Tutaj przedstawiono protokół implantacji przeszczepu naczyniowego z wykorzystaniem inżynierii tkankowej do tętnicy szyjnej myszy za pomocą techniki mankietowej, dostarczając odpowiedniego modelu zwierzęcego do badania mechanizmów regeneracji tkanki naczyniowej.
Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.
Artykuł metodologiczny
Implantacja przeszczepu naczyniowego z wykorzystaniem inżynierii tkankowej w tętnicy szyjnej myszy za pomocą techniki mankietowej
W tym artykule
Podsumowanie
Streszczenie
Rozwój przeszczepów naczyniowych o małej średnicy był globalnym przedsięwzięciem, z licznymi grupami badawczymi przyczyniającymi się do rozwoju tej dziedziny. Doświadczenia na zwierzętach odgrywają kluczową rolę w ocenie skuteczności i bezpieczeństwa przeszczepów naczyniowych, szczególnie w przypadku braku zastosowań klinicznych. W porównaniu z alternatywnymi modelami zwierzęcymi, model implantacji myszy oferuje kilka zalet, w tym dobrze zdefiniowane tło genetyczne, dojrzałą metodę budowy modelu choroby i prosty zabieg chirurgiczny. Opierając się na tych zaletach, w niniejszym badaniu opracowano prostą technikę mankietową do implantacji przeszczepów naczyniowych za pomocą inżynierii tkankowej w tętnicy szyjnej myszy. Technika ta rozpoczęła się od wytworzenia polikaprolaktonu (PCL) przeszczepów naczyniowych o małej średnicy za pomocą wirowania elektrostatycznego, a następnie wysiewu makrofagów na przeszczepy poprzez adsorpcję perfuzyjną. Następnie komórkowe, zmodyfikowane tkankowo przeszczepy naczyniowe przeszczepiono do tętnicy szyjnej myszy przy użyciu techniki mankietu w celu oceny drożności i zdolności regeneracyjnych. Po 30 dniach od implantacji in vivo stwierdzono, że drożność naczyń jest zadowalająca, z dowodami na regenerację tkanek nowotworowych i utworzenie warstwy śródbłonka w świetle przeszczepów. Wszystkie dane zostały przeanalizowane za pomocą oprogramowania statystycznego i graficznego. W ramach tego badania udało się stworzyć model implantacji tętnicy szyjnej myszy, który można wykorzystać do zbadania komórkowych źródeł regeneracji naczyń krwionośnych i mechanizmów działania substancji czynnych. Ponadto stanowi teoretyczne wsparcie dla rozwoju nowatorskich przeszczepów naczyniowych o małej średnicy.
Wprowadzenie
Częstość występowania i śmiertelność chorób sercowo-naczyniowych wzrasta na całym świecie, stanowiąc poważny problem zdrowia publicznego1. Pomostowanie naczyniowe jest skuteczną interwencją w przypadku ciężkiej choroby niedokrwiennej serca i choroby naczyń obwodowych2. Stosowanie sztucznych przeszczepów naczyniowych o średnicy przekraczającej 6 mm zostało dobrze udokumentowane w warunkach klinicznych. I odwrotnie, osoby o średnicy poniżej 6 mm są podatne na zakrzepicę i przerost błony wewnętrznej, co może prowadzić do znacznego ryzyka restenozy3. Pomimo znacznych postępów w badaniach i rozwoju przeszczepów naczyniowych o małej średnicy w ostatnich latach, z kilkoma produktami zbliżającymi się do zastosowania klinicznego, nadal istnieje wiele wyzwań4,5. Należą do nich stosunkowo niski wskaźnik drożności długoterminowej, ograniczona regeneracja naczyń krwionośnych i niewystarczające zrozumienie mechanizmu regeneracji.
Przedkliniczna ocena nowych przeszczepów naczyniowych o małej średnicy opiera się na implantacji in vivo w różnych modelach zwierzęcych. Najczęściej używane modele obejmują modele implantacji tętnicy szyjnej owcy, tętnicy udowej psa, tętnicy szyjnej królika i implantacji tętnicy brzusznej szczura6,7,8,9. Drożność przeszczepów naczyniowych można ocenić u średnich i dużych zwierząt, takich jak owce, świnie i psy. Badania te wiążą się jednak ze znacznymi kosztami ze względu na wymaganą wiedzę specjalistyczną i sprzęt. Dodatkowo ich złożoność techniczna stanowi wyzwanie do wdrożenia. Z kolei małe modele zwierzęce, takie jak króliki i szczury, nie mają dobrze ugruntowanych gatunków transgenicznych o jasno określonym pochodzeniu genetycznym, co stanowi poważną przeszkodę w badaniu mechanizmów regeneracji naczyń krwionośnych.
W porównaniu do wyżej wymienionych modeli zwierzęcych, model mysi oferuje stosunkowo prostą procedurę chirurgiczną, dobrze ugruntowaną metodologię generowania genetycznie modyfikowanych myszy oraz jasno określone tło genetyczne. Jednak mała średnica naczyń krwionośnych myszy sprawia, że zespolenie typu end-to-end w przeszczepie naczyniowym jest technicznie skomplikowane, wymaga znacznej wiedzy specjalistycznej i zapewnia stosunkowo niski wskaźnik sukcesu. Aby zmniejszyć złożoność procedury i poprawić wskaźnik powodzenia implantacji przeszczepu naczyniowego, w niniejszym badaniu zastosowano technikę mankietu w modelu implantacji tętnicy szyjnej myszy.
Po implantacji in vivo, przeszczepy naczyniowe mogą rekrutować endogenne komórki, które przyczyniają się do regeneracji tkanki naczyniowej. Obecność tych komórek ułatwia śródbłonek i regenerację warstwy mięśni gładkich przeszczepów. 10. Jednak źródło i typ komórek biorących udział w regeneracji tkanki naczyniowej pozostają niejasne, a wiele konkurencyjnych teorii jest w trakcie badania11. Wśród nich badania koncentrowały się na roli komórek zapalnych i macierzystych. Breuer i wsp. posadzili monocyty pochodzące z ludzkiego szpiku kostnego (hBMC) na przeszczepach naczyniowych i odkryli, że wysiewane komórki rekrutują komórki gospodarza do ściany przeszczepu poprzez uwalnianie białka chemoatraktantu monocytów-1 (MCP-1), promując w ten sposób regenerację tkanki naczyniowej12. W tym badaniu zaproponowano skuteczną metodę wysiewu komórek adsorpcji perfuzyjnej, którą z powodzeniem zastosowano do wysiewu makrofagów na przeszczepy naczyniowe o małej średnicy z polikaprolaktonu (PCL). Po implantacji komórki te wykazywały trwałą żywotność.
Ten artykuł szczegółowo opisuje metodologię przygotowania przeszczepów naczyniowych metodą inżynierii tkankowej oraz procedury implantacji tętnicy szyjnej u myszy przy użyciu techniki mankietowej. Proces rozpoczyna się od wytworzenia przeszczepów naczyniowych PCL o małej średnicy o określonych parametrach za pomocą wirowania elektrostatycznego. Następnie przeszczepy uznane za nadające się do implantacji poddawane są testom mechanicznym. Makrofagi są następnie wysiewane na przeszczepy naczyniowe metodą adsorpcji perfuzyjnej. Na koniec przeszczepy naczyniowe wysiane makrofagami są wszczepiane do tętnicy szyjnej myszy za pomocą techniki mankietowej, a drożność i właściwości regeneracyjne są analizowane po miesiącu implantacji in vivo.
Ta technika ma potencjał do zwiększenia skuteczności i skuteczności przeszczepów naczyniowych w modelach mysich. Co więcej, model może być wykorzystany do zbadania mechanizmów leżących u podstaw źródeł komórkowych, kluczowych genów i aktywnych czynników w regeneracji naczyń krwionośnych, zapewniając teoretyczne i metodologiczne wsparcie dla funkcjonalnej modyfikacji i rozwoju nowych przeszczepów naczyniowych o małej średnicy.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Protokół
Wszystkie procedury na zwierzętach zostały zatwierdzone przez Komitet Etyczny ds. Eksperymentów na Zwierzętach Instytutu Medycyny Radiacyjnej, Chińskiej Akademii Nauk Medycznych, i były zgodne z Wytycznymi dotyczącymi opieki i użytkowania zwierząt laboratoryjnych. W badaniu wykorzystano samce myszy C57BL/6 w wieku 8-10 tygodni o masie ciała 25-30 g. Szczegółowe informacje na temat odczynników i sprzętu użytego w tym badaniu są wymienione w Tabeli materiałów.
1. Wytwarzanie przeszczepów naczyniowych o małej średnicy
UWAGA: Wytwarzaj przeszczepy naczyniowe PCL o małej średnicy, korzystając z techniki elektroprzędzenia13.
- Przygotować roztwory PCL o stężeniu 10%, 15% i 20% (w/v) w heksafluoroizopropanolu (HFIP) w temperaturze pokojowej (RT) przez 12 godzin.
- Załadować roztwory PCL do strzykawki o pojemności 10 ml i umieścić strzykawkę za pomocą igły ze stali nierdzewnej o sile 21 G.
- Umieść trzpień ze stali wolframowej (o średnicy 0.7 mm, długości 20 cm) na przyrządzie do zbierania.
- Wykonaj dziewięć grup przeszczepów naczyniowych PCL za pomocą techniki elektroprzędzenia. Podłącz zasilacz wysokonapięciowy do igły. Umieścić pręt ze stali wolframowej o średnicy wewnętrznej 0,7 mm w stałej odległości przed igłą jako urządzenie odbiorcze.
UWAGA: Opis grup przeszczepów naczyniowych znajduje się w Tabeli 1, a parametry przeszczepów naczyniowych są szczegółowo opisane w Tabeli 2. - Sfabrykowane przeszczepy naczyniowe należy poddać procesowi ewakuacji. Umieść przeszczepy naczyniowe w piecu do suszenia próżniowego na 72 godziny, aby usunąć pozostałości rozpuszczalników.
- Wysterylizuj przeszczepy, zanurzając je w alkoholu medycznym na 30 minut i wystawiając na działanie światła UV przez noc.
- Obserwuj mikroskopową morfologię przeszczepów naczyniowych za pomocą skaningowego mikroskopu elektronowego (SEM). Przymocuj przeszczepy naczyniowe do etapu próbki SEM za pomocą kleju przewodzącego i umieść je w urządzeniu do napylania złota w celu powlekania.
- Obserwować strukturę i morfologię włókien przeszczepów naczyniowych za pomocą SEM przy napięciu przyspieszającym 15 kV. Zmierz średnicę włókna i wielkość porów na podstawie obrazów SEM (n = 5) za pomocą oprogramowania ImageJ.
- Oceń właściwości mechaniczne (właściwości rozciągające i elastyczne) przeszczepów naczyniowych za pomocą maszyny do prób rozciągania. Zacisnąć górny i dolny koniec przeszczepu naczyniowego za pomocą stałych zacisków oddalonych od siebie o 1 cm.
- Rozciągnąć przeszczep naczyniowy z prędkością 10 mm/min aż do pęknięcia. Zbierz krzywą naprężenie-odkształcenie z maszyny do prób rozciągania.
- Oblicz parametry mechaniczne, w tym maksymalne obciążenie (2-15 N), naprężenie przy zerwaniu (5-30 MPa), odkształcenie przy zerwaniu (200%-1500%) i moduł sprężystości (1-20 MPa)14.
- Wykonuj analizy statystyczne za pomocą oprogramowania statystycznego i do tworzenia wykresów. Wyraż dane jako średnią ± odchylenie standardowe. Analizuj i porównuj różnice jednowymiarowe między wieloma grupami za pomocą testu post hoc Tukeya w jednoczynnikowej ANOVA. *P < 0,05, **P < 0,01, ***P < 0,001.
2. Wysiewanie makrofagów na przeszczepy naczyniowe
UWAGA: Upewnij się, że wszystkie roztwory i materiały są sterylne. Przeprowadzaj wszystkie operacje w pomieszczeniu do hodowli komórkowych.
- Hodowla RAW264.7 (makrofag monocytów myszy) w kolbach w warunkach przylegania (Rysunek 1A). Przygotować pożywkę do hodowli komórkowych przy użyciu kompletnej zmodyfikowanej pożywki Eagle's Medium (DMEM) firmy Dulbecco, uzupełnionej 1% penicyliny-streptomycyny i 10% płodowej surowicy bydlęcej. Umieścić kolby w inkubatorze o temperaturze 37 °C zawierającym 5% dwutlenku węgla.
- Zbierz makrofagi za pomocą skrobaka do komórek. Wyrzucić pożywkę za pomocą pipety o pojemności 1 ml i przemyć komórki PBS.
- Dodać 2 ml świeżej pożywki do kolby hodowlanej i delikatnie zeskrobać powierzchnię za pomocą skrobaka do komórek. Zebrane komórki przenieść do probówki i odwirować przy 1 000 x g przez 5 minut w temperaturze pokojowej. Zawiesić 5 × 106 komórek w 100 μl kompletnego podłoża.
- Umieścić przeszczep naczyniowy PCL (o długości 1 cm) w probówce o pojemności 15 ml wypełnionej DMEM i odwirować przy 4 000 x g przez 5 minut. Powtórz ten proces kilka razy, aż przeszczep opadnie na dno probówki, zapewniając całkowitą infiltrację materiału DMEM.
- Przygotuj 10 cm szalkę Petriego wyłożoną warstwą bibuły filtracyjnej. Umieść zwilżony przeszczep naczyniowy PCL na bibule filtracyjnej i zwiń go w celu usunięcia nadmiaru pożywki.
- Pobrać 10 μl zawiesiny komórkowej za pomocą pipety o pojemności 10 μl i wstrzyknąć ją na jeden koniec przeszczepu naczyniowego. Obrócić przeszczep naczyniowy nad bibułą filtracyjną, aby ułatwić równomierne rozprowadzenie zawiesiny. Wstrzyknąć każdy koniec pięć razy, co daje w sumie dziesięć wstrzyknięć (Rysunek 1B, C).
- Umieścić przeszczep naczyniowy obciążony makrofagami na 24-dołkowej płytce zawierającej 1 ml kompletnej pożywki i inkubować przez 2 godziny w inkubatorze do hodowli komórkowych przed implantacją.
- Określ rozmieszczenie komórek w ścianie przeszczepu. Osadź przeszczep naczyniowy obciążony makrofagami w związku optycznej koherentnej tomografii (OCT) do kriosekcji. Wybarwić jądra komórek 4',6-diamidyno-2-fenyloindolem (DAPI) i obserwować pod mikroskopem fluorescencyjnym.
3. Model implantacji tętnicy szyjnej myszy
UWAGA: Utrzymuj sterylne miejsce do zabiegów na zwierzętach. Przed zabiegiem wysterylizuj wszystkie narzędzia chirurgiczne i jednorazówki.
- Wybierz trzy zdrowe samce myszy C57BL/6, z których każda waży 25-30 g. Wszczep jeden przeszczep naczyniowy każdemu zwierzęciu, co daje w sumie trzy przeszczepy.
- Zbuduj mankiety z nylonowej rurki (Rysunek 2A) i przedstaw schemat ideowy techniki mankietu naczyniowego w Rysunek 2B.
- Znieczulenie myszy należy poprzez dootrzewnowe wstrzyknięcie pentobarbitalu sodu w stężeniu 50 mg/kg (zgodnie z instytucjonalnie zatwierdzonymi protokołami). Potwierdź głębokość znieczulenia przez uszczypnięcie palca u nogi. Zapewnij wsparcie termiczne (poduszka grzewcza o temperaturze 37 °C) i nałóż maść okulistyczną z wazeliną na oczy, aby zapobiec wysuszeniu podczas znieczulenia.
- Ustaw mysz w pozycji leżącej na stole operacyjnym i usuń włosy na szyi. Zdezynfekuj skórę kilka razy naprzemiennymi rundami jodoforu i alkoholu. Przykryj obszar niechirurgiczny sterylną gazą, aby utrzymać sterylne środowisko (Rysunek 3A).
- Za pomocą ostrza chirurgicznego wykonaj nacięcie w linii środkowej (1,5-2 cm długości) od żuchwy do mostka. Podnieś lewe gruczoły ślinowe i wytnij lewy mięsień obojczykowo-sutkowy, aby zwiększyć pole widzenia operacji. Odsłoń lewą tętnicę szyjną wspólną za pomocą mikropęsety (Ryc. 3B).
- Odizoluj lewą tętnicę szyjną za pomocą mikrokleszczyków (Rysunek 3C).
- Podwiązać tętnicę szyjną w dwóch miejscach w środkowej części za pomocą szwu 9-0. Przeciąć tętnicę między dwiema ligaturami za pomocą mikronożyczek. Przełóż mankiet przez tętnice na każdym końcu i zabezpiecz tętnicę i mankiet razem za pomocą klipsów tętniczych (Rysunek 3D).
- Obróć tętnicę na zewnątrz, aby zakryć korpus mankietu i przymocuj ją do mankietu za pomocą szwu 9-0 z mikrokleszczami (Rysunek 3E).
- Wszczepić przeszczep naczyniowy między dwoma końcami tętnicy szyjnej, przesuwając końce przeszczepu po mankiecie tętnicy i zabezpieczając je szwami 9-0 (Rysunek 3F).
UWAGA: Dane wymiarowe mankietu, tętnicy szyjnej i przeszczepu naczyniowego przedstawiono w tabeli 3. Chociaż średnice przeszczepu i mankietu są ściśle zbliżone do średnic tętnic szyjnych myszy, istnieje niezgodność między średnicą światła zespolenia a średnicą przeszczepu. Średnicę światła zespolenia oblicza się, odejmując dwukrotność grubości ściany tętnicy szyjnej (0,1 mm) od wewnętrznej średnicy mankietu (0,5 mm), co daje średnicę światła 0,3 mm. Przeszczep naczyniowy ma średnicę wewnętrzną 0,7 mm, co prowadzi do niedopasowania około 2,3 razy (0,7 mm / 0,3 mm = 2,3). - Usuń klipsy tętnicze na obu końcach i przepłucz miejsce implantacji solą fizjologiczną. Oceń drożność przeszczepu naczyniowego, obserwując dystalną pulsację tętnic (Rysunek 3G).
- Zmień położenie lewego gruczołu ślinowego i zamknij pole operacyjne za pomocą szwów 6-0 (Rysunek 3H).
4. Opieka i analiza pozabiegowa
- Przenieść mysz do inkubatora o temperaturze 37 °C i stale monitorować jej parametry życiowe, aż do momentu odzyskania przytomności.
- Podawać 5 mg/kg ketoprofenu przezotrzewnowo 30 minut przed rozpoczęciem zabiegu. Następnie, bezpośrednio po zakończeniu szycia, wstrzyknąć podskórnie 0,1 mg/kg butorfanolu i powtarzać co 8 godzin przez 24 godziny.
- Monitoruj mysz w okresie rekonwalescencji i nie zwracaj jej do mieszkania grupowego, dopóki w pełni nie wyzdrowieje.
- Znieczulenie myszy należy przeprowadzić miesiąc po implantacji i pobrać próbki przeszczepu naczyniowego do analizy histologicznej9.
- Przeprowadzić eutanazję poprzez uduszenie CO2 , a następnie zwichnięcie szyjki macicy zgodnie z wytycznymi etycznymi.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Wyniki
Z powodzeniem przygotowano protezy naczyniowe o małej średnicy o różnych parametrach poprzez elektroprzędzenie. Obrazy SEM wykazały, że włókna były rozmieszczone równomiernie i tworzyły nieregularną strukturę w obrębie ściany przeszczepu, z obecnością struktur porowatych (Rycina 4). Wraz ze wzrostem stężenia PCL zwiększała się zarówno średnica włókien, jak i wielkość porów. Konkretne wartości dla każdej grupy protez naczyniowych przedstawiono w Tabela 2Wyniki badań ...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Dyskusja
Zastosowanie techniki mankietowej do wszczepiania przeszczepów naczyniowych za pomocą inżynierii tkankowej w tętnicy szyjnej myszy stanowi znaczący postęp w badaniach nad układem sercowo-naczyniowym15. Kluczowe etapy tej techniki obejmują wysiew komórek i implantację przeszczepu. W badaniu tym zastosowano podejście oparte na adsorpcji perfuzyjnej w celu zwiększenia gęstości wysiewu makrofagów w celu rozwiązania problemów związanych z niejednorodnym wysiewem komórek i niską żywotnością komórek. Ta ...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Oświadczenia
Autorzy nie mają sprzecznych interesów finansowych.
Podziękowania
Finansowanie tego badania zostało zapewnione przez projekty Narodowej Fundacji Nauk Przyrodniczych Chin (nr 32101098, 32071356 i 82272158) oraz Fundusz Innowacji CAMS dla Nauk Medycznych (nr 2022-I2M-1-023).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Materiały
| Nazwa | Firma | Numer katalogowy | Komentarze |
|---|---|---|---|
| 1% penicylina-streptomycyna | Solarbio | P1400 | |
| 10% płodowa surowica bydlęca | Gibco | A5256701 | |
| 4% paraformaldehyd | Solarbio | P1110 | |
| 4',6-diamidino-2-fenyloindol (DAPI) | SouthernBiotech | 0100-20 | |
| Alkohol | Tianjin Chemical Reaggent Company | 1083 | |
| Przeciwciało przeciw myszom CD31 primary | BD Bioscience | 553370 | |
| Klipsy tętnicze | RWD Life Science | R31005-06 | |
| C57BL/6 | myszy Beijing Vital River Laboratory Animal Technology Company | ||
| Zmodyfikowane podłoże orła (DMEM) | Gibco | 11966025 | |
| Elektrostatyczna maszyna przędzalnicza | Yunfan Technology | DP30 | |
| Koza anty-szczurza IgG (Alexa Fluor 555) | Invitrogen | A-21434 | |
| Hematoksylina i eozyna (H& E) | Solarbio | G1120 | |
| Heksafluoroizopropanol (HFIP) | McClean | H811026 | |
| Jodofor | LIRCON | V273068 | |
| Mikronożyczki | Świat Instrumenty precyzyjne | 14124 | |
| Mikropęsety | Światowe instrumenty precyzyjne | 500338 | |
| Normalna surowica kozia | Boster AR0009 | ||
| Sól fizjologiczna normalna | Cisen Firma farmaceutyczna | H20113369 | |
| Nylonowa rurka do mankietu | Portex | ||
| Optymalna temperatura cięcia (OCT) | Sakara | 4583 | |
| Pentobarbital sodu | Sigma | P3761 | |
| Sól fizjologiczna buforowana fosforanem (PBS) | Solarbio | P1003 | |
| Poli(ε- kaprolakton) (PCL) granulki (Mn = 80 000) | Makrofagi Sigma | 704067 | |
| RAW264.7 | Biyuntian Biotechnology | ||
| Skaningowy mikroskop elektronowy (SEM) | Zeiss | PHENOM-XL-G2 | |
| Szwy chirurgiczne 6-0 | Fabryka mikroaparatów Ningbo Chenghe | 220919 | |
| Szwy chirurgiczne 9-0 | Fabryka mikroaparatów Ningbo Chenghe | 221006 | |
| Strzykawka | Changqiang Urządzenia medyczne | 0197 | |
| Maszyna do prób rozciągania | Instron | WDW-5D |
Bibliografia
- Adhikary, D., Barman, S., Ranjan, R., Stone, H. A systematic review of major cardiovascular risk factors: A growing global health concern. Cureus. 14 (10), e30119(2022).
- Alexander, J. H., Smith, P. K. Coronary-artery bypass grafting. N Engl J Med. 374 (20), 1954-1964 (2016).
- Jeong, Y., Yao, Y., Yim, E. K. F. Current understanding of intimal hyperplasia and effect of compliance in synthetic small diameter vascular grafts. Biomater Sci. 8 (16), 4383-4395 (2020).
- Lawson, J. H., et al. Bioengineered human acellular vessels for dialysis access in patients with end-stage renal disease: Two phase 2 single-arm trials. Lancet. 387 (10032), 2026-2034 (2016).
- Kirkton, R. D., et al. Bioengineered human acellular vessels recellularize and evolve into living blood vessels after human implantation. Sci Transl Med. 11 (485), eaau6934(2019).
- Wang, C., Li, Z., Zhang, L., Sun, W., Zhou, J. Long-term results of triple-layered small diameter vascular grafts in sheep carotid arteries. Med Eng Phys. 85, 1-6 (2020).
- Tanaka, T., et al. Evaluation of small-diameter silk vascular grafts implanted in dogs. JTCVS Open. 6, 148-156 (2021).
- Jin, X., et al. Preparation of small-diameter tissue-engineered vascular grafts electrospun from heparin end-capped PCL and evaluation in a rabbit carotid artery replacement model. Macromol Biosci. 19 (8), e1900114(2019).
- Xiao, Y., et al. Fabrication of small-diameter in situ tissue engineered vascular grafts with core/shell fibrous structure and a one-year evaluation via rat abdominal vessel replacement model. Biomater Adv. 165, 214018(2024).
- Wei, Y., Wang, F., Guo, Z., Zhao, Q. Tissue-engineered vascular grafts and regeneration mechanisms. J Mol Cell Cardiol. 165, 40-53 (2022).
- Cleary, M. A., et al. Vascular tissue engineering: The next generation. Trends Mol Med. 18 (7), 394-404 (2012).
- Roh, J. D., et al. Tissue-engineered vascular grafts transform into mature blood vessels via an inflammation-mediated process of vascular remodeling. Proc Natl Acad Sci U S A. 107 (10), 4669-4674 (2010).
- Wang, Z., et al. The effect of thick fibers and large pores of electrospun poly(ε-caprolactone) vascular grafts on macrophage polarization and arterial regeneration. Biomaterials. 35 (22), 5700-5710 (2014).
- Wu, Y., et al. Peptide-tethered vascular grafts enable blood vessel regeneration via endogenous cell recruitment and neovascularization. Compos B Eng. 252, 110504(2023).
- Hu, Y., Xu, Q. Vessel graft atherosclerosis in murine models. Curr Drug Targets. 9 (3), 239-250 (2008).
- Qin, K., et al. Implantation of electrospun vascular grafts with optimized structure in a rat model. J Vis Exp. (136), e57340(2018).
- Geelhoed, W. J., et al. A novel method for engineering autologous non-thrombogenic in situ tissue-engineered blood vessels for arteriovenous grafting. Biomaterials. 229, 119577(2020).
- Wu, P., et al. Construction of vascular graft with circumferentially oriented microchannels for improving artery regeneration. Biomaterials. 242, 119922(2020).
- Vasquez, E. C., Peotta, V. A., Gava, A. L., Pereira, T. M., Meyrelles, S. S. Cardiac and vascular phenotypes in the apolipoprotein e-deficient mouse. J Biomed Sci. 19 (1), 22(2012).
- Garcia, V., Sessa, W. C. Endothelial nos: Perspective and recent developments. Br J Pharmacol. 176 (2), 189-196 (2019).
- He, L., et al. Enhancing the precision of genetic lineage tracing using dual recombinases. Nat Med. 23 (12), 1488-1498 (2017).
- Wang, F., et al. Nitric oxide improves regeneration and prevents calcification in bio-hybrid vascular grafts via regulation of vascular stem/progenitor cells. Cell Rep. 39 (12), 110981(2022).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Przedruki i uprawnienia
