapów. Po pierwsze, należy odsłonić prawidłowy poziom kręgów, aby zapewnić optymalne warunki do pomyślnego cewnikowania. Rdzeń kręgowy świni rozciąga się dalej doogonowo w porównaniu z ludźmi, osiągając poziom S2-S315, w przeciwieństwie do ludzkiego stożka rdzenia, który kończy się na poziomie L1-L220. W związku z tym dostę...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają do zadeklarowania konfliktu interesów.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy pragną wyrazić naszą szczerą wdzięczność za doświadczenie, którym podzielił się personel Laboratorium Biomedycznego Szpitala Uniwersyteckiego w Aalborgu, Dania.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Regulowany stół operacyjny N/AN/A
Bair Hugger grzejnik3M 
Koc grzewczy Bair Hugger3MB5005241003
Rurka dotchawicza rozmiar 6,5DVMedDVM-107860Rurka dotchawicza z mankietem 
Euthasol Weterynarz Dechra Veterinary Products A/S380019fentobarbital do eutanazji, 400mg/ml 
Cewnik Foleya 12F Cewnik D175812E Becton, Dickinson and Companyz wbudowanym czujnikiem termicznym 
Dożylny cewnik obwodowyAvantor BDAM381344Rozmiar G18
Osłonka dożylna Coris AvantiAvanti Cordis Pochewka udowa 6F
Monopolar, ForceTriad SystemMedtronic
Plastikowa strzykawka, 2 mL Maska oddechowa Becton, Dickinson and Company300928
Primus Drä ger Respirator z wbudowanym parownikiem do uzupełniającego znieczulenia Sevofluranem 
Zwijacz samozabezpieczającyWorld Precission Instruments501722Zwijacz Weitlander, samozatrzymujący się, 14 cm 
Silikonowy cewnik lędźwiowy z IntroducerIntegraNL8508330
Sterylna sól fizjologiczna Fresnius Kabi8055411000 ml 
Sterylne wymienniki
Skalpel chirurgiczny nr 24Swann Morton5.03396E+12Swann Morton Sterylny skalpel jednorazowy nr 24
Zoletil Vet VirbacMieszanina medyczna do indukcji znieczulenia
B5005241003chirurgiczne

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Meurens, F., Summerfield, A., Nauwynck, H., Saif, L., Gerdts, V. The pig: A model for human infectious diseases. Trends Microbiol. 20 (1), 50-57 (2012).
  2. Bassols, A., et al. The pig as an animal model for human pathologies: A proteomics perspective. Proteomics Clin Appl. 8 (9-10), 715-731 (2014).
  3. Yaksh, T. L., Rudy, T. A. Chronic catheterization of the spinal subarachnoid space. Physiol Behav. 17 (6), 1031-1036 (1976).
  4. Lunney, J. K., et al. Importance of the pig as a human biomedical model. Sci Transl Med. 13 (621), eabd5758(2021).
  5. Lind, N. M., et al. The use of pigs in neuroscience: Modeling brain disorders. Neurosci Biobehav Rev. 31 (5), 728-751 (2007).
  6. Hoffe, B., Holahan, M. R. The use of pigs as a translational model for studying neurodegenerative diseases. Front Physiol. 10, 838(2019).
  7. Toossi, A., et al. Comparative neuroanatomy of the lumbosacral spinal cord of the rat, cat, pig, monkey, and human. Sci Rep. 11 (1), 1955(1955).
  8. Busscher, I., Ploegmakers, J. J. W., Verkerke, G. J., Veldhuizen, A. G. Comparative anatomical dimensions of the complete human and porcine spine. Eur Spine J. 19 (7), 1104-1114 (2010).
  9. Säteri, T., et al. Ex vivo porcine models are valid for testing and training microsurgical lumbar decompression techniques. World Neurosurg. 155, e64-e74 (2021).
  10. Yamanouchi, K., et al. Validation of a surgical drill with a haptic interface in spine surgery. Sci Rep. 13 (1), 598(2023).
  11. Hanberg, P., Bue, M., Birke Sørensen, H., Søballe, K., Tøttrup, M. Pharmacokinetics of single-dose cefuroxime in porcine intervertebral disc and vertebral cancellous bone determined by microdialysis. Spine J. 16 (3), 432-438 (2016).
  12. Hvistendahl, M. A., et al. Cefuroxime concentrations in the anterior and posterior column of the lumbar spine - an experimental porcine study. Spine J. 22 (9), 1434-1441 (2022).
  13. Mariager, T., et al. Continuous evaluation of single-dose moxifloxacin concentrations in brain extracellular fluid, cerebrospinal fluid, and plasma: a novel porcine model. J Antimicrob Chemother. 79 (6), 1313-1319 (2024).
  14. Thygesen, M. M., et al. A 72-h sedated porcine model of traumatic spinal cord injury. Brain Spine. 4, 102813(2024).
  15. Pleticha, J., et al. Pig lumbar spine anatomy and imaging-guided lateral lumbar puncture: A new large animal model for intrathecal drug delivery. J Neurosci Methods. 216 (1), 10-15 (2013).
  16. Bergadano, A., et al. A minimally-invasive serial cerebrospinal fluid sampling model in conscious Göttingen minipigs. J Biol Methods. 6 (1), e107(2019).
  17. Maxwell, A. R., Castell, N. J., Brockhurst, J. K., Hutchinson, E. K., Izzi, J. M. Determination of an acclimation period for swine in biomedical research. J Am Assoc Lab Anim Sci. 63 (6), 651-654 (2024).
  18. Costea, R., Ene, I., Pavel, R. Pig Sedation and anesthesia for medical research. Animals. 13 (24), 3807(2023).
  19. Ettrup, K. S., et al. Basic surgical techniques in the göttingen minipig: Intubation, bladder catheterization, femoral vessel catheterization, and transcardial perfusion. J Vis Exp. 52, e2652(2011).
  20. Grogan, J. P., Daniels, D. L., Williams, A. L., Rauschning, W., Haughton, V. M. The normal conus medullaris: CT criteria for recognition. Radiology. 151 (3), 661-664 (1984).
  21. Bessen, M. A., et al. Characterising spinal cerebrospinal fluid flow in the pig with phase-contrast magnetic resonance imaging. Fluids Barriers CNS. 20 (1), 5(2023).
  22. Weber-Levine, C., et al. Porcine model of spinal cord injury: A systematic review. Neurotrauma Rep. 3 (1), 352-368 (2022).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Dost p do worka oponowegowi ski model OUNci g e pobieranie p ynu m zgowo rdzeniowegootwarta procedura chirurgicznafarmakologiczne badania nad OUNuraz rdzenia kr gowegoprzedkliniczny model wi skici cie wzd u linii po rodkowej grzbietu
Film wkrótce dostępny

Powiązane artykuły