Artykuł metodologiczny

Zmodyfikowany mysi model tętniaka wewnątrzczaszkowego oparty na zmianach hemodynamicznych i nadciśnieniu tętniczym

DOI:

10.3791/68087

⸱

21 lutego 2025

 ,  ,  ,  , 
1Department of Neurosurgery, Renji Hospital, Shanghai Jiaotong University School of Medicine, 2Department of Neurosurgery, The Second Affiliated Hospital, Guangzhou Medical University, 3Department of Neurosurgery, Zaozhuang Municipal Hospital, 4Department of Neurosurgery, the Affiliated Hospital of Guizhou Medical University

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Tętniak wewnątrzczaszkowy (IA) został skonstruowany u myszy przy użyciu czynników ryzyka nadciśnienia i zmian hemodynamicznych. Zmiany hemodynamiczne były indukowane przez podwiązanie gałęzi tętnicy szyjnej, natomiast nadciśnienie tętnicze uzyskiwano przez podwiązanie tylnych gałęzi tętnicy nerkowej. Powstawanie IA wykryto za pomocą angiografii rezonansu magnetycznego, stereomikroskopii i analizy patologicznej.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Tętniak wewnątrzczaszkowy (IA) stanowi poważne zagrożenie dla zdrowia ze względu na zachorowalność i śmiertelność związaną z pęknięciem tętniaka. Jednak mechanizmy molekularne leżące u podstaw rozwoju IA pozostają niejasne i wymagany jest odpowiedni model myszy. Mysi model IA ustalono poprzez podwiązanie tętnicy skrzydłowo-podniebiennej (PPA) w celu wywołania addytywnych zmian hemodynamicznych w połączeniu z indukcją nadciśnienia. U samców myszy C57BL/6 naczynia, w tym prawa PPA, tętnica szyjna zewnętrzna (ECA), tętnica potyliczna (OcA) i lewa przeciwległa tętnica szyjna wspólna (CCA), podwiązano w celu wywołania zmian hemodynamicznych. Tydzień później obustronne tylne gałęzie tętnicy nerkowej (pRA) zostały podwiązane i wprowadzono dietę 8% solną w celu wywołania nadciśnienia. Angiografię rezonansu magnetycznego (MRA), stereomikroskopię i barwienie immunohistochemiczne (IHC) przeprowadzono w celu oceny zmian morfologicznych i patologicznych w IA trzy miesiące po indukcji. W grupie eksperymentalnej cztery myszy zmarły po początkowej indukcji. IA w różnych lokalizacjach wykryto u pięciu z jedenastu pozostałych myszy. Zarówno badania mikroskopowe, jak i MRA potwierdziły powstanie IA. Analizy patologiczne i IHC wykazały przerwanie wewnętrznej blaszki elastycznej, odłączenie włókien kolagenowych i infiltrację makrofagów M1 CD86-dodatnich, co jest zgodne z wynikami obserwowanymi w ludzkim IA. Ten mysi model IA replikuje zmiany patologiczne obserwowane w próbkach ludzkich i może służyć jako cenne narzędzie do badania molekularnych mechanizmów powstawania i progresji IA.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Częstość występowania tętniaka wewnątrzczaszkowego (IA) szacuje się na 3,2% populacji ogólnej1. IA stanowi poważne zagrożenie dla zdrowia ze względu na wysoką zachorowalność i śmiertelność. IA jest złożonym i wielowymiarowym stanem patologicznym, na który wpływają zmiany hemodynamiczne, stan zapalny i przebudowa naczyń krwionośnych2,3. Zmiany hemodynamiczne i nadciśnienie tętnicze są związane z powstawaniem i progresją tętniaków4,5. IA często występuje w rozwidleniach mózgowia z podwyższonym hemodynamicznym naprężeniem ścinającym6, a bifurkacje o wąskich kątach są identyfikowane jako czynniki ryzyka rozwoju IA u ludzi7. Pomimo postępów w leczeniu wewnątrznaczyniowym i strategiach chirurgicznych, krwotok podpajęczynówkowy spowodowany pęknięciem IA pozostaje katastrofalny. Dlatego badanie metod leczenia farmakologicznego jest obiecującym podejściem do zapobiegania pęknięciu tętniaka8. Jednak mechanizmy leżące u podstaw patologicznego powstawania i progresji IA pozostają niejasne. Opracowanie odpowiedniego mysiego modelu powstawania i progresji IA, opartego na czynnikach ryzyka u ludzi, ma kluczowe znaczenie dla odkrycia mechanizmów leżących u podstaw i zidentyfikowania potencjalnych celów terapeutycznych. Badanie to ma na celu skonstruowanie modelu powstawania IA bez pękania u myszy, który naśladuje cechy ludzkiego IA.

Koło Willisa (CW) łączy i komunikuje się z prawą tętnicą szyjną wewnętrzną (ICA), lewą ICA i obustronnymi tętnicami kręgowo-podstawnymi. CW służy jako mechanizm kompensacyjny w przypadkach niedrożności lub zwężenia ICA lub tętnicy kręgowej9. Tętnica skrzydłowo-podniebienna (PPA) to gałąź ICA, która dostarcza krew do zewnętrznej części mózgu10. W oparciu o funkcję kompensacyjną CW, okluzja PPA zwiększa przepływ krwi w ICA. Połączenie podwiązania lewej tętnicy szyjnej wspólnej (CCA), prawej tętnicy szyjnej zewnętrznej (ECA) i tętnicy potylicznej (OcA) powoduje zwiększony przepływ krwi w CW, szczególnie w zwężonych kątach, prowadząc do zmian hemodynamicznych. W tym modelu dopływ krwi do mózgu jest wspomagany przez tętnicę kręgowo-podstawną i prawą ICA. Podwiązanie PPA nie przyczyniło się do śmiertelności u myszy11.

Aby wywołać model IA oparty na wstrzyknięciu elastazy, nadciśnienie zostało wywołane przez uwolnienie angiotensyny-II (Ang-II) za pomocą pompy Alzet lub octanu deoksykortykosteronu (DOCA)-soli12,13. W doświadczeniach z udziałem dużej liczby zwierząt należy wziąć pod uwagę wysoki koszt stosowania preparatów Alzet i DOCA. Osiągnięte poziomy nadciśnienia tętniczego nie różniły się istotnie między podwiązaniem tylnej i dolnej odnogi obustronnych tętnic nerkowych lub tylko tylnych odgałęzień obustronnych tętnic nerkowych. Jednak poprzednie podejście skutkowało większą dysfunkcją nerek14. Dlatego podwiązanie obustronnych tylnych tętnic nerkowych (pRA) jest uważane za racjonalną metodę dla większości badaczy.

Elastaza została wstrzyknięta do płynu mózgowo-rdzeniowego w prawej cysternie bazowej za pomocą pojedynczego wstrzyknięcia stereotaktycznego12. Model IA oparty na iniekcji elastazy spowodował pęknięcie IA na poziomie 60%-80% trzy tygodnie po wstrzyknięciu15,16, co jest zbyt krótkie, aby badać powstawanie i rozwój IA. Ponadto nie ma dowodów sugerujących podwyższony poziom elastazy u ludzi podczas tworzenia IA. Ponadto wstrzyknięcie stereotaktyczne do prawej spłuczki wiąże się z wysoką śmiertelnością i niepełnosprawnością u myszy, co stanowi poważne wyzwanie dla nowicjuszy.

W tym badaniu, mysi model IA bez pęknięcia w ciągu trzech miesięcy został skonstruowany na podstawie ludzkich czynników ryzyka. Ten model eliminuje wysokie koszty związane z DOCA i Alzet. Co więcej, może być wykonywany tylko przy użyciu mikroskopu stereoskopowego i może być łatwo opanowany przez nowicjuszy.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wszystkie procedury operacyjne u myszy były zgodne z kryteriami Komitetu ds. Oceny Etyki i zostały zatwierdzone przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt Uniwersytetu Jiaotong w Szanghaju. Samce myszy C57BL/6 (8 tygodni, 20-25 g) trzymano w temperaturze 22 °C z cyklem 12 godzin/12 godzin światła/ciemności. Proces operacyjny jest pokazany w Rysunek 1A. Krótko mówiąc, u znieczulonych zwierząt lewa tętnica szyjna wspólna (CCA), prawa tętnica szyjna zewnętrzna (ECA), tętnica potyliczna (OcA) i tętnica skrzydłowo-podniebienna (PPA) zostały podwiązane w celu wywołania zmian hemodynamicznych. Nadciśnienie zostało następnie wywołane przez podwiązanie obustronnych tętnic nerkowych (bRA) tydzień po zainicjowaniu zmian hemodynamicznych, a zwierzęta karmiono dietą zawierającą 8% soli. Zmiany hemodynamiczne i powstawanie IA są przedstawione w Rysunek 1B. Szczegółowe informacje na temat odczynników i sprzętu użytego w tym badaniu znajdują się w Tabeli Materiałów.

1. Założenie mysiego UIA na podstawie zmian hemodynamicznych i nadciśnienia

UWAGA: Myszy były poszczone przez 12 godzin przed operacją. Narzędzia chirurgiczne sterylizowano poprzez moczenie ich w 70% alkoholu przez co najmniej 30 minut.

  1. Podać znieczulenie (zgodnie z instytucjonalnie zatwierdzonymi protokołami) za pomocą urządzenia do znieczulenia małych zwierząt z 2% inhalacją izofluranu w mieszaninieO2 (1 l/min) na podgrzewanej podkładce utrzymywanej w temperaturze 37 °C.
  2. Ligacja lewego CCA
    1. Wykonaj 1 cm liniowe nacięcie wzdłuż linii środkowej szyjki macicy. Wypreparuj tkankę podskórną i platysmę, aby odsłonić tchawicę.
    2. Odciągnij żyłę szyjną i zlokalizuj osłonkę tętnicy szyjnej wzdłuż tchawicy (Rysunek 2A i,ii). Oddziel lewe CCA od nerwu błędnego. Podwiązywać lewe CCA za pomocą jedwabnego szwu 6-0 (Ryc. 2A iii,iv).
  3. Ligacja właściwych ECA i OcA
    1. Odsłoń strukturę anatomiczną CCA, ICA, ECA, OcA, nerwu błędnego i nerwu podjęzykowego po prawej stronie. Podwiązywać prawy ECA za pomocą jedwabnego szwu 6-0 (Rysunek 2A iii,iv).
    2. Odizoluj OcA i podwiąż go za pomocą 8-0 szew jedwabny (Rysunek 2A v - viii). Odłącz OcA za pomocą dwóch prostych mikrokleszczyków.
      UWAGA: OcA, powstający proksymalnie z ECA, leży poniżej nerwu podjęzykowego (Rysunek 2A v - viii). Analiza OcA pomaga skutecznie ujawnić anatomię PPA.
  4. Zadbaj o odpowiednią umowę PPA
    1. Odizoluj nerw podjęzykowy od ICA. Umieść bawełnę chirurgiczną między nerwem podjęzykowym a ICA, aby chronić nerw przed uszkodzeniem związanym z zabiegiem.
    2. Wypreparuj tkankę okołonaczyniową wokół PPA za pomocą mikrokleszczy. Clamp PPA i tymczasowo lekko go pociągnij. Postaw 8-0 jedwabny szew między PPA i ICA do podwiązania PPA (Rysunek 2A ix,x).
    3. Podlifikuj PPA i utrzymuj wystarczającą odległość między miejscem podwiązania a początkiem PPA, aby zapewnić przepływ krwi w kręgu Willisa (Rysunek 2A x).
      UWAGA: Podstawowym wyzwaniem na tym etapie jest podwiązanie PPA w wyjątkowo ciasnej przestrzeni operacyjnej bez uszkadzania nerwów obwodowych i struktur naczyniowych. Unikaj uciskania tchawicy podczas ekspozycji na PPA.
  5. Finalizowanie operacji
    1. Wysterylizuj pole operacyjne jodonem powidonu i zszyj ranę. Monitoruj myszy, aż wyzdrowieją ze znieczulenia.
  6. Wywołują nadciśnienie tętnicze
    1. Wykonaj nacięcie linii środkowej o długości 2 cm na poziomie 12. kręgu z tyłu. Przetnij mięśnie grzbietowe, aby odsłonić nerkę. Zacisnąć tkankę tłuszczową wokół nerki za pomocą kleszczy i przymocować nerkę do nacięcia mięśniowego (Rysunek 2B i,ii).
    2. Odizoluj tkankę tłuszczową wokół szypułki nerkowej. Zidentyfikuj pRA w bliskim kontakcie z żyłą nerkową (Rysunek 2B iii,iv). Zaciśnij pRA i pociągnij go do góry za pomocą prostych mikrokleszczyków. Wypreparuj powięź między pRA a żyłą nerkową za pomocą innych mikrokleszczyków (Rysunek 2B v,vi).
      UWAGA: Należy zachować ostrożność, aby zapobiec uszkodzeniu żyły nerkowej, które może prowadzić do katastrofalnego krwawienia.
    3. Podwiązywać pRA za pomocą jedwabnego szwu 6-0 (Rysunek 2B vii,viii). Bezpośrednio po podwiązaniu obserwuj powstawanie ognisk niedokrwiennych w górnej części nerki (Rysunek 2B ix,x). Zszyj nacięcia mięśni i skóry.

2. Badanie IA za pomocą MRA i stereomikroskopu

  1. Wykonaj angiografię rezonansu magnetycznego (TOF) 7,0 T (MRA) trzy miesiące po indukcji tętniaka, aby ocenić powstawanie IA.
    1. Eutanazja myszy poprzez wykrwawienie i zwichnięcie szyjki macicy po znieczuleniu izofluranem (zgodnie z instytucjonalnie zatwierdzonymi protokołami). Wykryj IA pod mikroskopem stereoskopowym, jak wcześniej zgłoszono17.
    2. Napełnij próbki schłodzonym PBS, a następnie 4% paraformaldehydem, a następnie Microfilem, aby uwidocznić naczynia i tętniaki.
    3. Zdefiniuj tętniaka jako wybrzuszenie na zewnątrz 1,5 raza większe niż tętnica macierzysta, zaobserwowane przez dwóch niezależnych neurochirurgów8,18.

3. Analizy histologiczne i immunohistochemiczne

  1. Wyizoluj kręgi Willisa pod mikroskopem. Utrwal próbki za pomocą 4% paraformaldehydu w temperaturze 4 °C przez 24 h19.
  2. Próbki należy przetworzyć na frakcje parafinowe i zamrożone w celu barwienia histologicznego i immunofluorescencyjnego. Zabarwić skrawki parafinowe barwnikami EVG i Masson zgodnie z instrukcjami producenta19.
  3. Inkubować skrawki parafiny z roztworem blokującym, aby zminimalizować niespecyficzne wiązanie.
  4. Inkubować skrawki z pierwszorzędowymi przeciwciałami przeciwko CD86 przez noc w temperaturze 4 °C. Po inkubacji z przeciwciałem drugorzędowym, rozwinąć brązowy kolor, reagując skrawki z DAB20.
  5. Wykonaj barwienie przeciwstawne za pomocą hematoksyliny i zamontuj sekcje za pomocą wodnego roztworu montażowego20.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Tempo powstawania IA
W grupie eksperymentalnej (n = 15) 2 myszy zmarły w ciągu pierwszego tygodnia po początkowej procedurze z nieznanych przyczyn. Jedna mysz zmarła z powodu infekcji rany pleców trzeciego dnia po drugim zabiegu, a druga zmarła w 38 dniu z nieznanych przyczyn, bez wykrycia tętniaków. W grupie kontrolnej (n = 5) wszystkie 5 myszy przeżyło do momentu uśmiercenia. Wśród myszy, które przeżyły w grupie eksperymentalnej (n = 11), skurczowe ciśnienie krwi po trzech miesiącach od indukcji by...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

W pracy przedstawiono zmodyfikowane podejście do konstruowania mysiego modelu IA poprzez ligację PPA w celu wywołania addytywnych zmian hemodynamicznych w połączeniu z nadciśnieniem tętniczym. Obrazowanie MRA i analiza mikroskopowa wykazały istotne zmiany tętniakowe w okręgu Willisa. Patologiczne zmiany zaobserwowane w tym modelu są zgodne z tymi znalezionymi w próbkach ludzkich. Ten mysi model może służyć jako cenne narzędzie do badania mechanizmów molekularnych leżących u podstaw powstawania i rozwoju IA.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Manuskrypt został przeczytany i zatwierdzony przez wszystkich wymienionych autorów, nie ma też innych osób, które spełniały kryteria autorstwa, ale nie są wymienione. Autorzy nie pozostają w konflikcie interesów związanym z manuskryptem, a także nie przewidziano znaczącego wsparcia finansowego dla tej pracy, które mogłoby wpłynąć na jej wynik. Fundatorzy nie byli zaangażowani w gromadzenie danych, analizę danych ani pisanie dokumentów. Manuskrypt nie był wcześniej publikowany online ani w druku, w tym w czasopismach, na stronach internetowych lub blogach.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

To badanie było wspierane przez National Facility for Translational Medicine (Shanghai TMSK-2021-147), Shanghai Renji Hospital Research Project (RJTJ-QT-007) oraz China Postdoctoral Science Foundation (Numer certyfikatu: 2024M760658).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Angiografia rezonansu magnetycznego 7,0 TBrukerBioSpec 70/20 
Myszy C57BL/6Charles River Laboratoriespłeć: samiec
przeciwciało CD86CST91882
Elastic Van Gieson (EVG) stainSolarbioG1597
MassonSolarbioG1340
Micro kleszczShanghai Jinzhong Instrument Company
MicrofilFlow Tech Inc.MV-120
Aparat do znieczulania małych zwierząt  Mikroskop stereoskopowy RWDR500
Shanghai Optical Instrument CompanyXYH-6B
SzewShanghai Jinhuan Medical Company6-0, 8-0

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Vlak, M. H., Algra, A., Brandenburg, R., Rinkel, G. J. Prevalence of unruptured intracranial aneurysms, with emphasis on sex, age, comorbidity, country, and time period: A systematic review and meta-analysis. Lancet Neurol. 10 (7), 626-636 (2011).
  2. Turjman, A. S., Turjman, F., Edelman, E. R. Role of fluid dynamics and inflammation in intracranial aneurysm formation. Circulation. 129 (3), 373-382 (2014).
  3. Shikata, F., et al. Potential influences of gut microbiota on the formation of intracranial aneurysm. Hypertension. 73 (2), 491-496 (2019).
  4. Penn, D. L., Komotar, R. J., Sander Connolly, E. Hemodynamic mechanisms underlying cerebral aneurysm pathogenesis. J Clin Neurosci. 18 (11), 1435-1438 (2011).
  5. Vlak, M. H., Rinkel, G. J., Greebe, P., Algra, A. Independent risk factors for intracranial aneurysms and their joint effect: A case-control study. Stroke. 44 (4), 984-987 (2013).
  6. Alfano, J., et al. Intracranial aneurysms occur more frequently at bifurcation sites that typically experience higher hemodynamic stresses. Neurosurgery. 73 (3), 497-505 (2013).
  7. Idil Soylu, A., Ozturk, M., Akan, H. Can vessel diameters, diameter ratios, and vessel angles predict the development of anterior communicating artery aneurysms: A morphological analysis. J Clin Neurosci. 68, 250-255 (2019).
  8. Starke, R. M., et al. Critical role of TNF-alpha in cerebral aneurysm formation and progression to rupture. J Neuroinflammation. 11, 77(2014).
  9. Vrselja, Z., Brkic, H., Mrdenovic, S., Radic, R., Curic, G. Function of circle of Willis. J Cereb Blood Flow Metab. 34 (4), 578-584 (2014).
  10. Azedi, F., et al. Intra-arterial drug delivery to the ischemic brain in rat middle cerebral artery occlusion model. Bio Protoc. 9 (23), e3438(2019).
  11. Yoshimura, S., et al. Reliable infarction of the middle cerebral artery territory in C57BL/6 mice using pterygopalatine artery ligation and filament optimization - The PURE-MCAo model. J Cereb Blood Flow Metab. , (2024).
  12. Nuki, Y., et al. Elastase-induced intracranial aneurysms in hypertensive mice. Hypertension. 54 (6), 1337-1344 (2009).
  13. Tada, Y., et al. Roles of hypertension in the rupture of intracranial aneurysms. Stroke. 45 (2), 579-586 (2014).
  14. Eldawoody, H., et al. Simplified experimental cerebral aneurysm model in rats: Comprehensive evaluation of induced aneurysms and arterial changes in the circle of Willis. Brain Res. 1300, 159-168 (2009).
  15. Hosaka, K., Downes, D. P., Nowicki, K. W., Hoh, B. L. Modified murine intracranial aneurysm model: aneurysm formation and rupture by elastase and hypertension. J Neurointerv Surg. 6 (6), 474-479 (2014).
  16. Furukawa, H., et al. Mast cell promotes the development of intracranial aneurysm rupture. Stroke. 51 (11), 3332-3339 (2020).
  17. Dungan, C. M., et al. Deletion of SA beta-Gal+ cells using senolytics improves muscle regeneration in old mice. Aging Cell. 21 (1), e13528(2022).
  18. Miyamoto, T., et al. Site-specific elevation of interleukin-1beta and matrix metalloproteinase-9 in the Willis circle by hemodynamic changes is associated with rupture in a novel rat cerebral aneurysm model. J Cereb Blood Flow Metab. 37 (8), 2795-2805 (2017).
  19. Xu, C., et al. CD147 monoclonal antibody attenuates abdominal aortic aneurysm formation in angiotensin II-Infused apoE(-/-) mice. Int Immunopharmacol. 122, 110526(2023).
  20. Taube, J. M., et al. Multi-institutional TSA-amplified multiplexed immunofluorescence reproducibility evaluation (MITRE) study. J Immunother Cancer. 9 (7), e002197(2021).
  21. Frosen, J., et al. Saccular intracranial aneurysm: Pathology and mechanisms. Acta Neuropathol. 123 (6), 773-786 (2012).
  22. Cai, J., He, C., Yuan, F., Chen, L., Ling, F. A novel haemodynamic cerebral aneurysm model of rats with normal blood pressure. J Clin Neurosci. 19 (1), 135-138 (2012).
  23. Arnaout, O. M., et al. De novo large fusiform posterior circulation intracranial aneurysm presenting with subarachnoid hemorrhage 7 years after therapeutic internal carotid artery occlusion: case report and review of the literature. Neurosurgery. 71 (3), E764-E771 (2012).
  24. Nagata, I., Handa, H., Hashimoto, N., Hazama, F. Experimentally induced cerebral aneurysms in rats: Part VI. Hypertension. Surg Neurol. 14 (6), 477-479 (1980).
  25. Aoki, T., Kataoka, H., Morimoto, M., Nozaki, K., Hashimoto, N. Macrophage-derived matrix metalloproteinase-2 and -9 promote the progression of cerebral aneurysms in rats. Stroke. 38 (1), 162-169 (2007).
  26. Grunwald, I. Q., et al. An experimental aneurysm model: a training model for neurointerventionalists. Interv Neuroradiol. 12 (1), 17-24 (2006).
  27. Brinjikji, W., Ding, Y. H., Kallmes, D. F., Kadirvel, R. From bench to bedside: Utility of the rabbit elastase aneurysm model in preclinical studies of intracranial aneurysm treatment. J Neurointerv Surg. 8 (5), 521-525 (2016).
  28. Adibi, A., Eesa, M., Wong, J. H., Sen, A., Mitha, A. P. Combined endovascular coiling and intra-aneurysmal allogeneic mesenchymal stromal cell therapy for intracranial aneurysms in a rabbit model: A proof-of-concept study. J Neurointerv Surg. 9 (7), 707-712 (2017).
  29. Liao, B. Y., Zhang, J. Evolutionary conservation of expression profiles between human and mouse orthologous genes. Mol Biol Evol. 23 (3), 530-540 (2006).
  30. Han, Y., et al. Axl promotes intracranial aneurysm rupture by regulating macrophage polarization toward M1 via STAT1/HIF-1alpha. Front Immunol. 14, 1158758(2023).
  31. Wang, S., et al. Rabbit aneurysm models mimic histologic wall types identified in human intracranial aneurysms. J Neurointerv Surg. 10 (4), 411-415 (2018).
  32. Nowicki, K. W., Hosaka, K., Walch, F. J., Scott, E. W., Hoh, B. L. M1 macrophages are required for murine cerebral aneurysm formation. J Neurointerv Surg. 10 (1), 93-97 (2018).
  33. Shi, Y., et al. Nrf-2 signaling inhibits intracranial aneurysm formation and progression by modulating vascular smooth muscle cell phenotype and function. J Neuroinflammation. 16 (1), 185(2019).
  34. Morimoto, M., et al. Mouse model of cerebral aneurysm: experimental induction by renal hypertension and local hemodynamic changes. Stroke. 33 (7), 1911-1915 (2002).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Indukcja nadci nienia t tniczegot tnica skrzyd owopodniebnaangiografia rezonansu magnetycznegobarwienie immunohistochemicznewewn trzna b ona spr ystamakrofagi M1analiza patologiczna
Film wkrótce dostępny

Powiązane artykuły