Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Podawanie bleomycyny w jamie ustnej i gardłowej w mysim modelu zwłóknienia płuc

3K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/67953

⸱

9 maja 2025

 ,  ,  , 
1Department of Medicine, Division of Pulmonary & Critical Care, David Geffen School of Medicine, University of California, Los Angeles, 2Department of Medicine, Pulmonary & Critical Care Section, VA Greater Los Angeles Healthcare System, 3Department of Microbiology, Immunology and Molecular Genetics, University of California, Los Angeles

W tym artykule

Podsumowanie

Ten protokół demonstruje technikę aspiracji ustno-gardłowej do użycia w mysim modelu zwłóknienia płuc z bleomycyną.

Streszczenie

Śródmiąższowa choroba płuc (ILD) reprezentuje szerokie spektrum zaburzeń charakteryzujących się postępującym i często nieodwracalnym bliznowaceniem miąższu płuc, z których najczęstszym jest idiopatyczne zwłóknienie płuc (IPF). Opracowano kilka zwierzęcych modeli IPF, z których najpowszechniej stosowany jest mysi model bleomycyny. Bleomycyna jest chemioterapeutykiem, o którym wiadomo, że indukuje uszkodzenie DNA w nabłonku pęcherzyków płucnych, powodując ostre uszkodzenie płuc i zwłóknienie płuc u ludzi. Modele IPF u gryzoni wykorzystują podawanie bleomycyny różnymi metodami, z których najczęstszą jest dotchawicza (IT). Ostatnio wykazano, że technika aspiracji ustno-gardłowej (OA) jest równie skuteczna jak IT w przypadku wielu czynników zwłókniejących, ze znacznie mniejszą liczbą skutków ubocznych i łatwiejszą drogą podawania. Protokół ten szczegółowo opisuje metodę dostarczania bleomycyny do płuca myszy w chorobie zwyrodnieniowej stawów i przedstawia przykłady potencjalnych zastosowań do kwantyfikacji danych. Metodologia ta oferuje prosty, szybki i bezpieczny sposób wykorzystania tego szeroko stosowanego modelu zwierzęcego do badania mechanizmów molekularnych leżących u podstaw IPF.

Wprowadzenie

Śródmiąższowa choroba płuc (ILD) odnosi się do niejednorodnej grupy zaburzeń charakteryzujących się postępującym i nieodwracalnym bliznowaceniem przestrzeni pęcherzyków płucnych, śródmiąższu i dystalnych dróg oddechowych1. Idiopatyczne zwłóknienie płuc (IPF) jest najczęstszą postacią ILD i charakteryzuje się medianą przeżycia wynoszącą około trzech lat2. IPF jest ostatecznie stanem terminalnym, a ortotopowy przeszczep płuc jest terapią ratunkową dla wybranych pacjentów. Obecnie istnieją dwie zatwierdzone przez FDA terapie IPF, z których obie jedynie spowalniają tempo postępu, a nie stabilizują lub poprawiają czynność płuc u pacjentów3,4. Prowadzone są intensywne prace badawcze mające na celu wyjaśnienie podstaw IPF i zidentyfikowanie nowych celów terapeutycznych. Istnieją niezliczone modele zwierzęce do badania patogenezy IPF, z których każdy ma swoje zalety i wady5. Chociaż żaden model nie jest w stanie w pełni odtworzyć złożoności chorób u ludzi, podejścia te oferują istotny wgląd w mechanizmy molekularne IPF i mogą uzupełniać badania translacyjne.

Mysi model bleomycyny pozostaje najczęściej używanym i najlepiej scharakteryzowanym modelem in vivo IPF6. Bleomycyna jest środkiem peptydowym, który indukuje pęknięcia jedno- i dwuniciowego DNA. Po odkryciu w 1962 roku bleomycyna okazała się skuteczna w leczeniu wielu nowotworów, w tym guzów jąder i chłoniaka, jednak jej stosowanie było ograniczone przez zależne od dawki zapalenie płuc i wynikające z niego zwłóknienie płuc7,8. Ta toksyczność płucna jest rekapitulowana u myszy. Po podaniu w pojedynczej dawce, po początkowej fazie zapalnej, zwłóknienie można zaobserwować od około 5 dnia, osiągając szczyt w dniach 14-219,10,11 (Rysunek 1). Samoistne ustąpienie następuje po około 6 tygodniach, chociaż trwałe zmiany zwłóknieniowe można osiągnąć przy wielokrotnym dawkowaniu12. Biorąc pod uwagę przejściowy i zapalny charakter, istnieją pewne nieodłączne wady modelu bleomycyny13, jednak oferuje on szybki, solidny i powtarzalny system, który zaczyna odpowiadać na niektóre z głównych luk w zrozumieniu ILD w naszej dziedzinie i pozwala badaczom porównywać wyniki z ostatnich pięciu dekad. Inne podejścia do instalacji obejmują modele azbestozy i krzemionki mysej, które oferują podobne kursy czasowe (dni 14-28)6,14,15,16. Jednak modele te generują wzorzec histologiczny bardziej zgodny z pylicą płuc niż IPF i wymagają użycia cząstek unoszących się w powietrzu, co wymaga ostrożnego obchodzenia się z nimi. Alternatywnie istnieją modele zwierzęce, które wykorzystują ekspresję transgenu sterowaną przez nabłonek, takie jak toksyna błonicza i TGF-β1. Przypominają one niezapalne uszkodzenie komórek nabłonka pęcherzyków płucnych typu 2 obserwowane w IPF, jednak trwa nieco dłużej (21-30d) i wymaga użycia wyspecjalizowanych zwierząt, które muszą zostać skrzyżowane wstecznie z dowolnymi istniejącymi modelami transgenicznymi. Wreszcie, wykazano, że nadekspresja cytokin za pośrednictwem adenowirusa, w tym TGF-β1, IL-β1 i TNF-α, indukuje zwłóknienie płuc u gryzoni, zwykle w dniu 1417,18,19. Te modele nadekspresji cytokin pozwalają na wygodne podawanie donosowe, choć wymagają starannego oczyszczania i obchodzenia

się z nimi.

Istnieje wiele podejść do dostarczania bleomycyny, w tym drogą dotchawiczą (IT), donosową, dootrzewnową, podskórną i dożylną6. Podawanie IT jest najpowszechniejszą metodą, tradycyjnie obejmującą intubację dotchawiczą lub tracheostomię chirurgiczną20, z których obie wymagają głębokiej sedacji, technicznej finezji i wiążą się z okołooperacyjną chorobowością i śmiertelnością. Ostatnio wykazano, że technika aspiracji ustno-gardłowej (OA) jest równie skuteczna jak IT, ze znacznie mniejszą liczbą skutków ubocznych i łatwiejszą drogą porodu14,21,22,23,24,25,26. W tym miejscu przedstawiamy szczegółowy protokół wizualny dla metody dostarczania bleomycyny do płuca myszy za pomocą metody OA i podkreślamy różne potencjalne zastosowania do kwantyfikacji danych.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Badania na zwierzętach opisane w tych eksperymentach zostały przeprowadzone zgodnie z protokołami (ARC-2021-025, ARC-2010-039) zatwierdzonymi przez Komitet Badań nad Zwierzętami UCLA (ARC) oraz Komitet ds. Opieki nad Zwierzętami i Użytkowania Instytucjonalnego (IACUC). Zachowano pełną zgodność ze wszystkimi stanowymi i federalnymi przepisami i politykami dotyczącymi wykorzystywania zwierząt laboratoryjnych. Zwierzęta były trzymane w Zakładzie Opieki nad Zwierzętami UCLA i opiekowały się nimi wykwalifikowany personel Wydziału Medycyny Laboratoryjnej i Zwierzęcej UCLA (DLAM) w warunkach wolnych od patogenów. Myszy typu dzikiego C57BL/6 uzyskano komercyjnie i pozwolono im się zaaklimatyzować przez co najmniej 14 dni. Do badań wykorzystano samce myszy w wieku 8-12 tygodni, o średniej masie ciała 20-25 g. Samice myszy mogą być również wykorzystywane, choć ważne jest, aby dopasować płeć i wiek zwierząt w różnych grupach eksperymentalnych i warunkach27. Szczegóły handlowe dotyczące zwierząt, odczynników i sprzętu użytego w tym badaniu są wymienione w Tabeli Materiałów.

1. Podawanie bleomycyny w jamie ustnej i gardle

  1. Przygotowanie bleomyciny
    UWAGA: Użyj bleomycyny klasy farmaceutycznej, aby zapewnić spójność i odtwarzalność między zwierzętami i eksperymentami. Dawkę bleomycyny należy podawać w jednostkach leku na kg zwierzęcia (U/kg), a nie w miligramach (mg) na kg.
    1. Rozpuść bleomycynę w proszku w sterylnym PBS klasy farmaceutycznej do stężenia 10 U/ml. Bleomycyna powinna być przygotowywana pod kapturem chemicznym z zachowaniem odpowiednich środków ostrożności chemoterapeutycznych. Przechowywać podwielokrotności w temperaturze -20 °C przez okres do 6 miesięcy.
    2. Przygotować końcowe stężenie robocze. Dawka zależy od masy ciała (0,5-3 j./kg), a w razie potrzeby dokonuje się jej dostosowania w zależności od zastosowanej bleomycyny i celu eksperymentu (np. przeżycia lub dawki śmiertelnej).
    3. W razie potrzeby dostosuj końcową objętość podawania. W tych badaniach rozcieńczyć bleomycynę do 0,375 U/ml, co odpowiada 50 μl dla myszy o wadze 25 g, co daje końcowe stężenie robocze 0,75 U/kg.

2. Indukcja znieczulenia

  1. Przygotuj koktajl znieczulający, rozcieńczając ketaminę i ksylazynę w PBS do stężeń roboczych odpowiednio 10 mg/ml i 1 mg/ml. Wykonaj ten krok w sterylnych warunkach, używając odczynników klasy farmaceutycznej i zgodnie z instytucjonalnie zatwierdzonymi protokołami.
  2. Podawać 10 μl koktajlu na gram masy ciała zwierzęcia (stężenie robocze: ketamina 100 mg/kg, ksylazyna 10 mg/kg) we wstrzyknięciu dootrzewnowym za pomocą igły 27,5 G i strzykawki o pojemności 1 ml.
    1. Upewnij się, że mysz jest odpowiednio znieczulona i nie reaguje na szkodliwe bodźce, takie jak szczypanie palców u stóp. Efekty powinny być widoczne w ciągu 5 minut. Jeśli nadal reaguje, podawaj dodatkową ketaminę/ksylazynę w odstępach co 20 μl, aż do osiągnięcia pożądanego poziomu znieczulenia. Zastosuj maść okulistyczną, aby zapobiec suchości oczu podczas znieczulenia.
      UWAGA: Ketamina jest preferowana w stosunku do innych wstrzykiwanych środków znieczulających i uspokajających ze względu na korzystny profil skutków ubocznych. Ma minimalny wpływ na hemodynamikę, w tym tętno i częstość oddechów. Wziewny izofluran może być stosowany jako alternatywny środek znieczulający. W tych badaniach preferowana jest ketamina/ksylazyna, ponieważ powoduje przedłużoną sedację i minimalny kaszel lub refluks bleomycyny po podaniu.

3. Podawanie ustno-gardłowe

  1. Po odpowiednim uspokojeniu zawieś mysz na platformie zabiegowej pod kątem 60°-80°, zawieszając ją za przednie siekacze, aby skutecznie otworzyć część ustno-gardłową (Rysunek 2A).
  2. Zatkaj przewód nosowy za pomocą gładkiego zacisku mikronaczyniowego, zmuszając mysz do oddychania przez ustno-gardło.
  3. Wycofaj język z jamy ustnej gardła za pomocą kleszczy.
  4. Za pomocą pipety krokowej z końcówką typu stub leur-stub delikatnie umieść żądaną objętość bleomycyny lub kontroli soli fizjologicznej w tylnej części jamy ustnej gardła. Upewnij się, że bąbelek cieczy jest wyraźnie widoczny (Rysunek 2B).
  5. Kontynuuj trzymanie języka na miejscu, aż zwierzę zaaspiruje roztwór. Powinno to być widoczne i często słyszalne.
    UWAGA: Jeśli zwierzę szybko zasysa roztwór, wizualizacja w tylnej części jamy ustnej gardła może być przejściowa w ciągu kilku sekund. Niezależnie od tego, jeśli się powiedzie, zwierzę wykaże nagłą i przejściową zmianę w swoim wzorcu oddychania, biorąc szybkie, płytkie oddechy. Może wystąpić bulgotanie płynu, co dodatkowo wskazuje, że płyn pomyślnie dostał się do dolnych dróg oddechowych. Sporadycznie może również wystąpić kaszel. Jest to zwykle znikoma objętość roztworu bleomycyny i nie powinna wpływać na wyniki doświadczalne, pozwalając zwierzęciu pozostać w badaniu. Należy unikać wielokrotnego dawkowania, ponieważ zwiększa to ryzyko uduszenia i zmienia ostateczne dawkowanie w zależności od masy.
  6. Po potwierdzeniu aspiracji ostrożnie zdejmij zacisk na nos.
  7. Obserwuj zwierzę w pozycji wiszącej przez 15-30 sekund, aby upewnić się, że roztwór bleomycyny nie cofa się, a następnie włóż je z powrotem do klatki.
    UWAGA: Zalecana jest maksymalna objętość 50 μl, aby zminimalizować ryzyko uduszenia. W zależności od pożądanej dawki bleomycyny i wagi myszy, w razie potrzeby należy dostosować stężenie roztworu bleomycyny. Ćwicząc tę technikę, użyj barwnika na bazie wody, takiego jak Evans blue, aby potwierdzić, że roztwór jest podawany do dolnych dróg oddechowych, a nie do żołądka14.

4. Odzyskiwanie zwierząt

  1. Po zabiegu umieść zwierzę na boku w klatce z poduszką grzewczą pod spodem, aby zachować neutralność termiczną.
  2. Monitoruj myszy, aż będą w pełni przytomne. Trwa to zwykle 1-2 godziny, w zależności od zastosowanej dawki ketaminy i metabolizmu zwierzęcia. Delikatnie uszczypnij palce u nóg i utrzymuj zwierzęta w eutermii, aby ułatwić przebudzenie.
  3. Klinicznie monitoruj myszy codziennie pod kątem zmian w masie ciała, pielęgnacji, poziomie aktywności i stanie oddechowym. Podobnie jak w przypadku innych metod dostarczania bleomycyny, zwierzęta mogą doświadczyć znacznej utraty masy ciała w ciągu 14-21 dni, co jest kluczowym wskaźnikiem skuteczności modelu.
  4. Zgodnie z protokołami ARC i IACUC zwierzęta należy poddać eutanazji, jeśli utrata masy ciała przekracza 20% początkowej wagi zwierzęcia. Częstość występowania i nasilenie utraty masy ciała zależą od zastosowanej dawki bleomycyny i danych demograficznych myszy (patrz wyżej).

5. Pobieranie tkanek, przetwarzanie i analiza punktu końcowego

  1. W zależności od pytania eksperymentalnego i pożądanego punktu czasowego, należy poddać myszy eutanazji zgodnie z protokołami IACUC i pobrać ich płuca 28 w odpowiednim czasie. Efekty bleomycyny są często rażąco widoczne wizualnie w porównaniu z kontrolą, co wskazuje na skuteczne podanie. W tych badaniach myszy zostały uśmiercone w dniach 7, 14 i 21.
  2. W przypadku histologii należy wypreparować płuca en bloc i utrwalić je w 4% PFA przez 24 godziny. Kontynuuj osadzanie parafiny, sekcję, hematoksylinę i eozynę (H&E) i/lub barwienie trichromowe Massona, jak opisano wcześniej28,29,30.
  3. Do pomiaru kolagenu należy homogenizować prawe płuco i użyć dostępnego na rynku zestawu (patrz Tabela Materiałów) do pomiaru zawartości hydroksyproliny, jak opisano wcześniej31.
  4. W przypadku cytometrii przepływowej trawić prawe płuco za pomocą dysocjatora tkanek i roztworu enzymatycznego w celu uzyskania zawiesiny jednokomórkowej. Wykonaj barwienie i analizę metodą cytometrii przepływowej zgodnie z wcześniejszym opisem32,33,34.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Protokół opisany w niniejszym opracowaniu podsumowuje drogę podania przez aspirację orofaringealną w mysim modelu bleomycyny. W badaniach tych zwierzęta otrzymywały bleomycynę (0,75U/kg masy ciała) lub PBS jako kontrolę pozorowaną. W dniach 7, 14 i 21 myszy zostały poddane eutanazji, a ich płuca wyekstrahowane i utrwalone, zgodnie z wcześniejszym opisem35. Włóknienie oceniano za pomocą barwienia histologicznego hematoksyliną i eozyną (H&E). Do 7. dnia, w porównaniu z kontrolą PBS, można zaobse...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Dostępny jest szczegółowy protokół wideo dotyczący techniki aspiracji jamy ustnej i gardła do podawania bleomycyny do stosowania w mysim modelu zwłóknienia płuc. Ponadto zwracamy uwagę na potencjalne dalsze zastosowania do ilościowego określania zmian zwłóknieniowych i zapalnych wywołanych przez bleomycynę w chorobie zwyrodnieniowej stawów.

Chociaż żadne zwierzę nie oddaje w pełni złożoności chorób u ludzi, mysi model bleomycyny jest używany od pięciu dekad i pozostaje najszerzej stosowanym mo...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie pozostają w konflikcie interesów.

Podziękowania

Ta praca była wspierana przez NIH Ruth L. Kirchstein National Research Service Award (NRSA) Institutional Research Training Grant (T32) przyznany RW (2T32HL072752-16). Autorzy pragną również podziękować za wsparcie Centrum Zdrowia Płuc Fundacji Saula i Joyce Brandmanów.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
anty-mysie CD45, Brlliant Violet 605BioLegend103155
anty-mysie CD64, AlexaFluor 647BioLegend139322
anty-mysie Ly6G, AlexaFluor 700BioLegend127622
anty-mysie MerTK, PE/Cy7BioLegend151522
anty-mysie SiglecF, PEBD Biosciences552126
Adaptery BD Luer-StubFisher Scientific13-681-21
BleomycinMcKesson1129996firmy NorthStar Rx 16714088601
zestaw do intubacji myszy dotchawiczejKent ScientificETI-MSE
Fixable Live/Dead VioletThermoL34955
Oprogramowanie FlowJo v10FlowJo
gentleMACS DysocjatorMiltenyi130-093-235
Zestaw do oznaczania hydroksyprolinySigmaMAK463
Liberase TMRoche5401127001
Moria Zacisk do naczyń FineScience Tools18350-11
Zestaw do intubacji dotchawiczej myszyKentETI-MSE
Pipeta krokowaDymaxTI15469
Myszy Wildtype C57BL/6 Jackson LaboratoriesJAX, plama #000664

Bibliografia

  1. Martinez, F. J., et al. Idiopathic pulmonary fibrosis. Nat Rev Dis Primers. 3, 17074(2017).
  2. Hutchinson, J., Fogarty, A., Hubbard, R., Mckeever, T. Global incidence and mortality of idiopathic pulmonary fibrosis: A systematic review. Eur Respir J. 46 (3), 795-806 (2015).
  3. Richeldi, L., et al. Efficacy and safety of nintedanib in idiopathic pulmonary fibrosis. N Engl J Med. 370 (22), 2071-2082 (2014).
  4. King, T. E. Jr, et al. A phase 3 trial of pirfenidone in patients with idiopathic pulmonary fibrosis. N Engl J Med. 370 (22), 2083-2092 (2014).
  5. Moore, B. B., et al. Animal models of fibrotic lung disease. Am J Respir Cell Mol Biol. 49 (2), 167-179 (2013).
  6. Moore, B. B., Hogaboam, C. M. Murine models of pulmonary fibrosis. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 294 (2), L152-L160 (2008).
  7. Umezawa, H. Chemistry and mechanism of action of bleomycin. Fed Proc. 33 (11), 2296-2302 (1974).
  8. Muggia, F. M., Louie, A. C., Sikic, B. I. Pulmonary toxicity of antitumor agents. Cancer Treat Rev. 10 (4), 221-243 (1983).
  9. Degryse, A. L., et al. Repetitive intratracheal bleomycin models several features of idiopathic pulmonary fibrosis. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 299 (4), L442-L452 (2010).
  10. Kolb, P., et al. The importance of interventional timing in the bleomycin model of pulmonary fibrosis. Eur Respir J. 55 (6), 1901105(2020).
  11. Izbicki, G., Segel, M. J., Christensen, T. G., Conner, M. W., Breuer, R. Time course of bleomycin-induced lung fibrosis. Int J Exp Pathol. 83 (3), 111-119 (2002).
  12. Chung, M. P., et al. Role of repeated lung injury and genetic background in bleomycin-induced fibrosis. Am J Respir Cell Mol Biol. 29 (3 Pt 1), 375-380 (2003).
  13. Moeller, A., Ask, K., Warburton, D., Gauldie, J., Kolb, M. The bleomycin animal model: A useful tool to investigate treatment options for idiopathic pulmonary fibrosis. Int J Biochem Cell Biol. 40 (3), 362-382 (2008).
  14. Lakatos, H. F., et al. Oropharyngeal aspiration of a silica suspension produces a superior model of silicosis in the mouse when compared to intratracheal instillation. Exp Lung Res. 32 (5), 181-199 (2006).
  15. Sanchez, V. C., Pietruska, J. R., Miselis, N. R., Hurt, R. H., Kane, A. B. Biopersistence and potential adverse health impacts of fibrous nanomaterials: What have we learned from asbestos. Wiley Interdiscip Rev Nanomed Nanobiotechnol. 1 (5), 511-529 (2009).
  16. Barbarin, V., et al. The role of pro- and anti-inflammatory responses in silica-induced lung fibrosis. Respir Res. 6 (1), 112(2005).
  17. Sime, P. J., Xing, Z., Graham, F. L., Csaky, K. G., Gauldie, J. Adenovector-mediated gene transfer of active transforming growth factor-beta1 induces prolonged severe fibrosis in rat lung. J Clin Invest. 100 (4), 768-776 (1997).
  18. Kolb, M., Margetts, P. J., Anthony, D. C., Pitossi, F., Gauldie, J. Transient expression of il-1beta induces acute lung injury and chronic repair leading to pulmonary fibrosis. J Clin Invest. 107 (12), 1529-1536 (2001).
  19. Sime, P. J., et al. Transfer of tumor necrosis factor-alpha to rat lung induces severe pulmonary inflammation and patchy interstitial fibrogenesis with induction of transforming growth factor-beta1 and myofibroblasts. Am J Pathol. 153 (3), 825-832 (1998).
  20. Orlando, F., et al. Induction of mouse lung injury by endotracheal injection of bleomycin. J Vis Exp. (146), e58922(2019).
  21. Barbayianni, I., Ninou, I., Tzouvelekis, A., Aidinis, V. Bleomycin revisited: A direct comparison of the intratracheal micro-spraying and the oropharyngeal aspiration routes of bleomycin administration in mice. Front Med (Lausanne). 5, 269(2018).
  22. Egger, C., et al. Administration of bleomycin via the oropharyngeal aspiration route leads to sustained lung fibrosis in mice and rats as quantified by ute-MRI and histology. PLoS One. 8 (5), e63432(2013).
  23. Bale, S., Sunkoju, M., Reddy, S. S., Swamy, V., Godugu, C. Oropharyngeal aspiration of bleomycin: An alternative experimental model of pulmonary fibrosis developed in Swiss mice. Indian J Pharmacol. 48 (6), 643-648 (2016).
  24. Scotton, C. J., et al. Increased local expression of coagulation factor x contributes to the fibrotic response in human and murine lung injury. J Clin Invest. 119 (9), 2550-2563 (2009).
  25. Jenkins, R. G., et al. An official American Thoracic Society Workshop report: Use of animal models for the preclinical assessment of potential therapies for pulmonary fibrosis. Am J Respir Cell Mol Biol. 56 (5), 667-679 (2017).
  26. Rao, G. V., et al. Efficacy of a technique for exposing the mouse lung to particles aspirated from the pharynx. J Toxicol Environ Health A. 66 (15), 1441-1452 (2003).
  27. Redente, E. F., et al. Age and sex dimorphisms contribute to the severity of bleomycin-induced lung injury and fibrosis. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 301 (4), L510-L518 (2011).
  28. Birjandi, S. Z., et al. CD4(+)CD25(hi)Foxp3(+) cells exacerbate bleomycin-induced pulmonary fibrosis. Am J Pathol. 186 (8), 2008-2020 (2016).
  29. Hubner, R. H., et al. Standardized quantification of pulmonary fibrosis in histological samples. Biotechniques. 44 (4), 507-514 (2008).
  30. Joshi, N., et al. A spatially restricted fibrotic niche in pulmonary fibrosis is sustained by M-CSF/M-CSFR signalling in monocyte-derived alveolar macrophages. Eur Respir J. 55 (1), 1900646(2020).
  31. Belperio, J. A., et al. Interaction of IL-13 and C10 in the pathogenesis of bleomycin-induced pulmonary fibrosis. Am J Respir Cell Mol Biol. 27 (4), 419-427 (2002).
  32. Misharin, A. V., Morales-Nebreda, L., Mutlu, G. M., Budinger, G. R., Perlman, H. Flow cytometric analysis of macrophages and dendritic cell subsets in the mouse lung. Am J Respir Cell Mol Biol. 49 (4), 503-510 (2013).
  33. Misharin, A. V., et al. Monocyte-derived alveolar macrophages drive lung fibrosis and persist in the lung over the life span. J Exp Med. 214 (8), 2387-2404 (2017).
  34. Tighe, R. M., et al. Improving the quality and reproducibility of flow cytometry in the lung. An official American Thoracic Society workshop report. Am J Respir Cell Mol Biol. 61 (2), 150-161 (2019).
  35. Limjunyawong, N., Mock, J., Mitzner, W. Instillation and fixation methods useful in mouse lung cancer research. J Vis Exp. 102, e52964(2015).
  36. Adamson, I. Y., Bowden, D. H. The pathogenesis of bleomycin-induced pulmonary fibrosis in mice. Am J Pathol. 77 (2), 185-197 (1974).
  37. Southam, D. S., Dolovich, M., O'byrne, P. M., Inman, M. D. Distribution of intranasal instillations in mice: Effects of volume, time, body position, and anesthesia. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 282 (4), L833-L839 (2002).
  38. Foster, W. M., Walters, D. M., Longphre, M., Macri, K., Miller, L. M. Methodology for the measurement of mucociliary function in the mouse by scintigraphy. J Appl Physiol (1985). 90 (3), 1111-1117 (2001).
  39. Schrier, D. J., Kunkel, R. G., Phan, S. H. The role of strain variation in murine bleomycin-induced pulmonary fibrosis. Am Rev Respir Dis. 127 (1), 63-66 (1983).
  40. Hecker, L., et al. Reversal of persistent fibrosis in aging by targeting nox4-nrf2 redox imbalance. Sci Transl Med. 6 (231), 231ra247(2014).
  41. Chaudhary, N. I., Schnapp, A., Park, J. E. Pharmacologic differentiation of inflammation and fibrosis in the rat bleomycin model. Am J Respir Crit Care Med. 173 (7), 769-776 (2006).
  42. Kim, S. N., et al. Dose-response effects of bleomycin on inflammation and pulmonary fibrosis in mice. Toxicol Res. 26 (3), 217-222 (2010).
  43. Wells, A. U., Denton, C. P. Interstitial lung disease in connective tissue disease--mechanisms and management. Nat Rev Rheumatol. 10 (12), 728-739 (2014).
  44. Idiopathic Pulmonary Fibrosis Clinical Research Network. Prednisone, azathioprine, and n-acetylcysteine for pulmonary fibrosis. N Engl J Med. 366 (21), 1968-1977 (2012).
  45. Raghu, G., et al. An official ATS/ERS/JRS/ALAT statement: Idiopathic pulmonary fibrosis: Evidence-based guidelines for diagnosis and management. Am J Respir Crit Care Med. 183 (6), 788-824 (2011).
  46. Kolb, M., et al. Differences in the fibrogenic response after transfer of active transforming growth factor-beta1 gene to lungs of "fibrosis-prone" and "fibrosis-resistant" mouse strains. Am J Respir Cell Mol Biol. 27 (2), 141-150 (2002).
  47. Sisson, T. H., et al. Targeted injury of type ii alveolar epithelial cells induces pulmonary fibrosis. Am J Respir Crit Care Med. 181 (3), 254-263 (2010).
  48. Pierce, E. M., et al. Therapeutic targeting of cc ligand 21 or cc chemokine receptor 7 abrogates pulmonary fibrosis induced by the adoptive transfer of human pulmonary fibroblasts to immunodeficient mice. Am J Pathol. 170 (4), 1152-1164 (2007).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Podawanie bleomycynyaspiracja rotoprzylewowar dmi szowa choroba p uchistologia p uccytometria przep ywowapomiar kolagenumakrofagi p cherzykoweoznaczenie hydroksyproliny
Podawanie bleomycyny w jamie ustnej i gardłowej w mysim modelu zwłóknienia płuc
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki Korzystania

Zasady

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.