Artykuł metodologiczny

Neuroprotekcyjne działanie donosowego analogu oktadekanoeuropeptydu w mysim modelu choroby Parkinsona wywołanej MPTP

DOI:

10.3791/68122

⸱

29 sierpnia 2025

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Faculty of Sciences of Tunis, LR18ES03, Laboratory of Neurophysiology Cellular Physiopathology and Biomolecule Valorization, University Tunis El Manar, 2Inserm U1239 NorDiC, Laboratory of Neuroendocrine, Endocrine and Germinal Differentiation and Communication, PRIMACEN, Univ Rouen Normandie, 3Confocal Microscopy Unit, Faculty of Medicine of Tunis, University Tunis El Manar

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Podanie donosowe umożliwia bezpośrednie dostarczenie cząsteczek bioaktywnych do mózgu, stanowiąc nieinwazyjną alternatywę dla metody domózgowo-komorowej. Badanie to pokazuje, że donosowe podawanie cyklo(1-8)OP, analogu ODN, wywiera silne działanie neuroprotekcyjne przeciwko uszkodzeniom oksydacyjnym wywołanym przez MPTP i apoptozie prążkowia w mysim modelu choroby Parkinsona, podkreślając potencjał terapeutyczny.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Choroba Parkinsona (PD) jest chorobą neurodegeneracyjną, w przypadku której istniejące terapie są głównie paliatywne i nie mają skuteczności leczniczej. Oktadekanoeuropeptyd (ODN) jest peptydem wytwarzanym wyłącznie przez astrocyty, który chroni neurony przed oksydacyjnym uszkodzeniem komórek i apoptozą w modelach PD in vitro i in vivo . Jednak ODN nie może przekroczyć bariery krew-mózg (BBB) i wymaga wstrzyknięcia domózgowo-komorowego, aby dotrzeć do mózgu, co stanowi poważne wyzwanie dla zastosowania terapeutycznego. W tym badaniu zbadano skuteczność neuroprotekcyjną cyklo(1-8)OP, analogu ODN, dostarczanego drogą donosową (IN) w celu ominięcia BBB w modelu in vivo PD. Do eksperymentów wykorzystano samce myszy C57BL / 6J i podzielono je na cztery grupy: pozorowane, MPTP- (20 mg / kg masy ciała, dootrzewnowe), cyklo(1-8)OP- (10 ng / 10 μL, IN) oraz zwierzęta leczone cyklo(1-8)OP. W dniu 0 (D0) zwierzęta otrzymały trzy wstrzyknięcia dootrzewnowe 100 μl roztworu MPTP w odstępach 2-godzinnych (myszy leczone MPTP i MPTP + cyklo(1-8)OP) lub roztwór soli fizjologicznej (myszy pozorowane i cyklo(1-8)OP). Godzinę po ostatnim wstrzyknięciu podano 10 μl INU wkroplonego cyklo(1-8)OP (myszy leczone cyklo(1-8)OP i MPTP + cyklo(1-8)OP) lub roztwór soli fizjologicznej IN (myszy pozorowane i leczone MPTP). Na D7 przeprowadzono test cylindra w celu oceny funkcji silnika. Następnie zwierzęta uśmiercano, a prążkowie usunięto i przeanalizowano za pomocą RT-qPCR w celu oceny ekspresji genu kaspazy-3. Próbki tkanek wykorzystano również do pomiaru aktywności enzymów przeciwutleniających, reaktywnych form tlenu (ROS), dialdehydu malonowego (MDA) i obfitości białek karbonylowanych. Pojedyncza dawka IN 10 ng cyklo(1-8)OP, podawana 1 godzinę po ostatniej dawce MPTP, zapobiegała neurotoksyczności prążkowia 7 dni po leczeniu. Neuroprotekcja za pośrednictwem cyklo(1-8)OP była związana z silnym hamowaniem ekspresji kaspazy-3 indukowanej przez MPTP w prążkowiu. Dodatkowo cyklo(1-8)OP przywrócił aktywność enzymów antyoksydacyjnych, zapobiegając akumulacji ROS, produktów peroksydacji lipidów i karbonylacji białek w prążkowiu.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Choroba Parkinsona (PD) jest chorobą neurodegeneracyjną charakteryzującą się postępującą utratą neuronów dopaminergicznych w istocie czarnej, która unerwia prążkowie. Utrata ta powoduje znaczące objawy neurologiczne, w tym poważne deficyty motoryczne, takie jak sztywność mięśni, akinezja i bradykinezja1. Częstość występowania chorób neurodegeneracyjnych, takich jak choroba Parkinsona, stale rośnie, głównie ze względu na starzenie się społeczeństwa, co stanowi poważne wyzwanie dla zdrowia publicznego2. Obecne metody leczenia choroby Parkinsona opierają się głównie na analogach dopaminergicznych i wewnątrzmózgowej stymulacji wysokiej częstotliwości 3,4. Jednak terapie te nie mają działania neuroprotekcyjnego i nie zatrzymują postępu choroby, co podkreśla pilną potrzebę innowacyjnych strategii zapobiegania utracie neuronów, promowania regeneracji i łagodzenia postępu choroby5.

Oktadekanoeuropeptyd (ODN) jest peptydem pochodzącym z proteolitycznego przetwarzania inhibitora wiązania diazepamu (DBI)6 prekursora 86 aminokwasów, ulegającego ekspresji głównie przez komórki astrogleju w ośrodkowym układzie nerwowym ssaków. Ewolucyjne zachowanie pierwotnej struktury ODN sugeruje jego znaczącą rolę biologiczną. Wykazano, że ODN reguluje kluczowe funkcje, takie jak przyjmowanie pokarmu, sen, agresja i zachowania związane z lękiem7. Poza rolą regulacyjną, szeroko zakrojone badania wykazały neuroprotekcyjne właściwości ODN w różnych zaburzeniach neurologicznych związanych ze zwyrodnieniem neuronów. Na przykład ODN chroni neurony dopaminergiczne w modelu PD8 i zmniejsza rozmiar zawału, jednocześnie poprawiając regenerację funkcjonalną po udarze u gryzoni9. Jedną z kluczowych cech ODN jest jego zdolność do przeciwdziałania wielu szkodliwym procesom aktywowanym podczas uszkodzenia mózgu poprzez działanie przeciwapoptotyczne, przeciwzapalne, przeciwutleniające i immunomodulujące 10,11,12. Co więcej, ODN może działać poza ostrą fazą udaru, promując neurogenezę i plastyczność neuronalną9. W przypadku potencjalnych zastosowań klinicznych peptydów lub ich analogów jako środków terapeutycznych, wybór optymalnej drogi podania ma kluczowe znaczenie dla zapobieżenia szybkiej degradacji w krwiobiegu i zminimalizowania efektu pierwszego przejścia. Wśród różnych strategii dostarczania, podawanie donosowe (IN) okazało się obiecującą nieinwazyjną alternatywą, umożliwiającą bezpośrednie dostarczanie niektórych bioaktywnych cząsteczek do mózgu z pominięciem bariery krew-mózg (BBB)13,14,15. Ta droga eliminuje potrzebę inwazyjnych zastrzyków stereotaktycznych i zwiększa biodystrybucję mózgu w porównaniu z narządami obwodowymi. Na przykład polipeptyd aktywujący cyklazę adenylanową przysadki (PACAP) wykazał większą skuteczność w wychwytywaniu przez mózg i neuroprotekcji, gdy jest dostarczany przez wkraplanie IN, w porównaniu z wstrzyknięciem dożylnym, znacznie zmniejszając objętość zawału i poprawiając powrót do sprawności funkcjonalnej w modelach udarowych9.

Chociaż podawanie IN jest minimalnie inwazyjną i skuteczną techniką dostarczania środków terapeutycznych bezpośrednio do mózgu z pominięciem bariery krew-mózg, jej skuteczność zależy od kilku parametrów praktycznych, w tym dawki i całkowitej podanej objętości. U gryzoni zalecana objętość zwykle waha się od 10 do 25 μl na nozdrze, aby uniknąć zachłyśnięcia lub przelania do przewodu pokarmowego16,17. Na skuteczność wychwytu przez nos wpływa również wielkość zwierzęcia, powierzchnia jamy nosowej, klirens śluzowo-rzęskowy oraz właściwości związków, takie jak lipofilowość i masa cząsteczkowa 18,19. Ograniczenia te powinny być brane pod uwagę podczas projektowania protokołu, aby zapewnić odtwarzalność i znaczenie translacyjne w modelach przedklinicznych.

Badanie in vivo wykazało, że wstrzyknięcie niskich dawek ODN do komór mózgowych (ICV) przyniosło znaczące działanie neuroprotekcyjne, w szczególności zapobiegając degeneracji neuronów dopaminergicznych u myszy leczonych MPTP8. Obecne badanie ma na celu ocenę wykonalności i skuteczności podawania IN analogu ODN, cyklo(1-8)OP, jako nieinwazyjnej alternatywy dla iniekcji ICV w celu dostarczania neuroprotekcyjnego analogu peptydu do mózgu, w szczególności w celu ustalenia, czy ta droga może zapobiec utracie neuronów dopaminergicznych i poprawić wyniki motoryczne u myszy leczonych MPTP, dobrze ugruntowanym modelem PD.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wszystkie eksperymenty były zgodne z wytycznymi Amerykańskiego Towarzystwa Lekarzy Weterynarii i zostały zatwierdzone przez Komisję Etyki Medycznej Instytutu Pasteura (numer zgody: FST/LNFP/Pro 160220). Dziesięciotygodniowe samce myszy C57BL/6J uzyskano z Instytutu Pasteura w Tunisie. Myszy trzymano po trzy w klatce w pomieszczeniu o kontrolowanej temperaturze (21 °C ± 1 °C) z 12-godzinnym cyklem światła/ciemności i zapewniono im swobodny dostęp do pożywienia i wody przez 1 tydzień aklimatyzacji. Szczegółowe informacje na temat stosowanych odczynników i sprzętu są wymienione w Tabeli materiałów.

1. Procedura leczenia

  1. Podziel zwierzęta na cztery grupy: pozorowane (n = 9), MPTP- (n = 9), cyklo(1-8)OP- (n = 9) i MPTP + cyklo(1-8)OP-traktowane (n = 9).
  2. Podać trzy wstrzyknięcia dootrzewnowe (IP) MPTP (20 mg/kg m.c.) w 100 μl 0,9% NaCl w odstępach 2-godzinnych w pierwszym dniu leczenia (D0). 1 godzinę po ostatnim wstrzyknięciu MPTP podać donosowo (IN) 10 μL cyklo(1-8)OP (10 ng) lub soli fizjologicznej.
  3. Wstrzyknąć zwierzętom kontrolnym sól fizjologiczną zamiast MPTP, z cyklo(1-8)OP lub bez niego (ryc. 1).
  4. Siódmego dnia (D7) poddaj myszy testowi cylindrycznemu. Następnie głęboko znieczulij myszy za pomocą wstrzyknięcia IP pentobarbitalu i poświęć je (zgodnie z instytucjonalnie zatwierdzonymi protokołami) w celu pobrania mózgów do PCR w czasie rzeczywistym i analiz biochemicznych20 (Figura 2).

2. Procedura iniekcji

  1. Iniekcja dootrzewnowa
    1. Ostrożnie ustaw mysz i unieruchamiaj jej głowę podczas zabiegu.
    2. Ustaw mysz głową w dół, aby narządy przesuwały się naturalnie pod wpływem grawitacji, minimalizując kontakt z igłą.
    3. Wbić igłę pod kątem 45 stopni do dolnej części brzucha.
    4. Należy wykonać trzy wstrzyknięcia po 100 μl po tej samej stronie, w odstępie 2 godzin między każdym wstrzyknięciem, wszystkie wykonywane tego samego dnia.
    5. Wstrzyknąć 0,9% soli fizjologicznej dla grup pozorowanych i cyklo(1-8)OP lub roztwór MPTP (20 mg/kg m.c.) dla grup MPTP i MPTP + cyklo(1-8)OP.
  2. Podawanie donosowe
    UWAGA: Wybrana dawka (10 ng) została oparta na wcześniejszym badaniu wykazującym neuroprotekcyjną skuteczność podawania ODN8 przez ICV. Całkowita objętość 10 μl i wielkość kropelki (5 μl na nozdrze) zostały wybrane zgodnie z ustalonymi protokołami podawania IN18,21. Objętość ta jest znacznie niższa od średniej pojemności jamy nosowej myszy (0,032cm3), minimalizując w ten sposób ryzyko niedrożności nozdrzy lub uduszenia oraz zapewniając bezpieczne i skuteczne wchłanianie przez nos22.
    1. Mocno trzymaj mysz za kark, upewniając się, że jej nos jest skierowany do góry, aby ułatwić precyzyjne dozowanie, jednocześnie minimalizując ruchy głowy.
    2. Odwróć zwierzę tak, aby jego brzuszna strona była skierowana w stronę sufitu, z szyją równoległą do podłogi. Upewnij się, że głowa myszy pozostaje bezpiecznie unieruchomiona, zapobiegając ruchom w pionie lub poziomie.
    3. Dopasuj końcówkę pipety do nozdrza myszy i powoli wciskaj tłok, aby utworzyć małą kropelkę.
    4. Umieść kroplę o pojemności 5 μl (połowa objętości) w pobliżu każdego z nozdrzy myszy.
    5. Pozwól myszy naturalnie wdychać roztwór.
    6. Powtórz te kroki, aby zapewnić spójne dawkowanie, podając 10 μl cyklo(1-8)OP (10 ng) dla grup MPTP + cyklo(1-8)OP i cyklo(1-8)OP.
    7. Uważnie obserwuj pysk myszy przez cały czas trwania zabiegu. Obecność płynu w jamie ustnej może wskazywać na niepełne wchłanianie przez nos. Może to wynikać z niewłaściwej wielkości kropel, szybkiego podawania lub niewystarczającej inhalacji, co pozwala na gromadzenie się roztworu w nosogardzieli, a następnie wydostawanie się przez usta.
    8. Zminimalizuj to ryzyko, zmniejszając w razie potrzeby wielkość kropel i zapewniając odpowiedni czas na inhalację przed podaniem dodatkowych objętości.
    9. Należy unikać natychmiastowego podawania dodatkowej dawki, aby zapobiec nadmiernej objętości.
    10. Udokumentuj wszelkie zagubione dawki i dokładnie zanotuj wszelkie wydalone płyny.
    11. Upewnij się, że każda mysz w pełni wdycha obie kropelki (po jednej na nozdrze) przed przystąpieniem do dalszego podawania.
    12. Potwierdź dokładne celowanie w opuszkę węchową, wykonując wstrzyknięcie IN roztworu błękitu metylenowego.
    13. Oceń dokładność, sprawdzając wzrokowo osadzanie i rozprzestrzenianie się niebieskiego zabarwienia.

3. Test cylindra

  1. Użyj przezroczystego cylindra o wysokości 20 cm i średnicy 15 cm, umieszczonego na środku stołu.
  2. Umieść trzy czarne kartonowe panele wokół cylindra (w odległości 4-8 cm), aby zminimalizować efekty świetlne otoczenia. Pozostaw jedną stronę cylindra otwartą do nagrywania wideo.
  3. Ustaw kamerę w odległości 40-60 cm od cylindra, aby uchwycić jej pełny view.
  4. Umieść mysz w cylindrze i natychmiast rozpocznij nagrywanie przez 5 minut.
  5. Po zakończeniu testu przez każdą mysz wyczyść cylinder wodą, spryskaj go 70% etanolem, aby usunąć zapachy i wytrzyj go do sucha przed przetestowaniem następnej myszy.
  6. Odtwarzaj nagranie z połową prędkości, aby umożliwić szczegółową obserwację.
  7. Policz każdy przypadek, w którym mysz podnosi łapy do ścianki cylindra, aby ocenić zachowanie eksploracyjne23.

4. Przygotowanie ekstraktów tkanki mózgowej do eksperymentów biochemicznych

  1. Znieczulić zwierzęta pentobarbitalem (40 mg/kg, IP), a następnie odciąć im głowy (zgodnie z instytucjonalnie zatwierdzonymi protokołami).
  2. Rozciąć prążkowie i homogenizować w 2 ml TBS na gram tkanki za pomocą buforu do lizy (1% Triton X-100, 50 mM Tris-HCl, 10 mM EDTA).
  3. Odwirować homogenaty w temperaturze 14 000 × g przez 15 minut w temperaturze 4 °C.
  4. Zmierzyć stężenie białka za pomocą zestawu do oznaczania kolorymetrycznego Biuret i przechowywać podwielokrotności w temperaturze -20 °C do późniejszej analizy.

5. Pomiar wewnątrzkomórkowego tworzenia ROS

  1. Inkubować ekstrakt z tkanki mózgowej z 10 μM DCFH2-DA w temperaturze 37 °C przez 30 minut w ciemności.
  2. Usunąć sklarowany osad i przemyć go dwukrotnie PBS (0,1 M, pH 7,4, 37 °C).
  3. Zmierzyć fluorescencję za pomocą czytnika mikropłytek przy długości fali wzbudzenia 485 nm i długości fali emisji 538 nm.

6. Pomiar markerów stresu oksydacyjnego

  1. Dialdehyd malonowy
    1. Wymieszaj 20 μL próbki (~50 μg białka) ze 125 μL 20% TCA i 50 μL 0,67% TBA.
    2. Inkubować w temperaturze 95 °C przez 30 minut, a następnie szybko schłodzić w temperaturze 4 °C.
    3. Dodać 800 μl butanolu, wirować i odwirować w temperaturze 3000 × g przez 10 minut w temperaturze 4 °C.
    4. Zmierzyć absorbancję przy 532 nm i obliczyć poziomy MDA przy użyciu współczynnika ekstynkcji (1,65 × 105 M-1 cm-1).
  2. Pomiar karbonylu białka
    1. Wymieszać 200 μl DNPH z 50 μl próbki białka i inkubować przez 1 godzinę.
    2. Dodaj 250 μl 20% TCA i schładzaj przez 10 minut na lodzie.
    3. Odwirować przy 3000 × g przez 10 minut w temperaturze 4 °C i przepłukać osad 10% TCA, a następnie etanolem: octanem etylu (v/v).
    4. Zawiesić osad w 250 μl 6 M chlorowodorku guanidyny i zmierzyć absorbancję przy 370 nm.
    5. Oblicz poziomy PCO, korzystając ze współczynnika ekstynkcji (22 000 M-1 cm-1)24.

7. Pomiar aktywności enzymów antyoksydacyjnych

  1. Test dysmutazy ponadtlenkowej
    1. Inkubować próbkę (~50 μg) z katalazą bydlęcą (0,4 U/l), DL-epinefryną (5 mg/ml) i buforem Na2CO3/NaHCO3 (62,5 mM, pH 10,2).
    2. Zmierzyć utlenianie epinefryny przy 480 nm za pomocą spektrofotometru przez 300 s w odstępach 60 s25.
  2. Test katalazy
    1. Wymieszać próbkę z 90 mM H2O2 w PBS.
    2. Monitorować spadek absorbancjiH2O2przy 240 nm przez 3 minuty w odstępach 30 s.
    3. Oblicz aktywność CAT za pomocą współczynnika ekstynkcji (40 M-1 cm-1).

8. Analiza PCR w czasie rzeczywistym

  1. Ekstrahować całkowite RNA z prążkowia myszy przy użyciu metody kwasowego tiocyjanianu guanidyny-fenolu-chloroformu.
  2. Potraktuj RNA DNazą I, aby usunąć genomowe DNA i zmierzyć stężenie RNA przy 260 nm.
  3. Wykonaj ilościowy RT-PCR przy użyciu 1 μg całkowitego RNA za pomocą jednoetapowego zestawu Q-RT PCR.
  4. Amplifikować cDNA za pomocą SYBR Green PCR Master Mix i starterów (Tabela 1).
  5. Obliczyć względne poziomy cDNA za pomocą metody 2−ΔΔCt z GAPDH jako kontrolą wewnętrzną26.

9. Analiza statystyczna

  1. Wykonuj analizy statystyczne za pomocą oprogramowania GraphPad.
  2. Użyj testu t-Studenta do pojedynczych porównań. W przypadku wielokrotnych porównań należy użyć jedno- lub dwukierunkowej ANOVA, a następnie testu post hoc Bonferroniego, w zależności od potrzeb. We wszystkich przypadkach należy uznać wartość P równą 0,05 lub mniejszą za statystycznie istotną.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Po podaniu MPTP myszy wykazywały charakterystyczne objawy parkinsonowskie, w tym uniesiony i sztywny ogon Strauba, piloerekcję, unieruchomienie i nieprawidłowości postawy, takie jak skrzywienie kręgosłupa, co potwierdza pomyślne ustanowienie modelu MPTP (ryc. 3). Weryfikacja dostarczania IN za pomocą błękitu metylenowego, u myszy poświęconych 10 minut po wstrzyknięciu, wykazała efektywną dystrybucję barwnika w docelowej opuszki węchowej i obszarach mózgu, co potwierdza precy...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wcześniejsze badania wykazały, że podawanie ICV ODN przeciwdziałało wywołanemu przez MPTP zwyrodnieniu neuronów dopaminergicznych nigrostriatalnych, uszkodzeniom oksydacyjnym i zapaleniu nerwów8. Obecne badanie oceniało skuteczność dostarczania IN analogu ODN, cyklo(1-8)OP, w zapobieganiu upośledzeniom motorycznym wywołanym przez MPTP, uszkodzeniom oksydacyjnym i neurotoksyczności w modelu PD in vivo przy użyciu myszy C57BL / 6J.

Wyniki wykazały, że ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy oświadczają, że nie są im znane żadne konkurencyjne interesy finansowe ani powiązania osobiste, które mogłyby mieć wpływ na pracę opisaną w tym artykule.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Prace te były wspierane przez Laboratorium Neurofizjologii, Fizjopatologii Komórkowej i Waloryzacji Biomolekuł, LR18ES03, NorDiC Inserm U1239, francusko-tunezyjski program wymiany CMCU-Campus France/PHC Utique 24G0807/50283RD (dla Olfy Masmoudi-Kouki i Jérôme'a Leprince'a), program Horyzont – działania "Maria Skłodowska-Curie" (MSCA) Umowa o grant PsyCoMed ID: 101086247 oraz program Unii Europejskiej w zakresie badań naukowych i innowacji "Horyzont 2020" w ramach działania "Maria Skłodowska-Curie" umowy o udzielenie dotacji nr 101034329.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
2', 7'-dichlorofluorescyna DCFH2-DASigma AldrichNumer katalogowy: 064M4008V
Spektrofotometr Bio-Rad Bio-Rad Laboratories, Filadelfia, Pensylwania, Stany Zjednoczone
Butanol
Kamera
Katalaza z wątroby bydlęcejSIGMA nauki przyrodniczeSLBZ7596
cyklo(1-8)OPINSERM U1239 NorDiC, Rouen
Test cylindryczny (zlewka z podziałką)
DNPH 
EDTA plusTermonauka 11836714
Etanol 70%
Roztwór etanolu i octanu etylu
Oprogramowanie GraphPad La Jolla, Kalifornia, Stany Zjednoczone
Chlorowodorek guanidynyGeneON (Sieć GeneON)Zobacz materiał 5CCAE310
H2O2 PharmaghrebAEQ10101-D
Strzykawka insulinowa 2ml
L-epinefryna MP Biomedycyna151065
Błękit metylenowy Chemikalia Thermo Scientific10455081
Mikropipeta 
Czytnik mikropłytek Synergy LX-AgilentSynergy LX-Agilent
Protokół MPTPMedChemExpress (Ekspres Medyczny)HY-15608 powiedział:
Protokół MPTP
Bufor Na2CO3/NaHCO3 buffer 
NaCl 0,9
jednoetapowy zestaw Q-RT PCR Laboratoria biologiczne w Nowej Anglii
Pentobarbital Sigma Aldrich
Spektrofotometr Synergy LX Nanodrop 2000 Biotek Agilent
Kwas tiobarbiturowy (TBA, 0,67%) LOBA CHEMIE PVT. LTD626500025
Porady
Kwas trójchlorooctowy (TCA, 20%)Sisco Laboratoria badawcze SRL6740608
Tri-odczynnik Sigma AldrichMFCD00213058
Tris-HClTermonauka J22638. Zobacz materiał K2
Tryton X-100Termonauka A16046.AE

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Mat Taib, C. N., Mustapha, M. M. MPTP-induced mouse model of Parkinson's disease: A promising direction of therapeutic strategies. Bosn J Basic Med Sci. 21 (4), 422-433 (2021).
  2. Dionísio, P. A., Amaral, J. D., Rodrigues, C. M. P. Oxidative stress and regulated cell death in Parkinson's disease. Ageing Res Rev. 67, 101263(2021).
  3. Charvin, D., Medori, R., Hauser, R. A., Rascol, O. Therapeutic strategies for Parkinson disease: Beyond dopaminergic drugs. Nat Rev Drug Discov. 17 (11), 804-822 (2018).
  4. Stoker, T. B., Barker, R. A. Recent developments in the treatment of Parkinson's disease. F1000Res. 9, (2020).
  5. Airavaara, M., Voutilainen, M. H., Wang, Y., Hoffer, B. J. Neurorestoration. Parkinsonism Relat Disord. 18 Suppl 1 (01), S143-S146 (2012).
  6. Guidotti, A., et al. Isolation, characterization, and purification to homogeneity of an endogenous polypeptide with agonistic action on benzodiazepine receptors. Proc Natl Acad Sci U S A. 80 (11), 3531-3535 (1983).
  7. Tonon, M. C., et al. Endozepines and their receptors: Structure, functions and pathophysiological significance. Pharmacol Ther. 208, 107386(2020).
  8. Bahdoudi, S., et al. Neuroprotective effects of the gliopeptide ODN in an in vivo model of Parkinson's disease. Cell Mol Life Sci. 75 (11), 2075-2091 (2018).
  9. Cherait, A., Maucotel, J., Lefranc, B., Leprince, J., Vaudry, D. Intranasal administration of PACAP is an efficient delivery route to reduce infarct volume and promote functional recovery after transient and permanent middle cerebral artery occlusion. Front Endocrinol. 11, 585082(2021).
  10. Bourzam, A., et al. promotes cell survival against 6-OHDA-induced oxidative stress and apoptosis by modulating the expression of miR-34b, miR-29a, and miR-21 in cultured astrocytes. Cells. 13 (14), 1188(2024).
  11. Namsi, A., et al. Octadecaneuropeptide (ODN) induces N2a cells differentiation through a PKA/PLC/PKC/MEK/ERK-dependent pathway: Incidence on peroxisome, mitochondria, and lipid profiles. Molecules. 24 (18), 3310(2019).
  12. Masmoudi-Kouki, O., et al. Cytoprotective and neurotrophic effects of octadecaneuropeptide (ODN) in in vitro and in vivo models of neurodegenerative diseases. Front Endocrinol. 11, 566026(2020).
  13. Scafidi, J., et al. Intranasal epidermal growth factor treatment rescues neonatal brain injury. Nature. 506 (7487), 230-234 (2014).
  14. Lopes, C., et al. IGF-1 intranasal administration rescues Huntington's disease phenotypes in YAC128 mice. Mol Neurobiol. 49 (3), 1126-1142 (2014).
  15. Nonaka, N., et al. Intranasal administration of PACAP: Uptake by brain and brain region targeting with cyclodextrins. Peptides. 36 (2), 168-175 (2012).
  16. Illum, L. Transport of drugs from the nasal cavity to the central nervous system. Eur J Pharm Sci. 11 (1), 1-18 (2000).
  17. Hanson, L. R., Frey, W. H. Intranasal delivery bypasses the blood-brain barrier to target therapeutic agents to the central nervous system and treat neurodegenerative disease. BMC Neurosci. 9 Suppl 3, S5(2008).
  18. Dhuria, S. V., Hanson, L. R., Frey, W. H. Intranasal delivery to the central nervous system: Mechanisms and experimental considerations. J Pharm Sci. 99 (4), 1654-1673 (2010).
  19. Lochhead, J. J., Thorne, R. G. Intranasal delivery of biologics to the central nervous system. Adv Drug Deliv Rev. 64 (7), 614-628 (2012).
  20. Spijker, S., Faliagkas, L., Rao-Ruiz, P. Dissection of rodent brain regions: Guided free-hand slicing and dissection of frozen tissue. Neuroproteomics. 146, 7-19 (2019).
  21. Eyme, K. M., Carvalho, L., Badr, C. E. Intranasal delivery of experimental compounds in orthotopic brain tumor mouse models. STAR Protoc. 2 (1), 100290(2021).
  22. Khan, A. R., Liu, M., Khan, M. W., Zhai, G. Progress in brain targeting drug delivery system by nasal route. J Controlled Release. 268, 364-389 (2017).
  23. Jiang, P. E., et al. Behavioral assessments of spontaneous locomotion in a murine MPTP-induced Parkinson's disease model. J Vis Exp. (143), e58653(2019).
  24. Colombo, G., et al. A step-by-step protocol for assaying protein carbonylation in biological samples. J Chromatogr B Analyt Technol Biomed Life Sci. 1019, 178-190 (2016).
  25. Misra, H. P., Fridovich, I. The role of superoxide anion in the autoxidation of epinephrine and a simple assay for superoxide dismutase. J Biol Chem. 247 (10), 3170-3175 (1972).
  26. Schmittgen, T. D., Livak, K. J. Analyzing real-time PCR data by the comparative CT method. Nat Protoc. 3 (6), 1101-1108 (2008).
  27. Jackson-Lewis, V., Przedborski, S. Protocol for the MPTP mouse model of Parkinson's disease. Nat Protoc. 2 (1), 141-151 (2007).
  28. Dufes, C., Olivier, J. C., Gaillard, F., Gaillard, A., Couet, W., Muller, J. M. Brain delivery of vasoactive intestinal peptide (VIP) following nasal administration to rats. Int J Pharm. 255 (1-2), 87-97 (2003).
  29. Silva, S., et al. Encapsulated escitalopram and paroxetine intranasal co-administration: In vitro/in vivo evaluation. Front Pharmacol. 12, 751321(2021).
  30. Selvaraj, K., Gowthamarajan, K., Karri, V. V. S. R. Nose to brain transport pathways an overview: Potential of nanostructured lipid carriers in nose to brain targeting. Artif Cells Nanomedicine Biotechnol. 46 (8), 2088-2095 (2017).
  31. Jeong, S. H., Jang, J. H., Lee, Y. B. Drug delivery to the brain via the nasal route of administration: Exploration of key targets and major consideration factors. J Pharm Investig. 53 (1), 119-152 (2023).
  32. Cherait, A., Banks, W. A., Vaudry, D. The potential of the nose-to-brain delivery of PACAP for the treatment of neuronal disease. Pharmaceutics. 15 (8), 2032(2023).
  33. Crowe, T. P., Hsu, W. H. Evaluation of recent intranasal drug delivery systems to the central nervous system. Pharmaceutics. 14 (3), 629(2022).
  34. Hanson, L. R., Frey, W. H. Intranasal delivery bypasses the blood-brain barrier to target therapeutic agents to the central nervous system and treat neurodegenerative disease. BMC Neurosci. 9 Suppl 3, S5(2008).
  35. Meredith, G. E., Rademacher, D. J. MPTP mouse models of Parkinson's disease: An update. J Park Dis. 1 (1), 19-33 (2011).
  36. Sarrafchi, A., Bahmani, M., Shirzad, H., Rafieian-Kopaei, M. Oxidative stress and Parkinson's disease: New hopes in treatment with herbal antioxidants. Curr Pharm Des. 22 (2), 238-246 (2016).
  37. Hirsch, E. C., Hunot, S. Neuroinflammation in Parkinson's disease: A target for neuroprotection. Lancet Neurol. 8 (4), 382-397 (2009).
  38. Baillet, A., et al. The role of oxidative stress in amyotrophic lateral sclerosis and Parkinson's disease. Neurochem Res. 35 (10), 1530-1537 (2010).
  39. Mythri, R. B., et al. Evaluation of markers of oxidative stress, antioxidant function and astrocytic proliferation in the striatum and frontal cortex of Parkinson's disease brains. Neurochem Res. 36 (8), 1452-1463 (2011).
  40. Venkateshappa, C., et al. Increased oxidative damage and decreased antioxidant function in aging human substantia nigra compared to striatum: Implications for Parkinson's disease. Neurochem Res. 37 (2), 358-369 (2012).
  41. Ghouili, I., et al. Endogenous expression of ODN-related peptides in astrocytes contributes to cell protection against oxidative stress: Astrocyte-neuron crosstalk relevance for neuronal survival. Mol Neurobiol. 55 (6), 4596-4611 (2018).
  42. Kaddour, H., et al. Antioxidant and anti-apoptotic activity of octadecaneuropeptide against 6-OHDA toxicity in cultured rat astrocytes. J Mol Neurosci MN. 69 (1), 1-16 (2019).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

podanie donosowebariera krew m zgmodel mysi MPTPpeptyd astrocytarnyekspresja kaspazy 3aktywno enzym w antyoksydacyjnychreaktywne formy tlenu
Film wkrótce dostępny

Powiązane artykuły