Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Prosta metoda podwójnej probówki wirującej do uzyskiwania osocza bogatopłytkowego z krwi koni

2.4K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/67985

⸱

15 sierpnia 2025

 ,  , 
1Grupo de Investigación Terapia Regenerativa, Departamento de Salud Animal, Universidad de Caldas, 2Grupo de Investigación Patología Clínica Veterinaria, Departamento de Salud Animal, Universidad de Caldas, 3Grupo de Investigación DICOVI, Departamento de Diseño, Universidad de Caldas

W tym artykule

Podsumowanie

Osocze bogatopłytkowe (PRP) jest stosowane w leczeniu schorzeń układu mięśniowo-szkieletowego koni. Różne techniki dają PRP o różnych stężeniach płytek krwi i leukocytów. W artykule opisano metodę pozyskiwania PRP z krwi koni.

Streszczenie

Osocze bogatopłytkowe (PRP) jest szeroko stosowane jako rutynowe leczenie przewlekłych schorzeń układu mięśniowo-szkieletowego u koni, takich jak choroba zwyrodnieniowa stawów, tendinopatie i desmopatie. Skuteczność ta wynika z wysokiego stężenia czynników wzrostu i cytokin przeciwzapalnych, które są uwalniane po aktywacji tego środka ortobiologicznego, niezależnie od tego, czy jest aktywowany endogennie, czy egzogennie. Pomimo jego rosnącej popularności, zauważalny jest brak filmów instruktażowych, które demonstrują techniki uzyskiwania PRP u koni.

W niniejszym badaniu przeanalizowano metodę podwójnej probówki wirowej do otrzymywania PRP u koni. Krew pełną od sześciu koni pobrano do probówek z cytrynianem sodu i odwirowano dwukrotnie w ilości 120 × g przez 5 minut i 240 × g przez 5 minut. Średnie stężenie płytek krwi dla PRP wynosiło 360,95 ± 56,31 płytek krwi (PLT) × 103/μL, podczas gdy średnie stężenie leukocytów wynosiło 3,05 ± 1,53 komórek × 103/μL. Liczba płytek krwi w PRP była 2,41 razy wyższa niż we krwi pełnej, podczas gdy stężenie leukocytów w PRP było 0,44 razy niższe. Skuteczność pobierania PLT w PRP wyniosła 17%, podczas gdy skuteczność pobierania leukocytów w PRP wyniosła 3,1%. Średnie stężenia transformującego czynnika wzrostu beta 1 i płytkowego czynnika wzrostu BB w PRP wynosiły odpowiednio 2601,82 (95% przedział ufności (CI): 2358,88-2844,76) pg/ml i 1208,05 (95% CI: 1051,09-1365,02) pg/ml. Wyniki te wskazują, że PRP można skutecznie i powtarzalnie uzyskać za pomocą prostej, opłacalnej metody odpowiedniej do stosowania przez lekarzy zajmujących się końmi.

Wprowadzenie

Osocze bogatopłytkowe (PRP) jest produktem ortobiologicznym powszechnie stosowanym w leczeniu przewlekłych schorzeń układu mięśniowo-szkieletowego koni, takich jak tendinopacie, desmopatie, choroba zwyrodnieniowa stawów i ochwat 1,2,3. Jest również skuteczny w leczeniu ran kończyn i chorób powierzchni oka 4,5. Uzasadnienie jego stosowania opiera się na wysokich stężeniach czynników wzrostu (GF) uwalnianych głównie przez płytki krwi6. Leukocyty przyczyniają się również do uwalniania cytokin regulatorowych i przeciwzapalnych7. GF, takie jak transformujący czynnik wzrostu beta 1 (TGF-β1) i płytkopochodny czynnik wzrostu BB (PDGF-BB) wywierają silne działanie anaboliczne, proliferacyjne, angiogenne i przeciwzapalne8. Po aktywacji egzogennej lub endogennej PRP polimeryzuje do żelu bogatopłytkowego, ułatwiając transport, zakotwiczenie iróżnicowanie komórek6,9. W ten sposób PRP służy jako złożone żywe rusztowanie, a nie tylko jako pojemnik na GF i cytokiny10.

Kilka systemów klasyfikuje produkty PRP stosowane zarówno u ludzi, jak i koni 6,11,12. Jeden z najprostszych i najbardziej powszechnych systemów kategoryzuje te hemoskładniki na podstawie stężenia leukocytów11,12. Zgodnie z tą klasyfikacją, produkty PRP o niskich lub znikomych stężeniach leukocytów i niskich lub umiarkowanych stężeniach płytek krwi - w stosunku do poziomów we krwi pełnej konia - są określane jako czyste PRP (P-PRP)6,11,12. Natomiast produkty PRP o wykrywalnych lub wysokich stężeniach leukocytów i umiarkowanych do wysokich stężeniach płytek krwi są określane jako osocze bogato-leukocytowe i płytkowe (L-PRP)6,11,12.

Produkty P-PRP są zwykle otrzymywane przez wirowanie z probówki do probówki, w którym krew pełna jest pobierana od koni w probówkach zawierających antykoagulanty, takie jak cytrynian sodu i cytrynian, fosforan i dekstroza13. Krew jest dwukrotnie odwirowywana w celu oddzielenia płytek krwi od innych składników14. W przeciwieństwie do tego, produkty L-PRP są przygotowywane głównie przy użyciu półautomatycznych zestawów przeznaczonych do krwi ludzkiej, z których niektóre zostały zatwierdzone do stosowania u koni 6,15. Te półautomatyczne zestawy zazwyczaj wymagają specjalistycznych wirówek i wiążą się z wyższymi kosztami16, a także potencjalnymi obawami dotyczącymi aseptycznej obsługi, co może skomplikować ich praktyczne zastosowanie w warunkach klinicznych17. Ponadto zestawy te mogą powodować niepożądane stężenie nadmiernej liczby leukocytów lub czerwonych krwinek, co może być szkodliwe w niektórych sytuacjach klinicznych18. Na przykład podwyższona liczba leukocytów może wywołać nadmierny stan zapalny, a nadmiar czerwonych krwinek może zakłócać proces gojenia lub prowadzić do powikłań, takich jak podrażnienie tkanek lub odrzucenie15; jednak powszechnie stosowana metoda wytwarzania L-PRP koni obejmuje proces grawitacyjny, który nie wymaga specjalistycznego sprzętu19.

W świetle tych ograniczeń wysoce pożądane są prostsze i bardziej opłacalne alternatywy dla przygotowania PRP. Różne badania in vitro, eksperymentalne modele chorób układu mięśniowo-szkieletowego i obserwacje u koni wykazały, że zarówno produkty P-PRP, jak i L-PRP mają korzystny wpływ na leczone komórki i tkanki 1,2,20. Produkty te wspomagają gojenie, zmniejszają stan zapalny i poprawiają regenerację tkanek6. Jednak na decyzję o zastosowaniu P-PRP lub L-PRP w leczeniu koniowatych mogą mieć wpływ czynniki techniczne i ekonomiczne.

Jak twierdzą autorzy, nie ma opublikowanych badań opisujących i w pełni demonstrujących szeroko zwalidowaną procedurę uzyskiwania produktu PRP krok po kroku z krwi koni. W artykule przedstawiono procedury niezbędne do bezpiecznego pobrania krwi pełnej od koni i wytworzenia produktu PRP nadającego się zarówno do użytku eksperymentalnego, jak i klinicznego. Obejmuje również walidację tego leku ortobiologicznego poprzez ilościowe oznaczanie płytek krwi i leukocytów oraz określenie stężenia TGF-β1 i PDGF-BB, które są integralną częścią jego efektów terapeutycznych. Poprzez standaryzację procesu i wykazanie skuteczności produktu, badanie to ma na celu zapewnienie niezawodnej i dostępnej metody dla praktyków zajmujących się końmi, aby przygotować PRP z pewnością i precyzją.

Chociaż metoda podwójnego wirowania do produkcji PRP koni została po raz pierwszy opisana przez Argüelles i wsp.14 w 2006 roku, po raz pierwszy protokół został w pełni zaprezentowany w filmie. Ten film ma służyć jako praktyczne źródło informacji dla praktyków zajmujących się końmi, którzy borykają się z ograniczeniami technicznymi i ograniczeniami budżetowymi, które uniemożliwiają im stosowanie bardziej wyrafinowanych i droższych zestawów PRP dla koni z zaburzeniami układu mięśniowo-szkieletowego.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Badanie to przeprowadzono zgodnie z wewnętrznymi protokołami dotyczącymi przygotowania i stosowania PRP u koni w Klinice Weterynaryjnej Universidad de Caldas w Manizales w Kolumbii. Badanie nie wymagało zatwierdzenia przez Wewnętrzną Komisję ds. Opieki nad Zwierzętami, ponieważ dane uzyskano od koni kulawych leczonych klinicznie w naszej instytucji. Do opracowania niniejszego protokołu wykorzystano dane od sześciu kolumbijskich koni kryolskich, trzech klaczy i trzech wałachów, w średnim wieku 7,4 (± 2,6) lat. Właściciele koni zostali poinformowani o charakterze badania i podpisali formularz świadomej zgody. Wszystkie konie włączone do badania były zdrowe klinicznie, z wyjątkiem leczonego problemu mięśniowo-szkieletowego. Uwzględniono jedynie zwierzęta z podstawową liczbą płytek krwi przekraczającą 100 × 103/mL krwi pełnej. Należy zauważyć, że konie z niższym stężeniem płytek krwi mogą być uznane za małopłytkowe14. Ponadto zwierzęta te wykazywały prawidłowe morfologie krwi, parametry biochemiczne wątroby i nerek oraz wartości analizy moczu mieszczące się w normie dla gatunku konia.

1. Unieruchomienie konia i dezynfekcja skóry

  1. Dla bezpieczeństwa zarówno konia, jak i lekarza weterynarii, należy bezpiecznie unieruchomić konia (Eqqus caballus) w klattice do badań klinicznych lub za pomocą ogłowia (Rysunek 1A), w zależności od zachowania zwierzęcia. Następnie, za pomocą strzyżarki elektrycznej, należy wygolić obszar włosów o wymiarach 5 cm x 5 cm w środkowej jednej trzeciej jednej strony szyi, nad żyłą szyjną.
    UWAGA: Niektórzy właściciele preferują, aby nie strzyc konia. Badania wskazują, że strzyżenie włosów w miejscu wenipunkcji nie jest konieczne do zapobiegania kontaminacji bakteryjnej P-PRP21. W związku z tym procedura ta pozostaje do uznania lekarza weterynarii.
  2. Należy przeprowadzić wstępne niejałowe przygotowanie skóry nad wygolonym obszarem żyły szyjnej na odcinku co najmniej 10 cm, używając niejałowej gazy i rękawiczek przez około 3 min. Należy nałożyć kilka kawałków gazy nasączonej pianką antyseptyczną, poruszając się po okręgu (Rysunek 1B).
  3. Miejsce wenipunkcji należy przygotować aseptycznie, używając jałowych rękawiczek oraz gazy nasączonej środkiem dezynfekującym. Skórę w obszarze szyi należy szorować okrężnymi ruchami przez około 5 min. Obszar ten należy następnie oczyścić jałową gazą nasączoną 95% alkoholem etylowym.

2. Aseptyczny pobór krwi

  1. Umieść 16 probówek z 4,5 mL cytrynianu sodu, uprzednio oczyszczonych gazą nasączoną 95% alkoholem etylowym, w czystym statywie plastikowym. Nasącz gumowe korki probówek próżniowych 95% alkoholem etylowym, zwracając szczególną uwagę na zagłębienie przeznaczone do połączenia z igłą.
    UWAGA: Zazwyczaj do uzyskania 2,5 mL PRP wymaganych jest osiem probówek z 4,5 mL cytrynianu sodu. Liczba probówek użytych w konkretnym przypadku zależy od leczonych tkanek miękkich lub konkretnego stawu.
  2. W sposób sterylny wprowadź igłę motylkową w zdezynfekowane miejsce w okolicy żyły szyjnej (Rysunek 2A) i przymocuj probówki z 4,5 mL cytrynianu sodu do uchwytu (Rysunek 2B). Delikatnie potrząśnij probówkami i umieść je w statywie plastikowym.
    UWAGA: Probówkę z 4,5 mL cytrynianu sodu stosuje się do automatycznego morfologii krwi oraz do przygotowania osocza po wirowaniu z dużą prędkością (hard spin). Osocze to służy następnie jako kontrola negatywna w porównaniach wzbogacenia czynników wzrostu i cytokin z PRP.

3. Pozyskiwanie osocza bogatopłytkowego

  1. Umieść probówki 4,5 mL z cytrynianem sodu zawierające krew pełną w czterอมiejscowym rotorze kątowym pod kątem 90° w wirówce laboratoryjnej. Wirować probówki przy 120 × g przez 5 min w temperaturze pokojowej. Po odwirowaniu umieść probówki 4,5 mL zawierające krew z cytrynianem oraz dwie dodatkowe jałowe probówki 10 mL w statywie i ustaw statyw po stronie niedominującej ręki operatora wewnątrz komory laminarnego przepływu powietrza klasy II, na jałowym, nieprzepuszczalnym podkładzie.
    UWAGA: Jedno badanie sugeruje, że komora laminarna klasy II nie jest niezbędna do zapobiegania kontaminacji bakteryjnej podczas pozyskiwania PRP21. PRP można przygotować zamiast tego w czystym pomieszczeniu wolnym od prądów powietrznych i kurzu. W takim przypadku statyw z probówkami krwi można postawić na stole przykrytym jałowym, nieprzepuszczalnym podkładem.
  2. Pierwsze wirowanie: Mając na sobie maseczkę i jałowe rękawiczki, umieść jałową strzykawkę Luer 10 mL z dołączoną jałową igłą (21 G 5/8") po stronie dominującej ręki wewnątrz komory laminarnej.
    UWAGA: Od tego momentu dominująca ręka w rękawiczce musi zawsze pozostać jałowa, natomiast gumowe korki probówek z cytrynianem sodu należy usuwać niedominującą ręką w rękawiczce.
  3. Wprowadź jałową igłę do każdej odwirowanej probówki z krwią z cytrynianem na 3 mm powyżej warstwy białkowej (buffy coat) (Rysunek 3A) i delikatnie odessij 50% frakcji osocza, unikając turbulencji płynu i aspiracji krwi. Po odessaniu 10 mL osocza z czterech probówek 4,5 mL, rozdziel je do jałowych probówek 5-10 mL (Rysunek 3B).
    UWAGA: Zdejmij gumowe korki z tych probówek niedominującą ręką i połóż je na jałowym obszarze podkładu lub przytrzymaj, aby uniknąć kontaminacji bakteryjnej.
  4. Drugie wirowanie: Zamknij ponownie probówki gumowymi korkami i umieść je w stanie zrównoważenia w czterอมiejscowym rotorze kątowym pod kątem 90° w wirówce laboratoryjnej i wiruj te probówki przy 240 × g przez 5 min w temperaturze pokojowej.
    UWAGA: Wybór względnej siły odśrodkowej (RCF lub g) opiera się na kluczowym badaniu14, w którym po raz pierwszy opisano tę metodę pozyskiwania PRP z krwi koni. Ponadto metoda ta została oceniona pod kątem powtarzalności przez innych autorów22.
  5. Umieść probówki w statywie i ustaw je po stronie niedominującej wewnątrz komory laminarnej klasy II, na wcześniej rozłożonym, jałowym, nieprzepuszczalnym podkładzie.
  6. Używając niedominującej ręki, usuń gumowe korki, a jałową ręką dominującą powoli odessij pierwsze 75% osocza, używając igły spinalnej 18 G, 90 mm przymocowanej do jałowej strzykawki Luer 10 mL (Rysunek 3C). Wyrzuć tę strzykawkę lub zachowaj ją do innych zastosowań eksperymentalnych lub klinicznych, ponieważ zawiera ona osocze ubogie w płytki krwi (PPP). Następnie przymocuj wcześniej użytą jałową igłę spinalną do jałowej strzykawki Luer 5 lub 10 mL, aby odessać pozostałe osocze (25%) z jałowej probówki 5-10 mL. Frakcja ta jest znana jako P-PRP (Rysunek 3D).
    UWAGA: W określonych warunkach klinicznych i eksperymentalnych alikwot 0,5-1 mL PRP jest wykorzystywany do zautomatyzowanych hemogramów, a następnie do analizy czynników wzrostu (TGF-β1 i PDGF-BB) za pomocą testu enzymoabsorpcyjnego ELISA. Pomiar tych mediatorów może być wykonany 3 h po aktywacji P-PRP solami wapnia lub trombiną23 lub po wywołaniu uszkodzenia komórek poprzez zmianę temperatury lub dodanie detergentów niejonowych24.
  7. Zawiń jałową strzykawkę Luer zawierającą PRP w mały, nieprzepuszczalny, jałowy podkład wraz z przymocowaną jałową igłą lub korkiem, aby zapobiec kontaminacji bakteryjnej produktu ortobiologicznego (Rysunek 4A).
    UWAGA: Struktura anatomiczna konia, który ma zostać poddany leczeniu, powinna zostać przygotowana do aseptycznego wstrzyknięcia zgodnie z opisem w sekcji 1 niniejszego protokołu. Koń powinien być odpowiednio unieruchomiony i uspokojony środkami sedatywnymi, aby zminimalizować dyskomfort i zapewnić bezpieczeństwo zarówno zwierzęcia, jak i lekarza weterynarii. Produkt PRP powinien być obsługiwany przy użyciu jałowych rękawiczek i igieł i może być aktywowany lub nie, w zależności od preferencji lekarza (Rysunek 4B).

4. Analiza statystyczna

  1. Zbierz dane dotyczące liczby płytek krwi i leukocytów w krwi pełnej oraz w PRP. Oceń rozkład danych pod kątem normalności za pomocą testu Kołmogorowa-Smirnowa. Jeśli dane mają rozkład normalny (P > 0,05), porównaj i przeanalizuj dane komórkowe za pomocą testu t. Jeśli dane dotyczące stężenia płytek krwi i leukocytów nie mają rozkładu normalnego (P < 0,05), porównaj i przeanalizuj dane za pomocą testu Wilcoxona.
  2. Wyznacz efektywność stężenia płytek krwi i leukocytów w P-PRP zgodnie z następującymi wzorami25:
    Efektywność pozyskiwania płytek krwi = figure-protocol-1 × 100
    Efektywność pozyskiwania leukocytów = figure-protocol-2 × 100
  3. Zbierz dane dotyczące stężeń TGF-β1 i PDGF-BB w osoczu (kontrola negatywna), supernatantach PRP (po 3 h aktywacji gluconianem wapnia) oraz lizatach PRP uzyskanych poprzez dodanie roztworu detergentu niejonowego.
  4. Użyj uogólnionego liniowego modelu mieszanego, aby porównać stężenia czynników wzrostu w osoczu, supernatantach PRP i lizacie PRP. W przypadku istotnych różnic statystycznych zastosuj test post-hoc Tukeya.
  5. Za istotne statystycznie we wszystkich testach uznaj wartości p < 0,05.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Średnia liczba płytek krwi (płytki krwi × 103/µL) była znacznie wyższa w PRP niż w krwi pełnej (p < 0,001). Z kolei średnie stężenie leukocytów (leukocyty × 103/µL) w PRP było znacznie niższe niż w krwi pełnej (p < 0,001) (Tabela 1). Konkretnie, liczba płytek krwi w PRP była 2,41x wyższa niż w krwi pełnej, podczas gdy stężenie leukocytów w PRP było 0,44x niższe. Wydajność pozyskiwania PLT w PRP wyniosła 17%, natomiast wydajność pozyskiwania leukocytów w PRP wyniosła 3,1%.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Wzrasta zastosowanie PRP w medycynie ludzkiej i weterynaryjnej w leczeniu przewlekłych schorzeń układu mięśniowo-szkieletowego 1,8,26,27. Jednak głównym zarzutem wobec zastosowań PRP w warunkach eksperymentalnych i klinicznych jest brak podstawowych danych na temat technik i protokołów stosowanych do przygotowania tych hemoskładników28. Ponadto nie ma wystarczających inf...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają do ujawnienia żadnych konfliktów interesów.

Podziękowania

Dziękujemy Vicerrectoría de Investigaciones y Postgrados z Universidad de Caldas, Manizales, Kolumbia za wsparcie finansowe w publikacji tego artykułu.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
10 ml probówek do pobierania zwykłej krwi żylnej BD Vacutainer, Franklin Lakes, NJ, Stany ZjednoczoneNr kat. 366430To tylko przykład, można zastosować tuby innych marek.
4,5 ml probówki z cytrynianem sodu (105 M/3,2%) BD Vacutainer, Franklin Lakes, NJ, Stany Zjednoczone107451To tylko przykład, można zastosować tuby innych marek.
Wirówka stołowaRotofix 32A, Hettich GmbH, Tuttlingen, NiemcyMożna stosować inne wirówki stołowe.
Igła motylkowa (21 G i razy 0,75 cala) z 12 calami. Rurka i wstępnie dołączony uchwyt Zestaw do pobierania krwi Safety-Lok, BD Vacutainer, Franklin Lakes, NJ, USANr kat. 367296To tylko przykład, można użyć igieł motylkowych innych marek.
Roztwór piany chlorheksydynowej w stężeniu 2,3-4% Marka lub nazwy handlowe tych produktów mogą się różnić w zależności od kraju.
Okap z przepływem laminarnym klasy IIThermo Fischer Scientific, Waltham, MA, Stany ZjednoczoneMożna stosować inne okapy z przepływem laminarnym klasy II
Czytnik ELISAThermo Fischer Scientific, Waltham, MA, Stany Zjednoczone
Alkohol etylowy o stężeniu 95%Marka lub nazwy handlowe tych produktów mogą się różnić w zależności od kraju.
Ludzki PDGF-BB DuoSet ELISAR& D Systems, Inc., McKinley Place, MN, Stany ZjednoczoneDY220 powiedział:
Ludzki TGF-beta 1 DouSet ELISAR& D Systems, Inc., McKinley Place, MN, Stany ZjednoczoneDY240 powiedział:
Roztwór piany jodonowej powidonu o stężeniu 4-10% Marka lub nazwy handlowe tych produktów mogą się różnić w zależności od kraju.
Oprogramowanie SPSS 25.0IBM Corp, SPSS, NOWY JORK, STANY ZJEDNOCZONE
Sterylne strzykawki typu luer o różnych pojemnościach Strzykawka Discardit, BD Vacutainer, Franklin Lakes, NJ, Stany ZjednoczoneTo tylko przykład, można używać strzykawek innych marek.
Sterylna igła rdzeniowa (18 G & razy 90 mm) Igła do spinelu BD Quincke, Franklin Lakes, NJ, Stany ZjednoczoneTo tylko przykład, można użyć igieł rdzeniowych innych marek.

Bibliografia

  1. Pérez Fraile, A., González-Cubero, E., Martínez-Flórez, S., Olivera, E. R., Villar-Suárez, V. Regenerative medicine applied to musculoskeletal diseases in equines: a systematic review. Vet Sci. 10 (12), 666(2023).
  2. Boone, L., Peroni, J. Introduction to equine biologic and regenerative therapies. Vet Clin North Am Equine Pract. 39 (3), 419-427 (2023).
  3. Carmona, J. U., Gómez, W. A., López, C. Could platelet-rich plasma be a clinical treatment for horses with laminitis. J Equine Vet Sci. 61, 46-57 (2018).
  4. Gilger, B. C. Use of biologics and stem cells in equine ophthalmology. Vet Clin North Am Equine Pract. 39 (3), 541-552 (2023).
  5. Pereira, R., et al. Evaluation of three methods of platelet-rich plasma for treatment of equine distal limb skin wounds. J Equine Vet Sci. 72, 1-7 (2019).
  6. Camargo Garbin, L., Lopez, C., Carmona, J. U. A critical overview of the use of platelet-rich plasma in equine medicine over the last decade. Front Vet Sci. 8, 641818(2021).
  7. Jiménez-Aristizabal, R. F., et al. Long-term cytokine and growth factor release from equine platelet-rich fibrin clots obtained with two different centrifugation protocols. Cytokine. 97, 149-155 (2017).
  8. McCarrel, T. M. Equine platelet-rich plasma. Vet Clin North Am Equine Pract. 39 (3), 429-442 (2023).
  9. Garbin, L. C., Olver, C. S. Platelet-rich products and their application to osteoarthritis. J Equine Vet Sci. 86, 102820(2020).
  10. Anitua, E., et al. Advances in platelet rich plasma-derived extracellular vesicles for regenerative medicine: a systematic-narrative review. Int J Mol Sci. 24 (17), 13043(2023).
  11. Dohan Ehrenfest, D. M., Rasmusson, L., Albrektsson, T. Classification of platelet concentrates: from pure platelet-rich plasma (P-PRP) to leucocyte- and platelet-rich fibrin (L-PRF). Trends Biotechnol. 27 (3), 158-167 (2009).
  12. Dohan Ehrenfest, D. M., et al. Classification of platelet concentrates (platelet-rich plasma-PRP, platelet-rich fibrin-PRF) for topical and infiltrative use in orthopedic and sports medicine: current consensus, clinical implications and perspectives. Muscles Ligaments Tendons J. 4 (1), 3-9 (2014).
  13. Giraldo, C. E., Álvarez, M. E., Carmona, J. U. Effects of sodium citrate and acid citrate dextrose solutions on cell counts and growth factor release from equine pure-platelet rich plasma and pure-platelet rich gel. BMC Vet Res. 11, 60(2015).
  14. Argüelles, D., et al. Evaluation of single and double centrifugation tube methods for concentrating equine platelets. Res Vet Sci. 81 (2), 237-245 (2006).
  15. Carmona, J. U., López, C., Sandoval, J. A. Review of the currently available systems to obtain platelet related products to treat equine musculoskeletal injuries. Recent Patents on Regenerative Medicine. 3 (2), 148-159 (2013).
  16. Jildeh, T. R., Su, C. A., Vopat, M. L., Brown, J. R., Huard, J. A review of commercially available point-of-care devices to concentrate platelet-rich plasma. Cureus. 14 (8), e28498(2022).
  17. Arita, A., Tobita, M. Adverse events related to platelet-rich plasma therapy and future issues to be resolved. Regen Ther. 26, 496-501 (2024).
  18. Sutter, W. W., Kaneps, A. J., Bertone, A. L. Comparison of hematologic values and transforming growth factor-beta and insulin-like growth factor concentrations in platelet concentrates obtained by use of buffy coat and apheresis methods from equine blood. Am J Vet Res. 65 (7), 924-930 (2004).
  19. Mirza, M. H., et al. Gait changes vary among horses with naturally occurring osteoarthritis following intra-articular administration of autologous platelet-rich plasma. Front Vet Sci. 3, 29(2016).
  20. Peng, C., Yang, L., Labens, R., Gao, Y., Zhu, Y., Li, J. A systematic review and meta-analysis of the efficacy of platelet-rich plasma products for treatment of equine joint disease. Equine Vet J. 56 (5), 858-869 (2024).
  21. Alvarez, M. E., Giraldo, C. E., Carmona, J. U. Monitoring bacterial contamination in equine platelet concentrates obtained by the tube method in a clean laboratory environment under three different technical conditions. Equine Vet J. 42 (1), 63-67 (2010).
  22. Pereira, R. C. dF., et al. Avaliação de sete protocolos para obtenção de plasma rico em plaquetas na espécie equina. Ciência Rural. (6), (2013).
  23. Giraldo, C. E., Álvarez, M. E., Carmona, J. U. Influence of calcium salts and bovine thrombin on growth factor release from equine platelet-rich gel supernatants. Vet Comp Orthop Traumatol. 30 (1), 1-7 (2017).
  24. Carmona, J. U., López, C., Ceballos-Márquez, A. Temporal release and denature of several mediators in pure platelet-rich plasma and temperature-induced platelet lysates derived from a similar bovine platelet concentrate. Vet Med Int. 2022, 2609508(2022).
  25. Weibrich, G., Kleis, W. K., Hitzler, W. E., Hafner, G. Comparison of the platelet concentrate collection system with the plasma-rich-in-growth-factors kit to produce platelet-rich plasma: a technical report. Int J Oral Maxillofac Implants. 20 (1), 118-123 (2005).
  26. Cecerska-Heryć, E., Goszka, M., Serwin, N., et al. Applications of the regenerative capacity of platelets in modern medicine. Cytokine Growth Factor Rev. 64, 84-94 (2022).
  27. Bahadir, B., Sarikaya, B. Platelet-rich plasma in the management of rotator cuff tendinopathy. Jt Dis Relat Surg. 35 (2), 462-467 (2024).
  28. Harrison, P., Alsousou, J. Studies on platelet rich plasma - new editorial policy for "platelets". Platelets. 31 (3), 281-282 (2020).
  29. Chahla, J., et al. A call for standardization in platelet-rich plasma preparation protocols and composition reporting: a systematic review of the clinical orthopaedic literature. J Bone Joint Surg Am. 99 (20), 1769-1779 (2017).
  30. Ríos, D. L., López, C., Álvarez, M. E., Samudio, I. J., Carmona, J. U. Effects over time of two platelet gel supernatants on growth factor, cytokine and hyaluronan concentrations in normal synovial membrane explants challenged with lipopolysaccharide. BMC Musculoskelet Disord. 16, 153(2015).
  31. Carmona, J. U., et al. In vitro effects of platelet-rich gel supernatants on histology and chondrocyte apoptosis scores, hyaluronan release and gene expression of equine cartilage explants challenged with lipopolysaccharide. BMC Vet Res. 12 (1), 135(2016).
  32. Castillo-Franz, C., López, C., Carmona, J. U. Evaluation of the catabolic and anabolic gene expression effects and histology changes induced by platelet-rich gel supernatants in equine suspensory ligament explants challenged with lipopolysaccharide. MLTJ-Muscles Ligaments and Tendons. 11 (1), 1-14 (2021).
  33. Argüelles, D., Carmona, J. U., Climent, F., Muñoz, E., Prades, M. Autologous platelet concentrates as a treatment for musculoskeletal lesions in five horses. Vet Rec. 162 (7), 208-211 (2008).
  34. Carmona, J. U., Argüelles, D., Climent, F., Prades, M. Autologous platelet concentrates as a treatment of horses with osteoarthritis: a preliminary pilot clinical study. J Equine Vet Sci. 27 (4), 167-170 (2007).
  35. Dejnek, M., et al. Content of blood cell components, inflammatory cytokines and growth factors in autologous platelet-rich plasma obtained by various methods. World J Orthop. 13 (6), 587-602 (2022).
  36. Giraldo, C. E., et al. Effects of the breed, sex and age on cellular content and growth factor release from equine pure-platelet rich plasma and pure-platelet rich gel. BMC Vet Res. 9, 29(2013).
  37. Zimmermann, R., et al. Sample preparation technique and white cell content influence the detectable levels of growth factors in platelet concentrates. Vox Sang. 85 (4), 283-289 (2003).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Przygotowanie PRPschorzenia mi niowo szkieletowest enie p ytek krwiredukcja leukocyt wczynniki wzrostukomora z laminarnym przep ywem powietrzawir wka laboratoryjna
Prosta metoda podwójnej probówki wirującej do uzyskiwania osocza bogatopłytkowego z krwi koni
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki Korzystania

Zasady

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.