Artykuł metodologiczny

Przygotowanie nienaruszonej tkanki do analizy mikroskopowej warstwy komórek bielma w rozwijających się i dojrzałych nasionach Arabidopsis

DOI:

10.3791/68217

⸱

16 maja 2025

 ,  , 
1Department of Life Sciences, School of Agriculture, Meiji University, 2Organization for the Strategic Coordination of Research and Intellectual Properties, Meiji University, 3Plant Functional Biotechnology, Agro-Biotechnology Research Center, Graduate School of Agricultural and Life Sciences, The University of Tokyo

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ten protokół opisuje przygotowanie nienaruszonych próbek warstwy komórek bielma w nasionach Arabidopsis thaliana. Metoda wymaga jedynie powszechnego sprzętu laboratoryjnego, takiego jak igła do wstrzykiwań i precyzyjne kleszcze, i umożliwia obrazowanie fluorescencyjne żywych komórek bielma w wysokiej rozdzielczości zarówno w rozwijających się, jak i dojrzałych nasionach.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

W nasionach Arabidopsis, bielmo, pojedyncza warstwa żywych komórek znajdująca się między zarodkiem a jądrem, odgrywa kluczową rolę w regulacji dojrzewania, spoczynku i kiełkowania nasion. Analiza mikroskopowa nienaruszonych komórek bielma jest niezbędna do zrozumienia fizjologicznych funkcji bielma na poziomie komórkowym i molekularnym. Jednak przygotowanie próbki było wyzwaniem ze względu na mały rozmiar nasion Arabidopsis i położenie warstwy komórek bielma pod jądrem. W tym artykule szczegółowo opisano przygotowanie nienaruszonych próbek warstwy komórek bielma odpowiednich do obserwacji i analizy mikroskopowej zarówno w rozwijających się, jak i dojrzałych nasionach. Metoda ta umożliwia obserwację dużych obszarów i licznych nienaruszonych komórek bielma bez konieczności fiksacji lub cięcia. Ponadto protokół wykorzystuje tylko standardowy sprzęt laboratoryjny, taki jak igły iniekcyjne, precyzyjne kleszcze i mikroskopy stereoskopowe. Podejście to z powodzeniem umożliwia obrazowanie sygnałów fluorescencyjnych w wysokiej rozdzielczości żywych komórek, takich jak białko zielonej fluorescencji (GFP), w nienaruszonych komórkach bielma. Metoda ta pozwala na obserwację wewnątrzkomórkowej lokalizacji i ruchu różnych białek, a także morfologii organelli w komórkach bielma różnych mutantów Arabidopsis. Protokół ten przyczynia się do wyjaśnienia nowych funkcji bielma i rozszerza potencjał badań komórkowych i molekularnych tej niezbędnej tkanki.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ponieważ rośliny są organizmami osiadłymi, kiełkowanie nasion jest kluczowym wydarzeniem, które decyduje o ich losie. Decyzja o kiełkowaniu jest ściśle regulowana zarówno przez czynniki wewnętrzne, jak i środowiskowe, takie jak poziom spoczynku nasion pierwotnych, temperatura, natężenie światła i długość fali oraz stężenie azotu1,2,3,4,5,6. Nasiona mają złożone struktury składające się z wielu typów tkanek7. W suchych nasionach Arabidopsis zarodek, który rozwija się w sadzonkę, jest otoczony pojedynczą warstwą bielma i najbardziej zewnętrznymi warstwami, jądrem. Jądro składa się z wielu warstw martwych komórek, podczas gdy zarodek i bielmo pozostają żywe nawet w suchych nasionach. Bielmo jest powszechnie uważane za tkankę magazynującą, która dostarcza składników odżywczych do wzrostu zarodka i wraz z testą nadaje mechaniczną odporność na wystające korzonki8,9,10,11,12,13.

Kilka ostatnich badań wykazało, że bielmo odgrywa kluczową rolę w regulacji optymalnego kiełkowania nasion14,15,16,17. Na przykład fotoreceptor fitochromu B (PHYB) w komórkach bielma wykrywa światło czerwone (R) lub dalekiej czerwieni (FR), regulując reakcje kiełkowania15. Bielmo funkcjonuje również jako tkanka wyczuwająca temperaturę, tłumiąc reakcje kiełkowania w wysokich temperaturach16. Kontrola jakości bielma ma kluczowe znaczenie dla optymalnego kiełkowania nasion, szczególnie w przypadku nasion przechowywanych przez długi czas17.

Obrazowanie żywych komórek jest teraz konieczne, aby dokładniej wyjaśnić fizjologiczne funkcje bielma. Analiza mikroskopowa nienaruszonych komórek bielma wykazujących ekspresję białek znakowanych fluorescencyjnie pozwala na zbadanie mechanizmów molekularnych, za pomocą których bielmo reguluje kiełkowanie nasion. Jednak przygotowanie nienaruszonych komórek bielma do obserwacji mikroskopowej jest trudne, szczególnie w przypadku nasion rzodkiewnika. Nasiona mają około 0,4 mm średnicy, a bielmo jest warstwą jednokomórkową znajdującą się między zarodkiem a jądrem, co utrudnia precyzyjną manipulację. W rezultacie, pomimo ważnych ról fizjologicznych, bielmo rzadko obserwowano za pomocą obrazowania żywych komórek.

Ten artykuł przedstawia protokół szybkiego przygotowania nienaruszonych próbek warstwy komórek bielma, nadających się do obrazowania żywych komórek zarówno w rozwijających się, jak i dojrzałych nasionach.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

W tym badaniu, ustalono dwie różne procedury przygotowania próbek żywych komórek bielma: jedna dla rozwoju nasion i jedna dla dojrzałych nasion. Wymagane są nieco inne podejścia w zależności od solidności testy. Szczegółowe informacje na temat stosowanych odczynników i sprzętu są wymienione w Tabeli Materiałów.

1. Przygotowanie nienaruszonych próbek bielma z rozwijających się nasion

  1. Kolekcja silików
    1. Uprawiaj rośliny Arabidopsis na glebie lub wełnie mineralnej aż do kwitnienia.
    2. W pełni otwarte kwiaty oznacz kolorowymi nitkami (0 dni po kwitnieniu, 0 DAF).
      UWAGA: Unikaj używania zielonych, żółtych lub brązowych nici do oznaczania kwiatów, ponieważ te kolory są trudne do odróżnienia od rosnących lub dojrzałych roślin i krzemionek.
    3. Odetnij zaznaczone rozwijające się łusy na szypułce (wskazane w Rysunek 1(1)) i zbierz je do probówek o pojemności 1,5 ml.
      UWAGA: Wywoływanie krzemionek z 12-16 DAF nadaje się do przygotowania przy użyciu tego protokołu.
  2. Sekcja rozwijających się nasion
    UWAGA: Następujące czynności należy wykonać na mokrej bibule filtracyjnej, aby chronić próbki przed wysuszeniem. Manipulacje należy wykonywać pod mikroskopem stereoskopowym.
    1. Oddziel zawór (wskazany w Rysunek 1(2)) od reflum (wskazany w Rysunek 1(1)) za pomocą dwóch kleszczy: jednego z grubymi końcówkami do trzymania, a drugiego z ostrymi końcówkami do rozdzierania).
    2. Delikatnie zbieraj rozwijające się nasiona z krzemionek za pomocą kleszczy z zamkniętymi końcówkami, aby uniknąć uszkodzenia nasion (Rysunek 1(2)).
    3. Trzymając nasiona kleszczami bez rozbijania nasion, wykonaj bliznę o wielkości około 0,2 mm na jądrze i bielmie otaczającym zarodek za pomocą igły do wstrzykiwań (27 G, 0,40 mm × 19 mm) (Rysunek 1(3)).
      UWAGA: Optymalnym miejscem do wykonania blizny jest skrzyżowanie liścieni i korzonka.
    4. Wypchnij zarodek, ściskając nasiona kleszczami (Rysunek 1(4)). Nie zgniataj pustej otoczki nasiennej, która składa się z jądra i bielma, i staraj się zachować jej okrągły kształt.
    5. Włóż igłę do wstrzykiwań do pustej otoczki nasiennej na bliźnie, przekłuwając ją od wewnątrz na zewnątrz (Rysunek 1(5)).
    6. Trzymaj igłę na miejscu, podrapaj powierzchnię testa za pomocą kleszczy z zamkniętymi końcówkami i odetnij jedną stronę pustej koperty nasiennej, aby umożliwić jej otwarcie (Rysunek 1(6)).
    7. Otwórz pustą kopertę nasienną do arkusza za pomocą kleszczy z ostrymi końcówkami (Rysunek 1(7)). Próbkę należy teraz wyizolować jako dwuwarstwowy arkusz składający się z warstwy bielma i testa (Rysunek 1(8)).
      UWAGA: Jeśli próbka ma tendencję do zwijania się, gdy jako medium montażowe w kroku 3 poniżej używana jest woda, należy podzielić próbkę w formie arkusza na dwie części. Nasiona zebrane z krzemionek w temperaturze około 18 DAF (na tym etapie testa jest brązowa, ale jeszcze nie całkowicie sucha) mogą być również przetwarzane przy użyciu tego protokołu, chociaż nasiona muszą być spożywane przez kilka minut przed przygotowaniem.

2. Przygotowanie nienaruszonych próbek bielma z dojrzałych nasion

  1. Wchłanianie dojrzałych nasion
    1. Dodaj 1 ml podwójnie destylowanej wody do 1,5 ml probówki zawierającej suche nasiona Arabidopsis.
    2. Trzymaj nasiona wchłonięte przez co najmniej 40 minut w temperaturze pokojowej (Rysunek 2(1)).
      UWAGA: Suche nasiona i nasiona w ciągu 40 minut od wchłonięcia są trudne do bliznowacenia na jądrze i bielmie oraz do usunięcia zarodka z wnętrza nasion bez uszkodzenia pustej otoczki nasiennej w krokach 2.2.1 i 2.2.2, podczas gdy dłuższy czas wchłaniania ułatwia manipulację.
    3. Użyj mikropipety o pojemności 1000 μl, aby przenieść wchłonięte nasiona na mokrą bibułę filtracyjną.
  2. Preparacja dojrzałych nasion
    UWAGA: Następujące czynności należy wykonać na mokrej bibule filtracyjnej, aby chronić próbki przed wysuszeniem. Manipulacje należy przeprowadzać pod mikroskopem stereoskopowym.
    1. Trzymając nasienie kleszczami bez rozbijania nasiona, wykonaj bliznę o wielkości około 0,2 mm na jądrze i bielmie otaczającym zarodek za pomocą igły do wstrzykiwań (Rysunek 2(2)).
    2. Wypchnij zarodek, ściskając nasienie kleszczami (Rysunek 2(3)). Nie zgniataj pustej otoczki nasiennej, która zawiera jądro i bielmo. Staraj się zachować jego okrągły kształt.
    3. Przeciąć górną i dolną stronę pustej otoczki nasiennej za pomocą igły iniekcyjnej, aby uformować ją w cylinder ( Rysunek 2(4)).
    4. Przetnij pustą kopertę nasienną w kształcie cylindrycznym wzdłuż jej środkowej osi, aby podzielić ją na dwie części (Rysunek 2(5)). Próbki należy wyizolować jako dwuwarstwowe arkusze składające się z warstwy bielma i warstwy testa (Rysunek 2(6)).

3. Obserwacja mikroskopowa

  1. Umieścić próbki bielma w formie arkusza na szkiełku podstawowym i umieścić je w wodzie lub perfluorodekalinie (PFD).
    UWAGA: Jeśli pęcherzyki powietrza pozostaną między próbką a szkiełkiem nakrywkowym, przydatna będzie perfluorodekalina (PFD), która została uznana za szczególnie przydatną do obrazowania próbek zawierających kieszenie powietrzne, takich jak leaves18,19. Wiadomo, że PFD ma najniższe napięcie powierzchniowe, co pozwala mu łatwo wypełnić przestrzenie powietrzne na powierzchni próbki. W przypadku obrazowania poklatkowego zaleca się jednak użycie wody jako podłoża montażowego, ponieważ zawartość wody w dojrzałych nasionach powinna być obfita, aby utrzymać płynność komórkową.
  2. Delikatnie nałożyć szkiełko nakrywkowe na próbkę. Upewnij się, że warstwa bielma jest skierowana w stronę szkiełka nakrywkowego.
    UWAGA: Lakier do paznokci lub smar można użyć do uszczelnienia krawędzi szkiełka nakrywkowego, aby zapobiec wysuszeniu próbki i medium mocującego.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Korzystając z protokołu pokazanego w Rysunek 1, próbki bielma zostały przygotowane z nasion rozwijających się zebranych z krzemienników w temperaturze 14 DAF (na tym etapie testa jest nadal zielona). Zaobserwowano liczne komórki bielma na dużym obszarze i ich struktury wewnątrzkomórkowe (Rysunek 3A). W tym eksperymencie wykorzystano nasiona eksprymujące PHYB połączone z GFP na C-końcu (PHYB-GFP). Powszechnie wiadomo, że PHYB przemieszcza się do jądra po aktywacji przez cz...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Rola bielma w kiełkowaniu nasion została ujawniona poprzez analizy genetyczne i biochemiczne z wykorzystaniem oddzielonych tkanek nasiennych, takie jak analiza ekspresji genów oraz kwantyfikacja lipidów i fitohormonów 9,14,25,26,27. Test ściółki nasiennej in vitro, łączący pustą otoczkę nasienną (bielmo i jądro) z zarodkiem wyizolowanym z różnych muta...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy oświadczają, że nie mają konkurencyjnych interesów finansowych.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dziękujemy doktorom Matsushicie i Oce z Uniwersytetu w Kioto za dostarczenie mutanta phyB wyrażającego PHYB-GFP, napędzanego przez promotor 35S. Badanie to było częściowo wspierane przez Grant-in-Aid na badania naukowe w obszarach innowacyjnych, badania w proponowanej przestrzeni badawczej (19H05713 do K.Y.).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Probówki do mikrowirówek 1,5 mlWatoson Bio Lab131-815C
Szkiełko nakrywkowe (18 x 18 mm)Matsunami Glass Ind., Ltd.
DDWWoda do montażu
Bibuła filtracyjna nr 526 (400 x 400 mm)ADVANTEC VIETNAM CO., LTD.02453400 
Genki-kun Seru Senyo kopu N-150 (55 L)Katakura & Co-op Agri CorporationGleby do wzrostu roślin
Szkiełko szklane (26mm x 76 mm)Matsunami Glass Ind., Ltd.S1215
Grodan AO 36 x 36 x 40 mm KostkiGrodanRockwools do wzrostu roślin
Iris  NożyczkiPremium Plus  Japonia Co., Ltd.FC-0212
Kleszcze jubilerskie, Dumont nr 5 (4 1/4 cala)Kleszcze DumontF6521do rozdzierania
Leica Application Suite X (LAS X) Oprogramowanie Leicadla Sterallis 8
Leica Microsystems  Olejek immersyjny do mikroskopów Olejekimmersyjny o bardzo niskiej autofluorescencjiTHMOIL-10LF
Kleszczyki precyzyjne LIOR 110mm  SL-14KENIS Sp. z o.o.KN33450438Kleszcze do trzymania 
NAIL HOLICKOSEIgły do lakieru do paznokci
27G 3/4 (19 mm) RB Misawa Przemysł Medyczny Co., Sp. z o.o.Igła do cięcia
Nichipet Air 1000 uLNichiryo00-NAR-1000A 1000 µ L Mikropipeta
PerfluorodekalinaAPOLLO SCIENTIFICPC5960Odczynniki do montażu
panelu LED ze światłem czerwonym / dalekiej czerwonejTOKYO RIKAKIKAI CO., LTD.
Schappe Spun #60Fujix Co., Ltd.Gwint
SPINKOTE Smar 2 uncjeBECKMAN COULTER306812Smar
Sterallis 8LeicaKonfokalna laserowa mikroskopia skaningowa
Stereomikroskop Stemi 305 cam WCarl Zeiss NTS Ltd.491903-0017-000
Dioda LEDLED ze światłem białym PANASONICFL40SSW/37
C21818110147599

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Bentsink, L., Jowett, J., Hanhart, J. C., Koornneef, M. Cloning of DOG1, a quantitative trait locus controlling seed dormancy in Arabidopsis. Proc Natl Acad Sci USA. 103 (45), 17042-17047 (2006).
  2. Toh, S., et al. High temperature-induced abscisic acid biosynthesis and its role in the inhibition of gibberellin action in Arabidopsis seeds. Plant Physiol. 146 (3), 1368-1385 (2008).
  3. Seo, M., Nambara, E., Choi, G., Yamaguchi, S. Interaction of light and hormone signals in germinating seeds. Plant Mol Biol. 69 (4), 463-472 (2009).
  4. Shinomura, T., et al. Action spectra for phytochrome A- and B-specific photoinduction of seed germination in Arabidopsis thaliana. Proc Natl Acad Sci USA. 93 (15), 8129-8133 (1996).
  5. Liu, Y., et al. Nitric oxide-induced rapid decrease of abscisic acid concentration is required in breaking seed dormancy in Arabidopsis. New Physiol. 183 (4), 1030-1042 (2009).
  6. Yan, D., et al. NIN-like protein 8 is a master regulator of nitrate-promoted seed germination in Arabidopsis. Nat Commun. 7, 13179(2016).
  7. Yan, D., Duermeyer, L., Leoveanu, C., Nambara, E. The functions of the endosperm during seed germination. Plant Cell Physiol. 55 (9), 1521-1533 (2014).
  8. Lopes, A. M., Larkins, A. B. Endosperm origin, development, and function. Plant Cell. 5 (10), 1383-1399 (1993).
  9. Penfield, S., et al. Reserve mobilization in the Arabidopsis endosperm fuels hypocotyl elongation in the dark, is independent of abscisic acid,and requires PHOSPHOENOLPYRUVATE CARBOXYKINASE1. Plant Cell. 16 (10), 2705-2718 (2004).
  10. Leubner-Metzger, G., Fründt, C., Meins, F. Jr Effects of gibberellins, darkness and osmotica on endosperm rupture and class I β-1,3-glucanase induction in tobacco seed germination. Planta. 199, 282-288 (1996).
  11. Sargant, E. Recent work on the results of fertilization in angiosperms. Ann Bot. 14 (4), 689-712 (1900).
  12. Groot, P. S., Karssen, M. C. Gibberellins regulate seed germination in tomato by endosperm weakening: A study with gibberellin-deficient mutants. Planta. 171 (4), 525-531 (1987).
  13. Groot, P. S., Kieliszewa-Rokicka, B., Vermeer, E., Karssen, M. C. Gibberellin-induced hydrolysis of endosperm cell walls in gibberellin-deficient tomato seeds prior to radicle protrusion. Planta. 174, 500-504 (1988).
  14. Lee, P. K., Piskurewicz, U., Turečková, V., Strnad, M., Lopez-Molina, L. A seed coat bedding assay shows that RGL2-dependent release of abscisic acid by the endosperm controls embryo growth in Arabidopsis dormant seeds. Proc Natl Acad Sci USA. 107 (44), 19108-19113 (2010).
  15. Lee, P. K., et al. Spatially and genetically distinct control of seed germination by phytochromes A and B. Genes Dev. 26 (17), 1984-1996 (2012).
  16. Piskurewicz, U., Sentandreu, M., Iwasaki, M., Glauser, G., Lopez-Molina, L. The Arabidopsis endosperm is a temperature-sensing tissue that implements seed thermoinhibition through phyB. Nat Commun. 14, 1202(2023).
  17. Shinozaki, D., Takayama, E., Kawakami, N., Yoshimoto, K. Autophagy maintains endosperm quality during seed storage to preserve germination ability in Arabidopsis. Proc Natl Acad Sci USA. 121 (14), e2321612121(2024).
  18. Littlejohn, R. G., Gouveia, D. J., Edner, C., Smirnoff, N., Love, J. Perfluorodecalin enhances in vivo confocal microscopy resolution of Arabidopsis thaliana mesophyll. New Phytol. 186 (4), 1018-1025 (2010).
  19. Littlejohn, R. G., Love, J. A simple method for imaging Arabidopsis leaves using perfluorodecalin as an infiltrative imaging medium. J Vis Exp. (59), e3394(2012).
  20. Chen, M., Schwab, R., Chory, J. Characterization of the requirements for localization of phytochrome B to nuclear bodies. Proc Natl Acad Sci USA. 100 (24), 14493-14498 (2003).
  21. Matsushita, T., Mochizuki, N., Nagatani, A. Dimers of the N-terminal domain of phytochrome B are functional in the nucleus. Nature. 424 (6948), 571-574 (2003).
  22. Buskirk, V. K. E., Decker, V. P., Chen, M. Photobodies in light signaling. Plant Physiol. 158 (1), 52-60 (2012).
  23. Logan, C. D., Leaver, J. C. Mitochondria-targeted GFP highlights the heterogeneity of mitochondrial shape, size and movement within living plant cells. J Exp Bot. 51 (346), 865-871 (2000).
  24. Paszkiewicz, G., Gualberto, M. J., Benamar, A., Macherel, D., Logan, C. D. Arabidopsis seed mitochondria are bioenergetically active immediately upon imbibition and specialize via biogenesis in preparation for autotrophic growth. Plant Cell. 29 (1), 109-128 (2017).
  25. Lefebvre, V., et al. Functional analysis of Arabidopsis NCED6 and NCED9 genes indicates that ABA synthesized in the endosperm is involved in the induction of seed dormancy. Plant J. 45 (3), 309-319 (2006).
  26. Okamoto, M., et al. CYP707A1 and CYP707A2, which encode abscisic acid 8' hydroxylases, are indispensable for proper control of seed dormancy and germination in Arabidopsis. Plant Physiol. 141 (1), 97-107 (2006).
  27. Endo, A., et al. Tissue-specific transcriptome analysis reveals cell wall metabolism, flavonol biosynthesis and defense responses are activated in the endosperm of germinating Arabidopsis thaliana seeds. Plant Cell Physiol. 53 (1), 16-27 (2012).
  28. Lee, P. K., Lopez-Molina, L. A seed coat bedding assay to genetically explore in vitro how the endosperm controls seed germination in Arabidopsis thaliana. J Vis Exp. (81), e50732(2013).
  29. Uno, K., Sugimoto, N., Sato, Y. N-aryl pyrido cyanine derivatives are nuclear and organelle DNA markers for two-photon and super-resolution imaging. Nat Commun. 12, 2650(2021).
  30. Shinozaki, D., et al. Autophagy increases zinc bioavailability to avoid light-mediated reactive oxygen species production under zinc deficiency. Plant Physiol. 182 (3), 1284-1296 (2020).
  31. Laxmi, A., Pan, J., Morsy, M., Chen, R. Light plays an essential role in intracellular distribution of auxin efflux carrier PIN2 in Arabidopsis thaliana. PLOS One. 3 (1), e1510(2008).
  32. Rigal, A., Doyle, M. S., Robert, S. Live cell imaging of FM4-64, a tool for tracing the endocytic pathways in Arabidopsis root cells. Methods Mol Biol. 1242, 93-103 (2015).
  33. Shimomura, O., Johnson, H. F., Saiga, Y. Extraction, purification and properties of Aequorin, a bioluminescent protein from the luminous hydromedusan, Aequorea. J Cell Comp Physiol. 59 (3), 223-239 (1962).
  34. Holzinger, A., Buchner, O., Lütz, C., Hanson, R. M. Temperature-sensitive formation of chloroplast protrusions and stromules in mesophyll cells of Arabidopsis thaliana. Protoplasma. 230, 23-30 (2007).
  35. Mano, S., et al. Distribution and characterization of peroxisomes in Arabidopsis by visualization with GFP: dynamic morphology and actin-dependent movement. Plant Cell Physiol. 43 (3), 331-341 (2002).
  36. Nelson, K. B., Cai, X., Nebenführ, A. A multicolored set of in vivo organelle markers for co-localization studies in Arabidopsis and other plants. Plant J. 51 (6), 1126-1136 (2007).
  37. Goto, C., Tamura, K., Fukao, Y., Shimada, T., Hara-Nishimura, I. The novel nuclear envelope protein KAKU4 modulates nuclear morphology in Arabidopsis. Plant Cell. 26 (5), 2143-2155 (2014).
  38. Geldner, N., et al. combinatorial analysis of membrane compartments in intact plants with a multicolor marker set. Plant J. 59 (1), 169-178 (2009).
  39. Jang, I. -C., Henriques, R., Seo, S. H., Nagatani, A., Chua, N. -H. Arabidopsis phytochrome interacting factor proteins promote phytochrome B polyubiquitination by COP1 E3 ligase in the nucleus. Plant Cell. 22 (7), 2370-2383 (2010).
  40. AI-Sady, B., Ni, W., Kircher, S., Schäfer, E., Quail, H. P. Photoactivated phytochrome induces rapid PIF3 phosphorylation prior to proteasome-mediated degradation. Mol Cell. 23 (4), 439-446 (2006).
  41. Lam, K. S., et al. BFA-induced compartments from the Golgi apparatus and trans-Golgi network/early endosome are distinct in plant cells. Plant J. 60 (5), 865-881 (2009).
  42. Yoshimoto, K., et al. Processing of ATG8s, ubiquitin-like proteins, and their deconjugation by ATG4s are essential for plant autophagy. Plant Cell. 16 (11), 2967-2983 (2004).
  43. Xu, G., Zhang, X. Mechanisms controlling seed size by early endosperm development. Seed Biol. 2, 1(2023).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Intact Tissue PreparationLive Cell ImagingSeed GerminationStereo MicroscopeFluorescent Protein ImagingMitochondrial MotilitySeed Dissection

Powiązane artykuły