Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Automatyczne przygotowanie [68Ga]GA-3BP-3940 na module syntezy do obrazowania PET mikrośrodowiska guza

1.7K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/68356

⸱

25 kwietnia 2025

 ,  ,  , 
1Nuclear medicine department, Institut régional du Cancer de Montpellier (ICM), University of Montpellier, 2IBMM, University of Montpellier, CNRS, ENSCM

W tym artykule

Podsumowanie

To badanie opisuje zautomatyzowany proces produkcji [68Ga]Ga-3BP-3940 za pomocą syntezatora GAIA V2, do obrazowania PET białka aktywującego fibroblasty. Przedstawiono również wyniki badań kontroli jakości przeprowadzonych na trzech seriach testowych.

Streszczenie

Na module syntezy GAIA opracowano szybką, efektywną metodę automatycznego znakowania radioaktywnego galu-68 3BP-3940, sondy do obrazowania molekularnego ukierunkowanej na białko aktywujące fibroblasty do obrazowania mikrośrodowiska guza za pomocą pozytonowej tomografii emisyjnej. Warunki reakcji obejmowały bufor octanowy (stężenie końcowe: 0,1 M), metioninę jako środek przeciwradiolizujący (stężenie końcowe: 5,4 mg/ml) oraz 30 μg 3BP-3940, z ogrzewaniem przez 8 minut w temperaturze 98 °C. Końcowy etap oczyszczania na kartridżu C18 był konieczny do uzyskania znakowanego radioaktywnie produktu o wysokiej czystości. W przeciwieństwie do tego, wyprodukowany przez generator 68Ga był używany bezpośrednio, bez etapu zatężania na kartridżu kationowym. Wyprodukowanie trzech serii walidacyjnych potwierdziło wiarygodność metody, pozwalając na syntezę [68Ga]Ga-3BP-3940 w czasie 22,3 ± 0,6 min o wysokiej czystości radiochemicznej (RCP), oznaczonej zarówno metodą radio-HPLC (99,1% ± 0,1%), jak i radio-TLC (99,2% ± 0,1%). Średnia wydajność radiochemiczna, oparta na wartościach RCP mierzonych metodą radio-HPLC, wynosiła 74,4% ± 3,3%. Wykazano stabilność produktu znakowanego radioizotopem przez okres do 4 godzin po przygotowaniu. Protokół ten zapewnia niezawodną, szybką i wydajną metodologię przygotowania [68Ga]Ga-3BP-3940, którą można łatwo przenieść do warunków klinicznych.

Wprowadzenie

W ostatnich latach celowanie w mikrośrodowisko guza (TME) wzbudziło znaczne zainteresowanie w zastosowaniach diagnostycznych i terapeutycznych1. Obfitość typów komórek, cząsteczek sygnałowych i makrocząsteczek macierzy zewnątrzkomórkowej (ECM) w obrębie TME oferuje szeroki wachlarz potencjalnych celów molekularnych2. Wśród rezydentnych i naciekających komórek gospodarza, fibroblasty związane z nowotworem (CAFs) tworzą odrębną podgrupę fibroblastów w TME, fenotypowo różniącą się od fibroblastów prawidłowych. CAFs odgrywają kluczową rolę w progresji guza, przerzutowaniu, ucieczce immunologicznej i oporności na terapię dzięki unikalnym charakterystykom komórkowym i molekularnym3. Te komórki mezenchymalne wykazują fenotyp aktywowany, charakteryzujący się ekspresją białka aktywacji fibroblastów (FAP). Na poziomie molekularnym CAFs wydzielają złożony zestaw cytokin, chemokin, czynników wzrostu (np. TGF-β, IL-6 i CXCL12) oraz białek ECM (np. kolagenu, fibronektyny), które przebudowują ECM i sprzyjają środowisku pro-tumorigenicznemu4.

Jako białko o wysokiej specyficzności, które ulega nadekspresji i lokalizuje się na powierzchni zewnątrzkomórkowej błony CAF, FAP wykazuje wszystkie cechy wiarygodnego celu molekularnego, szczególnie w zastosowaniach medycyny nuklearnej i radiofarmaceutyki5. W tym kontekście opracowano i szybko wprowadzono do użytku klinicznego chinolinowe małocząsteczkowe inhibitory FAP (FAPI), funkcjonalizowane grupą DOTA6,7,8. W szczególności FAPI-04 i FAPI-46 znakowane radiologicznie galem-68 (emiter β+, t1/2 = 68 min) do obrazowania pozytonową tomografią emisyjną (PET) wykazały znaczną wartość w chorobach włóknistych, kardiologii i onkologii8,9, zwłaszcza w przypadku nowotworów, w których [18F]fluorodeoksyglu koza ([18F]FDG) ma ograniczoną użyteczność10. Jednakże, mimo że ich wkład w obrazowanie onkologiczne i chorób niezłośliwych jest niezaprzeczalny, małocząsteczkowe FAPI wykazują pewne ograniczenia w zastosowaniach terapii celowanej radionuklidami (TRT), szczególnie ze względu na suboptymalny czas retencji wewnątrzguzowej, co może prowadzić do niezamierzonego napromieniowania zdrowych tkanek11. Aby rozwiązać ten problem, zbadano kilka strategii, takich jak projektowanie ligandów wielowartościowych11,12 lub stosowanie terapeutycznych radionuklidów o krótkich okresach półtrwania13,14,15. Opracowano również nowe rusztowania molekularne o wysokim powinowactwie do FAP, które wywołują wysoki stopień internalizacji komórkowej.

Jednym z nich jest pochodna pseudopeptydowa FAP-2286. Zawiera ona sekwencję 7 aminokwasów, w formie cyklicznej, połączoną z chelatorem DOTA za pomocą grupy 1,3,5-benzenotrimetanotiolu16. Wstępne badanie z udziałem ludzi wykazało, że [68Ga]Ga-FAP-2286 wykazuje profil biodystrybucji podobny do [68Ga]Ga-FAPI-46, z nieco wyższym fizjologicznym wychwytem w wątrobie, nerkach i sercu17. W niniejszym badaniu 64 pacjentów, głównie z nowotworami szyi, wątroby, żołądka, trzustki, jajników i przełyku, poddano obrazowaniu PET z użyciem [68Ga]Ga-FAP-2286 w celu oceny stopnia zaawansowania raka lub wykrycia nawrotu: wychwyt [68Ga]Ga-FAP-2286 był wyraźnie wyższy niż w przypadku [18F]FDG w guzach pierwotnych, przerzutach do węzłów chłonnych i przerzutach odległych, co poprawiło kontrast obrazu i wykrywalność zmian. Wszystkie guzy pierwotne były widoczne w badaniu [68Ga]Ga-FAP-2286 PET/CT, podczas gdy w [18F]FDG PET/CT pominięto prawie 20% zmian. W przypadku zajętych węzłów chłonnych, a także przerzutów do kości i narządów wewnętrznych, wskaźniki wykrywalności były wyższe dla [68Ga]Ga-FAP-2286. Inne badanie przeprowadzone na mniejszej grupie 21 pacjentów z różnymi rodzajami nowotworów również wykazało doskonałą czułość tego środka obrazującego, co odzwierciedla efektywność diagnostyczną [68Ga]Ga-FAP-228618. Bardziej specyficzne badania koncentrowały się na pojedynczym typie nowotworu, takim jak rak urothelialny lub rak płuca, ponownie podkreślając wysoki potencjał [68Ga]Ga-FAP-2286 w klinicznym obrazowaniu molekularnym4,5. W zakresie terapii, wstępne badanie analizowało zastosowanie FAP-2286 znakowanego lutetem-177 (emitery β-, t1/2 = 6.7 d) u 11 pacjentów z różnymi postępującymi nowotworami z przerzutami19. Większość pacjentów otrzymała dwa cykle leczenia w odstępach 8 tygodni, a średnia podana dawka na cykl wynosiła 5.8 ± 2.0 GBq [177Lu]Lu-FAP-2286. Lek wykazał przedłużoną retencję wewnątrzguźową, z efektywnym okresem półtrwania wynoszącym około 44 h w przerzutach do kości. Biorąc pod uwagę akceptowalne działania niepożądane, odkrycia te utorowały drogę do szeroko zakrojonych badań klinicznych: bezpieczeństwo i skuteczność [177Lu]Lu-FAP-2286 są obecnie oceniane w badaniu klinicznym fazy 1/2 LuMIERE, sponsorowanym przez Novartis (NCT04939610)7,8. W literaturze udokumentowano dalsze badania na mniejszą skalę9,20, a opublikowano wiele opisów przypadków21,22,23,24,25,26, wykazujących skuteczność i doskonałą tolerancję tej TRT.

Minimalne modyfikacje strukturalne wprowadzone w FAP-2286 doprowadziły do powstania zoptymalizowanego analogu 3BP-3940 (Rysunek 1)27. Choć literatura naukowa na temat tej cząsteczki wektora pozostaje ograniczona, przeprowadzono wczesne badania dotyczące zarówno zastosowań obrazowych, jak i terapeutycznych. Wstępny raport opisuje zastosowanie [68Ga]Ga-3BP-3940 u 18 pacjentów z różnymi stadium końcowymi przerzutowymi nowotworami złośliwymi i wyciąga wniosek, że radiofarmaceutyk ten jest odpowiednim środkiem do obrazowania PET, podkreślając jego doskonały stosunek sygnału z guza do tła oraz bardzo niski wychwyt przez nerki28. W innej pracy pojedynczy pacjent z rakiem trzustki z przerzutami do wątroby otrzymał 150 MBq [68Ga]Ga-3BP-3940 do obrazowania PET, co wykazało intensywny wychwyt w guzie pierwotnym i zmianach przerzutowych29. Ten sam pacjent otrzymał następnie pojedynczą dawkę 9,7 GBq [177Lu]Lu-3BP-3940 w ramach TRT. Leczenie było dobrze tolerowane, bez istotnych zmian w parametrach życiowych lub biologicznych. Inne badanie przedstawiło wstępne wyniki u ludzi w podejściu teranostycznym z wykorzystaniem 3BP-3940: pacjentów wyselekcjonowano za pomocą obrazowania PET z użyciem [68Ga]Ga-3BP-3940, a następnie podano im 3BP-3940 znakowany różnymi izotopami (177Lu, 90Y lub 225Ac), podawane pojedynczo lub w kombinacjach tandemowych (np. 177Lu + 225Ac) w 1–5 cyklach terapeutycznych30. Wyniki obejmowały jedną całkowitą remisję, cztery częściowe remisje, trzy przypadki stabilizacji choroby i 12 progresji choroby. Mediana przeżycia całkowitego w kohorcie (n = 28) wyniosła 9 miesięcy od rozpoczęcia TRT.

Struktura chemiczna, związek znakowany 68Ga, schemat cząsteczki organicznej, medycyna nuklearna.
Rycina 1: Struktura chemiczna [68Ga]Ga-3BP-3940. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

Proces znakowania radioizotopowego 68Ga dla eksperymentalnych radiofarmaceutyków, takich jak FAP-2286 i 3BP-3940, zazwyczaj obejmuje wykorzystanie modułu syntezy w celu zautomatyzowania etapu przygotowania. Warto zaznaczyć, że automatyzacja metody zapewnia powtarzalność procesu i zgodność z zasadami GMP oraz minimalizuje ekspozycję operatora na promieniowanie w porównaniu z metodami przygotowania manualnego31,32,33. W wielu przypadkach taki protokół jest wymagany przez organy regulacyjne jako część dokumentacji produktu leczniczego badanego (IMPD) przed wydaniem centrum zezwolenia na wytwarzanie odpowiedniego eksperymentalnego radiofarmaceutyku34. Do tej pory w literaturze dostępnych jest bardzo mało szczegółowych informacji na temat zautomatyzowanego znakowania 68Ga pseudopeptydów przeciw-FAP29,35,36,37,38. Co więcej, raportowane dane zazwyczaj odnoszą się jedynie do konkretnego modelu syntezatora. Rodzaj zastosowanego generatora 68Ga może również wprowadzać pewne specyficzne uwarunkowania, ponieważ różne dostępne komercyjnie rozwiązania charakteryzują się określonymi objętościami eluatu 68Ga3+ w HCl (zazwyczaj 0.1 M), co może mieć bezpośredni wpływ na warunki zautomatyzowanego znakowania radioizotopowego.

W związku z tym przedstawiamy szczegółowy protokół szybkiego i wydajnego zautomatyzowanego znakowania radiolitycznego pseudopeptydu 3BP-3940 izotopem 68Ga z wykorzystaniem modułu syntezy GAIA V2. Syntetyzator ten opiera się na zastosowaniu zestawu przewodów obejmującego trzy rampy po pięć kolektorów każda, połączonych z pompą perystaltyczną w celu kontrolowania przepływu cieczy. Posiada on również piecyk do fiolek do podgrzewania medium reakcyjnego, kilka sond radioaktywności oraz czujnik ciśnienia do monitorowania tych parametrów w systemie. Choć nie jest on tak powszechny jak niektóre inne modele, automat ten jest rutynowo używany w naszym ośrodku i jest instalowany w coraz większej liczbie placówek31,39,40,41,42,43,44. W niniejszej pracy zastosowano generator GALLIAD 68Ge/68Ga bez wstępnego oczyszczania eluatu 68Ga. Metoda ta została opracowana, aby zapewnić solidne, szybkie i wygodne rozwiązanie do produkcji [68Ga]Ga-3BP-3940, optymalizując jednocześnie ochronę radiologiczną operatorów podczas znakowania. Jest to również pierwszy opisany w tak szczegółowy sposób protokół przygotowania tego radiofarmaceutyku na tym konkretnym modelu syntetyzatora.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

UWAGA: Niniejszy protokół wiąże się z pracą z radioizotopami. Każda osoba przeprowadzająca tę procedurę musi przejść odpowiednie szkolenie z zakresu obchodzenia się z niezabezpieczonymi materiałami promieniotwórczymi i uzyskać zgodę inspektora ochrony radiologicznej w swojej instytucji. Automatyczny syntezator powinien zostać umieszczony w wyznaczonej osłoniętej celi gorącej. Wszelkie procedury manualne z wykorzystaniem materiałów promieniotwórczych powinny być również wykonywane w osłoniętej celi gorącej lub za odpowiednim ekranowaniem radiologicznym.

1. Przygotowanie odczynników

UWAGA: Odczynniki wymagane do zautomatyzowanej produkcji [68Ga]Ga-3BP-3940 (patrz Tabela materiałów) zostały przygotowane w jednostce przygotowania radiofarmaceutyków (pomieszczenie czyste klasy GMP C). Odczynniki można przygotowywać w dowolnej kolejności do 2 h przed syntezą.

  1. Przygotowanie roztworu buforowego (octan sodu 0.8 M)
    1. Należy pozyskać następujący surowiec: octan sodu trihydrat EMPROVE API Ph Eur, BP, JP, USP, FCC, E262.
    2. W prawidłowo oznakowanym sterylnym pojemniku (np. probówce do mikrocentryfugi, 5 mL) odważyć za pomocą wagi precyzyjnej dokładną masę trihydratu octanu sodu bliską 544.32 mg.
    3. Używając skalibrowanej mikropipety i sterylnych końcówek, rozpuścić octan sodu w objętości wody do iniekcji (WFI) bliskiej 5 mL, zgodnie z poniższym obliczeniem:
      ​objętość WFI = (odważona masa buforu x 5)/544.32
    4. Roztwór wymieszać w wstrząsaczu Vortex, a następnie poddać działaniu łaźni ultradźwiękowej (40 kHz, ~1 min) w celu ułatwienia solubilizacji.
    5. Za pomocą strzykawki 10 mL wyposażonej w igłę 21G pobrać roztwór buforowy. Pomiędzy strzykawkę a nową igłę zamontować filtr 0.22 µm, a następnie przefiltrować roztwór buforowy bezpośrednio do prawidłowo oznakowanej, sterylnej, szczelnie zamkniętej fiolki (np. TC-ELU 5) po uprzedniej dezynfekcji jej septa.
  2. Przygotowanie roztworu związku przeciwradiolitycznego (metionina 10 mg/mL)
    1. Należy pozyskać następujący surowiec: L-metionina (Ph. Eur., USP) czysta, stopień farmaceutyczny.
    2. W prawidłowo oznakowanym sterylnym pojemniku (np. probówce do mikrocentryfugi 5 mL) odważyć za pomocą wagi precyzyjnej dokładną masę L-metioniny bliską 50 mg.
    3. Używając skalibrowanej mikropipety i sterylnych końcówek, rozpuścić L-metioninę w objętości WFI bliskiej 5 mL, zgodnie z poniższym obliczeniem:
      objętość WFI = (odważona masa buforu x 5)/50
    4. Roztwór wymieszać w wstrząsaczu Vortex, a następnie poddać działaniu łaźni ultradźwiękowej (40 kHz, ~1 min) w celu ułatwienia solubilizacji.
    5. Za pomocą strzykawki 10 mL wyposażonej w igłę 21G pobrać roztwór metioniny. Pomiędzy strzykawkę a nową igłę zamontować filtr 0.22 µm, a następnie przefiltrować roztwór bezpośrednio do prawidłowo oznakowanej, sterylnej, szczelnie zamkniętej fiolki (np. TC-ELU 5, Curium) po uprzedniej dezynfekcji jej septa.

2. Przygotowanie sprzętu do kontroli jakości

  1. Kontrola pH produktu końcowego
    1. Za odpowiednią osłoną ochronną umieść pasek papieru wskaźnikowego pH do późniejszego sprawdzenia produktu końcowego.
  2. Kontrola czystości radiochemicznej za pomocą radio-TLC
    1. Przygotuj dwa zbiorniki do migracji TLC zawierające odpowiednie fazy ruchome. Faza ruchoma A: bufor cytrynianowy 0,1 M pH 4 w wodzie, z oczekiwanym Rf = 0-0,2 dla [68Ga]Ga-3BP-3940 i Rf = 0,8-1 dla wolnego 68Ga3+. Faza ruchoma B: bufor octanu amonu 1 M w mieszaninie wody i metanolu 1:1 (v/v), z oczekiwanym Rf = 0-0,2 dla koloidów [68Ga]galu i Rf = 0,8-1 dla [68Ga]Ga-3BP-3940.
    2. Za odpowiednią osłoną ochronną umieść dwa zbiorniki do migracji TLC obok dwóch płytek iTLC-SG do późniejszej kontroli RCP produktu końcowego.
    3. Włącz radiochromatograf i otwórz powiązane oprogramowanie akwizycyjne na komputerze sterującym. Wprowadź z wyprzedzeniem informacje identyfikacyjne dla pierwszej analizy do przeprowadzenia.
  3. Kontrola czystości radiochemicznej za pomocą radio-HPLC
    1. Sprawdź, czy w systemie zainstalowany jest model kolumny wymagany do analizy (C18 ACE Equivalence).
    2. Przygotuj świeżą fazę ruchomą do HPLC, tj. wodę do HPLC + 0,1% TFA (rozpuszczalnik A) oraz acetonitryl + 0,1% TFA (rozpuszczalnik B). Podłącz butelki z rozpuszczalnikiem A i rozpuszczalnikiem B do odpowiednich linii w radio-HPLC.
    3. Włącz komputer sterujący i połącz się z oprogramowaniem kontrolnym.
    4. W razie potrzeby otwórz zawór odpowietrzający w module pompy i przepłucz linie, które będą wykorzystywane do analizy (tj. linię A i linię B). Po tej operacji zamknij zawór odpowietrzający.
    5. Pozostaw system do wyrównania z proporcją rozpuszczalników równą początkowi gradientu (tj. 95% A/5% B) przy przepływie 0,6 mL/min przez co najmniej 20 min. Dla sekwencji analizy HPLC [68Ga]Ga-3BP-3940 zastosuj przepływ utrzymany na poziomie 0,6 mL/min i zaprogramuj gradient fazy ruchomej od 0,1% TFA w wodzie (A) do 0,1% TFA w acetonitrylu (B) w następujący sposób: 0 - 1 min 95/5 A/B; 1 - 8 min gradient liniowy od 95/5 A/B do 60/40 A/B; 8 - 9 min 60/40 A/B; 9 - 10 min gradient liniowy od 60/40 A/B do 95/5 A/B; 10 - 12 min 95/5 A/B.
    6. Wybierz metodę analityczną z gradientem fazy ruchomej opisanym w kroku 2.3.5., a następnie wprowadź z wyprzedzeniem informacje identyfikacyjne dla pierwszej analizy do przeprowadzenia.
    7. W osłoniętym pojemniku przygotuj fiolkę HPLC z szklanym wkładem do przyjęcia próbki do analizy i umieść ją za odpowiednią osłoną ochronną.

3. Przygotowanie modułu syntezy

  1. Włącz zasilanie i oświetlenie w osłoniętej komorze. Uruchom laptop sterujący syntezatorem i zaloguj się do oprogramowania modułu.
  2. W razie potrzeby wyjmij zużyty zestaw z syntezatora i zutylizuj odpady w odpowiednich pojemnikach.
  3. Przeprowadź czyszczenie wnętrza osłoniętej szafki mieszczącej moduł syntezy oraz samego syntezatora, zgodnie z obowiązującymi standardami higienicznymi.
  4. W oprogramowaniu syntezatora naciśnij User, następnie wybierz nazwę użytkownika i wprowadź przypisane hasło w wyskakującym oknie. Naciśnij Method i wybierz protokół automatyczny wcześniej skonfigurowany dla syntezy [68Ga]Ga-3BP-3940.
  5. Naciśnij Preparation i wprowadź nazwę syntezy, numer partii wektora, numer partii zestawu odczynników oraz ewentualne uwagi w odpowiednim polu tekstowym. Na tym etapie można również skonfigurować i postępować zgodnie z listą kontrolną zawierającą poszczególne kroki przygotowania zestawu (Supplementary Figure 1).

4. Przygotowanie kasety syntezy i instalacja kasety

  1. Oczyścić blat roboczy w laboratorium radiofarmaceutycznym za pomocą chusteczki i odpowiedniego detergentu dezynfekującego, a następnie rozłożyć na blacie jałową obrusnicę.
  2. Należy pobrać sterylną [68kaseta do znakowania Ga]Ga (numer katalogowy RT-01-H) oraz zestaw odczynników (Rycina uzupełniająca 2). Trzy rampy zestawu przewodów są oznaczone jako A, B i C (licząc od lewej do prawej strony modułu); kolektory każdej rampy są ponumerowane od 1 do 5 od góry do dołu (rampy A i C) lub od lewej do prawej (rampa B).
  3. Złóż kasetę zgodnie z poniższymi krokami.
    1. Rozwiń [68Kopertę kasety Ga]Ga należy sprawdzić pod kątem uszkodzeń, a następnie dokręcić każde połączenie Luer na kasecie. Należy zdjąć wszystkie nakładki z kolców.
    2. Za pomocą strzykawki Luer Lock o pojemności 5 ml i igły 21G należy pobrać 5 ml etanolu bezwodnego z zestawu odczynników i bardzo powolnym strumieniem przepuścić go przez C18 wkład, następnie pobrać 5 ml WFI (nie dostarczonej w zestawie) i bardzo powoli przepuścić przez ten sam C18 kartridż w celu jego wstępnego przygotowania.
    3. Umieść rampę A zestawu drenów na module syntezy i przekręć dwa zatrzaski, aby unieruchomić rampę. Podłącz wolny koniec pionowej drenu A1 do igły 19G i wprowadź ją do fiolki z odpadami.
    4. Wprowadź igłę odbarczającą do fiolki z odpadami i ustaw ją tyłem, najlepiej za osłoniętym pojemnikiem, w którym znajdzie się fiolka do ewakuacji. Umieść 0.22 µm filtr w pozycji A4.
    5. Podłącz poziomą rurkę A1 do czujnika ciśnienia znajdującego się w lewym dolnym rogu przedniego panelu modułu.
    6. Za pomocą adaptera męsko-męskiego podłącz w poziomej pozycji A5 przedłużacz o długości 30 cm, zakończony przez 0.22 µ termfiltr końcowy oraz igłę 20G o długości 80 mm.
    7. Wprowadź wspomnianą wyżej igłę 20G do szczelnej, sterylnej fiolki ewakuacyjnej (np. TC-ELU 5), dodaj igłę napowietrzającą i umieść fiolkę ewakuacyjną w osłoniętym pojemniku.
    8. Umieść linię drenową łączącą pion A1 z pionem C1 za hakami mocującymi nad rampą B.
    9. Połącz poziome kolektory A2 i B1 za pomocą krótkiego przewodu przedłużającego (niezawartego w zestawie lub tego, który był początkowo podłączony w pozycji poziomej C5), wykorzystując adapter zamontowany już w pozycji A2.
    10. Umieść rampę B na module syntezy i przekręć dwa zatrzaski, aby ją zamocować.
    11. Podłącz wstępnie przygotowaną elektrodę C18 wkład do poziomej pozycji C2, pozostawiając adapter łączący poziomy zawór B5 z C2 po jego lewej stronie.
    12. Umieść rampę C na module syntezy i przekręć dwa zatrzaski, aby unieruchomić rampę.
    13. Za pomocą adaptera męsko-męskiego podłącz 50-centymetrową linię przedłużającą z poziomego złącza C5 do urządzenia GALLIAD 68Generator Ga.
    14. Umieść fiolkę reakcyjną z zestawu drenów w piecu modułu. Ostrożnie zamocuj dren od pionu A5 do pionu C5 w pompie perystaltycznej, zamknij pompę, sprawdzając, czy dren jest prawidłowo ułożony, a następnie przeprowadź go przez czujnik aktywności znajdujący się po lewej stronie pompy.
  4. Przeprowadź kontrolę pośrednią, aby upewnić się, że kaseta i przewody są zamontowane w radiosyntetyzatorze zgodnie z przedstawionym na Rycina 2, jeszcze bez odczynników.

Schemat zautomatyzowanego procesu syntezy z konfiguracją kolektora i tabelą połączeń dla reakcji chemicznych.
Rysunek 2: Konfiguracja modułu syntezy. (A) Układ do zautomatyzowanej syntezy [68Ga]Ga-3BP-3940 w module syntezy. (B) Szczegóły dotyczące pozycji odczynników dla zautomatyzowanej produkcji [68Ga]Ga-3BP-3940 przy użyciu modułu syntezy GAIA. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

5. Instalacja odczynników

  1. Po zainstalowaniu ramp w module, zainstaluj odczynniki zgodnie z poniższym opisem.
    1. Podłącz worek WFI 250 mL z zestawu odczynników do rurki C4 za pomocą adaptera Spike, a następnie zawieś worek na dedykowanym haczyku po prawej stronie modułu.
    2. Używając trzystronnej strzykawki Luer Lock 3 mL wyposażonej w igłę 20G, pobierz 1,5 mL wcześniej przygotowanego roztworu L-metioniny 10 mg/mL, podłącz strzykawkę do poziomej rurki C1 i umieść ją w dedykowanym gnieździe po prawej stronie modułu. Pozostaw około 2 mL powietrza między powierzchnią cieczy a uszczelką tłoka strzykawki, aby zapewnić całkowity transfer cieczy.
    3. Używając strzykawki 1 mL z igłą 20G, pobierz 750 µL wcześniej przygotowanego roztworu L-metioniny 10 mg/mL i wstrzyknij do fiolki 0,9% NaCl (niebieski zacisk) z zestawu odczynników, po uprzedniej dezynfekcji septa.
    4. Używając trzystronnej strzykawki Luer Lock 10 mL z igłą 20G, pobierz zawartość fiolki 0,9% NaCl + L-metionina (niebieski zacisk), ustaw objętość na 8,6 mL, usuń Spike w pozycji B4, a następnie w miejscu B4 podłącz strzykawkę. Pozostaw około 2 mL powietrza między powierzchnią cieczy a uszczelką tłoka strzykawki, aby zapewnić całkowity transfer cieczy.
    5. Używając trzystronnej strzykawki Luer Lock 3 mL z igłą 20G, pobierz zawartość fiolki z 60% etanolem (pomarańczowy zacisk) po dezynfekcji septa. Sprawdź, czy objętość wynosi co najmniej 1,5 mL, usuń Spike w pozycji B5, a następnie w miejscu B5 podłącz strzykawkę. Pozostaw około 2 mL powietrza między powierzchnią cieczy a uszczelką tłoka strzykawki, aby zapewnić całkowity transfer cieczy.
    6. Używając strzykawki 1 mL o niskiej objętości martwej z igłą 20G, pobierz 0,25 mL wcześniej przygotowanego roztworu buforu octanu sodu 0,8 M i wstrzyknij do fiolki zawierającej 30 µg 3BP-3940, aby go rozpuścić poprzez sukcesywne cykle wstrzykiwania i ponownego zasysania. Pobierz 0,25 mL roztworu do tej samej strzykawki, odłącz igłę i umieść strzykawkę z buforem i wektorem w B3. Pozostaw około 0,25 mL powietrza między powierzchnią cieczy a tłokiem strzykawki, aby zapewnić całkowity transfer cieczy.
  2. Przed rozpoczęciem syntezy przeprowadź końcową kontrolę zgodnie z poniższym opisem.
    1. Zweryfikuj, czy wszystkie odczynniki są podłączone do kasety lub rurek, jak pokazano na Rysunku 3.
    2. Upewnij się, że każde z połączeń zestawu jest wystarczająco szczelne. Sprawdź, czy żadna z rurek nie jest przyciśnięta ani nadmiernie zagięta.
  3. System jest gotowy. Zamknij przedni panel i włącz wentylację komory ekranowanej.

Konfiguracja systemu chromatografii cieczowej do oczyszczania białek; widoczne rurki, pompy i kolumny.
Rysunek 3: Konfiguracja zestawu. Końcowa instalacja zestawu rurek i odczynników w syntezatorze do znakowania radiochemicznego 3BP-3940 za pomocą 68Ga. Kliknij tutaj, aby wyświetlić większą wersję tego rysunku.

6. Zautomatyzowana sekwencja znakowania radiacyjnego dla produkcji [68Ga]Ga-3BP-3940

  1. Kliknij Run Synthesis, gdy wszystkie odczynniki zostaną umieszczone na rampach, a wszystkie informacje zostaną poprawnie zapisane w oprogramowaniu.
  2. Typowy profil rozkładu radioaktywności w zestawie rurek podczas całej sekwencji syntezy przedstawiono na Rysunku 4. Postępuj zgodnie z kolejnymi krokami zautomatyzowanej metody otrzymywania [68Ga]Ga-3BP-3940, opisanymi poniżej.
    1. Testy szczelności zestawu: po krótkim przepłukaniu rurek w kierunku fiolki z odpadami (w celu usunięcia pozostałej cieczy z wkładu C18), system zwiększa ciśnienie wewnętrzne poprzez otwarcie A4 i pompowanie przefiltrowanego powietrza za pomocą pompy perystaltycznej. Gdy tylko czujnik ciśnienia podłączony do A1 wykryje ciśnienie w rurce > 1500 mbar, system zamyka się, a pompa perystaltyczna zatrzymuje się. Jeśli spadek ciśnienia nie przekrocza 400 mbar w ciągu 15 s, uznaj test szczelności zestawu za pomyślny i rozpocznij syntezę. W przypadku niepowodzenia testu podejrzewaj nieszczelność systemu i przerwij sekwencję syntezy.
    2. Dodawanie wektora do fiolki reakcyjnej: upewnij się, że 3BP-3940 rozpuszczony w roztworze buforowym zostanie zaciągnięty do fiolki reakcyjnej w około 30 s poprzez rozdzielacz B2.
    3. Dodawanie L-metioniny do fiolki reakcyjnej: upewnij się, że roztwór metioniny zawarty w strzykawce w C1 zostanie przeniesiony do fiolki reakcyjnej poprzez rozdzielacz B2, w dół rampy C, a następnie w górę rampy A, aby oddzielić się na rampie B poprzez rozdzielacz A2.
    4. Aktywacja wkładu C18 wodą WFI: upewnij się, że WFI zawarta w worku w C4 przepływa przez wkład C18, płucząc również rampy A, B i C na ścieżkach, którymi przemieszczały się roztwory wektora i metioniny. Następnie te same trasy są przepłukiwane przefiltrowanym powietrzem, aby upewnić się, że w rurkach nie pozostała woda przed kolejnymi krokami.
    5. Elucja generatora do fiolki reakcyjnej (interwencja ręczna): aby przeprowadzić elucję generatora GALLIAD, przekręć zielone pokrętło na górze generatora o 90° do pozycji załadowania i odczekaj 10-20 s; czas ten pozwala generatorowi przygotować stałą objętość eluatu wynoszącą 1.1 mL. Przekręć zielone pokrętło do pozycji początkowej i kliknij monit w oprogramowaniu sterującym. Pompa perystaltyczna zaciąga następnie eluat 68Ga do fiolki reakcyjnej w czasie 3 min. W tym przedziale czasowym temperatura fiolki reakcyjnej jest stopniowo podnoszona do 60 °C w ciągu 1 min, a następnie do 90 °C w ciągu 2 min, aby szybciej osiągnąć temperaturę zadaną dla etapu znakowania radiochemicznego.
    6. Znakowanie radiochemiczne: sprawdź, czy na początku etapu znakowania zastosowano temperaturę zadaną 120 °C przez 30 s, aby umożliwić szybkie i efektywne nagrzewanie. Sprawdź, czy temperatura zadana została następnie skorygowana do 98 °C na 2 min. Ze względu na nagrzewanie i wzrost ciśnienia w fiolce reakcyjnej, część medium reakcyjnego ma tendencję do cofania się do rurki podłączonej do B2. Aby to ograniczyć, po 2 min nagrzewania ustawiono 10-sekundowe przepłukanie linii; następnie znakowanie trwa przez około 5.5 min.
    7. Wychwytywanie na wkładzie C18: upewnij się, że przefiltrowane powietrze jest pompowane do naczynia reakcyjnego przez C3. Ciśnienie wywierane na powierzchnię cieczy pozwala medium reakcyjnemu płynąć w górę przez rurkę podłączoną do B2, a następnie do wkładu SPE. Fiolka reakcyjna jest następnie płukana WFI z worka w C4, a ciecz płucząca jest przenoszona do wkładu SPE w ten sam sposób. Na koniec wkład jest płukany świeżą wodą WFI i przepłukiwany przefiltrowanym powietrzem.
    8. Elucja wkładu C18 i formulacja (dodanie NaCl 0.9% + L-metioniny): wkład SPE początkowo zatrzymuje produkt znakowany radiochemicznie oraz wszelkie koloidy galu, pozwalając na przepływ wolnego 68Ga3+. Aby przeprowadzić elucję wkładu i odzyskać [68Ga]Ga-3BP-3940 w fiolce końcowej, upewnij się, że kolejne frakcje etanolu 60% i metioniny ~0.9 mg/mL w NaCl 0.9% (3x 0.5 mL każda) są zaciągane przez wkład w celu elucji. Następnie cała zawartość strzykawki w B4 jest przepuszczana przez wkład C18 w kroku formulacji, aby uzyskać końcowe stężenie etanolu <10% w fiolce końcowej.
    9. Test szczelności filtra (interwencja ręczna): po syntezie i wyjęciu fiolki końcowej postępuj zgodnie z komunikatem z prośbą o podłączenie filtra końcowego do fiolki z odpadami i wyjęcie filtra odpowietrzającego z fiolki z odpadami w celu sprawdzenia szczelności filtra końcowego za pomocą testu punktu pęcherzykowego. Podczas testu punktu pęcherzykowego filtr jest początkowo zwilżany wodą WFI przez 30 s. Po przepłukaniu linii ciśnienie w systemie jest powoli zwiększane do >2500 mbar w czasie <2 min, podczas czego syntezator sprawdza, czy na wylocie filtra nie następuje wzrost ciśnienia. Następnie system powoli zwiększa ciśnienie, aby sprawdzić punkt pęcherzykowy. Syntezator zarejestruje na koniec ciśnienie w momencie, gdy ciśnienie na wylocie filtra wzrośnie, aby określić ciśnienie punktu pęcherzykowego.
  3. Na koniec syntezy oprogramowanie automatu generuje raport z syntezy opisujący przebieg znakowania radiochemicznego i śledzący temperatury w fiolce reakcyjnej, ciśnienia w systemie oraz ilości zaangażowanej radioaktywności (Rysunek 4). Jako uzupełnienie oblicz ręcznie wydajność radiochemiczną (RCY) skorygowaną o rozpad zgodnie z wzorem:
    RCY = Równanie czystości radiochemicznej, formuła; mierzy czystość w chemii radioanalitycznej.
    gdzie aktywności resztkowe opisują aktywności pozostałe w fiolce reakcyjnej, na wkładzie C18 oraz w fiolce z odpadami na koniec syntezy.

Wykres radioaktywności w funkcji czasu w minutach; wyniki chromatografii dla pików aktywności.
Rycina 4: Typowy profil rozkładu radioaktywności wewnątrz modułu. (A) fiolka reakcyjna; (B) wkład C18 podczas syntezy [68Ga]Ga-3BP-3940. Przepływ eluatu 68Ga do fiolki reakcyjnej następuje w 6 min. Aktywność pozostaje w fiolce reakcyjnej przez cały czas trwania reakcji znakowania promieniotwórczego. Po 16 min aktywność jest przenoszona na wkład SPE. Elucja wkładu następuje po 19,5 min, po czym na fazie stacjonarnej pozostaje aktywność resztkowa wynosząca około 150 MBq. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

7. Rozlewanie i kontrole jakości [68Ga]Ga-3BP-3940

  1. Przenieś końcową fiolkę do odpowiedniej osłoniętej celi w celu pomiaru radioaktywności i przygotowania dawki dla pacjenta.
  2. Zmierz aktywność końcowej fiolki za pomocą odpowiednio skalibrowanego kalibratora dawki i zarejestruj przygotowanie w komputerze.
  3. Prawidłowo zidentyfikuj fiolkę i umieść ją w odpowiednim osłoniętym pojemniku. Stosując odpowiednie techniki aseptyczne i zasady ochrony radiologicznej, pobierz próbkę o objętości ~0,5 mL z końcowej fiolki do kontroli jakości.
    1. Oceń wygląd preparatu poprzez inspekcję wizualną. Oceń pH preparatu, nanosząc kroplę roztworu produktu na pasek papieru pH.
    2. Zmierz czystość radiochemiczną metodą radio-TLC, nanosząc kroplę roztworu produktu na każdą z dwóch wcześniej przygotowanych płytek iTLC-SG. Następnie pozwól płytkom na migrację w odpowiednich fazach ruchomych i odczytaj wynik za pomocą radiochromatografu. Zintegruj otrzymany radiochromatogram, mierząc pole pod krzywą (AUC) sygnału produktu oraz sygnału zanieczyszczeń, a następnie oblicz czystość radiochemiczną zgodnie ze wzorem:
      RCP (%) = 100 - %AUCimpurity 1 - %AUCimpurity 2
    3. Zmierz czystość radiochemiczną metodą radio-HPLC, wstrzykując ~50 µL preparatu do wcześniej przygotowanej fiolki HPLC (patrz krok 2.3.7). Umieść fiolkę w autosamplerze HPLC w wymaganym położeniu i uruchom sekwencję analizy. Po wstrzyknięciu próbki do systemu wyjmij fiolkę z autosamplera i umieść ją z powrotem w osłoniętym pojemniku, aby zminimalizować napromieniowanie. Po zakończeniu analizy zintegruj otrzymany radiochromatogram, mierząc pole pod krzywą sygnału produktu oraz sygnałów zanieczyszczeń, a następnie oblicz czystość radiochemiczną zgodnie ze wzorem:
      ​RCP (%) = 100 - Σ(%AUCimpurities)
    4. Sprawdź okres połowicznego rozpadu (licznik gamma) radioizotopu zawartego w preparacie, dodając ~5 µL preparatu do probówki licznika gamma zawierającej 1 mL WFI. Policz zawartość probówki licznikiem gamma 10x następująco (pomiary po 1 min każda). Oblicz okres połowicznego rozpadu na podstawie rozpadu promieniotwórczego zaobserwowanego w 10 pomiarach.
    5. Wykonaj badanie tożsamości radionuklidowej na tej samej próbce co badanie okresu połowicznego rozpadu, przeprowadzając analizę spektrometrii gamma za pomocą licznika gamma, poszukując pików 511 keV i 1077 keV fotonów anihilacyjnych.
    6. Oceń czystość radionuklidową po 48-godzinnym okresie rozpadu poprzedniej próbki. Przeprowadź 120-minutowy pomiar w liczniku gamma, co pozwoli na wykrycie ewentualnej resztkowej aktywności 68Ga powstałej in situ z przebicia 68Ge oraz innych zanieczyszczeń radionuklidowych o długim okresie połowicznego rozpadu.

8. Stabilność preparatu [68Ga]Ga-3BP-3940

  1. Oceń stabilność trzech partii testowych w czasie. W tym celu pobieraj około 200 µL preparatu z końcowej fiolki co godzinę, bezpośrednio po zakończeniu syntezy (EoS) oraz do 4 h po syntezie.
  2. W każdym punkcie czasowym przeprowadź analizę radio-HPLC w celu oznaczenia RCP metodą HPLC zgodnie z opisaną powyżej procedurą. W każdym punkcie czasowym przeprowadź analizy Radio-TLC w celu oznaczenia RCP metodą TLC zgodnie z wcześniej opisaną procedurą.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Proces syntezy opracowany na module GAIA umożliwia szybkie znakowanie radioizotopem 68Ga związku 3BP-3940 w czasie 21-22 min. Protokół ten został zaprojektowany do pracy z generatorem 68Ge/68Ga GALLIAD klasy farmaceutycznej, który wytwarza 1,1 mL eluatu 68Ga w 0,1 M HCl. Objętość i molalność buforu reakcyjnego zostały precyzyjnie dostosowane do tej ilości kwasu, aby uzyskać pH reakcji w zakresie od 3,5 do 4, co jest niezbędne dla optymalnego znakowania radioaktywnego

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

W niniejszej pracy przedstawiono zgodny z GMP protokół automatycznego przygotowania do syntezy [68Ga]Ga-3BP-3940 przy użyciu modułu GAIA i generatora GALIAD. Metoda ta została zaadaptowana z protokołów stosowanych w naszym centrum do znakowania radioaktywnego galu-68 wektorów, takich jak ligandy PSMA44 i inne inhibitory FAP43,46 do klinicznego obrazowania PET, z niewielkimi modyfikacjami.

Proces produ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają żadnych partnerstw komercyjnych ani źródeł finansowania, które skutkowałyby rzeczywistym lub domniemanym konfliktem interesów związanym z tą pracą.

Podziękowania

Autorzy dziękują Yasmine Soualy, Stéphane Renaud i Élodie Gaven za pomoc w przygotowaniu reakcji radioznakowania przedstawionych w tym manuskrypcie.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Filtry 0,2 i mikroVWR514-0515Do filtracji roztworów buforowych i przeciwutleniaczy oraz końcowego produktu znakowania radioaktywnego
Acetonitryl do HPLCSigma Aldrich34851-2.5LDo kontroli czystości radiochemicznej HPLC
Octan amonuSigma Aldrich238074Do przygotowania jednej z faz ruchomych do kontroli TLC
Kolumna C18 do HPLCVWREQV-3C18-1503Do kontroli czystości radiochemicznej metodą HPLC
Kalibrowany kalibrator dawki (CRC25)Capintec-Dopomiaru radioaktywności produktu końcowego i różnych składników modułu po syntezie
Roztwór buforowy cytrynianu, pH 4258585000Thermofisher Faza ruchoma do kontroli TLC
Probówka Eppendorfa 5 ml BiopurSigma AldrichEP0030119479Do przygotowania roztworów buforowych i przeciwutleniaczy
Przedłużacz (30 cm)Vygon1159.03Do podłączenia generatora do zestawu przewodów
Generator galu-68IRE Elit-Dowytwarzania in situ [68Ga]chlorek galu
Licznik gamma (Hidex AMG)Hidex-Dooceny okresu półtrwania i czystości radiochemicznej
Stacja HPLCShimadzu-Do kontroli czystości radiochemicznej metodą HPLC
Płytki iTLC-SGAgilentSGI0001Do kontroli czystości radiochemicznej
L-metioninymetodąA1340Do przygotowania roztworu przeciwutleniacza
Adapter męski/męskiVygon893.00Do podłączenia generatora do zestawu przewodów
MetanolSigma Aldrich320390-1LDo przygotowania jednej z faz ruchomych do kontroli TLC
Igły (21G, Sterican)B Braun4657543BDo przenoszenia roztworu przed znakowaniem radioaktywnym
Papier pHVWR85409.600Do badania pH produktu znakowanego radioizotopem
Pipeta 1000 µ L (Gilson PIPETMAN)Fisher Scientific12346132-1000Do precyzyjnego pomiaru i przenoszenia cieczy
Pipeta 200 µ L (Gilson PIPETMAN)Fisher Scientific12326132-200Do precyzyjnego pomiaru i przenoszenia cieczy
Końcówki do pipet, 100-1000 μ LCharles RiverD1000IWDo precyzyjnego pomiaru i przenoszenia cieczy
Końcówki do pipet, 2-200 μ LCharles RiverD200IWDo precyzyjnego pomiaru i transferu cieczy
RadiochromatografElysia-Raytest-Dokontroli czystości radiochemicznej TLC
Radiosensor do HPLCElysia-Raytest-Dokontroli czystości radiochemicznej HPLC
Zestaw odczynnikówABXRT-101Dostarcza etanol 60%, NaCl 0,9%, worek WFI, wkład C18, 0,2 i mikro; Filtr końcowy, igły napowietrzające, igła końcowa i fiolka na odpady
Pojemnik ekranowanyLemerPaxDo tłumienia promieniowania produktu znakowanego radioizotopowo
Jednorazowa szpatułka z tworzywa sztucznegoCorning3005Do przygotowania odczynników
Octan sodu trójwodny EMPROVESigma Aldrich1.28204Do przygotowania buforu reakcyjnego
Sterylnie zamknięte fiolki (typ szklany 1)CuriumTC-ELU-5Do końcowego kondycjonowania roztworów buforowych, przeciwutleniaczy i znakowania radioaktywnego
Sterylny zestaw przewodówABXRT-01-HDo automatycznej syntezy [68Ga]Ga-3BP-3940
Sterylna woda do nawadnianiaB Braun0082479EDo przygotowania jednej z faz ruchomych do kontroli TLC
Moduł syntezy (GAIA)Elysia-Raytest-Do automatycznej syntezy strzykawki [68Ga]Ga-3BP-3940
(1 ml, niska objętość martwa)B Braun9166017VDo peptydu w kondycjonowaniu buforu i dodawaniu metioniny w NaCl 0,9%
Strzykawki (10 ml)Becton Dickinson309649Do metioniny w NaCl 0,9% i kondycjonujące
Strzykawki (3 ml)Becton Dickinson309658Do kondycjonowania
metioniny i etanolu 60%Zbiorniki migracyjne TLCFisher Scientific50-212-281Do kontroli TLC czystości radiochemicznej
Kwas trifluorooctowy (odpowiedni do HPLC)Sigma Aldrich302031-100MLDo kontroli czystości radiochemicznej HPLC
Rurki do licznika gamma-Do przygotowania testów półtrwania i czystości radiochemicznej
Kąpielultradźwiękowa Selecta3000683Do sonikacji przygotowane roztwory
Cząsteczka wektorowa (3BP-3940)MedChemExpressHY-P10131 Cząsteczka wektora do znakowania radioizotopowego
Fiolka do HPLC z wkładką szklanąSigma Aldrich29385-u i SU860066Do kontroli czystości radiochemicznej metodą HPLC
Mieszalnik wirowyVWR444-5900PDo mieszania przygotowanych roztworów
Woda do HPLCSigma Aldrich34877-2.5L-MDo kontroli czystości radiochemicznej metodą HPLC
Woda do wstrzykiwań, kolby 10 mlAguettan34009 370 641 0 1Do roztworów preparat
TLC

Bibliografia

  1. Xiao, Y., Yu, D. Tumor microenvironment as a therapeutic target in cancer. Pharmacol Ther. 221, 107753(2021).
  2. Zhang, L., et al. Targets of tumor microenvironment for potential drug development. MedComm Oncol. 3 (1), e68(2024).
  3. Fouillet, J., Torchio, J., Rubira, L., Fersing, C. Unveiling the Tumor Microenvironment Through Fibroblast Activation Protein Targeting in Diagnostic Nuclear Medicine: A Didactic Review on Biological Rationales and Key Imaging Agents. Biology. 13 (12), 967(2024).
  4. Chen, Y., McAndrews, K. M., Kalluri, R. Clinical and therapeutic relevance of cancer-associated fibroblasts. Nat Rev Clin Oncol. 18 (12), 792-804 (2021).
  5. Lindner, T., et al. Targeting of activated fibroblasts for imaging and therapy. EJNMMI Radiopharm Chem. 4 (1), 16(2019).
  6. Jansen, K., et al. Extended structure-activity relationship and pharmacokinetic investigation of (4-quinolinoyl)glycyl-2-cyanopyrrolidine inhibitors of fibroblast activation protein (FAP). J Med Chem. 57 (7), 3053-3074 (2014).
  7. De Decker, A., et al. Novel Small Molecule-Derived, Highly Selective Substrates for Fibroblast Activation Protein (FAP). ACS Med Chem Lett. 10 (8), 1173-1179 (2019).
  8. Van Rymenant, Y., et al. In Vitro and In Situ Activity-Based Labeling of Fibroblast Activation Protein with UAMC1110-Derived Probes. Front Chem. 9, 640566(2021).
  9. Lindner, T., et al. Development of Quinoline-Based Theranostic Ligands for the Targeting of Fibroblast Activation Protein. J Nucl Med. 59 (9), 1415-1422 (2018).
  10. Guglielmo, P., et al. Head-to-Head Comparison of FDG and Radiolabeled FAPI PET: A Systematic Review of the Literature. Life. 13 (9), 1821(2023).
  11. Ora, M., et al. Fibroblast Activation Protein Inhibitor-Based Radionuclide Therapies: Current Status and Future Directions. J Nucl Med. 64 (7), 1001-1008 (2023).
  12. Zhao, L., et al. Synthesis, Preclinical Evaluation, and a Pilot Clinical PET Imaging Study of FAPI Dimer. J Nucl Med. 63 (6), 862-868 (2022).
  13. Ferdinandus, J., et al. Initial clinical experience with radioligand therapy for advanced stage solid tumors: a case series of nine patients. J Nucl Med. 63 (5), 727-734 (2021).
  14. Rathke, H., et al. Two Tumors, One Target: Preliminary Experience With 90Y-FAPI Therapy in a Patient With Metastasized Breast and Colorectal Cancer. Clin Nucl Med. 46 (10), 842-844 (2021).
  15. Fendler, W. P., et al. Safety and Efficacy of 90Y-FAPI-46 Radioligand Therapy in Patients with Advanced Sarcoma and Other Cancer Entities. Clin Cancer Res. 28 (19), 4346-4353 (2022).
  16. Zboralski, D., et al. Preclinical evaluation of FAP-2286 for fibroblast activation protein targeted radionuclide imaging and therapy. Eur J Nucl Med Mol Imaging. 49 (11), 3651-3667 (2022).
  17. Pang, Y., et al. PET Imaging of Fibroblast Activation Protein in Various Types of Cancer Using 68Ga-FAP-2286: Comparison with 18F-FDG and 68Ga-FAPI-46 in a Single-Center, Prospective Study. J Nucl Med. 64 (3), 386-394 (2023).
  18. Banihashemian, S. S., et al. [68Ga]Ga-FAP-2286, a novel promising theragnostic approach for PET/CT imaging in patients with various type of metastatic cancers. Eur J Nucl Med Mol Imaging. 51 (7), 1981-1988 (2024).
  19. Baum, R. P., et al. Feasibility, Biodistribution, and Preliminary Dosimetry in Peptide-Targeted Radionuclide Therapy of Diverse Adenocarcinomas Using 177Lu-FAP-2286: First-in-Humans Results. J Nucl Med. 63 (3), 415-423 (2022).
  20. Loktev, A., et al. Development of Fibroblast Activation Protein-Targeted Radiotracers with Improved Tumor Retention. J Nucl Med. 60 (10), 1421-1429 (2019).
  21. Banihashemian, S. S., et al. The complete metabolic/molecular response to chemotherapy combined with [177Lu]Lu-FAP-2286 in metastatic breast cancer. Eur J Nucl Med Mol Imaging. 51 (13), 4185-4187 (2024).
  22. Rao, Z., Zhang, Y., Liu, L., Wang, M., Zhang, C. [177Lu]Lu-FAP-2286 therapy in a case of right lung squamous cell carcinoma with systemic metastases. Eur J Nucl Med Mol Imaging. 50 (4), 1266-1267 (2023).
  23. Yang, H., Liu, H., Zhang, Y., Zhang, Y., Chen, Y. Metastatic Lung Adenocarcinoma Received Combined 177Lu-FAP-2286 Radiation Therapy and Targeted Therapy. Clin Nucl Med. 49 (6), 569-571 (2024).
  24. Wan, Z., Wang, W., Chen, Y., Zheng, W., Huang, Z. 177Lu-FAP-2286 Therapy in a Patient With Metastatic Rhabdoid Meningioma. Clin Nucl Med. 49 (9), 879-881 (2024).
  25. Yang, H., Liu, H., Li, H., Zhang, Y., Chen, Y. 177Lu-FAP-2286 Therapy in a Metastatic Bone Malignant Solitary Fibrous Tumor. Clin Nucl Med. 49 (5), 472-474 (2024).
  26. Li, L., Yang, J., Peng, D., Zhang, Y., Chen, Y. 177 Lu-FAP-2286 Therapy in a Case of Recurrent Bladder Cancer With Multiple Metastatic Lesions. Clin Nucl Med. 48 (11), 1012-1014 (2023).
  27. Compounds comprising a fibroblast activation protein ligand and use thereof. US Patent. , US20230212549A1 https://patents.google.com/patent/US20230212549A1/en (2023).
  28. Jakobsson, V., et al. First-in-human study of a novel radiolabeled fibroblast activating protein (FAP)-targeted peptide 68Ga-FAP-3BP-3940 for PET/CT imaging in patients with solid tumors. J Nucl Med. 64 (supplement 1), P1615-P1615 (2023).
  29. Greifenstein, L., et al. 3BP-3940, a highly potent FAP-targeting peptide for theranostics - production, validation and first in human experience with Ga-68 and Lu-177. iScience. 26 (12), 108541(2023).
  30. Baum, R. P., et al. FAP-Targeted Radiopeptide Therapy using 177Lu-, 225Ac- and 90Y-labeled 3BP-3940 in Diverse Advanced Solid Tumors: First-in-Humans Results (Abstract P1612). J Nucl Med. 64 (supplement 1), P1612-P1612 (2023).
  31. Meisenheimer, M., Kürpig, S., Essler, M., Eppard, E. Manual vs automated 68Ga-radiolabelling-A comparison of optimized processes. J Labelled Comp Radiopharma. 63 (4), 162-173 (2020).
  32. Kleynhans, J., et al. Production of [68Ga]Ga-PSMA: Comparing a manual kit-based method with a module-based automated synthesis approach. J Labelled Comp Radiopharma. 63 (13), 553-563 (2020).
  33. le Roux, J., Rubow, S., Ebenhan, T. A comparison of labelling characteristics of manual and automated synthesis methods for gallium-68 labelled ubiquicidin. Appl Radiation Isotopes. 168, 109452(2021).
  34. Todde, S., et al. EANM guideline for the preparation of an Investigational Medicinal Product Dossier (IMPD). Eur J Nucl Med Mol Imaging. 41 (11), 2175-2185 (2014).
  35. Mueller, D., et al. Radiolabeling and Stability of FAP- Seeking Radiopharmaceuticals for Radio-Molecular Imaging and Therapy. J Nucl Med. 61 (supplement 1), 1129-1129 (2020).
  36. Greifenstein, L., et al. Radiolabeling of 3BP-3940 with 68Ga, 90Y, 177Lu and 225Ac for imaging and Peptide Targeted Radiotherapy (PTRT) (Abstract 2532). J Nucl Med. 63 (supplement 2), 2532-2532 (2022).
  37. Greifenstein, L., et al. Radiolabeling of 3BP-3940 with 68Ga, 90Y, 177Lu and 225Ac for imaging and Peptide Targeted Radiotherapy (PTRT) (Abstract P61). Nuklearmedizin. 62, P61(2023).
  38. Hörmann, A. A., et al. 68Ga]Ga-FAP-2286-Synthesis, Quality Control and Comparison with [18F]FDG PET/CT in a Patient with Suspected Cholangiocellular Carcinoma. Pharmaceuticals. 17 (9), 1141(2024).
  39. Lütje, S., et al. Optimization of Acquisition time of 68Ga-PSMA-Ligand PET/MRI in Patients with Local and Metastatic Prostate Cancer. PLoS One. 11 (10), e0164392(2016).
  40. Haendeler, M., et al. Biodistribution and Radiation Dosimetric Analysis of [68Ga]Ga-RM2: A Potent GRPR Antagonist in Prostate Carcinoma Patients. Radiation. 1 (1), 33-44 (2020).
  41. Daniel, T., Balouzet Ravinet, C., Clerc, J., Batista, R., Mouraeff, Y. Automated synthesis and quality control of [68Ga]Ga-PentixaFor using the Gaia/Luna Elysia-Raytest module for CXCR4 PET imaging. EJNMMI Radiopharm Chem. 8 (1), 4(2023).
  42. Rusu, T., et al. Fully automated radiolabeling of [68Ga]Ga-EMP100 targeting c-MET for PET-CT clinical imaging. EJNMMI Radiopharm Chem. 8 (1), 30(2023).
  43. Rubira, L., et al. 68Ga]Ga-FAPI-46 synthesis on a GAIA® module system: Thorough study of the automated radiolabeling reaction conditions. Appl Radiation Isotopes. 206, 111211(2024).
  44. Fouillet, J., et al. "One Method to Label Them All": A Single Fully Automated Protocolfor GMP-Compliant 68Ga Radiolabeling of PSMA-11, Transposable toPSMA-I&T and PSMA-617. Curr Radiopharm. 17 (3), 285-301 (2024).
  45. Nelson, B. J. B., Andersson, J. D., Wuest, F., Spreckelmeyer, S. Good practices for 68Ga radiopharmaceutical production. EJNMMI Radiopharm Chem. 7 (1), 27(2022).
  46. Rubira, L., Torchio, J., Fouillet, J., Vanney, J., Fersing, C. GMP-Compliant Automated Radiolabeling and Quality Controls of [68Ga]Ga-FAPI-46 for Fibroblast Activation Protein-Targeted PET Imaging in Clinical Settings. Chem Pharma Bullet. 72 (11), 1014-1023 (2024).
  47. Mueller, D., et al. Radiolabeling of DOTA-like conjugated peptides with generator-produced 68Ga and using NaCl-based cationic elution method. Nat Protoc. 11 (6), 1057-1066 (2016).
  48. Bauwens, M., Chekol, R., Vanbilloen, H., Bormans, G., Verbruggen, A. Optimal buffer choice of the radiosynthesis of 68Ga-Dotatoc for clinical application. Nucl Med Comm. 31 (8), 753-758 (2010).
  49. Kulprathipanja, S., Hnatowich, D. J. A method for determining the pH stability range of gallium radiopharmaceuticals. Int J Appl Radiation Isotopes. 28 (1-2), 229-233 (1977).
  50. Martins, A. F., et al. Spectroscopic, radiochemical, and theoretical studies of the Ga3+-N-2-hydroxyethyl piperazine-N'-2-ethanesulfonic acid (HEPES buffer) system: evidence for the formation of Ga3+ - HEPES complexes in (68) Ga labeling reactions. Contrast Media Mol Imaging. 8 (3), 265-273 (2013).
  51. European Directorate for the Quality of Medicines & Healthcare (EDQM). Gallium (68Ga) PSMA-11 injection. Eur Pharma 11.0. 3044, 1276-1277 (2021).
  52. European Directorate for the Quality of Medicines & Healthcare (EDQM). Gallium (68Ga) edotreotide injection. Eur Pharma 11.0. 2482, 1274-1276 (2022).
  53. Li, D., et al. Development of a fibroblast activation protein-targeted PET/NIR dual-modality probe and its application in head and neck cancer. Front Bioeng Biotechnol. 11, 1291824(2023).
  54. Koshkin, V. S., et al. Initial Experience with 68Ga-FAP-2286 PET Imaging in Patients with Urothelial Cancer. J Nucl Med. 65 (2), 199-205 (2024).
  55. De Blois, E., Sze Chan, H., Konijnenberg, M., De Zanger, R. A. P., Breeman, W. Effectiveness of Quenchers to Reduce Radiolysis of 111In- or 177Lu-Labelled Methionine-Containing Regulatory Peptides. Maintaining Radiochemical Purity as Measured by HPLC. Curr Topics Med Chem. 12 (23), 2677-2685 (2013).
  56. Larenkov, A., Mitrofanov, I., Pavlenko, E., Rakhimov, M. Radiolysis-Associated Decrease in Radiochemical Purity of 177Lu-Radiopharmaceuticals and Comparison of the Effectiveness of Selected Quenchers against This Process. Molecules. 28 (4), 1884(2023).
  57. Baudhuin, H., et al. 68Ga-Labeling: Laying the Foundation for an Anti-Radiolytic Formulation for NOTA-sdAb PET Tracers. Pharmaceuticals. 14 (5), 448(2021).
  58. Kaczorowska, K., Kolarska, Z., Mitka, K., Kowalski, P. Oxidation of sulfides to sulfoxides. Part 2: Oxidation by hydrogen peroxide. Tetrahedron. 61 (35), 8315-8327 (2005).
  59. Breeman, W. A. P., et al. Optimised labeling, preclinical and initial clinical aspects of CCK-2 receptor-targeting with 3 radiolabeled peptides. Nucl Med Biol. 35 (8), 839-849 (2008).
  60. Haskali, M. B. Automated preparation of clinical grade [68Ga]Ga-DOTA-CP04, a cholecystokinin-2 receptor agonist, using iPHASE MultiSyn synthesis platform. EJNMMI Radiopharm Chem. 4, 23(2019).
  61. Chen, J., et al. Synthesis, stabilization and formulation of [177Lu]Lu-AMBA, a systemic radiotherapeutic agent for Gastrin Releasing Peptide receptor positive tumors. Appl Radiation Isotopes. 66 (4), 497-505 (2008).
  62. Chatalic, K. L. S., et al. In Vivo Stabilization of a Gastrin-Releasing Peptide Receptor Antagonist Enhances PET Imaging and Radionuclide Therapy of Prostate Cancer in Preclinical Studies. Theranostics. 6 (1), 104-117 (2016).
  63. De Zanger, R. M. S., Chan, H. S., Breeman, W. A. P., De Blois, E. Maintaining radiochemical purity of [177Lu]Lu-DOTA-PSMA-617 for PRRT by reducing radiolysis. J Radioanal Nucl Chem. 321 (1), 285-291 (2019).
  64. Hörmann, A. A., et al. Automated Synthesis of 68Ga-Labeled DOTA-MGS8 and Preclinical Characterization of Cholecystokinin-2 Receptor Targeting. Molecules. 27 (6), 2034(2022).
  65. Breeman, W. A. P., Jong, M., Visser, T. J., Erion, J. L., Krenning, E. P. Optimising conditions for radiolabelling of DOTA-peptides with 90Y, 111In and 177Lu at high specific activities. Eur J Nucl Med Mol Imaging. 30 (6), 917-920 (2003).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Radiomarkowanie galem 68automatyczny modu syntezyobrazowanie mikro rodowiska guzabia ko aktywacji fibroblast wsonda do obrazowania PETczysto radiochemicznaoczyszczanie na wk adzie C18Radio HPLCRadio TLCstabilizacja metionin
Automatyczne przygotowanie [68Ga]GA-3BP-3940 na module syntezy do obrazowania PET mikrośrodowiska guza
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki Korzystania

Zasady

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.