Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Ocena wpływu kadmu na stan redoks i profil metaboliczny jeżowca Paracentrotus lividus

757 wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/68300

⸱

29 lipca 2025

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Higher Institute of Biotechnology - Sidi Thabet, Laboratory of Biotechnology and Valorization of Bio-Geo-Resources, University Manouba, 2Faculty of Sciences of Tunis, Laboratory of Ecology, Biology and Physiology of Aquatic Organisms LR, University Tunis El Manar, 3Laboratory of Mass Spectrometry, National Institute of Research and Physical-Chemical Analysis (INRAP) Biotechpole Sidi Thabet, 4Department of Chemistry, College of Sciences at Bisha, University of Bisha, 5Department of Applied Medical Sciences, Applied College at Bisha, University of Bisha

W tym artykule

Podsumowanie

Ten protokół podkreśla metody ekstrakcji i charakterystyki związków bioaktywnych z jeżowca Paracentrotus lividus (szkarłupni), a także określanie parametrów stresu oksydacyjnego po ekspozycji na kadm.

Streszczenie

Kadm (Cd) jest jednym z najbardziej szkodliwych metali ciężkich dla organizmów wodnych i szeroko rozpowszechnionym zanieczyszczeniem fauny i flory morskiej. Ze względu na wysoką biodostępność, trwałość i zdolność do bioakumulacji, kadm (Cd), toksyczny metal ciężki uwalniany przez spływy górnicze, zrzuty przemysłowe i środki produkcji rolnej, jest jednym z najbardziej szkodliwych zanieczyszczeń dla organizmów wodnych i powszechnym zanieczyszczeniem w faunie i florze morskiej. W obecnym badaniu oceniono potencjalnie toksyczny wpływ kadmu na biomarkery stresu oksydacyjnego i profile metabolitów w gonadach Paracentrotuslividus narażonych na działanie różnych stężeń (0,0183, 0,183 i 1,83 mg/l) przez 96 godzin. Wyniki wykazały, że Cd indukował stres oksydacyjny poprzez zwiększenie poziomu dialdehydu malonowego, nadtlenku wodoru i wodoronadtlenku lipidów w porównaniu z grupą kontrolną, a także zwiększenie aktywności przeciwutleniającej (zredukowany glutation i katalaza). Ponadto, na podstawie analizy chromatografii gazowej i spektrometrii mas, zidentyfikowano 74 metabolity w ekstraktach gonadalnych zarówno jeżowców poddanych działaniu substancji, jak i w grupie kontrolnej. Częściowa analiza dyskryminacyjna metodą najmniejszych kwadratów ujawniła wyraźny podział klas i wyróżniła dziewięć istotnych metabolitów na podstawie wyników VIP. Przeprowadzona analiza mapy cieplnej wykazała zaburzenia w poziomach steroli i związków kwasów tłuszczowych, takich jak Cholest-5-en-3-ol(3.beta.)-, Desmosterol i (23S)-etylocholest-5-en-3.beta.-ol i kwas eikozapentaenowy (EPA), a także obrony przeciwutleniające, takie jak kwas retinowy i regulacja steroidowa, taka jak Pregna-5-en-20-on, 3-hydroksy-,(3β). Ogólnie rzecz biorąc, nasze dane wykazały wysoką wrażliwość gonad na Cd, nawet przy stosunkowo niskich stężeniach.

Wprowadzenie

Środowisko morskie może być również uważane za ważny pochłaniacz dla kilku toksycznych substancji chemicznych, takich jak metale ciężkie. Ze względu na swoją lipofilowość pierwiastki te mają tendencję do wiązania się z zawieszonymi cząstkami stałymi i stopniowego gromadzenia się w osadach morskich, gdzie wykazują zmniejszoną ruchliwość i biodostępność. W rezultacie, osady morskie służą jako główny pochłaniacz metali ciężkich1. Wśród tych zanieczyszczeń, kadm (Cd) od dawna jest uznawany za główne globalne zanieczyszczenie wody, które zagraża ekosystemom i związanej z nimi faunie i florze2. Jedna trzecia Cd obecnego w ekosystemach wodnych pochodzi z produkcji i stosowania nawozów fosforowych2. Inne źródła uwalniania kapuści do środowiska to sektor wydobywczy, firmy galwaniczne i naturalne procesy skorupy ziemskiej3. Zanieczyszczenie to jest bardzo rozpowszechnione ze względu na jego zdolność do łatwego transportu przez media wodne i stosunkowo dużą mobilność w przeciwieństwie do innych metali ciężkich2. Według literatury stężenia Cd wahają się od 12 do 16 x 10−3 μg/L w Morzu Bałtyckim4 oraz od 13,4 x 10−3 do 1,49 μg/L w bardzo zanieczyszczonym miejscu wzdłuż wybrzeży Galicji (północno-zachodni Półwysep Iberyjski)5. Znacznie wyższe poziomy Cd odnotowano w niektórych zanieczyszczonych obszarach Morza Śródziemnego, gdzie stężenia mogą sięgać 80,4 x 10-3 μg/L w pobliżu Sycylii (Włochy)6, oraz 48 μg/L w Zatoce Gabès (Tunezja)7. Ten trwały, bioakumulacyjny i nieistotny metal przejściowy jest znany ze swojej zdolności do powodowania poważnych problemów zdrowotnych zarówno u ludzi, jak i organizmów wodnych8. Cd może bezpośrednio wywierać swoją toksyczność poprzez wiązanie się z białkami, hamowanie aktywności enzymów i zakłócanie homeostazy wapnia9. Może również działać pośrednio poprzez wytwarzanie reaktywnych form tlenu (ROS), co prowadzi do uszkodzeń oksydacyjnych biomolekuł, takich jak lipidy, białka i DNA10. Kilka badań naukowych wykazało, że zanieczyszczenie Cd może wywoływać zaburzenia strukturalne i funkcjonalne w organizmach wodnych11.

Podobnie jak w przypadku innych morskich bezkręgowców bentosowych, jeżowce są szczególnie narażone na zanieczyszczenie morza. Pomimo swojej zdolności do akumulacji wysokiego poziomu metali ciężkich, jeżowce radzą sobie z zanieczyszczeniem metalami i wytrzymują w zanieczyszczonym środowisku12. W związku z tym są one powszechnie uznawane za organizmy wskaźnikowe i są szeroko stosowane jako modele do badań ekotoksykologicznych i środowiskowych13. W licznych badaniach analizowano wpływ ekspozycji na kadlet na kilka gatunków jeżowców na różnych etapach życia, w tym na dorosłe organizmy, zarodki i larwy13. Stwierdzono, że narażenie na Cd może powodować różne niekorzystne skutki, począwszy od zmniejszenia wskaźnika zapłodnienia jaj, nieprawidłowości w rozwoju zarodków i larw, stresu oksydacyjnego, po apoptozę i autofagię13. Większość dostępnej literatury skupia się na wpływie Cd na rozwój zarodków jeżowców13,14; Jednak przeprowadzono tylko kilka badań15w celu zrozumienia wpływu tego metalu na profil metaboliczny dorosłych jeżowców i nie ma dostępnych informacji na temat metabolizmu lipidów.

Ciągłe narażenie zarodków Paracentrotus lividus (Lamarck, 1816) na subostre/subletalne stężenia kadmu powoduje nieprawidłowy rozwój z defektami w wydłużaniu i wzorze szkieletu, w połączeniu z ogólnym zmniejszeniem syntezy białek i różnicową ekspresją metalotioneiny16.

Proponowana metoda poprawia ocenę toksyczności kadmu (Cd) i stresu oksydacyjnego w organizmach morskich, łącząc testy biochemiczne z ukierunkowanym i nieukierunkowanym profilowaniem metabolomicznym za pomocą chromatografii gazowej ze spektrometrią mas (GC-MS). W porównaniu z tradycyjnymi podejściami, które opierają się wyłącznie na pojedynczych biomarkerach, takich jak peroksydacja lipidów lub aktywność enzymów przeciwutleniających (np. SOD, CAT), dodanie badań przesiewowych metabolitów opartych na GC-MS zapewnia kompleksowy biochemiczny odcisk palca stanu fizjologicznego organizmu17. Ta integracja umożliwia bardziej czułe i ogólnoustrojowe wykrywanie efektów subletalnych, nawet przy niskich stężeniach Cd, i może wykrywać wczesne zaburzenia metabolizmu energetycznego, obrotu aminokwasów i szlaków oksydacyjnych, które występują przed obserwowalnymi uszkodzeniami toksykologicznymi. Co ważne, metoda ta uzupełnia istniejące oceny toksykologiczne, dostarczając danych o wyższej rozdzielczości i umożliwiając identyfikację nowych biomarkerów, których tradycyjne testy mogą nie uwzględniać18. Promuje również zrozumienie mechanistyczne poprzez analizę na poziomie ścieżki, która ulepsza predykcyjne modele ekotoksykologiczne19. Ta metoda wykrywa narażenie na kadm w zakresie 1-100 μg/L, co jest istotne dla zanieczyszczonych systemów przybrzeżnych i ujść rzek20. Podejście to jest najbardziej odpowiednie w przypadku kontrolowanego narażenia laboratoryjnego lub umiarkowanie złożonych badań terenowych. Jednak interpretacja może być trudna w przypadku silnie zanieczyszczonych matryc, w których wiele czynników stresogennych (np. metale ciężkie, WWA, pojawiające się zanieczyszczenia) oddziałuje na siebie i potencjalnie zakłóca swoistość biomarkerów. Mimo to, przy odpowiednim zaprojektowaniu, solidność i swoistość GC-MS, w połączeniu z wielowymiarową analizą danych (np. PCA, PLS-DA), zapewniają silną moc dyskryminacyjną w celu rozwiązania nakładających się efektów.

Ta zintegrowana platforma biochemiczno-metabolomiczna jest szczególnie przydatna do monitorowania gatunków wskaźnikowych i oceny ryzyka ekologicznego w ramach takich jak Dyrektywa Ramowa Strategii Morskiej (MSFD) i jest zgodna z obecnymi wysiłkami na rzecz rozwoju monitoringu środowiska opartego na omice21.

W obecnym badaniu użyliśmy jeżowca purpurowego P. lividus, który jest jednym z najbardziej eksploatowanych i znaczących gospodarczo gatunków na całym wybrzeżu Atlantyku i Morza Śródziemnego22, aby ocenić wpływ zanieczyszczenia Cd na status redoks i profil metabolomiczny gonad.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

1. Próbki i projekt eksperymentalny

  1. Zebrać łącznie 40 dorosłych osobników jeżowców P. lividus (20 samców i 20 samic, średnia długość: 45 ± 4 mm, średni wiek: 2,0 ± 0,5 roku, średnia waga: 22,54 ± 2,50 g) przez nurków w zakresie głębokości 5-7 m w maju 2023 r. z wybrzeży Bizerty (Morze Śródziemne, Tunezja).
  2. Przenieś zebrane jeżowce P. lividus płci mieszanej, szacowany wiek około 12-18 miesięcy na podstawie wielkości do laboratorium i trzymaj w napowietrzonej naturalnej wodzie morskiej 16 ± 1 °C o naturalnym zasoleniu ~38 PSU, pH 7,8-8,0 i fotoperiod 12:12. Monitoruj parametry codziennie przez cały okres ekspozycji, aby zapewnić stabilność środowiska i zminimalizować wahania zewnętrzne.
  3. Wstrzyknąć 1 ml KCl 0,5 M w obszar okołodomialny, aby wywołać tarło i wizualnie zidentyfikować gamety. Opłucz osoby przefiltrowaną wodą morską i zaaklimatyzuj je przez 3 dni w kontrolowanych warunkach, bez dostarczania pożywienia.
  4. Losowo podziel jeżowce na cztery grupy po dziewięć osobników (trzy osobniki na zbiornik w trzech egzemplarzach) i przydziel je do 50-litrowych szklanych akwariów. Określ wielkość próby na podstawie wcześniej opublikowanych badań23,24, które oceniały biomarkery stresu oksydacyjnego i odpowiedzi metabolomiczne u bezkręgowców morskich i używały porównywalnych lub mniej powtórzeń biologicznych.
    UWAGA: Ten poziom replikacji zapewnia silną reprezentację biologiczną i statystycznie istotne wyniki.
  5. Po aklimatyzacji zwierzęta należy przez 96 godzin wystawić na działanie następującego zakresu stężeń chlorku kadmu (CdCl2): Grupa I (Ctrl): jeżowce trzymane w wodzie innej niż CdCl2; Grupa II (Tr1): jeżowce narażone na stężenie CdCl2wynoszące 0,0183 mg/l; Grupa III (Tr2): jeżowce narażone na stężenie CdCl2wynoszące 0,183 mg/l; Grupa IV (Tr3): jeżowce narażone na stężenie CdCl2wynoszące 1,83 mg/l.
  6. Aby utrzymać stabilność wody podczas eksperymentu, należy wymieniać 50% wody co 24 godziny, ostrożnie usunąć wodę za pomocą syfonu i zastąpić ją świeżo przygotowaną wodą przy zachowaniu stężeń CdCl2.

2. Przygotowanie tkanek

  1. Przekonuj, korzystając z protokołu opisanego przez Telahigue et al.23, przygotowanie homogenatów tkanek jeżowca.
  2. Przeprowadź sekcję na lodowych jeżowcach z każdej grupy pod koniec eksperymentu. Użyj sterylnych nożyczek, aby wykonać okrągłe nacięcie wokół ust, aby otworzyć test.
  3. Ostrożnie usuń pięć gonad za pomocą szpatułki i zachowaj do dalszej analizy. Umyć zimną wodą destylowaną, aby usunąć zanieczyszczenia i zanieczyszczenia powierzchniowe
  4. Homogenizować za pomocą sonografu sondy ustawionego na amplitudę 40%, w 3 seriach po 10 s każdy z 20 s przerwy między seriami, 300 mg frakcji gonad z buforem Tris-HCl (20 mM, pH 7,4) w niskich temperaturach.
  5. Podziel każdą próbkę gonady na dwie porcje: jedną do analizy biochemicznej (świeżą) i jedną do analizy metabolomicznej (liofilizowaną).
  6. Wirować przy 10 000 x g przez 20 min. Przechowywać supernatanty w temperaturze -80 °C do analizy parametrów biochemicznych.
  7. Liofilizować inne frakcje gonad za pomocą liofilizatora przed analizą GC-MS. Utrzymywać przez 48 godzin w temperaturze -50 °C przy próżni mniejszej niż 0,1 mbar, aż do całkowitego wyschnięcia.
  8. Wykorzystaj metodę Lowry'ego, aby określić całkowitą zawartość białka w każdej próbce, używając BSA jako standardu. Oznaczyć poziom LOOH przy 560 nm i wyrazić jako mmol/mg białka.
    UWAGA: Ta kwantyfikacja została przeprowadzona przed wszystkimi testami biochemicznymi w celu normalizacji poziomów biomarkerów.

3. Zredukowany test glutationu

  1. Oszacować obniżoną zawartość glutationu (GSH) zgodnie z metodą Ellman25, na podstawie absorbancji kwasu 2-nitro-5-mercapturowego wynikającej z redukcji kwasu 5-50-dithio-bis-2-nitrobenzoesowego (DTNB) przez grupę tiolową (SH) glutationu.
  2. Wirować przy 1600 x g przez 15 minut mieszaninę homogenatów tkankowych w buforze fosforanowym i kwasie sulfosalicylowym (4%).
  3. Pobrać objętość 500 μl otrzymanego supernatantu i dodać go do odczynnika Ellmana (DNTB) o objętości 0,025 ml. Odczytać przy długości fali 412 nm absorbancję otrzymanej mieszaniny.
  4. Ocenia zawartość GSH w mg na g tkanki. Wyraż całkowitą zawartość GSH w μg/mg tkanki. Obliczyć poziomy GSH przy użyciu standardowej krzywej kalibracyjnej opartej na znanych stężeniach zredukowanego glutationu.
    UWAGA: Celem jest ilościowe określenie obniżonego glutationu (GSH) w homogenianach gonad jako markera stresu oksydacyjnego po ekspozycji na kadm.

4. Aktywność katalazy

  1. Przeprowadź konfigurację reakcji zgodnie z metodą Aebi26. Przygotować pożywkę reakcyjną składającą się z 2,9 ml 100 mM buforu fosforanowego (pH 7,4) i 20 μl supernatantu tkanki gonadalnej. Wstępnie zrównoważyć pożywkę reakcyjną do temperatury pokojowej.
  2. Reakcję należy rozpocząć od dodania do kuwety 80 μl świeżo przygotowanego 0,5 M roztworu nadtlenku wodoru (H2O2). Natychmiast dokładnie wymieszać zawartość i odnotować spadek absorbancji przy długości fali 240 nm przez 1 milę w odstępach 10 s za pomocą spektrofotometru UV-Vis.
  3. Obliczać aktywność CAT na podstawie szybkości rozkładuH2O2, wyznaczonej przez monitorowanie spadku absorbancji przy 240 nm w czasie. Użyj następującego wzoru: Aktywność CAT = (ΔA/min x V) / (ε x l x C)
    gdzie: ΔA/min = zmiana absorbancji na minutę przy 240 nm, V = całkowita objętość testu (w L), ε = molowy współczynnik ekstynkcjiH2O2 (43,6 M-1/cm), l = długość drogi kuwety (zwykle 1 cm), C = stężenie białka w mg/ml.
  4. Zastosować molowy współczynnik ekstynkcji wynoszący 43,6 M/cm. Wyrazić aktywność CAT jako nmol H2O2 rozkład na minutę na mg białka (nmol H2O2/min/mg białka).
    UWAGA: Celem jest ilościowe określenie aktywności katalazy w homogenatach gonad P. lividus jako miary odpowiedzi enzymów przeciwutleniających na ekspozycję na kadm.

5. Pomiar wytwarzania nadtlenku wodoru

    Zmierz poziom nadtlenku wodoru (H2O2) w gonadach P. lividus za pomocą testu utleniania żelaza i oranżu ksylenolowego zgodnie z metodą opisaną przez Ou i Wolff27.
  2. Oznaczyć stężenieH2O2w supernatancie za pomocą spektrofotometru o długości fali 560 nm. Wyraź wyniki w nmol/mg białka.

6. Test na dialdehyd malonowy

  1. Przygotuj próbki zgodnie z opisem w metodzie Drapera i Hadleya28. Zmieszać 500 μl homogenianu gonad z 1 ml 10% kwasu trójchlorooctowego (TCA). Wirować przy 2500 x g przez 10 minut w temperaturze 4 °C.
  2. Przenieś 1 ml powstałego supernatantu do nowej probówki i dodaj 1 ml 0,67% roztworu TBA. Inkubować mieszaninę w łaźni wodnej w temperaturze 100 °C przez 15 minut.
  3. Schłodzić próbki do temperatury pokojowej. Zmierzyć absorbancję przy długości fali 532 nm za pomocą spektrofotometru.
  4. Odejmij absorbancję tła za pomocą ślepej próby odczynnika (TBA + TCA bez ekstraktu tkankowego). Przygotować krzywą wzorcową przy użyciu 1,1,3,3-tetraetoksypropanu (TEP) i wyrazić stężenie MDA jako nmol/mg białka.

7. Pomiar wodoronadtlenku lipidów

  1. Zmierz wodoronadtlenek lipidów (LOOH) w tkankach gonad za pomocą testu utleniania żelaza w kolorze oranżu ksylenolowego, zgodnie z opisem metody Jiang et al.29.
    UWAGA: Celem jest ocena poziomu peroksydacji lipidów w tkankach gonadalnych poprzez ilościowe określenie dialdehydu malonowego (MDA), produktu ubocznego oksydacyjnego uszkodzenia błony.

8. Ekstrakcja związków bioaktywnych z gonad i badania analityczne

  1. Przeprowadzić ekstrakcję metanolową związków lipofilowych w trzech egzemplarzach z wysuszonej tkanki gonad każdej grupy w trzech egzemplarzach, mocząc materiał w metanolu o czystości analitycznej (≥99,8%; 1:25 w/v) na wytrząsarce obrotowej przy 150 obr./min w temperaturze otoczenia.
  2. Odwirować wszystkie ekstrakty przez 15 minut przy 700 x g, 4 °C, po odparowaniu frakcji MeOH przez odparowanie obrotowe w temperaturze łaźni wodnej 40 °C i prędkości obrotowej ustawionej na 100 obr./min. Zawiesić surowy ekstrakt w 1 ml MeOH, a następnie przechowywać w szczelnie zamkniętych fiolkach w temperaturze 4 °C.

9. Chromatografia gazowa-spektrometria mas analiza ekstraktów gonad

  1. Przygotować 500 μl porcji w fiolce, używając przechowywanego ekstraktu metanolowego.
  2. Przeprowadzić analizę metodą chromatografii gazowej ze spektrometrią mas (GC-MS) na chromatografie gazowym sprzężonym ze spektrometrem masowym. Kolumna GC składała się z 5 % -fenylo-metylosiloksanu: grubość warstwy 30 m x 0,25 mm x 0,25 μm.
  3. Stosować hel jako gaz nośny przy stałym natężeniu przepływu 1 ml/min. Ustawić objętość wtrysku na 1 μl w trybie dzielonym w stosunku 100:1. Zaprogramuj temperaturę piekarnika w zakresie 4-280 °C na 5 °C/min.
  4. Uruchom spektrometr w trybie uderzenia elektronu (EI), energia jonizacji wynosiła 72 eV, temperatura źródła jonów wynosiła 250 °C, czas skanowania 1 s, a zakres mas 45-550 amu.
  5. Przeprowadzaj identyfikację związków poprzez porównanie ich widm masowych z widmami z bazy danych NIST98MS Library and Willy Library275.

10. Analiza statystyczna

  1. Najpierw oceń zestaw danych pod kątem normalności za pomocą testu Shapiro-Wilka i pod kątem jednorodności wariancji za pomocą testu Levene'a.
  2. Wstępnie przetwarzaj dane za pomocą MetaboAnalyst 6.030, używając standardowych procedur normalizacji, transformacji logarytmu i skalowania Pareto, aby spełnić założenia ANOVA, takie jak rozkład normalny i jednorodność wariancji.
  3. Wykonaj wielowymiarową analizę statystyczną za pomocą Metaboanalysta, użyj metody Benjaminiego-Hochberga False Discovery Rate (FDR) do wielokrotnej korekty testów, aby uwzględnić błędy typu I związane z licznymi porównaniami biochemicznymi i zagwarantować solidność statystyczną.
  4. Użyj jednokierunkowej analizy wariancji (ANOVA), aby porównać wyniki między grupami. Różnice między średnimi uznano za istotne, gdy p <0,05.
  5. Użyj częściowej analizy dyskryminacyjnej metodą najmniejszych kwadratów (PLS-DA), aby rozróżnić porównywalne grupy. Określ znaczenie zmiennej w projekcji (VIP) dla wszystkich związków.
  6. Obliczanie wartości p za pomocą sparowanego testu t-Studenta do jednowymiarowej analizy statystycznej zmiennych standaryzowanych.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Poprawność i skuteczność naszych metod zapewniono poprzez zastosowanie powtórzeń biologicznych i technicznych, co umożliwiło uzyskanie spójnych i wiarygodnych pomiarów. Analizy wykazały niską zmienność, przy odchyleniach standardowych zazwyczaj poniżej 10%, co wskazuje na wysoką powtarzalność. W celu zapewnienia dokładnego oznaczania ilościowego metabolitów, analizy GC-MS obejmowały krzywe kalibracyjne i standardy wewnętrzne. Wszystkie zastosowane techniki opierają się na powszechnie akce...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Badanie to zaplanowano w celu oceny toksycznego wpływu Cd na gonady jeżowca P. lividus poprzez analizę biochemicznych biomarkerów i aktywnych metabolitów. Narażenie P. lividus na różne stężenia Cd wywołało reakcję na stres oksydacyjny. Odkrycia te są podobne do poprzednich doniesień wskazujących na ścisłe korelacje między zwiększonym poziomem przeciwutleniaczy w glebie jeżowców a poziomem zanieczyszczeń13.

Nasze wyniki wykazały znaczny wzrost poziomu G...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Autorzy są wdzięczni Dziekanatowi Studiów Podyplomowych i Badań Naukowych Uniwersytetu w Bisha za wsparcie tej pracy poprzez Program Wsparcia Badań Szybkiej Ścieżki.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
LiofilizatorBiobaseBK-FD12PT liofilizatorLiofilizacja
Agilent TechnologiesChromatograf gazowy HP 6890Detektor płomieniowo-jonizacyjny (FID)
Kolumna GCAgilent TechnologiesHP-5 (5%-fenylo)-metylosiloksanNiepolarny  Kolumna  który zapewnia doskonałą wydajność w szerokim zakresie zastosowań
Spektrometr masowyAgilent TechnologiesSpektrometr masowy HP 5973Kwadrupol MS
Chromatograf gazowy

Bibliografia

  1. Patchaiyappan, A., et al. Bioaccumulation of heavy metals in commercially important marine species from Puducherry coast, Southeast India. Region Studies Marine Sci. 65, 103080(2023).
  2. Satarug, S., Garrett, S. H., Sens, M. A., Sens, D. A. Cadmium, Environmental Exposure, and Health Outcomes. Environ Health Persp. 118 (2), 182-190 (2010).
  3. Le Croizier, G., et al. Significance of metallothioneins in differential cadmium accumulation kinetics between two marine fish species. Environ Poll. 236, 462-476 (2018).
  4. Pohl, C., Hennings, U. The coupling of long-term trace metal trends to internal trace metal fluxes at the oxic-anoxic interface in the Gotland Basin (57°19,20′N; 20°03,00′E) Baltic Sea. J Marine Syst. 56 (1-2), 207-225 (2005).
  5. Beiras, R., Bellas, J., Fernández, N., Lorenzo, J. I., Cobelo-Garcıa, A. Assessment of coastal marine pollution in Galicia (NW Iberian Peninsula); metal concentrations in seawater, sediments and mussels (Mytilus galloprovincialis) versus embryo-larval bioassays using Paracentrotus lividus and Ciona intestinalis. Marine Enviro Res. 56 (4), 531-553 (2003).
  6. Censi, P., et al. Trace element distributions in the Strait of Sicily (Central Mediterranean Sea). I. Evidence of rock-water interactions. Period Miner. 71 (3), 255-272 (2002).
  7. Annabi-Trabelsi, N., et al. Concentrations of trace metals in phytoplankton and zooplankton in the Gulf of Gabès, Tunisia. Marine Poll Bull. 168, 112392(2021).
  8. Kumar, P., Singh, A. Cadmium toxicity in fish: An overview. GERF Bull Biosci. , (2010).
  9. Klein, R. D., et al. Effects of sublethal Cd, Zn, and mixture exposures on antioxidant defense and oxidative stress parameters in early life stages of the purple sea urchin Strongylocentrotus purpuratus. Aquatic Toxicol. 217, 105338(2019).
  10. Rani, A., Kumar, A., Lal, A., Pant, M. Cellular mechanisms of cadmium-induced toxicity: a review. Int J Environ Health Res. 24 (4), 378-399 (2014).
  11. Wang, W. X., Rainbow, P. S. Subcellular Partitioning and the Prediction of Cadmium Toxicity to Aquatic Organisms. Environ Chem. 3 (6), 395(2006).
  12. Sarly, M. S., et al. Use of the gonadal tissue of the sea urchin Paracentrotus lividus as a target for environmental contamination by trace metals. Environ Sci Poll Res. 30 (38), 89559-89580 (2023).
  13. Chiarelli, R., Martino, C., Roccheri, M. C. Cadmium stress effects indicating marine pollution in different species of sea urchin employed as environmental bioindicators. Cell Stress Chaperones. 24 (4), 675-687 (2019).
  14. Gharred, T., Jebali, J., Belgacem, M., Mannai, R., Achour, S. Assessment of the individual and mixture toxicity of cadmium, copper and oxytetracycline, on the embryo-larval development of the sea urchin Paracentrotus lividus. Environmen Sci Poll Res. 23 (18), 18064-18072 (2016).
  15. Migliaccio, O., Castellano, I., Cirino, P., Romano, G., Palumbo, A. Maternal Exposure to Cadmium and Manganese Impairs Reproduction and Progeny Fitness in the Sea Urchin Paracentrotus lividus. PLoS ONE. 10 (6), e0131815(2015).
  16. Ragusa, M., Nicosia, A., Costa, S., Cuttitta, A., Gianguzza, F. Metallothionein Gene Family in the Sea Urchin Paracentrotus lividus: Gene Structure, Differential Expression and Phylogenetic Analysis. Int J Mol Sci. 18 (4), 812(2017).
  17. Cappello, T., et al. Neurotoxicological effects of trace metals in fish: molecular and biochemical biomarkers. Environ Toxicol Pharmacol. 41, 94-105 (2016).
  18. Viant, M. R., Rosenblum, E. S., Tjeerdema, R. S. NMR-based metabolomics: a powerful approach for characterizing the effects of environmental stressors on organism health. Environ Sci Technol. 37 (21), 4982-4989 (2003).
  19. Nicholson, J. K., Lindon, J. C., Holmes, E. Metabonomics': understanding the metabolic responses of living systems to pathophysiological stimuli via multivariate statistical analysis of biological NMR data. Xenobiotica. 29 (11), 1181-1189 (2002).
  20. Chen, Q., et al. Environmental levels of cadmium exposure induce developmental toxicity and oxidative stress in zebrafish embryos. Sci Rep. 9, 15085(2019).
  21. Taylor, N. S., Gavin, A., Viant, M. R. Metabolomics Discovers Early-Response Metabolic Biomarkers That Can Predict Chronic Reproductive Fitness in Daphnia magna. Environ Sci Technol. 54 (16), 10186-10195 (2020).
  22. Gibson, R. N., Atkinson, R. J. A., Gordon, J. D. M. Oceanography and marine biology: an annual review. , CRC Press. Boca Raton, FL. (2009).
  23. Telahigue, K., et al. Effects of acute mercury exposure on fatty acid composition and oxidative stress biomarkers in Holothuria forskali body wall. Ecotoxicol Environ Safety. 169, 516-522 (2019).
  24. Mhadhbi, L., et al. Exposure to tebufenpyrad interrupts histo-architecture and fatty acid compositions of carpet shell clam Ruditapes decussatus. Int J Environ Health Res. , 1-12 (2025).
  25. Ellman, G. L. Tissue sulfhydryl groups. Arch. Biochem Biophys. (82), 70-77 (1959).
  26. Aebi, H. Catalase in vitro. Method Enzymol. 105, 121-126 (1984).
  27. Ou, P., Wolff, S. P. A discontinuous method for catalase determination at 'near physiological' concentrations of H2O2and its application to the study of H2O2fluxes within cells. J Biochem Biophys Methods. 31 (1-2), 59-67 (1996).
  28. Draper, H. H., Hadley, M. Malondialdehyde determination as index of lipid Peroxidation. Method Enzymol. 186, 421-431 (1990).
  29. Jiang, Z. Y., Hunt, J. V., Wolff, S. P. Ferrous ion oxidation in the presence of xylenol orange for detection of lipid hydroperoxide in low density lipoprotein. Anal Biochem. 202 (2), 384-389 (1992).
  30. Pang, Z., et al. MetaboAnalyst 6.0: towards a unified platform for metabolomics data processing, analysis and interpretation. Nucl Acids Res. 52 (W1), W398-W406 (2024).
  31. Das, D., Moniruzzaman, M., Sarbajna, A., Chakraborty, S. B. Effect of heavy metals on tissue-specific antioxidant response in Indian major carps. Environ Sci Poll Res. 24 (22), 18010-18024 (2017).
  32. El Idrissi, O., et al. Assessment of trace element contamination and effects on Paracentrotus lividus using several approaches: Pollution indices, accumulation factors and biochemical tools. Sci Tot Environ. 869, 161686(2023).
  33. Howcroft, C. F., Amorim, M. J. B., Gravato, C., Guilhermino, L., Soares, A. M. V. M. Effects of natural and chemical stressors on Enchytraeus albidus: Can oxidative stress parameters be used as fast screening tools for the assessment of different stress impacts in soils. Environ Int. 35 (2), 318-324 (2009).
  34. Fouzai, C., et al. Dual oxidative stress and fatty acid profile impacts in Paracentrotus lividus exposed to lambda-cyhalothrin: biochemical and histopathological responses. Toxicol Res. 39 (3), 429-441 (2023).
  35. Mansoor, S., et al. Heavy Metal Induced Oxidative Stress Mitigation and ROS Scavenging in Plants. Plants. 12 (16), 3003(2023).
  36. Allen, T., Singhal, R., Rana, S. V. S. Resistance to Oxidative Stress in a Freshwater Fish Channa punctatus After Exposure to Inorganic Arsenic. Biol Trace Element Res. 98 (1), 63-72 (2004).
  37. Pagano, G., et al. Comparative toxicities of selected rare earth elements: Sea urchin embryogenesis and fertilization damage with redox and cytogenetic effects. Environ Res. 147, 453-460 (2016).
  38. Chaâbane, M., et al. The potential toxic effects of hexavalent chromium on oxidative stress biomarkers and fatty acids profile in soft tissues of Venus verrucosa. Ecotoxicol Environ Safety. 196, 110562(2020).
  39. Balakrishnan, M., Kenworthy, A. K. Lipid Peroxidation Drives Liquid-Liquid Phase Separation and Disrupts Raft Protein Partitioning in Biological Membranes. J Am Chem Soc. 146 (2), 1374-1387 (2024).
  40. Cano-Rocabayera, O., Monroy, M., Moncaleano-Niño, ÁM., Gómez-Cubillos, M. C., Ahrens, M. J. An integrated biomarker approach: Non-monotonic responses to cadmium exposure in the suckermouth catfish Hypostomus plecostomus. Aquatic Toxicol. 248, 106193(2022).
  41. Zhan, J., Sun, T., Wang, X., Wu, H., Yu, J. Meta-analysis reveals the species-, dose- and duration-dependent effects of cadmium toxicities in marine bivalves. Sci Tot Environ. 859, 160164(2023).
  42. Wu, H., Wang, W. Tissue-specific toxicological effects of cadmium in green mussels ( Perna viridis ): Nuclear magnetic resonance-based metabolomics study. Environ Toxicol Chem. 30 (4), 806-812 (2011).
  43. Warnau, M., Ledent, G., Temara, A., Jangoux, M., Dubois, P. Experimental cadmium contamination of the echinoid Paracentrotus lividus: influence of exposure mode and distribution of the metal in the organism. Marine Ecol Prog Series. 116, 117-124 (1995).
  44. Capitão, A., et al. The Echinodermata PPAR: Functional characterization and exploitation by the model lipid homeostasis regulator tributyltin. Environ Poll. 263, 114467(2020).
  45. Zhou, L., et al. Biochemical and metabolic responses of the deep-sea mussel Bathymodiolus platifrons to cadmium and copper exposure. Aquatic Toxicol. 236, 105845(2021).
  46. Geret, F., Serafim, A., Barreira, L., João Bebianno, M. Response of antioxidant systems to copper in the gills of the clam Ruditapes decussatus. Marine Environ Res. 54 (3-5), 413-417 (2002).
  47. Fokina, N., Vasil'eva, O., Ruokolainen, T., Nemova, N. Changes in lipid composition and lipid peroxidation products content in the freshwater mussel Anodonta cygnea L. under cadmium effect. Limnol Freshw. Biol. (5), 286-296 (2019).
  48. Kim, S. K., Van Ta, Q. Potential Beneficial Effects of Marine Algal Sterols on Human Health. Adv Food Nutri Res. 64, 191-198 (2011).
  49. Payne, A. H., Hales, D. B. Overview of Steroidogenic Enzymes in the Pathway from Cholesterol to Active Steroid Hormones. Endocrine Rev. 25 (6), 947-970 (2004).
  50. Voogt, P. A., Den Besten, P. J., Kusters, G. C. M., Messing, M. W. J. Effects of cadmium and zinc on steroid metabolism and steroid level in the sea star Asterias rubens L. Comparat Biochem Physiol C Comparat Pharmacol. 86 (1), 83-89 (1987).
  51. Pino-Lagos, K., Benson, M. J., Noelle, R. J. Retinoic Acid in the Immune System. Ann New York Acad Sci. 1143 (1), 170-187 (2008).
  52. Lu, L., et al. Integrative proteomics and metabolomics reveal the stress response of semicarbazide in the sea cucumber Apostichopus japonicus. Front Marine Sci. 9, 992753(2022).
  53. Cuypers, A., et al. Cadmium stress: an oxidative challenge. BioMetals. 23 (5), 927-940 (2010).
  54. Wang, X., et al. Sex-Specific Differences in the Toxic Effects of Heavy Fuel Oil on Sea Urchin (Strongylocentrotus intermedius). Int J Environ Res Public Health. 18 (2), 499(2021).
  55. McCarty, L. S. Ecotoxicology dilemmas: issues with dose, causality, response, mixtures, andmodifying factors. Environ Toxicol Chem. 44 (1), 45-58 (2025).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Ekspozycja na kadmstres oksydacyjnyaktywność przeciwutleniającachromatografia gazowaspektrometria mastoksyczność metali ciężkich

Ten artykuł został opublikowany

Film wkrótce dostępny

Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.