Artykuł metodologiczny

Mysi model rozwarstwienia aorty piersiowej wywołanego doustną infuzją β-aminopropionitrylu i podskórnej angiotensyny II

DOI:

10.3791/68232

⸱

16 maja 2025

 ,  ,  ,  , 
1Department of Cardiovascular Surgery, Tianjin Medical University General Hospital, 2Department of Biopharmaceutics, Tianjin Key Laboratory of Technologies Enabling Development of Clinical Therapeutics and Diagnostics, School of Pharmacy, Tianjin Medical University, 3Department of Physical and Rehabilitation Medicine, Tianjin Medical University General Hospital

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Protokół ten zapewnia szczegółową, krok po kroku procedurę indukcji rozwarstwienia aorty piersiowej u myszy. W szczególności obejmuje dokładne obliczenie wymaganych dawek β-aminopropionitrylu i angiotensyny II, procedurę napełniania pompy osmotycznej oraz technikę implantacji pompy osmotycznej.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Rozwarstwienie aorty piersiowej (TAD) jest wysoce śmiertelną chorobą sercowo-naczyniową, która nie jest skutecznie leczona. Replikacja zwierzęcych modeli patofizjologii TAD jest niezbędna do badania wewnętrznych mechanizmów TAD. Szeroko stosowany model TAD indukowany przez β-aminopropionitryl (BAPN, nieodwracalny i aktywny doustnie inhibitor oksydazy lizylowej) u myszy ma ograniczenie polegające na niespójnym wskaźniku sukcesu. Protokół ten szczegółowo opisuje zgłoszony zmodyfikowany mysi model TAD indukowany doustnym BAPN w połączeniu z podskórnym wlewem angiotensyny II (Ang II). Po czterech tygodniach podawania BAPN, a następnie 24 godzinach infuzji Ang II, niezawodnie indukowano model mysi o charakterystyce podobnej do ludzkiego TAD, a wskaźnik powodzenia budowy modelu TAD uległ znacznej poprawie. Doustny BAPN hamuje sieciowanie elastyny i kolagenu, co prowadzi do zniszczenia struktury ściany aorty i do pewnego stopnia indukuje rozszerzenie i rozwarstwienie aorty. Późniejsza indukcja Ang II dodatkowo nasila zwyrodnienie ściany aorty, sprzyjając w ten sposób występowaniu TAD. W związku z tym połączenie BAPN i Ang II stanowi wyrafinowane podejście do konstruowania mysiego modelu TAD, oferując cenne narzędzie do badania patogenezy i potencjalnych podejść terapeutycznych dla TAD.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Rozwarstwienie aorty piersiowej (TAD) jest poważną chorobą aorty spowodowaną pęknięciem błony wewnętrznej z powodu krwawienia w ścianie aorty piersiowej, co skutkuje oddzieleniem warstw ściany aorty, przedostaniem się krwi do środka ściany aorty, tworząc fałszywe światło i powodując ucisk na prawdziwe światło 1,2,3. Badania epidemiologiczne sugerują, że częstość występowania TAD wynosi od 7 do 9 przypadków na 100 000 osób rocznie4. Obecnie uważa się, że patogeneza TAD jest spowodowana nieprawidłową budową i hemodynamiką ośrodka aortalnego, a czynniki takie jak nadciśnienie, dyslipidemia i dziedziczna choroba naczyniowa zwiększają ryzyko TAD5. Interwencja chirurgiczna pozostaje podstawową opcją leczenia TAD. Jednak ze względu na wysokie ryzyko okołooperacyjne badanie patogenezy TAD i metod wczesnej interwencji w celu opóźnienia jej postępu ma istotne znaczenie dla poprawy rokowania w przypadku TAD. Ponieważ bardzo trudno jest uzyskać próbki od ludzi i przeprowadzić eksperymenty bezpośrednio na ludziach, konieczne jest stworzenie zwierzęcych modeli TAD, które naśladują cechy ludzkiego TAD.

W ciągu ostatnich kilku dekad szeroko opisano wiele zwierzęcych modeli tętniaka aorty (AA). Wciąż jednak niewiele jest badań dotyczących tworzenia modeli TAD; niektórzy badacze uważali nawet, że TAD jest produktem ubocznym zwierzęcego modelu AA6. W rzeczywistości, biorąc pod uwagę, że TAD wynika z początkowego pęknięcia błony wewnętrznej aorty piersiowej, po którym następuje szybkie rozszerzenie fałszywego światła, ta znacząca różnica w mechanizmie odróżnia TAD od tętniaka aorty7. Do tej pory rozwarstwienie aorty u gryzoni wywołane β-aminopropionitrylem (BAPN) jest najczęściej stosowanym modelem TAD. BAPN, swoisty i nieodwracalny inhibitor oksydazy lizylowej, hamuje sieciowanie włókien elastycznych i włókien kolagenowych w ścianie aorty i jest szeroko stosowany w zwierzęcych modelach rozwarstwienia aorty 8,9,10. W większości przypadków BAPN został dodany do wody pitnej myszy w celu skonstruowania modeli TAD, a połączenie BAPN i angiotensyny II (Ang II) za pośrednictwem pompy osmotycznej zostało zgłoszone w celu skonstruowania modeli TAD11,12. Jednak te metody budowania modeli TAD nie są szczegółowo opisane. Ze względu na różnice w szczepach myszy, podawaniu BAPN oraz stężeniu i czasie trwania Ang II, częstość występowania i zakres zmian TAD były niestabilne w różnych eksperymentach. W związku z tym istnieje pilna potrzeba opracowania stabilnej metody konstruowania mysich modeli TAD.

W tym miejscu protokół ten opisuje szczegółowo, krok po kroku, prostą i bardzo skuteczną metodę wykorzystującą połączenie wody uzupełnionej BAPN i pompy osmotycznej Ang II do budowy mysiego modelu TAD. Protokół ten ma zastosowanie w większości laboratoriów i jest łatwy do nauczenia, dzięki czemu nawet badacze bez doświadczenia w budowie modeli myszy mogą go konsekwentnie wykonywać.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Protokoły na zwierzętach zostały zatwierdzone przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki nad Zwierzętami i Ich Użytkowania Uniwersytetu Medycznego w Tiencinie (numer zatwierdzenia TMUaMEC 2022036). W badaniu wykorzystano trzytygodniowe samce myszy C57BL/6J. Szczegółowe informacje na temat stosowanych odczynników i sprzętu są wymienione w Tabeli materiałów.

1. Utrzymanie i grupowanie zwierząt

  1. Wychowuj myszy na standardowej karmie konserwacyjnej. Do tego badania wykorzystano trzytygodniowe myszy.
  2. Losowo przypisz myszy do grupy kontrolnej (kontrola), grupy doustnej BAPN (BAPN), grupy doustnego BAPN i grupy infuzji soli fizjologicznej (BAPN + sól fizjologiczna) oraz grupy doustnej BAPN i grupy infuzji Ang II (BAPN + Ang II) (Figura 1). Zapewnij myszom z grupy kontrolnej normalną wodę pitną.
  3. Podawaj myszom z grupy BAPN wodę pitną uzupełnioną BAPN w dawce 1 mg/g/dobę przez 4 tygodnie. Podawać myszom w grupie BAPN + Ang II Ang II (1 ng/g/min), a myszom w grupie BAPN + sól fizjologiczna równoważną ilość soli fizjologicznej przez 24 godziny po 4 tygodniach doustnego podawania BAPN.

2. Przygotowanie do wody pitnej z dodatkiem BAPN

  1. Zapewnij myszom wodę pitną uzupełnioną BAPN przez 4 kolejne tygodnie po 3 dniach karmienia adaptacyjnego, ustawiając 1 dzień jako cykl indukcyjny.
  2. Zważ myszy w każdej klatce, aby obliczyć ilość BAPN wymaganą w wodzie pitnej.
  3. Zapisz objętość wody (vol) w każdej klatce w ciągu ostatniego dnia.
  4. Aby zapewnić odpowiednie spożycie wody, należy użyć 1,3-krotności dziennej objętości wody (1,3 x obj.) jako ilości wody w cyklu indukcyjnym. W związku z tym rozpuść 1,3-krotność wymaganej masy BAPN w obliczonej objętości wody pitnej. Szczegółową metodę obliczeń oraz przykład przedstawiono w tabeli 1.
    UWAGA: Myszy w tym wieku są nadal w okresie szybkiego wzrostu. Zaleca się, aby objętość wody pobieranej przez myszy była rejestrowana codziennie przez cały okres indukcji modelu oraz aby woda pitna uzupełniona BAPN w klatce była wymieniana codziennie. Aby zapobiec rozkładowi BAPN, zawiń butelkę w folię aluminiową, aby chronić ją przed światłem.

3. Obliczanie masy Ang II

  1. Zważ każdą mysz i oblicz masę Ang II wymaganą do eksperymentu w oparciu o maksymalną masę ciała.
  2. Użyj szablonu obliczeniowego (Tabela 2), aby obliczyć masę Ang II potrzebną do przeprowadzenia eksperymentu.
  3. Obliczyć masę Ang II potrzebną na 130 μl roztworu Ang II na mysz, ponieważ każda pompa wymaga około 100 μL.
  4. Użyj szablonu obliczeniowego (Tabela 3), aby obliczyć objętość napełnienia roztworem Ang II i soli fizjologicznej potrzebną do eksperymentu.

4. Rozwiązanie Ang II

  1. Przechowywać liofilizowany proszek Ang II w szczelnie zamkniętej fiolce w temperaturze -80 °C. Aby zapobiec kondensacji wilgoci, pozwól Ang II zrównoważyć się do temperatury pokojowej, a następnie odwiruj go przed otwarciem.
  2. Zważyć obliczoną ilość Ang II w sterylnej mikroprobówce za pomocą wagi analitycznej.
  3. Dodaj obliczoną objętość soli fizjologicznej do mikroprobówki zawierającej liofilizowany Ang II i dokładnie wiruj, aż do całkowitego rozpuszczenia.
  4. Przygotuj wymagany roztwór Ang II osobno dla każdej myszy na czystej ławce w oparciu o masę ciała. Odwróć mikroprobówkę do góry nogami, aby upewnić się, że roztwór jest dobrze wymieszany.

5. Napełnianie pompy osmotycznej

  1. Weź dwie części pompy osmotycznej z opakowania i przygotuj pompę za pomocą sterylnych narzędzi, aby uniknąć ryzyka infekcji.
  2. Zważ każdą pompę, łącznie z korpusem pompy i moderatorem przepływu, za pomocą wagi analitycznej. Zapisz dane i wykorzystaj je do obliczenia współczynnika napełnienia.
  3. Podłączyć probówkę do napełniania do świeżo otwartej sterylnej strzykawki o pojemności 1 ml i ostrożnie odessać przygotowany roztwór Ang II opisany powyżej, uważając, aby nie zassać pęcherzyków powietrza.
  4. Trzymać rurkę do napełniania w pozycji do góry i ostrożnie usunąć wszelkie pęcherzyki powietrza ze strzykawki. Utrzymuj tę pozycję, aby zapobiec przedostawaniu się pęcherzyków powietrza do rurki napełniającej.
  5. Delikatnie włóż koniec rurki napełniającej do otworu w górnej części pompy osmotycznej, aż nie będzie można jej dalej włożyć.
  6. Trzymać pompę osmotyczną w pozycji pionowej i powoli ściskać tłok strzykawki. Gdy roztwór Ang II pojawi się na wylocie, natychmiast zatrzymaj się i ostrożnie wyjmij rurkę do napełniania.
  7. Ostrożnie i powoli włóż moderator przepływu do otworu pompy osmotycznej, aż nie będzie widoczna szczelina między moderatorem przepływu a górną częścią pompy. Zetrzyj nadmiar roztworu Ang II sterylnym papierem absorpcyjnym.
  8. Zważyć załadowaną pompę na wadze analitycznej i zanotować to. Różnica w masie pompy przed i po infuzji to masa załadowanego roztworu Ang II.
  9. Oblicz szybkość napełniania, korzystając z następującego wzoru:
    Szybkość napełniania = (masa napełnionej pompy - masa pustej pompy) / (objętość standardowa) x 100%
    UWAGA: Objętość napełnienia powinna być większa niż 90% standardowej objętości wskazanej w instrukcji obsługi. Jeśli tak, wypełnienie zakończyło się pomyślnie. Jeśli nie, pompę należy opróżnić i ponownie napełnić.
  10. Umieścić napełnione pompy w sterylnym roztworze soli fizjologicznej w temperaturze 37 °C z głowicą moderatora skierowaną do góry na co najmniej 6 godzin, aż do implantacji.

6. Zabieg chirurgiczny implantacji pompy

  1. Wszystkie narzędzia chirurgiczne, w tym nożyczki, hemostatyki, pęsety, kleszczyki igłowe i igły do szwów, należy sterylizować w autoklawie na 24 godziny przed implantacją pompy.
  2. Karprofen w tabletkach (5 mg/kg mc., doustnie) należy podawać na 2-4 godziny przed zabiegiem. Umieść mysz w anestezjologicznej komorze indukcyjnej z 1,5%-2% izofluranem o natężeniu przepływu 2 l/min i ustabilizuj mysz na 2 minuty. Ogol włosy myszy na obszarze około 2 cm × 1 cm na skórze środkowej części łopatki.
    UWAGA: Ponieważ reakcja myszy na izofluran jest zmienna, może być konieczne dostosowanie stężenia w celu utrzymania stabilnego znieczulenia.
  3. Umieść mysz w pozycji leżącej z nosem w stożku nosowym podłączonym do urządzenia do znieczulania izofluranem. Nałóż maść weterynaryjną na oczy, aby zapobiec wysuszeniu podczas znieczulenia. Upewnij się, że mysz nie reaguje na bolesne bodźce przed i w trakcie implantacji pompy.
  4. Zdezynfekuj skórę grzbietową trzykrotnie jodoforem medycznym.
  5. Ostrożnie wykonaj poprzeczne nacięcie około 1 cm na skórze za pomocą skalpela.
  6. Delikatnie chwyć brzeg sieczny zakrzywionymi kleszczami i tępo wypreparuj tkankę podskórną kolejną parą zakrzywionych kleszczy, aby utworzyć kieszeń na pompę. Upewnij się, że kieszeń jest wystarczająco duża, aby pompa mogła się swobodnie poruszać.
  7. Włóż napełnioną pompkę do kieszeni podskórnej z głowicą moderatora przepływu umieszczoną w kierunku ogonowego końca myszy. Pozostaw wystarczająco dużo miejsca, aby zamknąć nacięcie i uniknąć nadmiernego rozciągania skóry.
  8. Po wszczepieniu pompy starannie wyrównaj brzeg sieczny i zamknij skórę niewchłanialnymi szwami 6-0.
    UWAGA: Dokładnie sprawdź miejsce nacięcia, aby upewnić się, że rana jest całkowicie zamknięta i że pompa nie naciska bezpośrednio na nacięcie.
  9. Ponownie oczyść nacięcie jodoforem i nałóż miejscowo 5% żel znieczulający z lidokainą za pomocą sterylnego bawełnianego wacika. Wyłączyć izofluran (0%).

7. Pooperacyjna opieka nad zwierzętami

  1. Uważnie monitoruj myszy po implantacji pompy i umieść je w klatce regeneracyjnej wraz z podgrzewanym kocem elektrycznym.
  2. Pozwól myszom dojść do siebie samodzielnie w ciepłej klatce przez co najmniej 20 minut, aż się obudzą, a następnie wróć do pierwotnej klatki.
  3. Obserwuj myszy co godzinę przez pierwsze 6 godzin po zabiegu. Przez następne 18 godzin obserwuj myszy w odstępach 6-godzinnych. W razie potrzeby podawaj pooperacyjne środki przeciwbólowe i natychmiast pobieraj próbki, jeśli myszy są w stanie agonalnym lub umierają podczas podawania Ang II.

8. Pobieranie, naprawianie, czyszczenie i obrazowanie aort

  1. Znieczulij myszy ze wszystkich grup eksperymentalnych izofluranem, a następnie uśmierc je przez zwichnięcie szyjki macicy pod koniec badania.
  2. Umieść myszy w pozycji leżącej na plecach i zabezpiecz je na talerzu myszy. Wykonaj nacięcie w dolnej części brzucha i rozciągnij je w poprzek ściany klatki piersiowej, aż klatka piersiowa i jama brzuszna zostaną całkowicie odsłonięte.
    1. Natychmiast wykonaj małe nacięcie w prawym przedsionku, włóż sterylną strzykawkę do lewej komory i powoli wstrzyknij około 10 ml lodowatej soli fizjologicznej buforowanej fosforanami (PBS) przez lewą komorę, aż płuca i wątroba staną się białe.
  3. Następnie wykonaj resekcję płuc, wątroby, śledziony i jelit. Całkowicie odsłoń całą aortę i zmierz maksymalną średnicę aorty piersiowej za pomocą suwmiarki cyfrowej. Wypreparuj aortę z serca i przetnij wszystkie gałęzie tętnicze i wspólne tętnice biodrowe, aby pobrać całą aortę.
  4. Zobrazuj aortę za pomocą aparatu cyfrowego, zachowaj ją w 4% paraformaldehydzie przez 24-48 godzin i zanurz w parafinie w celu cięcia.
    UWAGA: Uważaj, aby uniknąć uszkodzenia przewodu pokarmowego, ponieważ może to zakłócać analizę tkanek.
  5. Wyciąć skrawki parafiny aortalnej o grubości 3-5 μm za pomocą mikrotomu, a następnie wykonać odparafinowanie i nawodnienie. Wybarwić skrawki hematoksyliną i eozyną (H&E) oraz Elastic-Van Gieson (EVG) przy użyciu odpowiednich zestawów do barwienia zgodnie z instrukcjami producenta.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

W sumie 70 samców myszy C57BL / 6J w wieku 3 tygodni zostało włączonych do tego badania i losowo przydzielonych do czterech grup: Kontrola (n = 10), BAPN (n = 20), BAPN + Saline (n = 20) i BAPN + Ang II (n = 20). W grupie BAPN u 11 z 20 myszy rozwinęło się rozwarstwienie aorty piersiowej (TAD) 28 dni po podaniu BAPN, przy czym 4 myszy zmarły z powodu pęknięcia aorty. W grupie BAPN + Saline u 12 z 20 myszy rozwinął się TAD, a 4 zgony nastąpiły z powodu pęknięcia. Warto zauważyć, że w grupi...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ze względu na ograniczoną wiedzę na temat zagrażającego życiu rozwarstwienia aorty piersiowej (TAD), stworzenie stabilnych modeli zwierzęcych jest niezbędne do zbadania mechanizmów molekularnych leżących u podstaw wystąpienia i progresji TAD. β-aminopropionitryl (BAPN), inhibitor oksydazy lizylowej, jest szeroko stosowany w modelach TAD u gryzoni, ponieważ zaburza sieciowanie kolagenu i elastyny, osłabiając w ten sposób ścianę aorty i zwiększając jej podatność na naprężenia mechaniczne13. Jednak s...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy tego manuskryptu nie mają żadnych konfliktów interesów, o których mogliby zadeklarować.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Prace te były wspierane przez grant z Narodowej Fundacji Nauk Przyrodniczych Chin (82370299) oraz Projekt Budowlany Kluczowej Dyscypliny Medycznej (Specjalizacji) w Tianjin (TJYXZDXK-060B).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Sól fumaranu 3-aminopropionitryluSigma-AldrichA3134 (wersja angielska)
Waga analitycznaRadwag powiedział:AS 220.R2
Maszyna anestezjologicznaSzanghaj Renyi Biological Technology Co., Ltd.Język MSS-3
Angiotensyna IIMCE (Certyfikat MCE)HY-13948 (wersja angielska)
C57BL/6J Samce myszyGemPharmatechN000013
Dieta chowSibeifu Beijing Biotechnology Co., LtdSPF-F02-002 (Certyfikat SPF-F02-002)
Elektrotermiczny zbiornik na wodę o stałej temperaturzeYiheng Technical Co., Sp. z o.o.DK-8D
Zestaw do barwienia EVGSolarbio (Słoneczna Biologia)Klasa G1590
Pryzmat GraphPadPodkładka graficznaWersja 10.0.2
H& Zestaw do barwienia ESerwis bioZobacz materiał G1076
HemostatShinva Medical Instrument Co., Ltd.ZH240RN
IzofluranRWDPrzekaźnik Przemysłowy R510-22-10
MikroprobówkaAxygen Scientific, Inc.MCT-150-C
Kleszcz igłowyShinva Medical Instrument Co., Ltd.ZM234R/RN/RB
Pompa osmotycznaAlzetZobacz materiał 1003D
ParaformaldehydSerwis bioG1101 powiedział:
PBS, 1xSerwis bioZobacz materiał G4202
SłonySerwis bioTelefon G4702
SkalpelShinva Medical Instrument Co., Ltd.ZB084R/RN
NożyczekShinva Medical Instrument Co., Ltd.ZC480RN/RB/RNj/RNh
Mikroskop stereoskopowyKsięga LeicaZobacz materiał EZ4
SzewJinhuan Zaopatrzenie Medyczne Co., Ltd.Zobacz materiał F604
PęsetaShinva Medical Instrument Co., Ltd.ZO022RB

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Erbel, R., et al. 2014 ESC guidelines on the diagnosis and treatment of aortic diseases:Document covering acute and chronic aortic diseases of the thoracic and abdominal aorta of the adult. Eur Heart J. 35 (41), 2873-2926 (2014).
  2. Bossone, E., Eagle, K. A. Epidemiology and management of aortic disease: Aortic aneurysms and acute aortic syndromes. Nat Rev Cardiol. 18 (5), 331-348 (2021).
  3. Carrel, T., Sundt, T. M., Von Kodolitsch, Y., Czerny, M. Acute aortic dissection. Lancet. 401 (10378), 773-788 (2023).
  4. Goldfinger, J. Z., et al. Thoracic aortic aneurysm and dissection. J Am Coll Cardiol. 64 (16), 1725-1739 (2014).
  5. Zhou, Z., Cecchi, A. C., Prakash, S. K., Milewicz, D. M. Risk factors for thoracic aortic dissection. Genes. 13 (10), 1814(2022).
  6. Saraff, K., Babamusta, F., Cassis, L. A., Daugherty, A. Aortic dissection precedes formation of aneurysms and atherosclerosis in angiotensin II-infused, apolipoprotein E-deficient mice. Arterioscler. Thromb Vasc Biol. 23 (9), 1621-1626 (2003).
  7. Hameed, I., Cifu, A. S., Vallabhajosyula, P. Management of thoracic aortic dissection. JAMA. 329 (9), 756-757 (2023).
  8. Liu, X., et al. Single-cell RNA sequencing identifies an IL1RN(+)/TREM1(+) macrophage subpopulation as a cellular target for mitigating the progression of thoracic aortic aneurysm and dissection. Cell Discov. 8 (1), 11(2022).
  9. Kanematsu, Y., et al. Pharmacologically induced thoracic and abdominal aortic aneurysms in mice. Hypertension. 55 (5), 1267-1274 (2010).
  10. Zheng, H. Q., et al. Induction of thoracic aortic dissection: A mini-review of β-aminopropionitrile-related mouse models. J Zhejiang Univ Sci B. 21 (8), 603-610 (2020).
  11. Hatipoglu, O. F., et al. Deficiency of CD44 prevents thoracic aortic dissection in a murine model. Sci Rep. 10 (1), 6869(2020).
  12. Ren, W., et al. β-aminopropionitrile monofumarate induces thoracic aortic dissection in C57BL/6 mice. Sci Rep. 6, 28149(2016).
  13. Wawzonek, S., Ponseti, I. V., Shepard, R. S., Wiedenmann, L. G. Epiphyseal plate lesions, degenerative arthritis, and dissecting aneurysm of the aorta produced by aminonitriles. Science. 121 (3133), 63-65 (1955).
  14. Fyfe, F. W., Gillman, T., Oneson, I. B. A combined quantitative chemical, light, and electron microscope study of aortic development in normal and nitrile-treated mice. Ann N Y Acad Sci. 149 (2), 591-627 (1968).
  15. Zhang, Y., et al. S-nitrosylation of septin2 exacerbates aortic aneurysm and dissection by coupling the TIAM1-RAC1 axis in macrophages. Circulation. 149 (24), 1903-1920 (2024).
  16. Pan, L., et al. Legumain is an endogenous modulator of integrin αvβ3 triggering vascular degeneration, dissection, and rupture. Circulation. 145 (9), 659-674 (2022).
  17. Groth, K. A., et al. Aortic events in a nationwide Marfan syndrome cohort. Clin Res Cardiol. 106 (2), 105-112 (2017).
  18. Eagleton, M. J. Arterial complications of vascular Ehlers-Danlos syndrome. J Vasc Surg. 64 (6), 1869-1880 (2016).
  19. Sawada, H., Beckner, Z. A., Ito, S., Daugherty, A., Lu, H. S. β-aminopropionitrile-induced aortic aneurysm and dissection in mice. JVS Vasc Sci. 3, 64-72 (2022).
  20. Franklin, M. K., et al. β-aminopropionitrile induces distinct pathologies in the ascending and descending thoracic aortic regions of mice. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 44 (7), 1555-1569 (2024).
  21. Izawa-Ishizawa, Y., et al. Development of a novel aortic dissection mouse model and evaluation of drug efficacy using in-vivo assays and database analyses. J Hypertens. 37 (1), 73-83 (2019).
  22. Anzai, A., et al. Adventitial CXCL1/G-CSF expression in response to acute aortic dissection triggers local neutrophil recruitment and activation leading to aortic rupture. Circ Res. 116 (4), 612-623 (2015).
  23. Nishida, N., et al. High salt intake worsens aortic dissection in mice: Involvement of IL-17A-dependent ECM metabolism. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 40 (1), 189-205 (2020).
  24. Chen, J. Y., et al. Increased aortic stiffness and attenuated lysyl oxidase activity in obesity. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 33 (4), 839-846 (2013).
  25. Lu, H., et al. Subcutaneous angiotensin II infusion using osmotic pumps induces aortic aneurysms in mice. J Vis Exp. (103), e53191(2015).
  26. Qi, X., et al. A validated mouse model capable of recapitulating the protective effects of female sex hormones on ascending aortic aneurysms and dissections. Physiol Rep. 8 (22), e14631(2020).
  27. Obama, T., et al. Epidermal growth factor receptor inhibitor protects against abdominal aortic aneurysm in a mouse model. Clin Sci (Lond. 128 (9), 559-565 (2015).
  28. Aicher, B. O., et al. Moderate aerobic exercise prevents matrix degradation and death in a mouse model of aortic dissection and aneurysm). Am J Physiol Heart Circ Physiol. 320 (5), H1786-H1801 (2021).
  29. Aicher, B. O., et al. Quantitative micro-CT analysis of aortopathy in a mouse model of β-aminopropionitrile-induced aortic aneurysm and dissection. J Vis Exp. (137), e57589(2018).
  30. Ohno-Urabe, S., et al. Authentication of in situ measurements for thoracic aortic aneurysms in mice. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 41 (6), 2117-2119 (2021).
  31. Sawada, H., et al. Ultrasound monitoring of descending aortic aneurysms and dissections in mice. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 40 (10), 2557-2559 (2020).
  32. Deery, S. E., et al. Female sex independently predicts mortality after thoracic endovascular aortic repair for intact descending thoracic aortic aneurysms. J Vasc Surg. 66 (1), 2-8 (2017).
  33. Rylski, B., et al. Gender-related differences in patients with acute aortic dissection type A. J Thorac Cardiovasc Surg. 162 (2), 528-535.e1 (2021).
  34. Fashandi, A. Z., et al. Female mice exhibit abdominal aortic aneurysm protection in an established rupture model. J Surg Res. 247, 387-396 (2020).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Mysi model TADstruktura ciany aortybeta aminopropionitrylinhibitor oksydazy lizylowejrozszerzenie aortypowstawanie rozwarstwienia aortymodel choroby uk adu sercowo naczyniowegobadanie patogenezy

Powiązane artykuły