Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Innowacyjne frakcjonowanie tkanki tłuszczowej do przekształcania tłuszczu w specjalistyczne składniki

1.5K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/68152

⸱

11 lipca 2025

 ,  , 
1Department of Plastic and Cosmetic Surgery, Nanfang Hospital, Southern Medical University

W tym artykule

Podsumowanie

Tutaj prezentujemy protokół, który może przekształcić autologiczną tkankę tłuszczową w różne substancje składowe tkanki tłuszczowej o różnych właściwościach i funkcjach fizykochemicznych.

Streszczenie

Tradycyjne autologiczne przeszczepianie tkanki tłuszczowej jest powszechnie stosowane do zwiększania objętości i regeneracji tkanek. Jednak jednolite właściwości fizyczne i biologiczne przeszczepów tłuszczu często prowadzą do nieoptymalnej wydajności w różnych scenariuszach pacjentów i wieloaspektowych wymaganiach. Rozwijając podstawy autologicznego przeszczepu tłuszczu, wprowadzamy pionierskie podejście określane jako autologiczny przeszczep składnika tłuszczowego. Ta innowacyjna koncepcja łączy w sobie skrupulatnie opracowany protokół mający na celu przekształcenie autologicznej tkanki tłuszczowej w różnorodny zestaw składników tłuszczowych, z których każdy charakteryzuje się unikalnymi właściwościami fizykochemicznymi dostosowanymi do konkretnych zastosowań w różnych kontekstach klinicznych. Za pomocą szeregu metod fizycznych tkanka tłuszczowa może zostać przekształcona w Kompleks Matrycy Tłuszczowej (AMC) zapewniający wystarczające sztywne podparcie, Tłuszcz o wysokiej gęstości (HDF) do dalszego wypełniania, żel Stromal Vascular Fraction (SVF) do małych i/lub precyzyjnych iniekcji oraz Adipose Collagen Fragment (ACF) do drobnych zmarszczek i/lub potrzeb odmładzania twarzy. Te odrębne składniki tkanki tłuszczowej posiadają nieodłączne cechy, które nadają się do precyzyjnych i ukierunkowanych strategii przeszczepów, zaspokajając zniuansowane wymagania indywidualnych potrzeb pacjentów. Nowatorski protokół frakcjonowania tkanki tłuszczowej wykazuje ogromny potencjał w rewolucjonizowaniu przeszczepu tkanki tłuszczowej. Oferuje nową perspektywę i metodologię dla bardziej wyrafinowanego i dostosowanego do potrzeb przeszczepu.

Wprowadzenie

Autologiczny przeszczep tkanki tłuszczowej jest szeroko stosowaną techniką zwiększania objętości i regeneracji tkanek, napędzaną postępem w przygotowaniu miejsca dawczego, ekstrakcji tłuszczu, przetwarzaniu i implantacji1,2,3,4. Jednak jednolite właściwości fizyczne i biologiczne tradycyjnych przeszczepów tłuszczowych często ograniczają ich skuteczność w zaspokajaniu różnych potrzeb klinicznych5. Aby przezwyciężyć te ograniczenia, nasz zespół badawczy opracował innowacyjny protokół frakcjonowania tkanki tłuszczowej, przekształcający autologiczny tłuszcz w wyspecjalizowane składniki o odrębnych właściwościach i funkcjach fizykochemicznych.

Głównym celem protokołu jest frakcjonowanie autologicznej tkanki tłuszczowej na wyspecjalizowane składniki - Kompleks Matrycy Tłuszczowej (AMC), Żel Frakcji Naczyniowej Zrębu (SVF) i Fragment Kolagenu Tłuszczowego (ACF), z których każdy został zaprojektowany z myślą o konkretnych wyzwaniach klinicznych. Dostarczając komponenty o unikalnych właściwościach, takich jak zwiększona sztywność, wysoka gęstość komórek i formuły bogate w kolagen, protokół umożliwia precyzyjne i ukierunkowane strategie przeszczepiania6,7,8,9,10,11.

Tradycyjne przeszczepy tłuszczu, choć skuteczne w zwiększaniu objętości, często nie spełniają złożonych wymagań scenariuszy klinicznych. Jego nieprzewidywalne wchłanianie tłuszczu prowadzi do niestabilnej odbudowy objętości. Co więcej, ze względu na jednolite właściwości fizyczne i biologiczne tradycyjnych przeszczepów tłuszczu, nie są one w stanie zapewnić ukierunkowanego wypełnienia obszarów o szczególnych wymaganiach dotyczących przeszczepu, takich jak wsparcie strukturalne, wykonywanie precyzyjnych iniekcji na małych obszarach i osiąganie ukierunkowanej stymulacji kolagenu. Problemy te często wymagają wielu operacji, co zwiększa ból i obciążenie finansowe pacjentów1,2,5. Ten protokół frakcjonowania rozwiązuje te ograniczenia poprzez specyficzne wzbogacenie tkanki tłuszczowej w zawartość o szczególnej wartości z tradycyjnej tkanki tłuszczowej. Dzięki temu procesowi tworzymy składniki tkanki tłuszczowej o dostosowanych właściwościach, oferując w ten sposób klinicystom wszechstronny zestaw narzędzi do spersonalizowanego leczenia. W porównaniu z syntetycznymi wypełniaczami lub tradycyjnym przeszczepem tłuszczu, podejście to wykorzystuje tkankę autologiczną, eliminując ryzyko odrzucenia immunologicznego i zapewniając biokompatybilność3. Dodatkowo w procesie frakcjonowania powstają składniki o unikalnych właściwościach, takie jak AMC, który zapewnia wsparcie strukturalne i charakteryzuje się niskim współczynnikiem wchłaniania; SVF-żel, który zapewnia precyzyjne iniekcje i charakteryzuje się dużą gęstością komórek frakcji zrębu naczyniowego; oraz ACF, białkowe rusztowanie kolagenowe zdolne do kontrolowanego uwalniania czynników tłuszczowych, które wykazuje potencjał do zastosowań klinicznych w odmładzaniu skóry7,9,11. Takie podejście zmniejsza również potrzebę powtarzania procedur, poprawiając retencję przeszczepów i zadowolenie pacjenta10,12.

Koncepcja frakcjonowania tkanek biologicznych w celu optymalizacji wyników terapeutycznych jest dobrze ugruntowana, co widać w rozdzielaniu krwi na osocze, czerwone krwinki i płytki krwi dla docelowych zastosowań medycznych. W ostatnich latach stopniowo rozwijają się również badania i kliniczne zastosowania składników tkanki tłuszczowej13,14,15,16,17,18. Ten protokół frakcjonowania tkanki tłuszczowej opiera się na tej zasadzie, izolując składniki o różnych właściwościach do dostosowanego zastosowania klinicznego. Klinicyści mogą określić przydatność tej metody, biorąc pod uwagę potrzeby anatomiczne pacjenta, pożądane wyniki (np. zwiększenie objętości, wsparcie strukturalne lub odmłodzenie skóry) oraz dostępny sprzęt. Protokół ten jest szczególnie skuteczny w przypadkach wymagających precyzyjnej kontroli właściwości przeszczepu, takich jak odmładzanie twarzy, rewizja blizn lub złożone procedury rekonstrukcyjne7,10,12.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

To badanie zostało zatwierdzone przez Komisję Oceny Etyki w Szpitalu Nanfang w Kantonie, Chiny. Tkankę tłuszczową pobrano od zdrowych dawców, którzy wyrazili pisemną świadomą zgodę na udział w badaniu. Wszystkie eksperymenty na zwierzętach zostały zatwierdzone przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki i Wykorzystania Zwierząt w Szpitalu Nanfang i przeprowadzone zgodnie z wytycznymi Narodowej Rady Zdrowia i Badań Medycznych (Chiny).

1. Przygotowanie tłuszczu

  1. Znieczulenie ogólne i infiltracja płynu tumescencyjnego
    1. Umieścić pacjenta w znieczuleniu ogólnym. Podczas fazy indukcji dożylnej należy podać kombinację propofolu (2 mg/kg), fentanylu (1,5 μg/kg) i rokuronium (0,6 mg/kg), a następnie utrzymać głębokość znieczulenia za pomocą sewofluranu (1,5%) i remifentanylu (0,1 μg/kg/min). W trakcie zabiegu dynamicznie dostosowuj plan znieczulenia w oparciu o monitoring BIS (wartość docelowa 40-60), parametry krążenia (MAP >65 mmHg) orazEtCO2 (35-45 mmHg).
    2. Ułożyć pacjenta w pozycji leżącej na plecach z wyściółką ochronną w punktach nacisku i dokładnie zdezynfekować miejsce operacyjne alkoholem chlorheksydyny. Przestrzegaj protokołów aseptycznych, aby zminimalizować ryzyko infekcji.
    3. Naciekać tkankę podskórną obszaru liposukcji (takiego jak brzuch lub udo) płynem tumescencyjnym zawierającym 0,06% lidokainy i 0,001% epinefryny za pomocą strzykawki o pojemności 20 ml. Utrzymuj stosunek nacieku 2:1 do przewidywanej objętości ekstrakcji tłuszczu, dostosowując całkowitą objętość wstrzyknięcia zgodnie ze specyficznymi cechami anatomicznymi pacjenta i wielkością leczonego obszaru.
    4. Sprawdź efekt znieczulający, aby potwierdzić pełną infiltrację płynu tumescencyjnego. Przed kolejnym krokiem nakłuj lub uszczypnij obszar liposukcji. Jeśli pacjent odczuwa tylko lekki ucisk, naciek jest wystarczający, co umożliwia gromadzenie tłuszczu przy mniejszym dyskomforcie.
  2. Zbiór tłuszczu
    1. Do zbierania tłuszczu należy użyć kaniuli wieloportowej 3 mm z ostrymi otworami bocznymi o średnicy 1 mm. Wykonaj operację przy ciśnieniu ssania -0,75 atm, aby zminimalizować uszkodzenia tkanki tłuszczowej i zapewnić integralność i żywotność pobranych komórek tłuszczowych.
  3. Preparat tłuszczu Coleman
    1. Pozostawić zebrany tłuszcz, który umieszcza się w strzykawce o pojemności 60 ml, aby odstawił się na 10 minut, aby płynne składniki osiadły na dnie pojemnika.
    2. Ostrożnie wylej płynną część na dole i zbierz górną, stosunkowo czystą warstwę tłuszczu, aby usunąć zanieczyszczenia, takie jak krew i płyn tumescencyjny.
    3. Zatrzymany tłuszcz należy zatrzymać w 60-mililitrowej strzykawce i odwirować przy 1,200 x g przez 3 minuty w temperaturze pokojowej w celu dalszej stratyfikacji składników.
    4. Po odwirowaniu ponownie wyrzuć płynną część na dnie. Zachowaj górną warstwę tłuszczu, która jest zdefiniowana jako tłuszcz Colemana, w 60-
      strzykawka mililitrowa.
  4. Pobieranie próbek tłuszczu o wysokiej i niskiej gęstości
    1. Przenieś górne 2/3 tłuszczu Colemana do probówki o pojemności 20 ml, definiując go jako tłuszcz o niskiej gęstości (LDF).
    2. Przenieś pozostałą dolną 1/3 tłuszczu Colemana do innej probówki o pojemności 20 ml, definiując go jako tłuszcz o dużej gęstości (HDF).

2. Ekstrakcja komponentów

  1. Preparat kompleksu macierzy tłuszczowej (AMC)
    1. Przepuścić HDF przez urządzenie filtrujące z tuleją i trzema sitami wewnętrznymi (odstęp między sitkami filtracyjnymi 1,5 mm).
    2. Zbierz przyczepioną tkankę i odwodnij ją w worku filtrującym o oczkach 100 otoczonym gazą. Określ punkt końcowy, obserwując tkankę, gdy jest ona zbierana kleszczami; Gdy po podniesieniu kleszczy nie spadną żadne widoczne kropelki płynu, oznacza to, że odwodnienie osiągnęło pożądany efekt. Produkt końcowy został zidentyfikowany jako AMC. Zachowaj pozostałą płytę HDF do wykorzystania w przyszłości.
  2. Ekstrakcja żelu z frakcji zrębu naczyniowego (SVF)
    1. Emulgacja mechaniczna LDF: Emulgować LDF mechanicznie, przepuszczając go między dwie strzykawki połączone złączem Luer-Lok typu żeńskie-żeńskie o średnicy wewnętrznej 1,4 mm z szybkością 10 ml/s przez 1 min.
    2. Odwirować zemulgowany LDF o stężeniu 1 600 x g przez 3 minuty. Zebrać środkową warstwę, która przypomina substancję podobną do żelu, jako żel SVF.
  3. Produkcja fragmentów kolagenu tłuszczowego (ACF)
    1. Proszkowanie LDF: Sproszkować LDF w specjalistycznym ekstraktorze ACF z prędkością 30 000 obr./min przez 60 s, aby uzyskać zawiesinę tłuszczu.
    2. Filtrowanie: Przenieść zawiesinę tłuszczu do strzykawek o pojemności 20 ml. Podłącz go do filtra jednokierunkowego 0,25 mm, popchnij tłok i zbierz filtrat do kolejnej strzykawki o pojemności 20 ml. Następnie podłącz tę strzykawkę do jednokierunkowego filtra 0,15 mm, ponownie popchnij tłok i zbierz końcowy filtrat do trzeciej strzykawki o pojemności 20 ml. Następnie odwirować zawiesinę tłuszczu o sile 3 000 x g przez 3 minuty.
    3. Zbierz stałą część na dole jako ACF.

3. Testowanie składników tłuszczu

  1. Badanie sztywności
    1. Stosować urządzenie z czujnikiem do pomiaru siły o zakresie od 0 N do 225 N i siłownikiem elektromagnetycznym pozwalającym na przesuw osiowy 6 mm.
    2. Zaciskać każdą próbkę tkanki (AMC i tłuszcz Colemana) i zastosować napięcie wstępne 25 - 30 N, aby wyeliminować luzy i spowodować wydłużenie. Ustaw obciążenie rampy na 8 mm/s i zapisz elektronicznie najwyższą siłę osiągniętą przed pęknięciem próbki. Następnie urządzenie oblicza sztywność tkanki.
  2. Barwienie hematoksyliną i eozyną (HE) oraz Massonem
    1. Utrwal próbki w 4% paraformaldehydzie, aby zachować ich strukturę. Odwodnić w gradiencie etanolu, aby usunąć wodę, która jest niezbędna do późniejszego procesu zatapiania.
    2. Zanurz próbki w parafinie, w procesie, który ułatwia cięcie próbek na cienkie kawałki. Następnie podziel próbki zatopione w parafinie.
    3. Barwić skrawki za pomocą plam trichromowych HE i Massona. Zbadaj próbki za pomocą skaningowej mikroskopii elektronowej (SEM).
  3. Badania transplantacyjne
    1. Wybierz 70 nagich myszy o poziomie SPF dla zdrowia, o wadze 15 - 18 g i w wieku 4 - 6 tygodni (niezależnie od płci). Myszy należy trzymać zgodnie z wytycznymi instytucjonalnymi, trzymać w indywidualnych klatkach z 12-godzinnym cyklem światła/ciemności i zaopatrywać w standardowe pożywienie i wodę ad libitum.
    2. Znieczulić myszy przez dootrzewnowe wstrzyknięcie pentobarbitalu sodu (50 mg/kg). Sprawdź głębokość znieczulenia za pomocą odruchu szczypania palców u stóp. Nałóż maść do oczu, aby zapobiec wysuszeniu.
    3. Wstrzyknąć 0,3 ml przygotowanego AMC lub tkanki tłuszczowej (tłuszcz Colemana w grupie kontrolnej) do tkanek podskórnych każdej myszy, służąc jako linia bazowa przeszczepu tłuszczu. Monitoruj zwierzęta, aż odzyskają przytomność, a następnie przenieś je do klatek.
    4. W dniach 7, 14, 30, 60 i 90 po szczepieniu zbierz przeszczepy, ostrożnie oddzielając je od otaczającej tkanki. Zmierz ich objętość. Szybkość retencji przeszczepów określono w następujący sposób:
      wskaźnik retencji (%) = objętość przeszczepu w czasie zbioru/objętość tłuszczu iniekcyjnego (tutaj 0,3 ml) x 100%.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Poprzez zastosowanie różnych procedur mechanicznych przeprowadzonych podczas procesu chirurgicznego, z sukcesem przekształciliśmy tkankę tłuszczową w odrębne komponenty tłuszczowe o różnych charakterystykach. Są to kolejno: AMC, który zapewnia solidne wsparcie (Rycina 1A), HDF do dalszego wypełniania (Rycina 1B), żel SVF-gel do precyzyjnych iniekcji w małych obszarach (Rycina 1C) oraz ACF do usuwania drobnych zmarszczek lub w celu r...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Ten protokół frakcjonowania tkanki tłuszczowej obejmuje kilka krytycznych etapów, które zapewniają pomyślną izolację wyspecjalizowanych składników. Po pierwsze, odwirowanie pobranej tkanki tłuszczowej rozdziela ją na tłuszcz o wysokiej gęstości (HDF) i tłuszcz o niskiej gęstości (LDF), z których każdy ma odrębny skład macierzy komórkowej i zewnątrzkomórkowej (ECM)23,24. HDF, bogaty w żywotne adipocyty i komórki zrębu frakcji naczyniowej (SVF), jest dalej przetwar...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy oświadczają, że nie ma dla nich konfliktu interesów.

Podziękowania

Ta praca była wspierana przez Narodową Fundację Nauk o Przyrodzie w Chinach (granty 81801932, 81901976, 81971852, 81772101 i 81901975).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
0,001% EpinefrynaSigma-AldrichE4375
0,06% LidokainaSigma-AldrichL5647
3-milimetrowa wieloportowa kaniulaTulip Produkty medyczne, San Diego, CA, USA/
50-ml probówki wirówkoweCorning430829
Urządzenie do testowania obciążenia BOSE ElectroForceBose Corporation/
CollagenaseWorthington BiochemicalLS004176
Złącze Luer-Lok żeńskie-żeńskieBiosciences309628
Urządzenie filtrujące z tuleją i sitamiwykonane na zamówienie (Shanghai Tiangong Instruments Co., Ltd.)/
GauzeMedline IndustriesMDS093944
Hematoksylina/Zestaw do barwienia eozynySigma-AldrichHT110116
Zestaw do barwienia trichromu MassonaSigma-AldrichHT15
Nagie myszySouthern Mdical University/
Sól fizjologiczna buforowana fosforanami (PBS)Thermo Fisher Scientific
Okrągły sitko filtracyjne ze stali nierdzewnej (0,15 mm)Shanghai Tiangong Instruments Co., Ltd./
Okrągły sitko filtracyjne ze stali nierdzewnej (0,25 mm)Shanghai Tiangong Instruments Co., Ltd./
Sterylizowany worek filtracyjny ze 100 siatkamiShanghai Tiangong Instruments Co., Ltd./
Frakcja naczyniowa zrębu (SVF)-Ekstraktor żelowyShanghai Tiangong Instruments Co., Ltd./
TrypsinThermo Fisher Scientific25200056
Zestaw do analizy Western BlotBio-Rad1705061
BD 10010023

Bibliografia

  1. Simonacci, F., Bertozzi, N., Grieco, M. P., Grignaffini, E., Raposio, E. Procedure, applications, and outcomes of autologous fat grafting. Ann Med Surg. 20, 49-60 (2017).
  2. Strong, A. L., Cederna, P. S., Rubin, J. P., Coleman, S. R., Levi, B. The Current State of Fat Grafting: A Review of Harvesting, Processing, and Injection Techniques. Plast Reconstr Surg. 136 (4), 897-912 (2015).
  3. Evans, B. G. A., Gronet, E. M., Saint-Cyr, M. H. How Fat Grafting Works. Plast Reconstr Surg Glob Open. 8 (7), e2705(2020).
  4. Costanzo, D., Romeo, A., Marena, F. Autologous Fat Grafting in Plastic and Reconstructive Surgery: An Historical Perspective. Eplasty. 22, e4(2022).
  5. Suszynski, T. M., Sieber, D. A., Van Beek, A. L., Cunningham, B. L. Characterization of adipose tissue for autologous fat grafting. Aesthetic Surg J. 35 (2), 194-203 (2015).
  6. He, Y., et al. Human adipose liquid extract induces angiogenesis and adipogenesis: a novel cell-free therapeutic agent. Stem Cell Res Ther. 10 (1), 252(2019).
  7. Li, Y., et al. Adipose matrix complex: a high-rigidity collagen-rich adipose-derived material for fat grafting. Aging. 13 (11), 14910-14923 (2021).
  8. Zhu, H., et al. Improving Low-Density Fat by Condensing Cellular and Collagen Content through a Mechanical Process: Basic Research and Clinical Applications. Plast Reconstr Surg. 148 (5), 1029-1039 (2021).
  9. Yao, Y., et al. Adipose Extracellular Matrix/Stromal Vascular Fraction Gel: A Novel Adipose Tissue-Derived Injectable for Stem Cell Therapy. Plast Reconstr Surg. 139 (4), 867-879 (2017).
  10. Yao, Y., et al. Adipose Stromal Vascular Fraction Gel Grafting: A New Method for Tissue Volumization and Rejuvenation. Dermatol Durg. 44 (10), 1278-1286 (2018).
  11. Jin, X., et al. An Adipose-Derived Injectable Sustained-Release Collagen Scaffold of Adipokines Prepared Through a Fast Mechanical Processing Technique for Preventing Skin Photoaging in Mice. Front Cell Dev Biol. 9, 722427(2021).
  12. Cai, J., et al. Adipose Component Transplantation: An Advanced Fat-Grafting Strategy for Facial Rejuvenation. Plast Reconstr Surg. 153 (3), 549e-554e (2024).
  13. Demirel, O., Aköz Saydam, F. Assessment of the Causes of Differences in Centrifugation Protocols as a Fat-Processing Technique: A Systematic Literature Review. Aesthetic Plast Surg. 45 (3), 1242-1265 (2021).
  14. Neal, M. D., et al. Early Cold Stored Platelet Transfusion Following Traumatic Brain Injury: A Randomized Clinical Trial. Ann Surgery. , (2025).
  15. Czako, S., Prochaska, M. Red blood cell transfusion clinical decision support: A scoping review of guideline adherence and clinical impact. Transfusion. 65 (2), 410-419 (2025).
  16. Warner, D., Duncan, H., Gudsoorkar, P., Anand, M. Indications and complications associated with centrifuge-based therapeutic plasma exchange - a retrospective review. BMC Nephrol. 26 (1), 87(2025).
  17. Yang, R., Song, Z., Li, S., Wang, J., Liang, H. Analysis of the Volume of the Liposuction-Derived Adipose Tissue in Clinical Application. J Craniofacial Surg. , (2025).
  18. Baniameri, S., et al. Tissue Engineering 3D-Printed Scaffold Using Allograft/Alginate/Gelatin Hydrogels Coated With Platelet-Rich Fibrin or Adipose Stromal Vascular Fraction Induces Osteogenesis In Vitro. J Cell Physiol. 240 (1), e31497(2025).
  19. Karna, E., Szoka, L., Huynh, T. Y. L., Palka, J. A. Proline-dependent regulation of collagen metabolism. Cell Mol Life Sci. 77 (10), 1911-1918 (2020).
  20. Ricard-Blum, S. The collagen family. Cold Spring Harb Perspect Biol. 3 (1), a004978(2011).
  21. Ferrara, N. VEGF and the quest for tumour angiogenesis factors. Nat Rev Cancer. 2 (10), 795-803 (2002).
  22. Harraz, M. M., et al. SOD1 mutations disrupt redox-sensitive Rac regulation of NADPH oxidase in a familial ALS model. J Clin Invest. 118 (2), 659-670 (2008).
  23. Guan, J., et al. Identification of High-Quality Fat Based on Precision Centrifugation in Lipoaspirates Using Marker Floats. Plast Reconstr Surg. 146 (3), 541-550 (2020).
  24. Qiu, L., et al. Identification of the Centrifuged Lipoaspirate Fractions Suitable for Postgrafting Survival. Plast Reconstr Surg. 137 (1), 67e-76e (2016).
  25. Feng, J., et al. Mechanical process prior to cryopreservation of lipoaspirates maintains extracellular matrix integrity and cell viability: evaluation of the retention and regenerative potential of cryopreserved fat-derived product after fat grafting. Stem Cell Res Ther. 10 (1), 283(2019).
  26. Comerci, A. J., et al. Risks and Complications Rate in Liposuction: A Systematic Review and Meta-Analysis. Aesth Surg J. 44 (7), Np454-Np463 (2024).
  27. Crisan, M., et al. A perivascular origin for mesenchymal stem cells in multiple human organs. Cell stem cell. 3 (3), 301-313 (2008).
  28. Pan, Z., et al. CD90 serves as differential modulator of subcutaneous and visceral adipose-derived stem cells by regulating AKT activation that influences adipose tissue and metabolic homeostasis. Stem Cell Res Ther. 10 (1), 355(2019).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Przeszczepianie komponent w tkanki t uszczowejkompleks macierzy t uszczowejt uszcz o wysokiej g sto cit uszcz o niskiej g sto cifrakcja naczyniowo stromalnafragment kolagenu t uszczowegoprzeszczepianie t uszczuprotok wirowaniamacierz zewn trzkom rkowa
Innowacyjne frakcjonowanie tkanki tłuszczowej do przekształcania tłuszczu w specjalistyczne składniki
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.