Method Article

Badanie profili kodowania stymulacji somatycznej na odpowiedzi neuronalne zablokowane w sercu w rogu grzbietowym rdzenia grzbietowego szczura

DOI:

10.3791/68016

⸱

May 23rd, 2025

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Institute of Acupuncture and Moxibustion, China Academy of Chinese Medical Sciences

In This Article

Summary

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Opisujemy protokół wielokanałowego zapisu zewnątrzkomórkowego kręgosłupa wraz z rejestracją funkcji serca i analizą neuronów rdzenia grzbietowego zamkniętego w sercu. Metoda ta oferuje zsynchronizowane czasowo ramy do badania mechanizmów rdzeniowych leżących u podstaw trzewnych zmian funkcjonalnych klatki piersiowej wywołanych przez akupunkturę.

Abstract

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wiele badań sugeruje, że elektroakupunktura może być korzystna w leczeniu i zapobieganiu chorobom sercowo-naczyniowym. Jednak jego mechanizm pozostaje słabo poznany. Róg grzbietowy kręgosłupa piersiowego (SDH) odgrywa ważną rolę w integracji i modulacji bodźców somatycznych i trzewnych, które mogą następnie wpływać na kontrolę serca. W przeciwieństwie do SDH odcinka lędźwiowego, który został szeroko przebadany, SDH klatki piersiowej zostało mniej zbadane ze względu na trudności w ekspozycji chirurgicznej i fiksacji stereotaktycznej. W tym badaniu przedstawiamy ogólne podejście do jednoczesnego monitorowania aktywności neuronalnej i funkcji serca poprzez połączenie zapisu elektrokardiogramów i matryc mikroelektrod. Ponadto opisujemy, jak zidentyfikować neurony zablokowane w sercu, obliczając rozkład szybkości wypalania aktywności neuronalnej zsynchronizowanej z biciem serca. Strategia ta ma ogromne znaczenie dla badania korelacji między funkcją układu sercowo-naczyniowego a aktywnością neuronów, a także dla zrozumienia odruchu somatosercowego wywoływanego przez stymulację nerwów obwodowych.

Introduction

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Akupunktura lub stymulacja powierzchni ciała, jako ważna technika terapeutyczna w ramach Tradycyjnej Medycyny Chińskiej (TCM), działa poprzez stymulację określonych obszarów na powierzchni ciała. Ułatwia wielopoziomową regulację funkcji organizmu poprzez regulację funkcji trzewnych poprzez szlaki doprowadzające, integrację ośrodkową i autonomiczne odprowadzające mechanizmy nerwowe. Centralnym elementem tej terapii jest koncepcja, zgodnie z którą ukierunkowana stymulacja anatomicznie zdefiniowanych punktów słuchowych indukuje ogólnoustrojową regulację fizjologiczną. Coraz więcej dowodów klinicznych potwierdza rolę akupunktury jako uzupełniającej metody leczenia zaburzeń sercowo-naczyniowych, z udowodnioną skutecznością zarówno w protokołach profilaktyki pierwotnej, jak i leczenia wspomagającego1,2.

Pierwotne aferenty neuronów czuciowych głównie kończą się w rdzeniowym rogu grzbietowym (SDH), odpowiednio, rdzeniowe neurony rogu grzbietowego (SDHN) odgrywają kluczową rolę w integracji i modulacji somatycznych bodźców3,4,5. Co więcej, SDHRN odbierają również aferenty sercowe i przekazują informacje trzewne do rdzeniowych współczulnych neuronów przedzwojowych (SPN) w celu modulacji układu sercowo-naczyniowego6. SPN zablokowane w sercu znajdują się w bocznym rogu piersiowego odcinka rdzenia kręgowego (T1-T5), z aksonami wystającymi do zwojów szyjnych lub piersiowych, a następnie unerwiając serce przez nerw sercowy, środkowy i dolny. W rezultacie rdzeń kręgowy w odcinku piersiowym odgrywa kluczową rolę w integracji i modulacji bodźców somatycznych i trzewnych, które mogą następnie wpływać na kontrolę serca. Dlatego ważne jest, aby zrozumieć, w jaki sposób stymulacja somatyczna reguluje czynność serca poprzez modulację SDHRN w odcinku piersiowym rdzenia kręgowego.

Poprzednie badania wykazały, że elektroakupunktura w PC6 (zorganizowana w segmencie rdzeniowym T3 jako homotopowa jednostka struktura-funkcja) może złagodzić objawy niedokrwienia mięśnia sercowego poprzez modulację autonomicznego układu nerwowego7,8,9. Jednak ilościowa synchronizacja wpływu akupunktury na tętno w czasie rzeczywistym z aktywnością układu nerwowego nie została jeszcze zrealizowana. Udokumentowano jedynie natychmiastową autonomiczną aktywność nerwową i wskaźniki elektrokardiogramu (EKG) po akupunkturze. Badania łączące SDHN z trzewnymi funkcjami fizjologicznymi pozostają nieliczne. Ze względu na fizjologiczną krzywiznę kręgów piersiowych i wąską przestrzeń między sąsiednimi segmentami kręgów piersiowych, zwłaszcza T1-T5, dostęp do tych obszarów jest trudny, co skutkuje niewielkimi bezpośrednimi dowodami na wyjaśnienie mechanizmów rdzeniowych leżących u podstaw akupunktury w rdzeniowym homotopowym punkcie akupunkturowym PC6 regulującym czynność serca w leczeniu CVD.

Aby lepiej zrozumieć związek między SDH a regulacją funkcji serca za pośrednictwem akupunktury, należy wdrożyć synchroniczny zapis funkcji serca i aktywności neuronalnej. W tym miejscu przedstawimy ogólne podejście do wielokanałowego zapisu zewnątrzkomórkowego kręgosłupa wraz z rejestracją funkcji serca, a także analizą SDHRN zablokowanych w sercu. Metoda ta oferuje zsynchronizowane czasowo ramy do badania mechanizmów rdzeniowych leżących u podstaw trzewnych zmian funkcjonalnych klatki piersiowej wywołanych przez akupunkturę.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Protokół eksperymentu na zwierzętach ściśle przestrzegał wymagań krajowego standardu "Wytyczne dotyczące etycznego przeglądu dobrostanu zwierząt laboratoryjnych" (GB/T 35892-2018) i został zatwierdzony przez Komitet Etyki instytucji. W badaniu wykorzystano samce szczurów Sprague-Dawley (SD) klasy SPF, w wieku 6-8 tygodni i ważące około 220 g. Podczas wszystkich eksperymentów noszono fartuchy laboratoryjne, rękawiczki i maski. Szczegółowe informacje na temat odczynników i używanego sprzętu są wymienione w Tabeli materiałów. W punkcie końcowym eksperymentu szczury zostały poddane eutanazji poprzez perfuzję serca w głębokim znieczuleniu, a następnie zwichnięcie szyjki macicy.

1. Przygotowanie przedoperacyjne

  1. Podłącz obwód respiratora do rurki dotchawiczej w kształcie litery Y, zapewniając bezpieczne i hermetyczne połączenie.
  2. Sprawdź prawidłową wentylację, potwierdzając stabilny przepływ powietrza, odpowiednią objętość oddechową i ustawienia częstości oddechów na wyświetlaczu respiratora.
  3. Upewnij się, że w rurze nie ma kondensatu lub zanieczyszczeń w postaci cząstek stałych, dokonując wizualnego oględzin wszystkich segmentów przy jasnym oświetleniu.
  4. Jednocześnie przesyłaj wzmocnione sygnały EKG zarówno do wejścia elektrokardiografu, jak i do analogowego portu wejściowego systemu rejestracji układu mikroelektrod za pomocą trójdrożnego złącza BNC.
  5. Przekieruj wzmocnione sygnały przez trójdrożny rozdzielacz BNC, aby jednocześnie połączyć wejście analogowe elektrokardiografu i analogowy port wejściowy systemu nagrywania z matrycą mikroelektrod
    6. .
  6. Ustal wyzwalacze synchronizacji, podłączając wyjście TTL elektrokardiografu do wejścia cyfrowego systemu zapisu z matrycą mikroelektrod. Za pomocą interfejsu BNC-to-Dupont zainicjuj jednoczesną akwizycję w obu systemach, weryfikując wyrównanie czasowe.

2. Przygotowanie przedoperacyjne

  1. Znieczulenie
    1. Wywołać znieczulenie 3-5% izofluranem przez inhalację, a następnie podać znieczulonemu szczurowi dootrzewnowe wstrzyknięcie pentobarbitalu sodu (50 mg / kg). Podawać izofluran do znieczulenia wziewnego przed umieszczeniem elektrod, utrzymując stężenie ~1,2%. Postępuj dopiero po stwierdzeniu braku reakcji na bodźce bólowe (poprzez uszczypnięcie palca) i odpowiedniej głębokości znieczulenia.
    2. Usuń sierść z przedniej części szyi i tylnego grzbietu szczurów. Użyj sterylnych obłożeń, aby odizolować pole operacyjne.
    3. Ułóż szczura w pozycji leżącej na kocu rozgrzewającym i nałóż maść na oczy szczura, aby zapobiec wysuszeniu. Utrzymuj temperaturę ciała na poziomie 37 °C ± 0,5 °C za pomocą poduszki grzewczej przez cały czas trwania zabiegu. Obserwuj częstość oddechów i sprawdź reakcje na odstawienie, wywierając nacisk na podnóżek kleszczami.

3. Intubacja tchawicy

  1. Ułóż szczury w pozycji leżącej na plecach i zdezynfekuj okolice szyi nalewką jodową.
  2. Wykonaj podłużne nacięcie o długości około 1 cm wzdłuż linii środkowej szyi i tępo wypreparuj tkankę mięśniową.
  3. Po odsłonięciu tarczycy ostrożnie oddziel cienką błonę między dwoma płatami tarczycy, uważając, aby nie uszkodzić tkanki tarczycy. Przystąp do odsłonięcia tchawicy.
  4. Sprawdź kaniulę w kształcie litery Y, aby upewnić się, że jest całkowicie sucha. Za pomocą nożyczek sprężynowych wykonaj poprzeczne nacięcie w tchawicy, a następnie włóż kaniulę do otworu tchawicy. Zabezpiecz kaniulę tchawicy niewchłanialnymi szwami 3-0, aby zapobiec wyciekowi powietrza i przypadkowej ekstubacji.
  5. Ostrożnie zszyj mięśnie szyi i skórę i podłącz szczura do respiratora. Dostosuj częstość oddechów do 85 oddechów/min, a objętość oddechową do 3,5 ml, zgodnie z masą ciała szczura7 (Rysunek 1B).

4. Wykrywanie EKG

  1. Włóż trzy elektrody do skóry szczura: elektrodę dodatnią do lewej kończyny dolnej, elektrodę ujemną do prawej kończyny górnej i elektrodę masową do prawej kończyny dolnej10.
  2. Pozyskaj dane za pomocą elektrokardiografu (ustawienia filtra: dolnoprzepustowy przy 100 Hz, górnoprzepustowy przy 1 kHz; częstotliwość próbkowania: 4 kHz/s). Użyj oprogramowania do rejestracji EKG, aby rejestrować, zapisywać i analizować dane.

5. Cewnikowanie osierdziowe do podawania leku bradykinina (BK)

  1. Ułóż szczura w pozycji leżącej na plecach i zdezynfekuj skórę na klatce piersiowej jodem.
  2. Wykonaj torakotomię między 1. a 3. chrząstką żebrową na lewej górnej części klatki piersiowej, aby odsłonić grasicę. Tępo rozetnij grasicę wzdłuż linii środkowej, aby odsłonić osierdzie (patrz Rysunek 1C,D).
  3. Użyj końcówki szklanej igły do preparowania (o średnicy 0,5 mm), aby zrobić mały otwór w osierdziu.
  4. Wprowadzić silikonowy cewnik o długości 1-2 cm z kilkoma małymi otworami na jego dystalnym końcu przez nacięcie w osierdziu. Przymocuj cewnik do tkanki ściany klatki piersiowej za pomocą bioglue.
  5. Zamknij klatkę piersiową warstwa po warstwie, upewniając się, że oddychanie szczura pozostaje niezakłócone (patrz Rysunek 1D).

6. Odsłonięcie rdzenia kręgowego T3

  1. Umieść szczura w pozycji leżącej i przeprowadź rutynową dezynfekcję jodem. Wykonaj nacięcie o długości około 8 cm wzdłuż linii środkowej pleców od kręgów T2 do T6.
  2. Użyj nożyczek sprężynowych, aby przeciąć skórę i warstwy mięśni, w tym mięsień czworoboczny. Włóż retraktor między mięśnie, aby jeszcze bardziej odsłonić pole operacyjne.
  3. Ostrożnie oddziel gruczoły tłuszczowe i hibernacyjne w przedniej części kręgów piersiowych szczura, unikając naczyń krwionośnych pod gruczołami (patrz Ryc. 1E).
  4. Usuń mięśnie przyczepiające się do zacisku głowy i prostą część długich mięśni szyi, odsłaniając wyrostki kolczyste T2.
  5. Przemieszczenie mięśni półkolczastych i rdzeniowych, aby odsłonić łuk kręgowy od T2 do T6 (patrz Rysunek 1E). Użyj rongeurs, aby usunąć wyrostek kolczysty kręgu T3, odsłaniając w ten sposób rdzeń kręgowy T3.
    UWAGA: Podczas procesu odsłaniania kręgów piersiowych należy zwrócić szczególną uwagę na zachowanie wyrostka kolczystego T2, ponieważ służy on jako główny punkt przyłożenia siły do późniejszej ekspozycji rdzenia kręgowego T3.
  6. Usuń oponę twardą i błonę pajęczynówki, a następnie wlej olej parafinowy na powierzchnię rdzenia kręgowego, aby utrzymać żywotność neuronów rdzeniowych (patrz Rysunek 1F).
    UWAGA: Naczynia krwionośne brązowej tkanki tłuszczowej szczura pochodzą z blaszki T3, T4 lub T5 i są rozmieszczone jak zatoka żylna. Uważaj, aby ich nie dotykać, ponieważ może to spowodować nadmierną utratę krwi u szczura.

7. Unieruchomienie i ustawienia kręgów piersiowych

  1. Użyj niestandardowego zacisku kręgosłupa, aby zabezpieczyć wyrostki stawowe T2 i T6. Zwilż otaczające mięśnie solą fizjologiczną, aby utrzymać nawodnienie.
  2. Przymocuj matrycę elektrod do mikromanipulatora instrumentu stereotaktycznego i włóż ją pionowo do rogu grzbietowego rdzenia kręgowego w segmencie rdzenia kręgowego T3 przez grzbietową bruzdę środkową, 500 μm bocznie do linii środkowej, na głębokość 1,500 μm.
  3. Włóż elektrodę referencyjną do mięśnia grzbietowego (patrz Rysunek 1G).
  4. Uruchom wielokanałowe oprogramowanie do nagrywania zewnątrzkomórkowego i przejdź do Plik | Konfiguracja sprzętowa; wybierz tablicę 32 kanałów z listy interfejsów urządzenia; kliknij prawym przyciskiem myszy wybraną grupę kanałów; a następnie wybierz Właściwości z menu kontekstowego. Konfiguracja parametrów przetwarzania sygnału: Na karcie Filtr ustaw filtr pasmowoprzepustowy (BP) na 250 Hz - 5 kHz; w polu Sampling Rate (Częstotliwość próbkowania) wprowadź wartość 30 kHz/s; włącz algorytmy wykrywania wartości szczytowych, zaznaczając pole Włącz przetwarzanie wartości szczytowych, aby aktywować sortowanie wartości szczytowych w czasie rzeczywistym i wyodrębnianie zdarzeń na podstawie progów.
    UWAGA: Zapewnij dokładne oczyszczenie mięśni i tkanek otaczających wyrostki stawowe T2 i T6, szczególnie w obszarze, w którym stosuje się niestandardowy zacisk rdzeniowy do stabilizacji kręgosłupa, aby zapobiec przemieszczeniu podczas kolejnych eksperymentów.

8. Bodźce somatyczne i BK

  1. Użyj BK (1 μg/ml w wodzie destylowanej), aby wywołać stymulację nocyceptywną serca. Wstrzyknąć 4 μl roztworu BK za pomocą mikrostrzykawki podłączonej do silikonowego cewnika z kilkoma małymi otworami11.
  2. Obserwuj zmiany częstości akcji serca (zwiększa się lub zmniejsza) i wyładowanie neuronalne (zwiększa się lub zmniejsza) w rogu grzbietowym rdzenia kręgowego T3 w ciągu 30 minut od wstrzyknięcia, aby zidentyfikować dynamiczne interakcje między neuronami rogu grzbietowego klatki piersiowej rdzenia kręgowego.
  3. Akupunkturę manualną należy wykonać w punkcie akupunkturowym PC6 (MAPC6) przy użyciu parametru stymulacji 1 Hz. PC6 (punkt akupunkturowy Neiguana) znajduje się 2 mm proksymalnie do stawu nadgarstkowego na brzusznym przedramieniu, pomiędzy zginaczem nadgarstka promieniowego a pośrodkowym pniem nerwu. Włóż igły (0,25 mm x 25 mm) do punktów akupunkturowych PC6 na głębokości ~3 mm. Porównaj zmiany w aktywności neuronalnej i funkcji serca przed i po bodźcach somatycznych.

9. Analiza i przetwarzanie danych

  1. Zaimportuj zarejestrowane dane neuronowe w formacie ns6 do oprogramowania w następujący sposób:
    1. Konwersja plików: Przejdź do punktu menu Plik | Otwórz, aby załadować plik ns6. Wybierz punkt menu Plik | Zapisz jako i wybierz format .nex5, aby wygenerować ustandaryzowane dane ciągu spajków.
    2. Sortowanie szczytów: Zaimportuj przekonwertowane pliki .nex5 do oprogramowania klasyfikacyjnego w celu klasyfikacji neuronów. Sortuj przebiegi szczytowe na podstawie charakterystyki przebiegu i analizy głównych składowych (PCA), z parametrami progowymi ustawionymi na ±3 SD od szumu bazowego.
    3. Następnie wykonaj odpowiedni kod do filtrowania i kategoryzowania sygnałów.
  2. Analizuj SDRN z blokadą serca.
    1. Biorąc załamek R jako zdarzenie odniesienia, policz liczbę odpaleń neuronów w oknie 0,2 s przed i po każdej fali R.
    2. Po zliczeniu fal R w odstępach 50 ms utwórz histogram zdarzenia pierścieniowego. Znormalizuj histogram (tj. odejmij średnią szybkość rozładowania w 0,2 s przed i po zdarzeniu załamka R), aby uzyskać rozkład szybkości rozładowania aktywności każdego neuronu podczas bicia serca.
    3. Oceń istotność statystyczną za pomocą testów permutacji Monte Carlo12, zaimplementowanych za pomocą 1,000 przetasowanych iteracji. Uzyskaj rozkład szybkości wyzwalania i przedział ufności neuronu w procesie losowego bicia serca, losowo losując 0,2 s czasu przed i po każdej fali R uderzenia serca (zakres wynosi ± 0,1 s). Jeśli rozkład wystrzeliwania bicia serca neuronu przekracza (większy lub mniejszy niż) 95% przedział ufności rozkładu szybkości wyzwalania losowego procesu bicia serca, zidentyfikuj neuron jako neuron zablokowany w sercu (patrz plik uzupełniający 1).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Results

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Zgodnie z powyższym protokołem, SDHN T3 zostały poddane działaniu bradykininy (BK) lub igłowania somatycznego w okolice osierdzia/akupunkturowe. W tym badaniu określono ilościowo profile aktywacji neuronów wywołane bodźcem (typ/częstotliwość) i współbieżne zmiany elektrokardiograficzne (EKG) podczas nocyceptywnego bodźca trzewnego, aplikacji BK i modulacji somatosensorycznej.

Rysunek 2A pokazuje poprzeczny fragment rdzenia kręgowego T3 szczura. Po lewej stronie il...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dekodowanie profili kodowania neuronów SDH jest niezbędne do zrozumienia neuromodulacyjnego mechanizmu terapeutycznego wywołanego akupunkturą wpływu na dysfunkcję trzewną. W tym przypadku połączyliśmy technikę zapisu in vivo MEA z systemem rejestracji EKG, aby jednocześnie rejestrować aktywność wyładowań SDHN T3 i EKG. Stymulacja bólu serca może aktywować nocyceptory typu C, które unerwiają serce i przekazują informacje nocyceptywne do przodu przez wnętrzności, DRG, rdzeń kręgowy T1-T5 i rdzeń nadordzeniowy. Wsp...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Disclosures

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają do zadeklarowania konfliktu interesów.

Acknowledgements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

To badanie było wspierane przez Narodową Fundację Nauk Przyrodniczych Chin (No.82330127, No.82105029), National Key R&D Program of China (No.2022YFC3500702), oraz Fundusze Badań Podstawowych dla Centralnych Instytutów Badawczych Opieki Społecznej (No. ZZ-2023008) oraz Projekt Wojewódzkiego Wydziału Edukacji (nr 2019JM-027).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Materials

List of materials used in this article
NameCompanyCatalog NumberComments
System anestezjologicznyKent ScientificSomnoSuite
Central v6.5Black MicrosystemsCerebus-128
Cienkie nożyczkiCienkie nożyczkiCienkie nożyczki
Friedman-Pearson RongeursFine Science T ools16220-14
Gąbki żelatynoweColtene274-007
Intubacja Aparat kaniulowyHarward73-2737
IsofluraneRWDR510
LabChart Profesjonalne oprogramowanie LabChartProfessionalSoftware Wersja 8.0
mikropasmowy układ elektrodNeuronexusA1x32-6mm-50-177
mikromanipulatorNarishigeDMA-1510
igły Zhongyantaihe0,25 mm x 0,25 mm
(V5.0)Sorter offline PlexonV5.0
 PlexonV4.0
PowerlabADInstrumentsPL26T04
szczurówCentrum Doświadczalne Akademii Wojskowych Nauk Medycznych Chińskiej Armii Ludowo-Wyzwoleńczej Adaptator
kręgosłupaN/AN/AWykonane na zamówienie
nożyczki sprężynoweFine Science Tools15023-10
instrument stereotaktycznyNarishigeSR-5R-HT
Oprogramowanie NeuroExplorer

References

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Nakahara, H., Ueda, S. Y., Kawai, E., Higashiura, R., Miyamoto, T. Effects of pre-exercise acupuncture stimulation on heart rate response during short-duration exercise. BMC Sports Sci Med Rehabil. 13 (1), 129(2021).
  2. de Lima Pimentel, R., Duque, A. P., Moreira, B. R., Rodrigues, L. F. J. Acupuncture for the treatment of cardiovascular diseases: A systematic review. J Acupunct Meridian Stud. 12 (2), 43-51 (2019).
  3. Ma, Q. A functional subdivision within the somatosensory system and its implications for pain research. Neuron. 110 (5), 749-769 (2022).
  4. Hsieh, M. T., Donaldson, L. F., Lumb, B. M. Differential contributions of A- and C-nociceptors to primary and secondary inflammatory hypersensitivity in the rat. Pain. 156 (6), 1074-1083 (2015).
  5. Meyr, A. J., Steinberg, J. S. The physiology of the acute pain pathway. Clin Podiatr Med Surg. 25 (3), 305-326 (2008).
  6. Ardell, J. L. Heart failure: Mechanisms of spinal cord neuromodulation for heart disease. Nat Rev Cardiol. 13 (3), 127-128 (2016).
  7. Xi, H., et al. Continuous peripheral electrical nerve stimulation improves cardiac function via autonomic nerve regulation in MI rats. Heart Rhythm. 21 (10), 2010-2019 (2024).
  8. Cui, X., et al. Referred somatic hyperalgesia mediates cardiac regulation by the activation of sympathetic nerves in a rat model of myocardial ischemia. Neurosci Bull. 38 (4), 386-402 (2022).
  9. Li, X., et al. In vivo thoracic dorsal root ganglia (DRG) calcium imaging and ECG recording for studying reripheral nerve stimulation. J Vis Exp. (210), e67283(2024).
  10. Azhar, A., El-Bassossy, H. M. Pentoxifylline alleviates cardiac ischemia and dysfunction following experimental angina in insulin resistance. PLoS One. 9 (5), e98281(2014).
  11. Liu, X., Zhang, Q., Han, M., Du, J. Intrapericardial capsaicin and bradykinin induce different cardiac-somatic and cardiovascular reflexes in rats. Auton Neurosci. 198, 28-32 (2016).
  12. Metropolis, N., Ulam, S. The Monte Carlo method. J Am StatAssoc. 44 (247), 335-341 (1949).
  13. Coote, J. H., Chauhan, R. A. The sympathetic innervation of the heart: Important new insights. Auton Neurosci. 199, 17-23 (2016).
  14. Sun, X. Y., et al. Inhibitory effect of acupoint electrostimulation with different layers and intensities on muscular inflammatory pain and spinal WDR neuron activity. Zhen Ci Yan Jiu. 49 (2), 103-109 (2024).
  15. Duan-Mu, C. L., et al. Electroacupuncture-induced muscular inflammatory pain relief was associated with activation of low-threshold mechanoreceptor neurons and inhibition of wide dynamic range neurons in spinal dorsal horn. Front Neurosci. 15, 687173(2021).
  16. Davalos, D., Akassoglou, K. In vivo imaging of the mouse spinal cord using two-photon microscopy. J Vis Exp. (59), e2760(2012).
  17. Li, P. Neural mechanisms of the effect of acupuncture. International Congress Series. 1238, 71-77 (2002).
  18. Wu, X. L., et al. Acupuncture modulation of the ACE/Ang II/AT1R and ACE2/Ang(1-7)/MasR pathways in the rostral ventrolateral medulla reduces sympathetic output and prevents cardiac injury caused by SHR hypertension. Neuroreport. 35 (13), 839-845 (2024).
  19. Qin, C., Farber, J. P., Foreman, R. D. Gastrocardiac afferent convergence in upper thoracic spinal neurons: a central mechanism of postprandial angina pectoris. J Pain. 8 (6), 522-529 (2007).
  20. Yao, Y., et al. Cardiovascular baroreflex circuit moonlights in sleep control. Neuron. 110 (23), 3986-3999.e6 (2022).
  21. Liu, S., et al. Somatotopic organization and intensity dependence in driving distinct NPY-expressing sympathetic pathways by electroacupuncture. Neuron. 108 (3), 436-450.e7 (2020).
  22. Liu, S., et al. A neuroanatomical basis for electroacupuncture to drive the vagal-adrenal axis. Nature. 598 (7882), 641-645 (2021).
  23. Ma, Q. Somatotopic organization of autonomic reflexes by acupuncture. Curr Opin Neurobiol. 76, 102602(2022).
  24. Wang, J., et al. Spinal cord stimulation reduces cardiac pain through microglial deactivation in rats with chronic myocardial ischemia. Mol Med Rep. 24 (6), 835(2021).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Tags

Cardiac Locked NeuronsSpinal Dorsal HornElectroacupuncture ModulationNeuronal Activity RecordingMicroelectrode ArrayECG SynchronizationThoracic Spinal CordBradykinin StimulationAcupuncture PC6Spike Train Analysis

Related Articles