Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Podwiązanie lewej przedniej zstępującej tętnicy wieńcowej u szczurów w celu opracowania modelu okluzyjnego zawału mięśnia sercowego

1K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/68143

⸱

3 października 2025

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Pharmacology, Khalsa College of Pharmacy, 2Khalsa College of Veterinary and Animal Sciences, 3Department of Molecular Biology and Biochemistry, Guru Nanak Dev University, 4Universal Diagnostics, 5Histopathology Department, Fortis Memorial Research Institute

W tym artykule

Podsumowanie

Protokół pokazuje rozwój modelu zawału mięśnia sercowego (MI) poprzez trwałe podwiązanie lewej przedniej zstępującej tętnicy wieńcowej u szczurów. Przeżywalność zwierząt po zawale mięśnia sercowego jest niezbędna do uratowania kardiomiocytów w strefie niedokrwiennej, zapobiegania ekspansji zawału oraz zmniejszenia stanu zapalnego i zwłóknienia po mięśniu sercowym.

Streszczenie

Choroby układu krążenia (CVD), w tym choroba niedokrwienna serca i udar mózgu, są główną przyczyną śmiertelności i zachorowalności na całym świecie. Zawał mięśnia sercowego jest klinicznym zespołem choroby niedokrwiennej serca, który występuje z powodu długotrwałego niedokrwienia. Niedokrwienny mięsień sercowy ulega zmianom funkcjonalnym, metabolicznym i strukturalnym, co prowadzi do nieodwracalnego uszkodzenia części mięśnia sercowego z powodu martwicy. Eksperymentalne modele zawału mięśnia sercowego mają kluczowe znaczenie dla zrozumienia ostrych i przewlekłych zmian komórkowych, molekularnych i morfologicznych zachodzących w trakcie i po zawale mięśnia sercowego oraz dla opracowania i optymalizacji nowych celów lub strategii leczenia. Chirurgiczny model zawału serca u małych zwierząt wykorzystujący trwałe zamknięcie lewej przedniej zstępującej tętnicy wieńcowej (LAD) prawie przypomina ludzki zawał serca. Celem tego badania jest ustalenie chirurgicznie indukowanego modelu zawału serca polegającego na trwałym zamknięciu tętnicy wieńcowej LAD u szczurów. Protokół eksperymentalny obejmuje wstępną indukcję znieczulenia ketaminą 80 mg/kg i ksylazyną 12 mg/kg i.p., intubację kaniuli dotchawiczej za pomocą otoskopu bez wykonywania tracheotomii pod wentylacją wspomaganą respiratorem z zastosowaniem zewnętrznego dodatniego ciśnienia końcowo-wydechowego (PEEP) w celu zapobieżenia zapadaniu się pęcherzyków płucnych. Zastosowano zabieg torakotomii, który ogranicza zmiany powstałe w mięśniach szkieletowych podczas operacji. Takie podejście jest minimalnie inwazyjne, powtarzalne i obniża śmiertelność pooperacyjną. W tym modelu zwierzęta przeżyły 4 dni po zawale mięśnia sercowego, aby zrozumieć krótkoterminowe zmiany patobiologiczne, głównie zapalenie po zawale mięśnia sercowego, angiogenezę jako naturalny proces gojenia się zawału i ostatecznie zwłóknienie mięśnia sercowego po zawale mięśnia sercowego.

Wprowadzenie

Choroby układu krążenia (CVD), obejmujące głównie chorobę niedokrwienną serca (IHD) i udar mózgu, są główną przyczyną śmiertelności i zachorowalności na całym świecie. Według Światowej Federacji Serca w 2021 roku z powodu chorób układu krążenia zmarło 20,5 miliona ludzi 1,2. Zawał mięśnia sercowego (MI), znany również jako zawał serca, jest ostrym zespołem klinicznym IHD. Podczas zawału mięśnia sercowego dochodzi do nieodwracalnego uszkodzenia w wyniku długotrwałego niedokrwienia, które jest zwykle spowodowane przez okluzyjną skrzeplinę powstałą nad pękniętą blaszką miażdżycową w tętnicy wieńcowej3.

Terminowa reperfuzja przy użyciu przezskórnej interwencji wieńcowej (PCI) lub leków trombolitycznych jest podstawową terapią ratującą niedokrwienny mięsień sercowy przed martwicą 3,4. W krajach rozwiniętych, ze względu na szersze wdrożenie PCI, śmiertelność po zawale serca spadła, ale częstość występowania zawału serca wzrasta w krajach rozwijających się, takich jak Azja Południowa5. Po zawale mięśnia sercowego część mięśnia sercowego, która ulega martwicy, jest otoczona strefą odwracalnie uszkodzonych komórek mięśnia sercowego i strefą niedokrwienną. Niedokrwienny mięsień sercowy ulega przebudowie komorowej po zawale mięśnia sercowego, która może prowadzić do rozszerzenia i dysfunkcji komór, ostatecznie prowadząc do niewydolności serca6.

Obecnie prowadzone są szeroko zakrojone badania mające na celu wspomaganie regeneracji uszkodzonych kardiomiocytów za pomocą terapii komórkami macierzystymi7 oraz ułatwienie naprawy mięśnia sercowego poprzez stymulację angiogenezy w strefie niedokrwiennej8. Jednakże dla powodzenia klinicznego obu podejść konieczne są znaczne ulepszenia strategii. W związku z tym modele eksperymentalne naśladujące zawał lub niedokrwienie mięśnia sercowego mają kluczowe znaczenie dla zrozumienia zmian patologicznych, komórkowych, molekularnych i morfologicznych zachodzących podczas i po zawale mięśnia sercowego, tak aby można było zidentyfikować nowe cele terapeutyczne lub strategie leczenia i zoptymalizować je pod kątem translacji klinicznej. W tym badaniu eksperymentalny model zawału mięśnia sercowego został opracowany poprzez nieodwracalne zamknięcie lewej tętnicy wieńcowej zstępującej przednią (LAD) u szczurów. Po pierwsze, intubację dotchawiczą przeprowadzono u znieczulonych zwierząt bez tracheotomii pod wentylacją wspomaganą respiratorem poprzez zastosowanie zewnętrznego dodatniego ciśnienia końcowo-wydechowego (PEEP) w celu zapobieżenia niedodmie (opróżnieniu/zapadnięciu się worków powietrznych w płucach). Zastosowano minimalnie inwazyjną procedurę otwarcia jamy klatki piersiowej, unikając jakichkolwiek urazów mięśni szkieletowych podczas operacji. Lokalizacja podwiązania wiąże się z początkiem pierwszej ukośnej gałęzi LAD, która wytwarza wystarczający zawał i naśladuje stan kliniczny okluzyjnego zawału mięśnia sercowego (OMI). Ponieważ miejscem podwiązania jest region środkowy LAD, śmiertelność po operacji, a także powikłaniach pooperacyjnych, jest niższa9. W tym modelu zwierzęta przeżyły 4 dni po zawale mięśnia sercowego, aby zrozumieć krótkoterminowe modyfikacje zachodzące w tkance mięśnia sercowego po zawale mięśnia sercowego oraz zidentyfikować nowe cele i strategie leczenia zawału mięśnia sercowego.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Procedury doświadczalne przeprowadzono zgodnie z protokołem po zatwierdzeniu przez Instytucjonalny Komitet Etyki Zwierząt (IAEC) [Protokół nr 1). (IAEC/KCP/2023/009)]. W obchodzeniu się ze zwierzętami doświadczalnymi i opiece nad nimi przestrzegano wytycznych Komitetu ds. Kontroli i Nadzoru (CCSEA) oraz Ministerstwa Środowiska, Leśnictwa i Zmian Klimatu Rządu Indii.

1. Znieczulenie i intubacja kaniuli dotchawiczej (Czas trwania: 10-15 min)

  1. Stosować szczury Wistar obu płci o wadze 200 - 240 g, w wieku powyżej 6 miesięcy. Zapisz wagę szczurów. Znieczulić szczura, podając ketaminę (80 mg/kg) i ksylazynę (12 mg/kg) w zależności od masy ciała drogą dootrzewnową.
    UWAGA: Ketamina, dysocjacyjny środek znieczulający, powoduje szybkie znieczulenie, ale częściowe unieruchomienie mięśni10. Dlatego stosuje się go w połączeniu z ksylazyną w celu rozluźnienia mięśni i osiągnięcia stanu znieczulenia chirurgicznego11.
  2. Ściśnij ogon, aby zapewnić zakres znieczulenia. Jeśli szczur wykazuje odruchy, podaj 1/3 dawki ketaminy. Podłącz poduszkę grzewczą do wentylatora, aby położyć ją nad stołem operacyjnym, aby zapewnić homeotermiczne ogrzewanie.
  3. Umieść szczura w grzbietowej pozycji odleżynowej na poduszce grzewczej (ryc. 1A). Utrzymuj szczura w tej pozycji, nakładając taśmy klejące i ustaw stół operacyjny w pochylonej pozycji.
  4. Dostosuj parametry oddechowe respiratora przy objętości oddechowej na poziomie 8 ml/kg (2-3 ml/min), częstości oddechów na poziomie 77 oddechów na minutę (bpm) i ciśnienia szczytowego (szczytowego ciśnienia wdechowego) na poziomie 15 cm H2O. Aby zapobiec zapadnięciu się płuc, należy wyregulować dodatnie ciśnienie wydechowe (PEEP) do 2 cmH2O.
  5. Aby wykonać intubację dotchawiczą, chwyć język i podnieś go pęsetą. Włóż otoskop (ryc. 1B) do jamy ustnej, aby view struny głosowe i wprowadź kaniulę dotchawiczą (ryc. 1B i ryc. 2A) przez struny głosowe. Aby wyraźnie zobaczyć nagłośnię, wyświetl latarkę wokół gardła z góry.
  6. Połącz kaniulę dotchawiczą z rurką respiratora (ryc. 1A i ryc. 2B) i monitoruj ruchy klatki piersiowej, aby potwierdzić prawidłową intubację. Obrzęk brzucha wskazuje na podejrzenie intubacji przełyku, powtórz intubację zgodnie z krokiem 1.8.
  7. Po zakończeniu wszystkich ustawień użyj chirurgicznego mikroskopu stereoskopowego do podwiązania LAD (ryc. 1A) i użyj lampy grzewczej podczas operacji, aby utrzymać temperaturę ciała szczura na poziomie 37 °C.
  8. Nałóż krem do depilacji na szyję i klatkę piersiową szczura i pozostaw na 10 - 20 minut. Delikatnie usuń sierść szczura od szyi do klatki piersiowej.

2. Chirurgiczna indukcja zawału mięśnia sercowego (Czas trwania: 20 - 25 min)

  1. Za pomocą pęsety wyryj skórę na wyrostku mieczykowatym i wykonaj lekkie nacięcie (około 1 cm) za pomocą nożyczek, a następnie naciąć wzdłużnie, zaczynając od wyrostka mieczykowatego, skierowanego w stronę mięśnia mostkowo-obojczykowo-sutkowego.
    1. Unikaj uszkodzenia powięzi, aby zapobiec ciężkiemu krwawieniu. Jeśli wystąpi krwawienie, użyj owiniętych chusteczek, aby delikatnie docisnąć krwawiące miejsce.
  2. Od podstawy mięśnia mostkowo-obojczykowo-sutkowego do5-6 żebra przetnij mięśnie powięziowe i piersiowe wzdłuż lewej strony mostka.
  3. Użyj kleszczy, aby wykonać nakłucie w 3. i 4 .przestrzeni międzyżebrowej w kierunku lewej strony mostka. Nie uszkadzaj serca ani płuc podczas tworzenia (około 6-8 mm). Zastosuj podgląd na tym etapie.
  4. Użyj szczypiec do cięcia żeber, aby przeciąć4, 5 i6 żebra wraz z mięśniami międzyżebrowymi i odłącz pozostałe mięśnie międzyżebrowe za pomocą kleszczy (ryc. 2C).
  5. Delikatnie włóż zwijacz żeber, aby rozsunąć żebra i odsłonić serce (Rysunek 2D). Aby wyraźnie zobaczyć lewe przedsionki, oddziel osierdzie i grasicę od przedniej strony serca za pomocą pęsety i zakrzywionych nożyczek.
  6. Zidentyfikuj lokalizację lewej przedniej zstępującej tętnicy wieńcowej (LAD) do podwiązania szwem.
    1. Po ostrożnym usunięciu osierdzia zidentyfikuj LAD jako wyraźną tętnicę powierzchowną biegnącą po przekątnej od podstawy serca do wierzchołka wzdłuż rowka międzykomorowego. LAD dzieli się na dwa zestawy gałęzi: najpierw gałęzie przegrody (S1 i S2), które perforują przegrodę międzykomorową. Drugi zestaw gałęzi, zwany gałęziami ukośnymi (D1 i D2), perforuje przednią część lewej komory.
    2. Zidentyfikuj trzy regiony LAD, a mianowicie regiony proksymalne, środkowe i dystalne. Proksymalny LAD: obszar LAD od jego początku do pierwszej gałęzi, która może być przegrodą lub przekątną; Mid LAD: obszar między pierwszą gałęzią a drugą gałęzią ukośną; Dystalny LAD: obszar poza drugą gałęzią ukośną jest znany jako dystalny LAD (ryc. 2E).
    3. LAD pojawia się jako pulsująca czerwonawa tętnica o grubszych ścianach. Aby potwierdzić jego lokalizację, delikatnie naciśnij mikrokleszkami, a wyczuwalna jest pulsacja.
  7. Wykonaj trwałe zamknięcie LAD, przechodząc 8-0 jedwabny szew w środkowej części LAD w pobliżu początku pierwszej ukośnej gałęzi D1 za pomocą uchwytu na igłę i delikatnie szarpiąc szew, zapobiegając uszkodzeniom serca (ryc. 2E).
  8. Za pomocą kleszczy wykonaj dwa węzły ligatury w identycznej orientacji (węzeł chirurga). Przymocuj ligatrę, wykonując wiele węzłów w kierunku dwustronnym za pomocą kleszczy.

3. Chirurgia pozorowana

  1. Wykonaj kroki 2.1-2.6. Po wykonaniu torakotomii lewostronnej należy odsłonić serce, założyć szew jedwabny i wciągnąć pod lewą główną tętnicę wieńcową (LAD) bez podwiązywania.

4. Podanie leku leczniczego (Czas trwania: 2-5 min)

  1. Po podwiązaniu LAD należy natychmiast wstrzyknąć doksazosynę w dawce 0,06 mg/kg dożylnie przez żyłę ogonową w grupie leczonej (ryc. 3)

5. Zamknięcie jamy klatki piersiowej po zabiegu chirurgicznym (Czas trwania: 5 min)

  1. Usuń zwijacze tak, aby żebra i mięśnie międzyżebrowe powróciły do swojej pierwotnej pozycji. Zamknij jamę klatki piersiowej, zszywając lewy i prawy mięsień międzyżebrowy za pomocą jedwabnego szwu 6-0. Wykonaj szwy za pomocą szwu 4-0 Prolene, aby zamknąć skórę (ryc. 2F).

6. Opieka i monitorowanie pooperacyjne (Czas trwania: 40 min - 60 min)

  1. Podążaj za operowanym szczurem w celu odzyskania równowagi po znieczuleniu przez 40 minut lub dłużej. Zapewnij całkowite wyzdrowienie, podnosząc lub ściskając ogon.
  2. Tymczasowo odłącz połączenie od respiratora i upewnij się, że szczur oddycha samoregulujący się, badając normalny ruch okolicy klatki piersiowej.
  3. Wyłączyć respirator i wyjąć kaniulę dotchawiczą. Odczep taśmy klejące przymocowane do kończyn.
  4. Wstrzyknąć tramadol (12,5 mg/kg) drogą dootrzewnową w celu złagodzenia bólu pooperacyjnego.
  5. Trzymaj szczura na poduszce grzewczej, aby utrzymać temperaturę ciała na poziomie 37 °C przez co najmniej 30 minut. Stale monitoruj szczura pod kątem wszelkich schorzeń, takich jak nieregularny oddech lub trudności lub wszelkie niebezpieczne objawy zawału.
  6. Kiedy szczur jest w stanie swobodnie się poruszać, rozważ go w stanie całkowitego wyzdrowienia ze znieczulenia. Nawet jeśli szczur nie jest w stanie poruszać się dobrowolnie, trzymaj go w klatce w ciągu 45 minut po wyjęciu z respiratora.
  7. Obserwuj szczura codziennie przez pierwsze 4 dni. Czwartego dnia złóż szczura w ofierze za pomocą komory eutanazyjnej CO2 .

7. Analiza markerów biochemicznych zawału mięśnia sercowego

  1. Oceń poziom troponiny jako biomarker zawału mięśnia sercowego po 6 godzinach i 4 dniach po operacji w próbkach krwi zwierząt.
    1. Pobieranie i przygotowanie próbki: Pobrać próbkę krwi (200 μl) z żyły ogonowej po 6 godzinach od zawału w probówkach pokrytych EDTA lub heparyną oraz przez nakłucie zadoczodołowe (1 ml) po 4 dniach zawału mięśnia sercowego.
      UWAGA: Do badania troponiny T preferowana jest próbka krwi pełnej z antykoagulacją.
    2. Nanieść 150 μl próbki na pasek testowy za pomocą pipet nasercowych i jednorazowych strzykawek dozujących dostarczonych w zestawie.
    3. Inkubować w temperaturze pokojowej przez 15-20 minut, a następnie zinterpretować wyniki na podstawie pojawienia się linii sygnałowej (czerwonawej linii) w strefie wykrywania w ciągu 15-20 minut. Użyj następujących parametrów: Brak linii detekcyjnej, tylko linia kontrolna = ujemna; widoczna linia detekcyjna i linia kontrolna = dodatnia (rysunek 6B).
  2. Wykryć troponinę I w próbce surowicy za pomocą analizatora Standard F.
    1. Pobieranie i przygotowanie próbek: Pobrać próbki krwi (200 μl) z żyły ogonowej po 6 godzinach od zawału w probówkach pokrytych EDTA lub heparyną oraz przez nakłucie zadoczodołowe (1 ml) po 4 dniach zawału mięśnia sercowego.
    2. Przed badaniem pozwól, aby zestaw i próbka krwi miały temperaturę pokojową. Sprawdź datę ważności na odwrocie torebki foliowej. Otwórz torebkę foliową i sprawdź urządzenie testowe (Rysunek 4).
    3. Włóż urządzenie testowe do szczeliny testowej analizatora. Analizator odczytuje dane kodu kreskowego i sprawdza, czy urządzenie testowe jest prawidłowe (rysunek 4).
    4. Zebrać 100 μl próbki za pomocą zakraplacza o stałej objętości (100 μl). Dozować pobraną próbkę do probówki z buforem ekstrakcyjnym. Następnie wyrzuć zużyty zakraplacz o stałej objętości (100 μl).
    5. Wymieszać próbkę i bufor 2x-3x z jednorazowym zakraplaczem (100 μl). Następnie należy zebrać 100 μl mieszaniny próbek.
    6. Po nałożeniu próbki do dołka na próbkę urządzenia testowego, natychmiast naciśnij przycisk TEST START analizatora. Analizator automatycznie wyświetli wynik testu w ciągu 10 minut.
      UWAGA: Jeśli troponina I (TnI) jest obecna, zostanie związana z mikrocząstką europu. Kompleks ten zostanie wychwycony przez przeciwciało wychwytujące na linii testowej, a intensywność światła fluorescencyjnego zostanie wykryta przez analizator.

8. Analiza obszaru zawału

  1. Po złożeniu szczurów w ofierze 4 dni po wykroczeniu należy określić obszar zawału za pomocą makroskopowej metody barwnika chlorku 2,3,5-trifenylotetrazolu (TTC).
    1. Usunąć serce z ciała zwierzęcia i przechowywać je przez noc w temperaturze 4 °C. Wyciąć zarówno małżowiny uszne, korzeń aorty, jak i prawą komorę. Zamrożoną lewą komorę pokrój na plastry o grubości 2-4 mm za pomocą ostrza chirurgicznego. Inkubować wycinki komorowe w temperaturze 37 °C w 1% roztworze TTC (przygotowanym przy użyciu 0,1 M buforu Tris utrzymywanego przy pH 7,8) przez 20 minut.
    2. Przeanalizuj wzór barwienia, ponieważ żywotny mięsień sercowy, który zawiera enzym dehydrogenazę i kofaktor NADH, zabarwił się na ceglastoczerwono TTC z powodu tworzenia formazanu, podczas gdy obszar mięśnia sercowego, który ulega zawałowi, pozostaje niezabarwiony.
  2. Określ obszar zawału metodą objętościową.
    1. Umieść plastry komorowe między dwoma szklanymi szkiełkami, a nad nimi umieszczoną przezroczystą plastikową siatkę ze 100 kwadratami w 1 cm.
    2. Oblicz średnią powierzchnię każdego wycinka komory, licząc liczbę kwadratów po obu stronach. Podobnie oblicz liczbę kwadratów spadających na poplamione i niepoplamione obszary po obu stronach. Niezabarwiony, matowożółty obszar reprezentował część z zawałem, a czerwony obszar reprezentował część żywotną.
    3. Wielkość zawału należy wyrazić jako procent całkowitej objętości lewej komory (%LVV).

9. Analiza histopatologiczna

  1. Barwienie hematoksyliną i eozyną
    1. W celu uzyskania wyników histopatologicznych należy uśmiercić zwierzę 4 dni po podwiązaniu LAD, usunąć serce, przemyć buforem fosforanowym (PBS, pH 7,4) i natychmiast zakonserwować w roztworze formaliny (10%).
    2. Przetwarzanie tkanek należy przeprowadzić poprzez odwodnienie tkanki przez 1 godzinę w serii zwiększających się stężeń alkoholu (70%, 80%, 95%, 95% i alkoholu bezwzględnego), tak aby woda została usunięta z tkanki, a alkohol dostał się do wnętrza tkanki. Usunąć alkohol z tkanek przez zanurzenie w ksylenie.
    3. Po oczyszczeniu przenieś tkankę za pomocą kleszczy do stopionego wosku parafinowego w formie ze stali nierdzewnej. Środek czyszczący dyfunduje, a stopiony wosk wnika do tkanki. Schłodź formę na zimnej płycie, aby zestalić parafinę. Gdy wosk jest całkowicie schłodzony i stwardniały (30 min), łatwo wyjmij blok parafiny z formy.
    4. Za pomocą mikrotomu pociąć bloki parafiny zawierające osadzoną tkankę na odcinki o grubości 4 μm. Umieść wstęgę z sekcjami parafiny w łaźni wodnej o temperaturze 40-45 °C. Zamontuj sekcje na szkiełku i wysusz na powietrzu lub delikatnie ogrzej szkiełko. Następnie odparafinowaj skrawki, myjąc je ksylenem i ponownie nawadniając alkoholem bezwodnym i wodą.
    5. Barwienie hematoksyliną przez 15 min. Umyj poplamione sekcje wodą i potraktuj je 1% mieszaniną kwaśnego alkoholu przez 20 s.
    6. Po umyciu wodą wybarwić skrawki barwnikiem przeciwstawnym (1% wodny roztwór eozyny) przez 2 min. Obserwuj szkiełka pod mikroskopem, aby uwidocznić zmiany histopatologiczne przy powiększeniu 10x i 40x.
  2. Barwienie trichromowe Massona
    1. Przygotuj następujące odczynniki.
      1. Roztwór Bouina: Dodaj 75 ml nasyconego kwasu pikrynowego, 25 ml 40% formaldehydu i 5 ml lodowatego kwasu octowego. Roztwór żelaza Hematoksyliny Weigerta: Przygotować roztwór podstawowy A zawierający Hematoksylinę 1 g w 100 ml 95% alkoholu. Przygotować roztwór podstawowy B zawierający 29% chlorku żelaza w 4 ml wody, 1 ml stężonego kwasu solnego i 95 ml wody destylowanej. Dodać równe części roztworu podstawowego A i B do użycia. Mieszanina jest stabilna nie dłużej niż 3 miesiące.
      2. Roztwór Fuschin Biebrich Scarlet-Acid: Dodaj 90 ml 1% wodnego roztworu Biebrich Scarlet, 10 ml 1% wodnego kwasu fuschinowego i 1 ml lodowatego kwasu octowego. Roztwór kwasu fosfomolibdenowo-fosfatungstycznego: Dodać 25 ml 5% kwasu fosfomolibdenowego i 25 ml 5% kwasu fosfowolframowego. Roztwór błękitu anilinowego: Dodać 2,5 g błękitu anilinowego i 2 ml lodowatego kwasu octowego do 100 ml wody destylowanej. 1% lodowaty roztwór kwasu octowego.
    2. Odparafinować odcinki serca zatopione w parafinie za pomocą ksylenu, a następnie ponownie nawodnić w różnych stężeniach alkoholu.
    3. Inkubować sekcje serca w roztworze Bouina przez 30 minut w temperaturze 56 °C, aby zwiększyć ostateczną intensywność koloru. Opłucz sekcje pod bieżącą wodą z kranu, aż żółty kolor zostanie usunięty.
    4. Tkankę należy barwić hematoksyliną przez 1 min, a następnie myć bieżącą wodą z kranu przez 2-3 min. Skrawki barwić roztworem fuksyny szkarłatnej kwasu biebrichowego przez 15 min.
    5. Różnicować z 5% fosfomolibdekiem - kwasem fosfotunstycznym przez 5 - 8 min. Przenieś wycinek bezpośrednio (bez spłukiwania) do roztworu błękitu anilinowego na 6-8 minut.
    6. Umyć wodą destylowaną. Następnie rozróżnić za pomocą 1% roztworu kwasu octowego. Odwodnić 95% etanolem, oczyścić ksylenem, zamontować na szkiełku i zbadać pod mikroskopem12.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Intubacja dotchawicza jest konieczna, aby wspomóc wentylację podczas procedury podwiązania LAD, obejmującej zabiegi klatki piersiowej na otwartej klatce piersiowej u szczurów. Udaną intubację potwierdzają podstawowe parametry oddechowe przed zabiegiem chirurgicznym oraz utrzymanie stabilnego oddechu, objętości oddechowej i objętości minutowej podczas zabiegu chirurgicznego (ryc. 5).

Powodzenie procedury podwiązania LAD zostało potwierdzone poprzez ocenę sercowych ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Nasze obecne badanie przedstawia indukcję zawału mięśnia sercowego poprzez trwałe zamknięcie lewej przedniej zstępującej tętnicy wieńcowej (LAD) u szczurów. W tym protokole chirurgicznym znieczulenie Ketamina 80 mg/kg podawana drogą dootrzewnową wywołało szybkie znieczulenie, wraz z dootrzewnowym podaniem ksylazyny 12 mg/kg, spowodowało wystarczające rozluźnienie mięśni, ułatwiając w ten sposób skutecznie całą procedurę chirurgiczną, a także płynną rekonwalescencję po operacji po krótkim czasie przy minimalnych skutkach ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Wszyscy autorzy ujawnili wszelkie konflikty interesów.

Podziękowania

Dr Ravi Kumar Dhawan, dyrektor Khalsa College of Pharmacy, Amritsar, za udzielenie wskazówek i wsparcie w zakupie całego sprzętu chirurgicznego; Kierownictwo Rady Zarządzającej Khalsa College za zapewnienie funduszy; Dr. Harish Kumar Verma, Dyrektor Kolegium Weterynaryjnego i Nauk o Zwierzętach Khalsa, Amritsar za dostarczenie próbki ketaminy i ksylazyny w prezencie; Dr Rekha Singh, Zakład Histopatologii, Fortis Memorial Research Institute, Gurugram dla placówek histopatologicznych i klasyfikacji; Pan Hemaant Arora, M.D., Universal Diagnostics zapewniający możliwość oceny troponiny I; Dr Rachna Hora, prof. nadzwyczajny, Zakład Biologii Molekularnej i Biochemii w zakresie technik blottingu.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Kaniula dożylna w rozmiarze 18Kent Scientific, Stany Zjednoczone
Kaniula dożylna w rozmiarze 20 GaugeKent Scientific, Stany Zjednoczone
4-0 Szew polipropylenowyKhanna Chirurgiczny
6-0 szew jedwabnyNanak Chirurgiczny
8-0 szew jedwabnyNanak Chirurgiczny
Kleszcze AdsonNanak Chirurgiczny
Aparat anestezjologicznyOrchidea Naukowa
Komora indukcyjna anestezjologiiOrchidea Naukowa
Zakrzywione nożyczkiNanak Chirurgiczny
Rurka do intubacji dotchawiczejKent Scientific, Stany Zjednoczone
Krem do depilacjiNanak Chirurgiczny
Poduszka grzewczaKent Scientific, Stany Zjednoczone
Kleszcze haczykoweNanak Chirurgiczny
KetaminaPróbka prezentowa od KVAS, Amritsar
Mikro uchwyt na igłęNanak Chirurgiczny
Rękawice nitrylowe Nanak Chirurgiczny
Stół operacyjny
OtoskopNanak Chirurgiczny
Kleszcze grochoweNanak Chirurgiczny
Zwijacz żeberNanak Chirurgiczny
Pęseta prostaNanak Chirurgiczny
Szczypce cieśninoweNanak Chirurgiczny
Chirurgiczny czepek do włosówNanak Chirurgiczny
Maska chirurgicznaNanak Chirurgiczny
Stereoskop chirurgicznyOlimp WielkiNumer katalogowy: 24B1187 powiedział:Mikroskop MSZ-TR z zoomem stereo ze statywem wysięgnika, współczynnik powiększenia: 1:7 zoom obiektywu: 0,65 - 4,5x Okular 10x/22 mm Powiększenie: 6,5 - 45x z 10-krotnym okularem Podświetlenie pierścieniowe LED
Kleszcze bezzębneNanak Chirurgiczny
TramadolPróbka prezentowa ze szpitala Amandeep, ASR
PęsetaNanak Chirurgiczny
RespiratorRoVent (Kent Scientific,  Stany Zjednoczone)Przekaźnik Miniaturowy RV-04-220Automatyczny wentylator z regulacją objętości i ciśnienia oraz ogrzewaniem i monitorowaniem temperatury
KsylazynaPróbka prezentowa od KVAS, Amritsar

Bibliografia

  1. World Heart Report. , World Heart Federation. https://world-heart-federation.org/wp-content/uploads/World-Heart-Report-2023.pdf (2023).
  2. Lindstrom, M., et al. Global Burden of Cardiovascular Diseases and Risks Collaboration, 1990-2021. J Am Colleg Cardiol. 80 (25), 2372-2425 (2022).
  3. Byrne, R. A., et al. ESC guidelines for the management of acute coronary syndromes. Eur Heart J. 44 (38), 3720-3826 (2023).
  4. Widimsky, P., et al. Long distance transport for primary angioplasty vs immediate thrombolysis in acute myocardial infarction. Final results of the randomized national multi-center trial-PRAGUE-2. Eur Heart J. 24 (1), 94-104 (2003).
  5. Roth, G. A., et al. Global, regional, and national age-sex-specific mortality for 282 causes of death in 195 countries and territories, 1980-2017: a systematic analysis for the Global Burden of Disease Study 2017. Lancet. 392, 1736-1788 (2018).
  6. Frangogiannis, N. G. The mechanistic basis of infarct healing. Antioxid Redox Signal. 8, 1907-1939 (2006).
  7. Gill, J. K., Rehsia, S. K., Verma, E., Sareen, N., Dhingra, S. Stem cell therapy for cardiac regeneration: past, present, and future. Can J Physiol Pharmacol. 102, 161-179 (2024).
  8. Robich, M. P., et al. Myocardial therapeutic angiogenesis: a review of the state of development and future obstacles. Expert Rev Cardiovasc Ther. 9 (11), 1469-1479 (2011).
  9. Ahn, D., et al. Induction of myocardial infarcts of a predictable size and location by branch pattern probability-assisted coronary ligation in C57BL/6 mice. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 286, H1201-H1207 (2004).
  10. Domino, E. F. Taming the ketamine tiger. 1965. Anesthesiology. 113, 678-684 (2010).
  11. Van Pelt, L. F. Ketamine and Xylazine for surgical anesthesia in rats. J Am Vet Med Assoc. 171, 842-844 (1977).
  12. Li, C., et al. Silver nanoparticles/chitosan oligosaccharide/ poly(vinyl alcohol) nanofiber promotes wound healing by activating TGFβ1/Smad signaling pathway. Silver nanoparticles/chitosan oligosaccharide/ poly(vinyl alcohol) nanofiber promotes wound healing by activating TGFβ1/Smad signaling pathway. Int J Nanomedicne. 11, 373-387 (2016).
  13. Thygesen, K., et al. Fourth universal definition of myocardial infarction. Eur Heart J. 40, 237-269 (2018).
  14. Radha, R., Shahzadi, S. K., Al-Sayah, M. H. Fluorescent Immunoassays for Detection and Quantification of Cardiac Troponin I: A Short Review. Molecules. 26, 4812(2021).
  15. Srikanth, G. V. N., Parkash, P., Tripathy, N. K., Dixit, M., Nityanand, S. Establishment of a rat model of myocardial infarction with a high survival rate: A suitable model for evaluation of efficacy of stem cell therapy. J Stem Cells Regen Med. 5 (1), 30-36 (2004).
  16. Lugrin, J., Parapanov, R., Kueger, T., Liaudet, L. Murine Myocardial Infarction Model using Permanent Ligation of Left Anterior Descending Coronary Artery. J Vis Exp. (150), e59591(2019).
  17. Kast, S., et al. Simplification of rat intubation on inclined metal plate. Adv Physiol Educ. 28, 29-32 (2004).
  18. Maruyama, K., et al. Anterior descending coronary artery in mice to generate a model of myocardial infarction. STAR Protoc. 2, 100775(2021).
  19. Pop, I. C., et al. Induction of a chronic myocardial infarction in the laboratory animal - experimental model. Clujul Medical. 86 (4), 334-339 (2013).
  20. Durant, E., Singh, A. Acute first diagonal artery occlusion: a characteristic pattern of ST elevation in noncontiguous leads. Am J Emerg Med. 33 (9), 1326.e3-1326.e5 (2015).
  21. McLaren, J., et al. From ST-Segment Elevation MI to Occlusion MI: The New Paradigm Shift in Acute Myocardial Infarction. JACC Adv. 3 (11), 101314(2024).
  22. Kasturi, S., Bandimida, S., Gajiwal, N., Thakkar, A. A Challenging Case of Bifurcation Lesion in Left Anterior Descending Artery: Managed Successfully with Everolimus-Eluting Bioresorbable Vascular Scaffold and Kissing Balloon Technique under Optical Coherence Tomography Guidance. Heart India. 3 (3), 79-81 (2015).
  23. Meyers, H. P., et al. Comparison of the ST-elevation myocardial infarction (STEMI) vs. NSTEMI and occlusion MI (OMI) vs. NOMI paradigms of acute MI. J Emerg Med. 60, 273-284 (2021).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Podwi zanie t tnicy wie cowejszczurzy model MIniedokrwienna choroba sercaprocedura torakotomiizapalenie po MIgojenie zawa uw knienie mi nia sercowegoproces angiogenezy
Film wkrótce dostępny
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki Korzystania

Zasady

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.